הצמד תיקון התקנה: אופטיקה: אופטיקה חשובים מאוד למצוא תא טובה, כדי לקבוע את המיקום של זה. נסה להשיג תמונה ברורה של התאים: קצוות חדים, רך למראה תא. סרוק את שדה שלם כדי לחפש טוב התאים העיקריים MNTB עם גביע המצורפת. סיבוב צלחת לחפש calyces מזוויות שונות. בהתחלה זה בסדר להתאמן על מסוף, בלון בצורת. פיק התא על פני השטח של פרוסה או שכבה 2 nd התא. היעד השלישי ראשון 1 / 3 תאים עם פיפטה זיהוי Calyxes: חפש קרום כפול (ראה איור 1), לסובב את המנה פרוסה לראות אותו מזוויות שונות כדי לעזור לאשר כי מדובר גביע. <img src="/files/ftp_upload/old/244_2008_8_22_2/244_Figure-01.png" alt="איור 1" width="298" height="159" /> איור 1 עומק Calyx: Calyx צריך להיות על פני השטח או קרוב לפני השטח ככל האפשר. שטח זמין עבור תיקון: השתמש עדין להתמקד על כפתור מיקרוסקופ כדי לקבוע כיצד &quot;רחב / עמוק&quot; גביע הוא. לדוגמה, ~ 10% סיבוב מלא על המוקד את הקנס ייתן לך יותר שטח מספיק על גבי טלאי. איטום על גבי תא presynaptic: כדי להגיע אל תא מצורף, לחפש עיוות &quot;קטן&quot; על פני התא עקב הלחץ pos (~ 0.15psi) ב פיפטה, להשתמש מניפולטור פיפטה לרוץ למעלה, למטה ולרוחב, ואפילו את פני השטח של הטרמינל presyn לקבל דפורמציה טוב, ואז לשחרר לחץ להחיל יניקה, אם על פי הצורך. PULSE, תוכנית רכישת נתונים: צריך להגדיל את גודל המאגר לפני השימוש הראשון, נדרש בכל פעם על ידי יכולת דגימה. צריך לטעון מאקרו שונה בכל פעם. צומת נוזלי אפשריים: הקלטה פתרון Presyn הוא-11mV (11mV שלילי). Presyn: Cslow = ~ 15 pF Rs comp עבור presyn: 10 μsec, 65% (פיצויים יותר עשוי אפשרי W / החוצה תנודות) לפני קיבול הקלטה: הרפיה הבדיקה הנוכחית (10 mV, 10 msec לקפוץ) כדי לראות אם היא הרפיה monoexponential, כלומר, אם המונח presyn יכול להיות המודל של תא יחיד. מסננים: הגדר בבית kHz 30 ו - 10 kHz (בסל מסנן 1 ו -2 בהתאמה) במהלך המדידה רגיעה, כדי לוודא מרכיב מהיר לא פיספס. במהלך ההקלטות מיני, המשמש Xinsheng 10 קילוהרץ ו 5kHz. LGW שאל אותי להשתמש רק להגדיר מסנן 1 ב 30 קילוהרץ כדי לוודא שאנחנו יכולים למדוד עליית פעמי של מיני. שמות קבצים: 7 ספרות 000mmxx, כאשר mm הוא החודש (או חודש, שנה) ו xx הוא מספר התא. ניקוי קווי הפתרון: קווים לנקות בסוף הניסוי עם 20 מ&quot;ל של HCl 0.1 M ואחריו 200 מ&quot;ל ddH2O. פתרונות חיצוניים הם ממוחזרים, מהירות המשאבה הוא 20-30 סל&quot;ד. (פתרון החוזרים קאמרית אמבטיה זורם חזרה לתוך צילינדר המדורג). הגדרת 3 קווי היוצא על מנת להבטיח יניקה מספיק. פיפטה פתרון הקלטה Presynaptic: ~ 310 מילי Osmolar הפתרון צריך להיות Presyn ~ 310 mOsm למנוע R-גישה להגדיל במהלך הניסוי. פתרון Presyn פיפטה שונה postsyn פיפטה פתרון (Presyn יש ATP GTP &amp; עבור לשעבר.). TTX-TEA פתרון (לבודד Ca זרמים): <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נסו ליישם לאחר איטום, או אפילו תיקון, על התא, כמו תה בלוקים הפתרון K-ערוצים depolarizes התא. זה לא טוב עבור התא. מאותה סיבה, זה לא יהיה ניתן לעשות שימוש חוזר פרוסה אחרי TTX מוחל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השווה את התגובה הראשונה והאחרונה של התא, או פרוסה כדי לבדוק השפעה כלשהי של שלילת קוטביות ממושכת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> TTX משמש ב 1 מיקרומטר במקום 0.5 מיקרומטר ולכן ההשפעה היא מהירה יותר. צריך לחכות פחות זמן לאחר שינוי פתרונות. </li></ul> חיתוך Slices Vibratome הגדרות: <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 70Hz רעידות לרוחב </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Amplitude: 1.0 מ&quot;מ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קדימה במהירות 0.01-0.02 מ&quot;מ / sec בזמן חיתוך פרוסות עם גביע, 0.1 אחרת עובי: 180 מיקרומטר (~ 150מיקרומטר בבעלי חיים מבוגרים) </li></ul> Slices לדגור על 37 º C למשך שעה 1 (כולל זמן חיתוך), כלומר, להשאיר באמבטיה 15-20 דקות לאחר חיתוך. Pipettes: Presyn: 3.5-4.5 MΩ בהתחלה, 3.0-3.5 MΩ כאשר מרגישים בטוחים יותר שימוש ידני חולץ להגדיר הגדרות. השתמש בתכונה עיכוב בגלל זכוכית עבה (עיכובים בעבודה 200 או 1) זכוכית סוג: בורוסיליקט, תקן הקיר, אין נימה קוטר חיצוני: 2.0 מ&quot;מ קוטר פנימי 1.16 מ&quot;מ אורך: 7.5 ס&quot;מ

methods for patch clamp capacitance recordings from the calyx

אנו מדגימים את הטכניקות הבסיסיות הקלטה תיקון presynaptic מהדק את גביע של הלד, מסוף יונקים העצבים המרכזית מערכת העצבים. הקלטות חשמל ממסוף presynaptic לאפשר מדידה של פוטנציאל פעולה, ערוץ זרמי סידן, איחוי שלפוחית ​​(exocytosis) ספיגת הקרום הבאים (אנדוציטוזה). שילוב של שלפוחית ​​המכילה הנוירוטרנסמיטר גורם קרום שלפוחית ​​שיתווספו קרום התא של גביע. גידול זה בהיקף של קרום התא הוא, כפי שהיא נמדדת עלייה קיבול. הירידה עוקבת קיבול מציין אנדוציטוזה, תהליך של ספיגת קרום או הסרה של קרום גביע. אנדוציטוזה, נחוצה כדי לשמור על המבנה של גביע והוא נחוץ גם כדי ליצור שלפוחית ​​כי יתמלאו הנוירוטרנסמיטר לאירועים exocytosis בעתיד. הקלטות קיבול על גביע של הלד אפשרו ישירות ובמהירות למדוד לשחרר שלפוחי ו אנדוציטוזה מאוחרות מסוף יונקים עצב במערכת העצבים המרכזית. בנוסף, הפעילות postsynaptic המקביל ניתן למדוד בו זמנית באמצעות הקלטות לזווג. לכן תמונה מלאה של הפעילות החשמלית presynaptic ו postsynaptic בסינפסה מערכת העצבים המרכזית הוא בר השגה באמצעות הכנה. כאן, שיטות להכנת פרוסה, תכונות מורפולוגיות לזיהוי calyces, בטכניקות נערך תיקון בסיסי clamping, ודוגמאות של הקלטות קיבול למדוד exocytosis ו אנדוציטוזה מוצגים.

Watch this Scientific Journal Video about Methods for Patch Clamp Capacitance Recordings from the Calyx at JoVE.com

Methods for Patch Clamp Capacitance Recordings from the Calyx

שיטות הצמד תיקון הקלטות קיבול מן Calyx

We demonstrate the basic techniques for presynaptic patch clamp recording at the calyx of Held, a mammalian central nervous system nerve terminal. ...

methods-for-patch-clamp-capacitance-recordings-from-the-calyx

Research

JoVE Journal

Biology

12.6K Views.  National Institute of Health. 

Video: Methods for Patch Clamp Capacitance Recordings from the Calyx

Patch-clamp Capacitance Measurements and Ca2+ Imaging at Single Nerve Terminals in Retinal Slices

Visual stimuli are detected and conveyed over a wide dynamic range of light intensities and frequency changes by specialized neurons in the vertebrate retina. Two classes of retinal neurons, photoreceptors and bipolar cells, accomplish this by using ribbon-type active zones, which enable sustained and high-throughput neurotransmitter release over long time periods. ON-type mixed bipolar cell (Mb) terminals in the goldfish retina, which depolarize to light stimuli and receive mixed rod and cone photoreceptor input, are suitable for the study of ribbon-type synapses both due to their large size (~10-12 &mu;m diameter) and to their numerous lateral and reciprocal synaptic connections with amacrine cell dendrites. Direct access to Mb bipolar cell terminals in goldfish retinal slices with the patch-clamp technique allows the measurement of presynaptic Ca2+ currents, membrane capacitance changes, and reciprocal synaptic feedback inhibition mediated by GABAA and GABAC receptors expressed on the terminals. Presynaptic membrane capacitance measurements of exocytosis allow one to study the short-term plasticity of excitatory neurotransmitter release 14,15. In addition, short-term and long-term plasticity of inhibitory neurotransmitter release from amacrine cells can also be investigated by recordings of reciprocal feedback inhibition arriving at the Mb terminal 21. Over short periods of time (e.g. ~10 s), GABAergic reciprocal feedback inhibition from amacrine cells undergoes paired-pulse depression via GABA vesicle pool depletion 11. The synaptic dynamics of retinal microcircuits in the inner plexiform layer of the retina can thus be directly studied.
The brain-slice technique was introduced more than 40 years ago but is still very useful for the investigation of the electrical properties of neurons, both at the single cell soma, single dendrite or axon, and microcircuit synaptic level 19. Tissues that are too small to be glued directly onto the slicing chamber are often first embedded in agar (or placed onto a filter paper) and then sliced 20, 23, 18, 9. In this video, we employ the pre-embedding agar technique using goldfish retina. Some of the giant bipolar cell terminals in our slices of goldfish retina are axotomized (axon-cut) during the slicing procedure. This allows us to isolate single presynaptic nerve terminal inputs, because recording from axotomized terminals excludes the signals from the soma-dendritic compartment. Alternatively, one can also record from intact Mb bipolar cells, by recording from terminals attached to axons that have not been cut during the slicing procedure. Overall, use of this experimental protocol will aid in studies of retinal synaptic physiology, microcircuit functional analysis, and synaptic transmission at ribbon synapses.

Patch-clamp Capacitance Measurements and Ca2+ Imaging at Single Nerve Terminals in Retinal Slices

Here we describe a protocol for the preparation of agar-embedded retinal slices that are suitable for electrophysiology and Ca2+ imaging. This method allows one to study ribbon-type synapses in retinal microcircuits using direct patch-clamp recordings of single presynaptic nerve terminals.

Patch-clamp מדידות קיבול ו Ca 2 + הדמיה על מסופי עצב יחיד ב Slices רשתית

Visual stimuli are detected and conveyed over a wide dynamic range of light intensities and frequency changes by specialized neurons in the vertebrate ...

Neuroscience

Patch Clamp Recording of Ion Channels Expressed in  Xenopus Oocytes

Since its development by Sakmann and Neher 1, 2, the patch clamp has become established as an extremely useful technique for electrophysiological measurement of single or multiple ion channels in cells. This technique can be applied to ion channels in both their native environment and expressed in heterologous cells, such as oocytes harvested from the African clawed frog, Xenopus laevis. Here, we describe the well-established technique of patch clamp recording from Xenopus oocytes. This technique is used to measure the properties of expressed ion channels either in populations (macropatch) or individually (single-channel recording). We focus on techniques to maximize the quality of oocyte preparation and seal generation. With all factors optimized, this technique gives a probability of successful seal generation over 90 percent. The process may be optimized differently by every researcher based on the factors he or she finds most important, and we present the approach that have lead to the greatest success in our hands.

This is intended as an introduction to patch clamp recording from Xenopus laevis oocytes. It covers vitelline membrane removal, formation of a gigaohm seal (gigaseal), and the optional conversion of the patch to the outside-out topology.

הצמד תיקון הקלטה של ​​תעלות יונים מתבטא ביציות Xenopus

Since its development by Sakmann and Neher 1, 2, the patch clamp has become established as an extremely useful technique for electrophysiological ...

Patch Clamp Recordings from Embryonic Zebrafish Mauthner Cells

Mauthner cells (M-cells) are large reticulospinal neurons located in the hindbrain of teleost fish. They are key neurons involved in a characteristic behavior known as the C-start or escape response that occurs when the organism perceives a threat. The M-cell has been extensively studied in adult goldfish where it has been shown to receive a wide range of excitatory, inhibitory and neuromodulatory signals1. We have been examining M-cell activity in embryonic zebrafish in order to study aspects of synaptic development in a vertebrate preparation. In the late 1990s Ali and colleagues developed a preparation for patch clamp recording from M-cells in zebrafish embryos, in which the CNS was largely intact2,3,4. The objective at that time was to record synaptic activity from hindbrain neurons, spinal cord neurons and trunk skeletal muscle while maintaining functional synaptic connections within an intact brain-spinal cord preparation. This preparation is still used in our laboratory today. To examine the mechanisms underlying developmental synaptic plasticity, we record excitatory (AMPA and NMDA-mediated)5,6 and inhibitory (GABA and glycine) synaptic currents from developing M-cells. Importantly, this unique preparation allows us to return to the same cell (M-cell) from preparation to preparation to carefully examine synaptic plasticity and neuro-development in an embryonic organism. The benefits provided by this preparation include 1) intact, functional synaptic connections onto the M-cell, 2) relatively inexpensive preparations, 3) a large supply of readily available embryos 4) the ability to return to the same cell type (i.e. M-cell) in every preparation, so that synaptic development at the level of an individual cell can be examined from fish to fish, and 5) imaging of whole preparations due to the transparent nature of the embryos.

We have developed an intact brain-spinal cord preparation to record and monitor electrical activity via patch clamp recording from the Mauthner neurons and other reticulospinal cells in zebrafish embryos. Thus, we are able to record excitatory and inhibitory synaptic currents, voltage-gated channel activity and action potentials from key neurons in a developing embryo.

תיקון הקלטות קלאמפ מתאים עוברי דג הזברה מאוטנר

Mauthner cells (M-cells) are large  reticulospinal neurons located in the hindbrain of teleost fish. They are key  neurons involved in a characteristic ...

Methods for Cell-attached Capacitance Measurements in Mouse Adrenal Chromaffin Cell

Neuronal transmission is an integral part of cellular communication within the brain. Depolarization of the presynaptic membrane leads to vesicle fusion known as exocytosis that mediates synaptic transmission. Subsequent retrieval of synaptic vesicles is necessary to generate new neurotransmitter-filled vesicles in a process identified as endocytosis. During exocytosis, fusing vesicle membranes will result in an increase in surface area and subsequent endocytosis results in a decrease in the surface area. Here, our lab demonstrates a basic introduction to cell-attached capacitance recordings of single endocytic events in the mouse adrenal chromaffin cell. This type of electrical recording is useful for high-resolution recordings of exocytosis and endocytosis at the single vesicle level. While this technique can detect both vesicle exocytosis and endocytosis, the focus of our lab is vesicle endocytosis. Moreover, this technique allows us to analyze the kinetics of single endocytic events. Here the methods for mouse adrenal gland tissue dissection, chromaffin cell culture, basic cell-attached techniques, and subsequent examples of individual traces measuring singular endocytic event are described.

After exocytosis, fused plasma membrane is retrieved through a process known as endocytosis. This mechanism reforms new synaptic vesicles for the next round of release. Individual endocytic events are captured and analyzed through the use of the cell-attached capacitance recordings in mouse adrenal chromaffin cells.

שיטות למדידת קיבול מצורף סלולארי בתא עכבר הכליה Chromaffin

Neuronal transmission is an integral part of cellular communication within the brain. Depolarization of the presynaptic membrane leads to vesicle fusion ...

Patch Clamp and Perfusion Techniques for Studying Ion Channels Expressed in Xenopus oocytes

The protocol presented here is designed to study the activation of the large conductance, voltage- and Ca2+-activated K+ (BK) channels. The protocol may also be used to study the structure-function relationship for other ion channels and neurotransmitter receptors1. BK channels are widely expressed in different tissues and have been implicated in many physiological functions, including regulation of smooth muscle contraction, frequency tuning of inner hair cells and regulation of neurotransmitter release2-6. BK channels are activated by membrane depolarization and by intracellular Ca2+ and Mg2+ 6-9. Therefore, the protocol is designed to control both the membrane voltage and the intracellular solution. In this protocol, messenger RNA of BK channels is injected into Xenopus laevis oocytes (stage V-VI) followed by 2-5 days of incubation at 18&deg;C10-13. Membrane patches that contain single or multiple BK channels are excised with the inside-out configuration using patch clamp techniques10-13. The intracellular side of the patch is perfused with desired solutions during recording so that the channel activation under different conditions can be examined. To summarize, the mRNA of BK channels is injected into Xenopus laevis oocytes to express channel proteins on the oocyte membrane; patch clamp techniques are used to record currents flowing through the channels under controlled voltage and intracellular solutions.

Patch Clamp and Perfusion Techniques for Studying Ion Channels Expressed in Xenopus oocytes

Ionic current of BK channels is recorded using patch clamp techniques. BK channels are expressed in Xenopus oocytes by injecting messenger RNA. The intracellular solution during patch clamp recordings is controlled by a perfusion system.

הצמד תיקון וטכניקות זלוף עבור לימוד תעלות יונים מתבטא Xenopus ביציות

The protocol presented here is designed to study the activation of the large conductance, voltage- and Ca2+-activated K+ (BK) channels. The protocol may ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings for Electrophysiological Determination of Ion Selectivity in Channelrhodopsins

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate electrical processes in target cells. In this context, ion selectivity of a channelrhodopsin is of particular importance. This article describes the investigation of chloride selectivity for a recently identified anion-conducting channelrhodopsin of Proteomonas sulcata via electrophysiological patch-clamp recordings on HEK293 cells. The experimental procedure for measuring light-gated photocurrents demands a fast switchable &#8211; ideally monochromatic &#8211; light source coupled into the microscope of an otherwise conventional patch-clamp setup. Preparative procedures prior to the experiment are outlined involving preparation of buffered solutions, considerations on liquid junction potentials, seeding and transfection of cells, and pulling of patch pipettes. The actual recording of current-voltage relations to determine the reversal potentials for different chloride concentrations takes place 24 h to 48 h after transfection. Finally, electrophysiological data are analyzed with respect to theoretical considerations of chloride conduction.

This article describes how the ion selectivity of channelrhodopsin is determined with electrophysiological whole-cell patch-clamp recordings using HEK293 cells. Here, the experimental procedure for investigating chloride selectivity of an anion-selective channelrhodopsin is demonstrated. However, the procedure is transferable to other channelrhodopsins of distinct selectivity.

תא שלם תיקון מהדק הקלטות עבור קביעת electrophysiological של יון סלקטיביות ב Channelrhodopsins

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate ...

One-channel Cell-attached Patch-clamp Recording

Ion channel proteins are universal devices for fast communication across biological membranes. The temporal signature of the ionic flux they generate depends on properties intrinsic to each channel protein as well as the mechanism by which it is generated and controlled and represents an important area of current research. Information about the operational dynamics of ion channel proteins can be obtained by observing long stretches of current produced by a single molecule. Described here is a protocol for obtaining one-channel cell-attached patch-clamp current recordings for a ligand gated ion channel, the NMDA receptor, expressed heterologously in HEK293 cells or natively in cortical neurons. Also provided are instructions on how to adapt the method to other ion channels of interest by presenting the example of the mechano-sensitive channel PIEZO1. This method can provide data regarding the channel&#8217;s conductance properties and the temporal sequence of open-closed conformations that make up the channel&#8217;s activation mechanism, thus helping to understand their functions in health and disease.

Described here is a procedure for obtaining long stretches of current recording from one ion channel with the cell-attached patch-clamp technique. This method allows for observing, in real time, the pattern of open-close channel conformations that underlie the biological signal. These data inform about channel properties in undisturbed biological membranes.

הקלטת תיקון מהדק מצורף תא אחד ערוצים

Ion channel proteins are universal devices for fast communication across biological membranes. The temporal signature of the ionic flux they generate ...

Voltage-Dependent Potassium Current Recording on H9c2 Cardiomyocytes via the Whole-Cell Patch-Clamp Technique

Potassium channels on the myocardial cell membrane play an important role in the regulation of cell electrophysiological activities. Being one of the main ion channels, voltage-gated potassium (Kv) channels are closely associated with some serious heart diseases, such as drug-induced myocardial damage and myocardial infarction. In the present study, the whole-cell patch-clamp technique was employed to determine the effects of 1.5 mM 4-aminopyridine (4-AP, a broad-spectrum potassium channel inhibitor) and aconitine (AC, 25 &#181;M, 50 &#181;M, 100 &#181;M, and 200 &#181;M) on the Kv channel current (IKv) in H9c2 cardiomyocytes. It was found that 4-AP inhibited the IKv by about 54%, while the inhibitory effect of AC on the IKv showed a dose-dependent trend (no effect for 25 &#181;M, 30% inhibitory rate for 50 &#181;M, 46% inhibitory rate for 100 &#181;M and 54% inhibitory rate for 200 &#181;M). Due to the characteristics of higher sensitivity and precision, this technique will promote the exploration of cardiotoxicity and the pharmacological effects of ethnomedicine targeting ion channels.

Voltage-Dependent Potassium Current Recording on H9c2 Cardiomyocytes via the Whole-Cell Patch-Clamp Technique

The present protocol describes an efficient method for the real-time and dynamic acquisition of voltage-gated potassium (Kv) channel currents in H9c2 cardiomyocytes using the whole-cell patch-clamp technique.

רישום זרם אשלגן תלוי מתח על קרדיומיוציטים H9C2 באמצעות טכניקת הידוק טלאי של תאים שלמים

Potassium channels on the myocardial cell membrane play an important role in the regulation of cell electrophysiological activities. Being one of the main ...

Medicine

Patch Clamp Electrophysiology

Neuron cell membranes are populated with ion channels that control the movement of charge into and out of the cell, thereby regulating neuron firing. One extremely useful technique for investigating the biophysical properties of these channels is called patch clamp recording. In this method, neuroscientists place a polished glass micropipette against a cell and apply suction to form a high resistance seal. This process isolates a small &#8220;patch&#8221; of membrane that contains one or more ion channels. Using an electrode within the micropipette, researchers can &#8220;clamp&#8221; or control the electrical properties of the membrane, which is important for analysis of channel activity. The electrode also allows for changes in the voltage across the membrane, or the flow of ions through the membrane, to be recorded. This video begins with an overview of the principles behind patch clamp electrophysiology, an introduction to the necessary equipment, and descriptions of the various patch configurations, including whole cell, cell-attached, perforated, inside-out, and outside-out patches. Next, the key steps of a typical whole-cell patch clamp experiment are outlined, in which a current-voltage (IV) curve is generated. Finally, applications of patch clamp recording are provided to demonstrate how the biophysical properties of ion channels, cell excitability, and neuroactive compounds are evaluated in neurophysiology labs today.

Patch Clamp Electrophysiology: Principle &amp; Applications

אלקטרופיזיולוגיה של מהדק תיקון

Neuron cell membranes are populated with ion channels that control the movement of charge into and out of the cell, thereby regulating neuron firing. One ...

Education

JoVE Science Education

Advanced Biology

Whole-Cell Patch Clamp Electrophysiology: A Method to Study Electrical Properties of Neurons

Source: Roy, B., et al. <a href="https://www.jove.com/v/50551/" target="_blank">Patch Clamp Recordings from Embryonic Zebrafish Mauthner Cells</a>. J. Vis. Exp. (2013).
This protocol describes a technique called whole-cell patch clamp electrophysiology, which is a method to study electrical properties of Mauthner neurons and other reticulospinal cells in zebrafish embryos.

אלקטרופיזיולוגיה של מהדק טלאי תאי שלם: שיטה לחקר תכונות חשמליות של נוירונים

Source: Roy, B., et al. Patch Clamp Recordings from Embryonic Zebrafish Mauthner Cells. J. Vis. Exp. (2013).
This protocol describes a technique called ...

שיטות הצמד תיקון הקלטות קיבול מן Calyx

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

Patch-clamp מדידות קיבול ו Ca^{2 +} הדמיה על מסופי עצב יחיד ב Slices רשתית

הצמד תיקון הקלטה של תעלות יונים מתבטא ביציות Xenopus

תיקון הקלטות קלאמפ מתאים עוברי דג הזברה מאוטנר

שיטות למדידת קיבול מצורף סלולארי בתא עכבר הכליה Chromaffin

הצמד תיקון וטכניקות זלוף עבור לימוד תעלות יונים מתבטא Xenopus ביציות

תא שלם תיקון מהדק הקלטות עבור קביעת electrophysiological של יון סלקטיביות ב Channelrhodopsins

הקלטת תיקון מהדק מצורף תא אחד ערוצים

רישום זרם אשלגן תלוי מתח על קרדיומיוציטים H9C2 באמצעות טכניקת הידוק טלאי של תאים שלמים

אלקטרופיזיולוגיה של מהדק תיקון

אלקטרופיזיולוגיה של מהדק טלאי תאי שלם: שיטה לחקר תכונות חשמליות של נוירונים

שיטות הצמד תיקון הקלטות קיבול מן Calyx

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

Patch-clamp מדידות קיבול ו Ca 2 + הדמיה על מסופי עצב יחיד ב Slices רשתית

הצמד תיקון הקלטה של ​​תעלות יונים מתבטא ביציות Xenopus

תיקון הקלטות קלאמפ מתאים עוברי דג הזברה מאוטנר

שיטות למדידת קיבול מצורף סלולארי בתא עכבר הכליה Chromaffin

הצמד תיקון וטכניקות זלוף עבור לימוד תעלות יונים מתבטא Xenopus ביציות

תא שלם תיקון מהדק הקלטות עבור קביעת electrophysiological של יון סלקטיביות ב Channelrhodopsins

הקלטת תיקון מהדק מצורף תא אחד ערוצים

רישום זרם אשלגן תלוי מתח על קרדיומיוציטים H9C2 באמצעות טכניקת הידוק טלאי של תאים שלמים

אלקטרופיזיולוגיה של מהדק תיקון

אלקטרופיזיולוגיה של מהדק טלאי תאי שלם: שיטה לחקר תכונות חשמליות של נוירונים

Patch-clamp מדידות קיבול ו Ca^{2 +} הדמיה על מסופי עצב יחיד ב Slices רשתית

הצמד תיקון הקלטה של תעלות יונים מתבטא ביציות Xenopus