עבודה זו מומנה בחלקים ידי מענקים NIH GM073197 ו RR025336.

מתווה טיפוסי בניסוי התגבשות טווינה מוצגת תמונה 1 1,2. טרום התגבשות LCP-FRAP מבחני הם אופציונליים, אך הם יכולים להאיץ באופן משמעותי את התהליך של חיפוש אחר התנאים התגבשות ראשונית, במיוחד במקרה של חלבונים בממברנה קשה 3. 1. חלבון הכינון של LCP <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לטהר חלבון קרום עניין בתמיסת דטרגנט ולרכז את חלבון / אבקת מתחמי ל ~ 10-20 מ&quot;ג / מ&quot;ל, נזהרת שלא מעל לרכז את 1,4 חומר ניקוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העברה ~ 25 מ&quot;ג שומנים מארח LCP (בדרך כלל monoolein) או תערובת שומנים לתוך צינור פלסטיק 1.5 מ&quot;ל ו לדגור על 40 מעלות צלזיוס למשך מספר דקות עד השומנים נמס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף מצמד המזרק מזרק 100 גז חזק μL. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טען את המזרק עם השומנים המותכת בעזרת פיפטה נפח מתכווננת. הקלט את עוצמת הקול של השומנים בתוך המזרק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עוד טען מזרק 100 μL עם פתרון חלבון ביחס חלבון פתרון ל-השומנים 2 / 3 v / נ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את שני מזרקים יחד דרך מצמד את המזרק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Push המזרק בוכנות לחילופין להעביר את השומנים והחלבונים באמצעות מחט הפנימי של מצמד, הלוך וחזור, עד mesophase שומנים הופכת הומוגנית. LCP צורות באופן ספונטני על ערבוב מכני, הופך את החלבון מחדש ב bilayer השומנים של LCP. כינונה של LCP יכול להיות מאומת על ידי עקביות שקוף דמוי ג&#39;ל שלה על ידי בהעדר birefringency כאשר מתחת למיקרוסקופ מצויד צולבות מקטבים, או, אם אפשר, באמצעות זווית קטנה רנטגן עקיפה 1. </li></ol> 2. LCP-FRAP טרום התגבשות מבחני LCP-FRAP מבחני נועדו למדוד את התכונות דיפוזיה של חלבונים בממברנה מחדש ב LCP במגוון של תנאי ההקרנה 3. דיפוזיה לטווח ארוך של חלבונים בממברנה של LCP חיונית התגבשות מוצלח, עם זאת, מיקרו של LCP מגביל דיפוזיה של חלבונים גדולים או אגרגטים חלבון oligomeric. סיבה נפוצה לכישלון של הניסוי התגבשות טווינה היא צבירת חלבון מהיר שמוביל לאובדן של דיפוזיה. הוכח כי התנהגות צבירה של חלבון תלוי לבניית חלבון מסוים, שומנים מארח את ההרכב של פתרון ההקרנה 3. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לייבל את החלבון עם פלורסנט לצבוע (Cy3 או דומה) ביחס חלבון / צבע של ~ 100 / 1, להסיר את צבען unreacted ולרכז את החלבון ל ~ 1 מ&quot;ג / מ&quot;ל. תווית או אמינים חינם או thiols חינם. כאשר תיוג אמינים ללא תשלום, לשימוש pH בין 7 ל 7.5 ברובה התווית בחינם N-הסופית. שים לב תיוג אמינו יכול גם תווית שומנים שיתוף מטוהרים עם חלבון 2,3. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשחזר את החלבון שכותרתו LCP כמתואר בסעיף 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדרת לוחות assay, כמתואר בסעיף 3) באמצעות LCP-FRAP פתרונות ההקרנה במקום מסכי התגבשות 2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה צלחות ב 20 ° C בחושך במשך לפחות 12 שעות כדי להשיג מצב שיווי משקל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקום אחד הלוחות בתחנת LCP-FRAP ולהתמקד הראשון גם באמצעות המטרה 10x. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רוכשת 5 תמונות ניאון כדי ללכוד את המצב ההתחלתי מראש מולבן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טריגר הלייזר. כוח לייזר מספר פולסים צריך להיות מותאם אקונומיקה ~ 30 - 70% של חלבון הנקרא באמצע במקום מולבן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מיד לאחר מפעילה לייזר, להתחיל להקליט רצף מהיר שלאחר הלבנה של ~ 200 תמונות בקצב המהיר ביותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פעל עם הקלטה של ​​רצף שלאחר אקונומיקה איטי של ~ 50 תמונות, בחירת עיכוב בין תמונות כמו 1-20 s, תלוי בקצב הדיפוזיה של החלבון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שלב את העוצמה בפנים במקום אקונומיקה במסגרות כל ולתקן אותה הלבנה ואור תנודות בעוצמה במהלך הרכישה על ידי חלוקת העוצמה בתוך המקום מולבן מעוצמת ממוצע של נקודה התייחסות מחוץ לאזור לייזר מולבן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נרמל את עוצמת לתקן כדי להפוך את עוצמת מראש מולבן שווה 1 ואת עוצמת מולבן הראשונית שווה 0. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התאם את העיקול של עוצמת זמן מנורמל לעומת, F (t), באמצעות המשוואה הבאה: 5 F (t) = M x exp (-2T / t) x (אני 0 (2T / t) + אני 1 (2T / t)), (Eq.1) שם M היא חלק ניידים של מולקולות לשדר, T הוא הזמן דיפוזיה אופייני, לא זה הזמן האמיתי של כל מסגרת מוקלט, אני 0 ואני 1 הם ה 0 ו 1 כדי רחוב שונה פונקציות בסל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חשב את מקדם הדיפוזיה, D, כמו: D = R 2 / 4T, (Eq.2) כאשר R הוא רדיוס במקום מולבן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבר לאo היטב הבא וחזור על שלבים 2.5) - 2.13). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השוואת שברים ניידים מקדמי דיפוזיה שהושגו על תנאי ההקרנה שונים. התגבשות עיצוב חדש המסכים המבוססים על רכיבים שאפשרו דיפוזיה חלבון ותנאי למעט עבורו דיפוזיה חלבון לא נצפתה. אם החלבון לא מפוזר בכל התנאים הוקרנו, שקול להרחיב את שטח הקרנה או מנסה חלבון חדש לבנות. </li></ol> 3. הגדרת ניסויים התגבשות LCP <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החלבון מחדש ב LCP כמתואר בסעיף 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעבירים את LCP חלבון עמוס לתוך מזרק 10 גז חזק μL מצורף מזרק מנפק חוזרות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף מחט נשלף קצר (מד 26, 10 מ&quot;מ אורך) כדי המזרק μL 10. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לוותר על 200 פיתיונות מיובשים NL של LCP על פני השטח של ארבע בארות סמוכות ויוצרים ריבוע 2x2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כיסוי כל אחד פיתיונות מיובשים LCP עם μL 1 של התגבשות הפתרון המתאים למסך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שווי ארבע בארות עמוסה coverslip זכוכית 18 מ&quot;מ מרובע. החלת לחץ עדין על coverslip לאטום את הבארות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על שלבים 3.4) -3.6) עם סט הבא של 4 הבארות עד צלחת כולו מלא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה את הצלחת בטמפרטורה קבועה, מעת לעת בדיקה ליצירת צמיחה קריסטל. </li></ol> 4. מסיק מן קריסטלים LCP <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים צלחת עם גבישי חלבון תחת מיקרוסקופ סטריאופוני עם זום משתנה, מצויד מקטב מנתח מסתובב ליניארי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התמקד גם ריבית באמצעות זום צריכת חשמל נמוכה, כך גם כל מושם בתוך שדה הראייה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ציון הזכוכית coverslip בתוך ארבע משיכות עושה ריבוע בתוך גבולות גם באמצעות אבן הפינה החדה של חיתוך קרמיקה נימי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ מסביב הבקיע עם פינצטה חדה נקודה חזקה כדי להפיץ את שריטות באמצעות עובי הזכוכית coverslip. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פאנץ שני חורים קטנים בפינות מול הכיכר הבקיע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק μL כמה פתרון נמהר דרך אחד החורים להפחית התייבשות במהלך השלבים הבאים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות בדיקה זווית מחט חדה לשבור את הכוס לאורך אחד או שני הצדדים לשחרר את הכיכר לחתוך החוצה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרם בזהירות את צופה מרובע זכוכית בולוס השלב מעוקב. אם בולוס הוא דבק coverslip, ואז להפוך את הכיכר זכוכית מעל ומניחים על תחתית הבאר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף μL מספר נוסף של פתרון נמהר, בתוספת cryo-מגנים, במידת הצורך, על גבי בולוס חשפו את השלב מעוקב בבאר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדל את ההגדלה של המיקרוסקופ ולהתמקד גביש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התאם את הזווית בין מקטב לבין מנתח להגדיל את הניגוד בין הגביש birefringent ואת הרקע, תוך שמירה על מספיק אור כדי לראות את הלולאה קציר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר MicroMount MiTeGen בקוטר התאמת גודל קריסטל ואז מסיק קריסטל ישירות LCP על ידי וגרף אותו לתוך MicroMount. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פלאש להקפיא את MicroMount עם הגביש שנקטפו בחנקן נוזלי, ולשלוח אותו beamline מקור synchrotron עבור רנטגן איסוף הנתונים 6. </li></ol> 5. נציג תוצאות: בטא מהונדסים אדם 2 adrenergic G-חלבון קולטן מצמידים (β 2 AR-T4L) באה לידי ביטוי baculovirus sf9 נגועים בתאי חרקים מטוהרים ב dodecylmaltoside (DDM) / cholesteryl hemisuccinate (CHS) פתרון אבקת חייב אגוניסט הפוך חלקי carazolol 7. חלבון היה תווית עם אסתר NHS Cy3 בשימוש LCP-FRAP טרום התגבשות מבחני (איור 2). מסכי רשת גס מבוסס על כמה תנאים שנבחרו מתוצאות LCP-FRAP מבחני הפיק הראשוני קריסטל דמוי להיטים (איור 3). אופטימיזציה נוספת של התנאים נמהר הניבו איכות עקיפה גבישים (איור 4). <img src="/files/ftp_upload/2501/2501fig1.jpg" alt="איור 1" /> באיור 1. תרשים זרימה של ניסוי LCP טיפוסי התגבשות. צעדים בתיבות אפור לא מתוארים בפרוטוקולים הנוכחי. <img src="/files/ftp_upload/2501/2501fig2.jpg" alt="איור 2" /> 2. איור LCP-FRAP assay עם AR-T4L/carazolol 2 β ב LCP monoolein מבוסס. א) תוצאות של assay LCP-FRAP ביצע במצב תפוקה גבוהה אוטומטית, שבה כל דגימה של צלחת 96-גם הוא מחומצן ברצף והתאוששות הקרינה נמדדת לאחר דגירה 30 דקות. החלמה הקרינה שהתקבלו, המייצגים את השבר הנייד מדגם זה, הם זממו במשך כל 96 דגימות. פתרונות סינון מכילים 0.1 M טריס pH 8, 30% v / v PEG 400 בשילוב עם 48 מלחים שונים בשני ריכוזים שונים. ב) התאוששות פרופילים Fluorescence עבור נציג מספרresentative תנאים. עקומות קו מוצק מייצגים מתאים על ידי Eq. שברים ניידים 1.The ואת מקדמי דיפוזיה נקבעים באמצעות Eqs. 1 ו -2. התאוששות מהירה של פחות מ -10% במדגם המכיל כלוריד Na נובע שומנים שכותרתו fluorescently שיתוף מטוהרים עם החלבון. <img src="/files/ftp_upload/2501/2501fig3.jpg" alt="איור 3" /> איור 3. להיטים קריסטל ראשוניות של AR-T4L/carazolol 2 β מתקבל על ידי מיון רשת גס סביב התנאים המבטיחים ביותר שזוהה על ידי LCP-FRAP, המכיל סולפט Na (פאנל) ו Na Formate (לוח ב &#39;). חלבון הוא תווית עם אסתר NHS Cy3 ותמונות פלורסנט נלקחים באמצעות עירור ב 543 ננומטר פליטה ב 605 ננומטר. <img src="/files/ftp_upload/2501/2501fig4.jpg" alt="איור 4" /> איור 4. גבישים אופטימליים של AR-T4L/carazolol 2 β. התמונות של גבישים גדל בנוכחות סולפט Na (לוחות A ו-B) ו-K Formate (פאנלים C ו-D) נלקח במצב brightfield (לוחות A ו-C) ושימוש צולבות מקטבים (לוחות B ו-D).

<ol>
	<li>Caffrey, M., Cherezov, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Crystallizing+membrane+proteins+using+lipidic+mesophases.">Crystallizing membrane proteins using lipidic mesophases.</a> Nat. Protoc. 4, 706-731 (2009).</li><li>Cherezov, V., Abola, E., Stevens, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recent+progress+in+the+structure+determination+of+GPCRs,+a+membrane+protein+family+with+high+potential+as+pharmaceutical+targets.">Recent progress in the structure determination of GPCRs, a membrane protein family with high potential as pharmaceutical targets.</a> Methods Mol. Biol. 654, 141-170 (2010).</li><li>Cherezov, V., Liu, J., Hanson, M. A., Griffith, M. T., Stevens, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=LCP-FRAP+assay+for+pre-screening+membrane+proteins+for+in+meso+crystallization.">LCP-FRAP assay for pre-screening membrane proteins for in meso crystallization.</a> J. Cryst. Growth Design. 8, 4307-4315 (2008).</li><li>Misquitta, Y., Caffrey, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detergents+destabilize+the+cubic+phase+of+monoolein:+implications+for+membrane+protein+crystallization.">Detergents destabilize the cubic phase of monoolein: implications for membrane protein crystallization.</a> Biophys. J. 79, 394-405 (2003).</li><li>Soumpasis, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Theoretical+analysis+of+fluorescence+photobleaching+recovery+experiments.">Theoretical analysis of fluorescence photobleaching recovery experiments.</a> Biophys. J. 41, 95-97 (1983).</li><li>Cherezov, V., Hanson, M. A., Griffith, M. T., Hilgart, M. C., Sanishvili, R., Nagarajan, V., Stepanov, S., Fischetti, R. F., Kuhn, P., Stevens, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rastering+strategy+for+screening+and+centering+of+microcrystal+samples+of+human+membrane+proteins+with+a+sub-10+micrometer+size+X-ray+synchrotron+beam.">Rastering strategy for screening and centering of microcrystal samples of human membrane proteins with a sub-10 micrometer size X-ray synchrotron beam.</a> J. R. Soc. Interface. 6, S587-S597 (2009).</li><li>Cherezov, V., Rosenbaum, D. M., Hanson, M. A., Rasmussen, S. G., Thian, F. S., Kobilka, T. S., Choi, H. J., Kuhn, P., Weis, W. I., Kobilka, B. K., Stevens, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+crystal+structure+of+an+engineered+human+beta2-adrenergic+G+protein-coupled+receptor.">High-resolution crystal structure of an engineered human beta2-adrenergic G protein-coupled receptor.</a> Science. 318, 1258-1265 (2007).</li><li>Cherezov, V., Peddi, A., Muthusubramaniam, L., Zheng, Y. F., Caffrey, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+robotic+system+for+crystallizing+membrane+and+soluble+proteins+in+lipidic+mesophases.">A robotic system for crystallizing membrane and soluble proteins in lipidic mesophases.</a> Acta Crystallogr. D. 60, 1795-1807 (2004).</li><li>Kissick, D. J., Gualtieri, E. J., Simpson, G. J., Cherezov, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nonlinear+optical+imaging+of+integral+membrane+protein+crystals+in+lipidic+mesophases.">Nonlinear optical imaging of integral membrane protein crystals in lipidic mesophases.</a> Anal. Chem. 82, 491-497 (2010).</li><li>Cheng, A., Hummel, B., Qiu, H., Caffrey, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+mechanical+mixer+for+small+viscous+lipid-containing+samples.">A simple mechanical mixer for small viscous lipid-containing samples.</a> Chem. Phys. Lipids. 95, 11-21 (1998).</li><li>Cherezov, V., Caffrey, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+and+inexpensive+nanoliter-volume+dispenser+for+highly+viscous+materials+used+in+membrane+protein+crystallization.">A simple and inexpensive nanoliter-volume dispenser for highly viscous materials used in membrane protein crystallization.</a> J. Appl. Cryst. 38, 398-400 (2005).</li><li>Cherezov, V., Caffrey, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nano-volume+plates+with+excellent+optical+properties+for+fast,+inexpensive+crystallization+screening+of+membrane+proteins.">Nano-volume plates with excellent optical properties for fast, inexpensive crystallization screening of membrane proteins.</a> J. Appl. Cryst. 36, 1372-1377 (2003).</li><li>Cherezov, V., Fersi, H., Caffrey, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Crystallization+screens:+compatibility+with+the+lipidic+cubic+phase+for+in+meso+crystallization+of+membrane+proteins.">Crystallization screens: compatibility with the lipidic cubic phase for in meso crystallization of membrane proteins.</a> Biophys J. 81, 225-242 (2001).</li></ol>

אין ניגודי אינטרסים הכריז.

פרוטוקולים לספק הדרכה Visual Basic עבור שלבים עיקריים מעורבים בביצוע ניסויים טווינה התגבשות. מעמיק יותר פרטים הקשורים הפרוטוקולים הללו, תוך הדגשת החסרונות אפשרי, חסרונות או מסלולים חלופיים זמינים במקומות אחרים 1,2. אופציונלי LCP-FRAP מבחני יכול לעזור בשלבים מוקדם כדי לבחור את מבנה החלבון המבטיחים ביותר, שומנים LCP מארח ותוספים שומנים בדם, כמו גם להגביל את טווח מזרזים אפשרי ותנאי חיץ 3. לאחר ללהיט התגבשות ראשונית נמצא, הוא צריך להיות מותאם כדי להשיג גבישים באיכות טובה יותר. אופטימיזציה של בתנאים טווינה התגבשות דומה בעיקרו אופטימיזציה התנאים חלבונים מסיסים בתוספת פרמטרים נוספים הקשורים בהרכב LCP 1. חלבון ממברנה גבישים הגדלים mesophase lipidic הם בדרך כלל קטנים יותר מאשר לקבל גבישים בתמיסה חומרי ניקוי, אך הורה יותר, ובכך, הנאה מאוד מלהשתמש microfocus beamlines זמין המודרנית מקורות synchrotron 6. רבים מן הנהלים הקשורים ב התגבשות טווינה, כולל הגדרת לוחות התגבשות או assay, ניהול LCP-FRAP מבחני ואת גילוי גבישים, כבר למחצה או אוטומטי לחלוטין 1,2,8,9, המאפשר הקרנת מגוון גדול של תנאים בעוד לצרוך כמויות קטנות של חלבון ושומן. מצד שני, reconstitutions חלבון LCP והקציר קריסטל להישאר פעולות ידניות ומייגע יותר, ולכן יש צורך בשיפור.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>100 &mu;L gas-tight syringe</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hamilton</td>
<td>7656-01</td>
<td>2 syringes are required</td>
</tr>
<tr>
<td>10 &mu;L gas-tight syringe</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hamilton</td>
<td>7653-01</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Syringe coupler</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hamilton</td>
<td>7770-02 30902</td>
<td>The coupler can be made using available parts as described in refs. 10</td>
</tr>
<tr>
<td>Repetitive syringe dispenser</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hamilton</td>
<td>83700</td>
<td>The repetitive syringe dispenser can be modified to reduce dispensing volume by ~3 times11</td>
</tr>
<tr>
<td>Short (0.375&#x201D;) flat-tipped removable needle (point style 3, gauge 26)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hamilton</td>
<td>7804-03</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>96-well glass sandwich plate</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Marienfeld</td>
<td>08 900 03</td>
<td>For manual operations it is more convenient to assemble the glass sandwich plate using a standard microscope glass slides and a double sticky tape with punched holes1,2,12.</td>
</tr>
<tr>
<td>Glass cover slip</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Electron Microscopy Sciences</td>
<td>63787-01</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>monoolein</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma</td>
<td>M7765</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Crystallization screens</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hampton Research, Molecular Dimensions, Emerald Biosystems, Jena Bioscience</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Most of available commercial screens can be used for initial screening. Conditions that consistently disrupt LCP can be diluted 2x for better compatibility13.</td>
</tr>
<tr>
<td>Capillary cutting stone</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hampton Research</td>
<td>HR4-334</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Fine point tweezers</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Ted Pella</td>
<td>510</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Angled sharp probe</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Ted Pella</td>
<td>13650</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>MicroMounts</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>MiTeGen</td>
<td>M1-Lxx-xx</td>
<td>Select MicroMount diameter to match the crystal size</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

crystallization of membrane proteins in lipidic mesophases

חלבונים ממברנה לבצע פונקציות קריטיות בתאים חיים הקשורים אותות, התמרה התחבורה טרנספורמציות אנרגיה, וככאלה, הם מעורבים במגוון רחב של תקלות ומחלות. עם זאת, הבנה מבניים ותפקודיים של חלבונים בממברנה הוא מאוד מפגר כי השותפים מסיסים שלהם, בעיקר, בשל קשיים הקשורים solubilization שלהם לדור של גבישים באיכות עקיפה. התגבשות ב mesophases lipidic (הידוע גם בשם ב התגבשות טווינה או LCP) היא טכניקה מבטיחה אשר יושמה בהצלחה להשיג מבנים ברזולוציה גבוהה של rhodopsins חיידקים, חלבונים פוטוסינתטיים, החיצוני בטא חביות הממברנה G-חלבון בשילוב קולטנים. בשנת טווינה התגבשות מנצל הסביבה יליד דמוי קרום ובדרך כלל מייצרת גבישי עם תוכן ממס נמוך יותר מזמין לעומת התגבשות מסורתיים פתרונות ניקוי. השיטה היא לא קשה, אבל דורש הבנה של התנהגות השומנים שלב ופרקטיקה בטיפול בחומרים mesophase צמיג. כאן אנו מדגימים דרך פשוטה ויעילה של עשיית LCP ואת ומשחזר חלבון הממברנה ב bilayer השומנים של LCP באמצעות מערבל מזרק, ואחריו מחלק מנות nanoliter של LCP לתוך assay או צלחת התגבשות, ביצוע מבחני טרום התגבשות והקציר גבישים מ המטריצה ​​LCP. פרוטוקולים אלה מספקים מדריך בסיסי מתקרב בניסויים טווינה התגבשות, אולם, כמו כל ניסוי התגבשות, הקרנת נרחב ואופטימיזציה נדרשים, ואת התוצאה המוצלחת אינה מובטחת בהכרח.

Watch this Scientific Journal Video about Crystallization of Membrane Proteins in Lipidic Mesophases at JoVE.com

Crystallization of Membrane Proteins in Lipidic Mesophases

הפרוטוקולים מתארים את הצעדים החיוניים לקבלת איכות עקיפה גבישים של חלבון ממברנה החל הכינון מחדש של החלבון בשלב מעוקב lipidic (LCP), מציאת התנאים הראשוניים עם LCP-FRAP טרום התגבשות מבחני, הגדרת ניסויים התגבשות LCP וקריסטלים קציר .

התגבשות של חלבונים בממברנה ב Mesophases Lipidic

Membrane proteins perform critical functions in living cells related to signal transduction, transport and energy transformations, and, as such, are ...

crystallization-of-membrane-proteins-in-lipidic-mesophases

Research

JoVE Journal

Biology

31.2K Views.  The Scripps Research Institute. הפרוטוקולים מתארים את הצעדים החיוניים לקבלת איכות עקיפה גבישים של חלבון ממברנה החל הכינון מחדש של החלבון בשלב מעוקב lipidic (LCP), מציאת התנאים הראשוניים עם LCP-FRAP טרום התגבשות מבחני, הגדרת ניסויים התגבשות LCP וקריסטלים קציר .

Video: Crystallization of Membrane Proteins in Lipidic Mesophases

Crystallizing Membrane Proteins for Structure Determination using Lipidic Mesophases

A detailed protocol for crystallizing membrane proteins by using lipidic mesophases is described. This method has variously been referred to as the lipidic cubic phase or in meso method. The method has been shown to be quite versatile in that it has been used to solve X-ray crystallographic structures of prokaryotic and eukaryotic proteins, proteins that are monomeric, homo- and hetero-multimeric, chromophore-containing and chromophore-free, and alpha-helical and beta-barrel proteins. Recent successes using in meso crystallization are the human engineered beta2-adrenergic and adenosine A2a G protein-coupled receptors. Protocols are presented for reconstituting the membrane protein into the monoolein-based mesophase, and for setting up crystallizations in the manual mode. Additional steps in the overall process, such as crystal harvesting, are to be addressed in future video articles. The time required to prepare the protein-loaded mesophase and to set up a crystallization plate manually is about one hour.

Herein is described the procedure implemented in the Caffrey Membrane Structural and Functional Biology Group to set up manually crystallization trials of membrane proteins in lipidic mesophases.

גיבוש חלבונים בממברנה עבור קביעת מבנה באמצעות Mesophases Lipidic

A detailed protocol for crystallizing membrane proteins by using lipidic mesophases is described. This method has variously been referred to as the ...

Assessing Two-dimensional Crystallization Trials of Small Membrane Proteins for Structural Biology Studies by Electron Crystallography

Electron crystallography has evolved as a method that can be used either alternatively or in combination with three-dimensional crystallization and X-ray crystallography to study structure-function questions of membrane proteins, as well as soluble proteins. Screening for two-dimensional (2D) crystals by transmission electron microscopy (EM) is the critical step in finding, optimizing, and selecting samples for high-resolution data collection by cryo-EM. Here we describe the fundamental steps in identifying both large and ordered, as well as small 2D arrays, that can potentially supply critical information for optimization of crystallization conditions.
By working with different magnifications at the EM, data on a range of critical parameters is obtained. Lower magnification supplies valuable data on the morphology and membrane size. At higher magnifications, possible order and 2D crystal dimensions are determined. In this context, it is described how CCD cameras and online-Fourier Transforms are used at higher magnifications to assess proteoliposomes for order and size.
While 2D crystals of membrane proteins are most commonly grown by reconstitution by dialysis, the screening technique is equally applicable for crystals produced with the help of monolayers, native 2D crystals, and ordered arrays of soluble proteins. In addition, the methods described here are applicable to the screening for 2D crystals of even smaller as well as larger membrane proteins, where smaller proteins require the same amount of care in identification as our examples and the lattice of larger proteins might be more easily identifiable at earlier stages of the screening.

Evaluating two-dimensional (2D) crystallization trials for the formation of ordered membrane protein arrays is a highly critical and difficult task in electron crystallography. Here we describe our approach in screening for and identifying 2D crystals of predominantly small membrane proteins in the range of 15 &#x2013; 90kDa.

הערכת דו מימדי ניסויים התגבשות של חלבונים בממברנה קטנים ללימודי לביולוגיה מבנית על ידי קריסטלוגרפיה אלקטרונים

Electron crystallography has evolved as a method that can be used either alternatively or in combination with three-dimensional crystallization and X-ray ...

Examining the Conformational Dynamics of Membrane Proteins in situ with Site-directed Fluorescence Labeling

Two electrode voltage clamp electrophysiology (TEVC) is a powerful tool to investigate the mechanism of ion transport1 for a wide variety of membrane proteins including ion channels2, ion pumps3, and transporters4. Recent developments have combined site-specific fluorophore labeling alongside TEVC to 
concurrently examine the conformational dynamics at specific residues and function of these proteins on the surface of single cells.
We will describe a method to study the conformational dynamics of membrane proteins by simultaneously monitoring fluorescence and current changes using voltage-clamp fluorometry. This approach can be used to examine the molecular motion of membrane proteins site-specifically following cysteine replacement and site-directed fluorophore labeling5,6. Furthermore, this method provides an approach to determine distance constraints between specific residues7,8. 
This is achieved by selectively attaching donor and acceptor fluorophores to two mutated cysteine residues of interest.
In brief, these experiments are performed following functional expression of the desired protein on the surface of Xenopus leavis oocytes. The large surface area of these oocytes enables facile functional measurements and a robust fluorescence signal5. It is also possible to readily change the extracellular conditions such as pH, ligand or cations/anions, which can provide further information on the mechanism of membrane proteins4. Finally, recent developments 
have also enabled the manipulation of select internal ions following co-expression with a second protein9.
Our protocol is described in multiple parts. First, cysteine scanning mutagenesis proceeded by fluorophore labeling is completed at residues located at the interface of the transmembrane and extracellular domains. Subsequent experiments are designed to identify residues which demonstrate large changes in fluorescence intensity (&lt;5%)3 upon a conformational change of the protein. Second, these changes in fluorescence intensity are compared to the kinetic parameters of 
the membrane protein in order to correlate the conformational dynamics to the function of the protein10. This enables a rigorous biophysical analysis of the molecular motion of the target protein. Lastly, two residues of the holoenzyme can be labeled with a donor and acceptor fluorophore in order to determine distance constraints using donor photodestruction methods. It is also possible to monitor the relative movement of protein subunits following labeling with a donor and acceptor fluorophore.

Examining the Conformational Dynamics of Membrane Proteins in situ with Site-directed Fluorescence Labeling

We will describe a method which measures the kinetics of ion transport of membrane proteins alongside site-specific analysis of conformational changes using fluorescence on single cells. This technique is adaptable to ion channels, transporters and ion pumps and can be utilized to determine distance constraints between protein subunits.

בחינת Dynamics קונפורמציה של חלבונים בממברנה באתרו עם תיוג, האתר מכוון פלואורסצנטי

Two electrode voltage clamp electrophysiology (TEVC) is a powerful tool to investigate the mechanism of ion transport1 for a wide variety of membrane ...

High-throughput Crystallization of Membrane Proteins Using the Lipidic Bicelle Method

Membrane proteins (MPs) play a critical role in many physiological processes such as pumping specific molecules across the otherwise impermeable membrane bilayer that surrounds all cells and organelles. Alterations in the function of MPs result in many human diseases and disorders; thus, an intricate understanding of their structures remains a critical objective for biological research. However, structure determination of MPs remains a significant challenge often stemming from their hydrophobicity. 
MPs have substantial hydrophobic regions embedded within the bilayer. Detergents are frequently used to solubilize these proteins from the bilayer generating a protein-detergent micelle that can then be manipulated in a similar manner as soluble proteins. Traditionally, crystallization trials proceed using a protein-detergent mixture, but they often resist crystallization or produce crystals of poor quality. These problems arise due to the detergent&prime;s inability to adequately mimic the bilayer resulting in poor stability and heterogeneity. In addition, the detergent shields the hydrophobic surface of the MP reducing the surface area available for crystal contacts. To circumvent these drawbacks MPs can be crystallized in lipidic media, which more closely simulates their endogenous environment, and has recently become a de novo technique for MP crystallization.
Lipidic cubic phase (LCP) is a three-dimensional lipid bilayer penetrated by an interconnected system of aqueous channels1. Although monoolein is the lipid of choice, related lipids such as monopalmitolein and monovaccenin have also been used to make LCP2. MPs are incorporated into the LCP where they diffuse in three dimensions and feed crystal nuclei. A great advantage of the LCP is that the protein remains in a more native environment, but the method has a number of technical disadvantages including high viscosity (requiring specialized apparatuses) and difficulties in crystal visualization and manipulation3,4. Because of these technical difficulties, we utilized another lipidic medium for crystallization-bicelles5,6 (Figure 1). Bicelles are lipid/amphiphile mixtures formed by blending a phosphatidylcholine lipid (DMPC) with an amphiphile (CHAPSO) or a short-chain lipid (DHPC). Within each bicelle disc, the lipid molecules generate a bilayer while the amphiphile molecules line the apolar edges providing beneficial properties of both bilayers and detergents. Importantly, below their transition temperature, protein-bicelle mixtures have a reduced viscosity and are manipulated in a similar manner as detergent-solubilized MPs, making bicelles compatible with crystallization robots. 
Bicelles have been successfully used to crystallize several membrane proteins5,7-11 (Table 1). This growing collection of proteins demonstrates the versatility of bicelles for crystallizing both alpha helical and beta sheet MPs from prokaryotic and eukaryotic sources. Because of these successes and the simplicity of high-throughput implementation, bicelles should be part of every membrane protein crystallographer&prime;s arsenal. In this video, we describe the bicelle methodology and provide a step-by-step protocol for setting up high-throughput crystallization trials of purified MPs using standard robotics.

Bicelles are lipid/amphiphile mixtures that maintain membrane proteins (MPs) within a lipid bilayer but have unique phase behavior that facilitates high-throughput screening by crystallization robots. This technique has successfully produced a number of high-resolution structures from both prokaryotic and eukaryotic sources. This video describes protocols for generating the lipidic bicelle mixture, incorporating MPs into the bicelle mixture, setting up crystallizations trials (manually as well as robotically) and harvesting crystals from the medium.

תפוקה גבוהה התגבשות של חלבונים בממברנה שימוש בשיטה Lipidic Bicelle

Membrane proteins (MPs) play a critical role in many physiological processes such as pumping specific molecules across the otherwise impermeable membrane ...

Use of a Robot for High-throughput Crystallization of Membrane Proteins in Lipidic Mesophases

Structure-function studies of membrane proteins greatly benefit from having available high-resolution 3-D structures of the type provided through macromolecular X-ray crystallography (MX). An essential ingredient of MX is a steady supply of ideally diffraction-quality crystals. The in meso or lipidic cubic phase (LCP) method for crystallizing membrane proteins is one of several methods available for crystallizing membrane proteins. It makes use of a bicontinuous mesophase in which to grow crystals. As a method, it has had some spectacular successes of late and has attracted much attention with many research groups now interested in using it. One of the challenges associated with the method is that the hosting mesophase is extremely viscous and sticky, reminiscent of a thick toothpaste. Thus, dispensing it manually in a reproducible manner in small volumes into crystallization wells requires skill, patience and a steady hand. A protocol for doing just that was developed in the Membrane Structural &amp; Functional Biology (MS&amp;FB) Group1-3. JoVE video articles describing the method are available1,4. 
The manual approach for setting up in meso trials has distinct advantages with specialty applications, such as crystal optimization and derivatization. It does however suffer from being a low throughput method. Here, we demonstrate a protocol for performing in meso crystallization trials robotically. A robot offers the advantages of speed, accuracy, precision, miniaturization and being able to work continuously for extended periods under what could be regarded as hostile conditions such as in the dark, in a reducing atmosphere or at low or high temperatures. An in meso robot, when used properly, can greatly improve the productivity of membrane protein structure and function research by facilitating crystallization which is one of the slow steps in the overall structure determination pipeline. 
In this video article, we demonstrate the use of three commercially available robots that can dispense the viscous and sticky mesophase integral to in meso crystallogenesis. The first robot was developed in the MS&amp;FB Group5,6. The other two have recently become available and are included here for completeness.	
An overview of the protocol covered in this article is presented in Figure 1. All manipulations were performed at room temperature (~20 &deg;C) under ambient conditions.

Herein is described a robotic approach to high-throughput crystallization of membrane proteins in lipidic mesophases for use in structure determination using macromolecular X-ray crystallography. Three robots capable of handling the viscous and sticky protein-laden mesophase integral to the method are introduced.

שימוש ברובוט להתגבשות תפוקה גבוהה של חלבונים בממברנה בMesophases Lipidic

Structure-function studies of membrane proteins greatly benefit from having available high-resolution 3-D structures of the type provided through ...

Harvesting and Cryo-cooling Crystals of Membrane Proteins Grown in Lipidic Mesophases for Structure Determination by Macromolecular Crystallography

An important route to understanding how proteins function at a mechanistic level is to have the structure of the target protein available, ideally at atomic resolution. Presently, there is only one way to capture such information as applied to integral membrane proteins (Figure 1), and the complexes they form, and that method is macromolecular X-ray crystallography (MX). To do MX diffraction quality crystals are needed which, in the case of membrane proteins, do not form readily. A method for crystallizing membrane proteins that involves the use of lipidic mesophases, specifically the cubic and sponge phases1-5, has gained considerable attention of late due to the successes it has had in the G protein-coupled receptor field6-21 (<a href="http://www.mpdb.tcd.ie" target="_blank">www.mpdb.tcd.ie</a>). However, the method, henceforth referred to as the in meso or lipidic cubic phase method, comes with its own technical challenges. These arise, in part, due to the generally viscous and sticky nature of the lipidic mesophase in which the crystals, which are often micro-crystals, grow. Manipulating crystals becomes difficult as a result and particularly so during harvesting22,23. Problems arise too at the step that precedes harvesting which requires that the glass sandwich plates in which the crystals grow (Figure 2)24,25 are opened to expose the mesophase bolus, and the crystals therein, for harvesting, cryo-cooling and eventual X-ray diffraction data collection.
The cubic and sponge mesophase variants (Figure 3) from which crystals must be harvested have profoundly different rheologies4,26. The cubic phase is viscous and sticky akin to a thick toothpaste. By contrast, the sponge phase is more fluid with a distinct tendency to flow. Accordingly, different approaches for opening crystallization wells containing crystals growing in the cubic and the sponge phase are called for as indeed different methods are required for harvesting crystals from the two mesophase types. Protocols for doing just that have been refined and implemented in the Membrane Structural and Functional Biology (MS&amp;FB) Group, and are described in detail in this JoVE article (Figure 4). Examples are given of situations where crystals are successfully harvested and cryo-cooled. We also provide examples of cases where problems arise that lead to the irretrievable loss of crystals and describe how these problems can be avoided. In this article the Viewer is provided with step-by-step instructions for opening glass sandwich crystallization wells, for harvesting and for cryo-cooling crystals of membrane proteins growing in cubic and in sponge phases.

Herein is described procedures implemented in the Caffrey Membrane Structural and Functional Biology Group to harvest and cryo-cool membrane protein crystals grown in lipidic cubic and sponge phases for use in structure determination using macromolecular X-ray crystallography.

קצירה וCryo-קירור גבישים של חלבונים בממברנה גדלו בMesophases Lipidic לקביעת מבנה על ידי קריסטלוגרפיה Macromolecular

An important route to understanding how proteins function at a mechanistic level is to have the structure of the target protein available, ideally at ...

Intravital Microscopy for Imaging Subcellular Structures in Live Mice Expressing Fluorescent Proteins

Here we describe a procedure to image subcellular structures in live rodents that is based on the use of confocal intravital microscopy. As a model organ, we use the salivary glands of live mice since they provide several advantages. First, they can be easily exposed to enable access to the optics, and stabilized to facilitate the reduction of the motion artifacts due to heartbeat and respiration. This significantly facilitates imaging and tracking small subcellular structures. Second, most of the cell populations of the salivary glands are accessible from the surface of the organ. This permits the use of confocal microscopy that has a higher spatial resolution than other techniques that have been used for in vivo imaging, such as two-photon microscopy. Finally, salivary glands can be easily manipulated pharmacologically and genetically, thus providing a robust system to investigate biological processes at a molecular level.
In this study we focus on a protocol designed to follow the kinetics of the exocytosis of secretory granules in acinar cells and the dynamics of the apical plasma membrane where the secretory granules fuse upon stimulation of the beta-adrenergic receptors. Specifically, we used a transgenic mouse that co-expresses cytosolic GFP and a membrane-targeted peptide fused with the fluorescent protein tandem-Tomato. However, the procedures that we used to stabilize and image the salivary glands can be extended to other mouse models and coupled to other approaches to label in vivo cellular components, enabling the visualization of various subcellular structures, such as endosomes, lysosomes, mitochondria, and the actin cytoskeleton.

Intravital microscopy is a powerful tool that enables imaging various biological processes in live animals. In this article, we present a detailed method for imaging the dynamics of subcellular structures, such as the secretory granules, in the salivary glands of live mice.

מיקרוסקופית Intravital למבני ההדמיה subcellular בעכברים חיים לבטא חלבוני פלורסנט

Here we describe a procedure to image subcellular structures in live rodents that is based on the use of confocal intravital microscopy. As a model organ, ...

Immunodetection of Outer Membrane Proteins by Flow Cytometry of Isolated Mitochondria

Methods to detect and monitor mitochondrial outer membrane protein components in animal tissues are vital to study mitochondrial physiology and pathophysiology. This protocol describes a technique where mitochondria isolated from rodent tissue are immunolabeled and analyzed by flow cytometry. Mitochondria are isolated from rodent spinal cords and subjected to a rapid enrichment step so as to remove myelin, a major contaminant of mitochondrial fractions prepared from nervous tissue. Isolated mitochondria are then labeled with an antibody of choice and a fluorescently conjugated secondary antibody. Analysis by flow cytometry verifies the relative purity of mitochondrial preparations by staining with a mitochondrial specific dye, followed by detection and quantification of immunolabeled protein. This technique is rapid, quantifiable and high-throughput, allowing for the analysis of hundreds of thousands of mitochondria per sample. It is applicable to assess novel proteins at the mitochondrial surface under normal physiological conditions as well as the proteins that may become mislocalized to this organelle during pathology. Importantly, this method can be coupled to fluorescent indicator dyes to report on certain activities of mitochondrial subpopulations and is feasible for mitochondria from the central nervous system (brain and spinal cord) as well as liver.

Described here is a method to detect and quantify mitochondrial outer membrane proteins by immunolabeling of mitochondria isolated from rodent tissue and analysis by flow cytometry. This method can be extended to assess functional aspects of mitochondrial subpopulations.

Immunodetection של החלבונים בממברנה חיצוניים על ידי cytometry הזרימה של מיטוכונדריה מבודדת

Methods to detect and monitor mitochondrial outer membrane protein components in animal tissues are vital to study mitochondrial physiology and ...

Green Fluorescent Protein-based Expression Screening of Membrane Proteins in Escherichia coli

The production of recombinant membrane proteins for structural and functional studies remains technically challenging due to low levels of expression and the inherent instability of many membrane proteins once solubilized in detergents. A protocol is described that combines ligation independent cloning of membrane proteins as GFP fusions with expression in Escherichia coli detected by GFP fluorescence. This enables the construction and expression screening of multiple membrane protein/variants to identify candidates suitable for further investment of time and effort. The GFP reporter is used in a primary screen of expression by visualizing GFP fluorescence following SDS polyacrylamide gel electrophoresis (SDS-PAGE). Membrane proteins that show both a high expression level with minimum degradation as indicated by the absence of free GFP, are selected for a secondary screen. These constructs are scaled and a total membrane fraction prepared and solubilized in four different detergents. Following ultracentrifugation to remove detergent-insoluble material, lysates are analyzed by fluorescence detection size exclusion chromatography (FSEC). Monitoring the size exclusion profile by GFP fluorescence provides information about the mono-dispersity and integrity of the membrane proteins in different detergents. Protein: detergent combinations that elute with a symmetrical peak with little or no free GFP and minimum aggregation are candidates for subsequent purification. Using the above methodology, the heterologous expression in E. coli of SED (shape, elongation, division, and sporulation) proteins from 47 different species of bacteria was analyzed. These proteins typically have ten transmembrane domains and are essential for cell division. The results show that the production of the SEDs orthologues in E. coli was highly variable with respect to the expression levels and integrity of the GFP fusion proteins. The experiment identified a subset for further investigation.

Green Fluorescent Protein-based Expression Screening of Membrane Proteins in Escherichia coli

A streamlined approach to screening for the expression of recombinant membrane proteins in Escherichia coli based on fusion to green fluorescent protein is presented.

הקרנה ירוקה פלורסנט מבוסס חלבון ביטוי של החלבונים ממברנה ב<em&gt; Coli Escherichia</em

The production of recombinant membrane proteins for structural and functional studies remains technically challenging due to low levels of expression and ...

Microperfusion Technique to Investigate Regulation of Microvessel Permeability in Rat Mesentery

Experiments to measure the permeability properties of individually perfused microvessels provide a bridge between investigation of molecular and cellular mechanisms regulating vascular permeability in cultured endothelial cell monolayers and the functional exchange properties of whole microvascular beds. A method to cannulate and perfuse venular microvessels of rat mesentery and measure the hydraulic conductivity of the microvessel wall is described. The main equipment needed includes an intravital microscope with a large modified stage that supports micromanipulators to position three different microtools: (1) a beveled glass micropipette to cannulate and perfuse the microvessel; (2) a glass micro-occluder to transiently block perfusion and enable measurement of transvascular water flow movement at a measured hydrostatic pressure, and (3) a blunt glass rod to stabilize the mesenteric tissue at the site of cannulation. The modified Landis micro-occlusion technique uses red cells suspended in the artificial perfusate as markers of transvascular fluid movement, and also enables repeated measurements of these flows as experimental conditions are changed and hydrostatic and colloid osmotic pressure difference across the microvessels are carefully controlled. Measurements of hydraulic conductivity first using a control perfusate, then after re-cannulation of the same microvessel with the test perfusates enable paired comparisons of the microvessel response under these well-controlled conditions. Attempts to extend the method to microvessels in the mesentery of mice with genetic modifications expected to modify vascular permeability were severely limited because of the absence of long straight and unbranched microvessels in the mouse mesentery, but the recent availability of the rats with similar genetic modifications using the CRISPR/Cas9 technology is expected to open new areas of investigation where the methods described herein can be applied.

The modified Landis technique enables paired measurement of the hydraulic conductivity of individual microvessels in the mesentery of normal and genetically modified rats under control and test conditions using microperfusion techniques. It provides a convenient method to evaluate mechanisms that regulate microvessel permeability and transvascular exchange under physiological conditions.

Microperfusion טכניקה לחקירת הסדרת כלי דם קטן חדירות בחולדה לפדר

Experiments to measure the permeability properties of individually perfused microvessels provide a bridge between investigation of molecular and cellular ...