אנו מודים קית&#39; Shigeteni לסיוע insectary ונטשה Sostrom לעזרה עם גרפיקה ממוחשבת. עבודה זו מומנה על ידי USDA-ARS. דעות, ממצאים, מסקנות או המלצות ביטוי בפרסום זה הן של המחברים ואינן משקפות בהכרח את הדעות של ה-USDA. משרד החקלאות היא ספקית הזדמנות שווה המעסיק.

1. הכן פרי מארח ביצים לטוס parasitization <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנת המצע של זבוב הפירות ביצים להיות parasitized ידי הכנת אגר (לחלופין, Gelcarin GP812, FMC biopolymer, יואינג NJ; אופציה חסכונית יותר) ומנות מלאות, 10 ס&quot;מ אורך לכל צד ו 1.5 ס&quot;מ עומק. הכן אגר בריכוז של 9 גרם לליטר מים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלאו הכלים שולי עם אגר נוזלי (כ 70ml), ולאפשר להם קריר לחזק (לפחות 45 דקות). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר בלוקים אגר הם מוצק, למרוח שכבה אחת של נייר (א רובדי יחיד של רקמת אצווה &quot;העדפות&quot; ג&#39;ורג&#39;יה פסיפיק), מכסה את החלק העליון של כל בלוק. הרקמה צריכה מקל בקלות אגר בגלל לחות פני השטח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החלת נפח 0.5 מ&quot;ל פירות לטוס ביצים מושעה בתוך המים אל פני השטח מכוסה ברקמה מאבני אגר. ב insectary שלנו, זה שווה ערך ל כ 6000 ביצים של Bactrocera dorsalis (12,000 ביצים לכל מ&quot;ל). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש נקי 2.5 ס&quot;מ מכחול רחב טבולה במים כדי להפיץ את זבוב הפירות הביצים באופן שווה על פני הרקמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את זבוב הפירות ביצים תחת המסך התחתון של כלובי טפיל לאפשר ההטלה. לחץ על החלק התחתון של המסך התחתון כדי להסיר טפילים מתים העלולים לחסום את הביצים. זה הכי טוב אם המסך התחתון לא נוגע ביצים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר טפילים כדי oviposit לילה אל היום הבא, כ 21 שעות. זהו זמן מספיק עבור אחוז גבוה של הביצים להיות parasitized. ארוך יותר סיכונים superparasitization חשיפה. </li></ol> 2. הבקיעה התגלמות של פירות מארח parasitized זבובים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן גידול מכולה על ידי הנחת 3-3.5 בלוקים אגר מוכן ביצים parasitized לכל 1.25 ליטר של דיאטה פירות לטוס 19 עם ביצים פונה כלפי מעלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את מיכל דיאטה עם ביצים על riser מעל שכבה 1.5 ס&quot;מ עמוקה של vermiculite כיתה קנס או חול שטף במיכל התגלמות יותר. מכסים את המיכל התגלמות עם מכסה קלטת את הקצוות של קלטת עם מיסוך. Vermiculite ניתן לעשות בה שימוש חוזר לאחר ניפוי (ראה להלן). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא שיש די מקום בין החלק העליון של המיכל דיאטה את מכסה מיכל התגלמות עבור הזחלים פרי לעוף לזחול החוצה &#39;פופ&#39; 20 לתוך vemiculite למטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העברת מכולות התגלמות לחדר ב 27 מעלות צלזיוס והלחות היחסית 80% (RH) למשך שבוע. מכולות מכסים במגבת כהה עבור ארבעת הימים הראשונים ולאחר מכן להסיר את הבד על פני הימים שנותרו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר דיאטה הזחל לאחר שבוע, פעם הזחלים קפצו ונכנסו vermiculite עבור התגלמות. אם יש זחלים ב vermiculite, לאפשר להם pupate לילה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המסננת של גלמים vermiculite. התחל עם מסננת גסה (כ 3 מ&quot;מ) ולאחר מכן להשתמש מסננת יד כדי להסיר גושים שנותרו vermiculite. </li></ol> 3. מיון בחירה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פופה המכיל פ arisanus יכול להיות הפרדה חלקית על ידי גודל של זבובי פירות unparasitized. איסוף גולם בין 1.65 לבין 2.26 מ&quot;מ בקוטר, כמו אלה יהיה מועשר לזבובים parasitized. Puparia 12 אשר הם קטנים מכילים בעיקר parasitoids גוץ, גולם גדול מכילים בעיקר זבובים. שימו לב עבור גלמים parasitized אחוז הנקבות בקורלציה חיובית עם גודל 12. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מגוון שיטות יכולים להיות מועסקים כדי למיין לפי גודל גלמים. נתאר שיטה מכנית באמצעות גודל מותאם אישית סדרן 21. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המקום גלמים בתוך המשפך בחלקו העליון של מזין רטט אשר לאט הזנות סדרן גודל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להאכיל את גלמים לתוך סדרן גודל, אשר מורכב של זוג ברים מתגלגל מסתעף מעט בזווית של ° 30. הירידה גלמים בנפרד לפי גודל לתוך מערך של משבצות ריקות כי לעשרה מיכלים נפרדים באמצעות משפך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> איסוף גלמים מן כוסות בטווח גודל של 1.65 עד 2.26 מ&quot;מ ומניחים אותם בכלוב הופעתה למשך 7 ימים נוספים עד שרוב זבובים התפתחו מתוך גלמים unparasitized. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשלב הבא, להשתמש אוהד להפריד puparia ריק מאלה חרקים המכיל עדיין. </li></ol> 4. פ arisanus הופעתה ותחזוקה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לשמור על מושבה של פ arisanus להשתמש בכלוב מחזיק טפיל עם חזית זכוכית נשלף, כ 25 ס&quot;מ אורך לכל צד. בכלוב יש 1mm 2 ההקרנה על גבי שני הצדדים. הגב הכלוב מכוסה בסדין גומי עם חור 9 ס&quot;מ לצורך גישה. תחתית הכלוב יש לחתוך מכוסה עם מסך 2 1-2mm גדול מספיק כדי לאפשר השמה של שני רחובות עם אגר לטוס ביצים פירות ההטלה טפיל מבפנים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כלובי מחזיק צריך גם חלק כהים לאורך הרבעון התחתון של חזית הזכוכית כדי למזער את האור אשר יכול ליצור צפיפות טפיל לאורך חזית של הכלוב, וכתוצאה מכך תמותה גבוה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים כ 11 גרם של אלה אין תמיכה בבחירהטד גלמים לתוך מיכלי פלסטיק של כ 9 ס&quot;מ קוטר. זה אמור לייצר כ 600-700 טפילים לכל כלוב. בחירת גודל צריך להביא כ -60% נקבות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף מכסים הוקרן על המכולות. העפעפיים צריכים להיות מכוסים ההקרנה 2 מ&quot;מ 2, אשר יאפשר למבוגרים פ arsianus לעזוב את המכולות על הופעתה, אך יכיל כל זבובי פירות הנותרים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמירה על טפילים על 24 מעלות צלזיוס כ 45% לחות יחסית עם אוורור photoperiod וטוב 12:12. אם תמותה גבוה הוא ציין, העברת הכלובים בחוץ במשך כמה שעות ביום או אוורור הגדלת עשוי להפחית אותו. טפילים צריכים להיות מוכנים oviposit בשבוע אחד נוסף צריך להיות פרודוקטיבי למשך שבועיים נוספים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Streak חי דבש הסתובב לאורך החלק העליון של הכלובים לפחות שלוש פעמים בשבוע או בכל פעם הדבש זמין יבש. החל הדבש הסתובב פסים צרים בעזרת האצבע. שים לב שאם פסים הם כבדים מדי דבש יהיה לטפטף לתוך הכלוב, אם קל מדי הדבש יתייבש במהירות דורשים reapplication תכופים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אגר פלייס רחובות (10 ס&quot;מ X 10 ס&quot;מ X 4 ס&quot;מ) על ראשי הכלובים לספק לחות הטפילים. אלה יש לשנות פעמיים בשבוע. </li></ol> 5. נציג תוצאות: אנו מדווחים כאן תוצאות הליכי בקרת איכות שנערכו על פ ה-USDA-ARS arisanus פעולה גידול של חילו, הוואי בין 5 ינואר ועד 22 ביוני 2010. גידול במיקום חילו בסולם המתואר במאמר זה וידאו פרוטוקול יזם בחודש אוגוסט 2009, ובעיות הראשונית והתאמות עם המיקום החדש היה לפתור בעיקר על ידי ינואר. לכן, נתונים אלה מייצגים את התוצאות חוקרים אחרים עשויים להשיג החל המושבה שלהם אם הם לעקוב אחר פרוטוקול כמתואר יש גידול חרקים ניסיון כלל. בתקופה זו היינו שמירה על מושבה קטנה של פ arisanus: 4 כלובים מחזיק טפיל מיוצר בשבוע, שווה ערך ל כ 3600 פ arisanus. לבדוק הראשונית של שיעורי מועשר parasitization נערך על ידי לקיחת דגימה 2 גרם של גלמים בטווח גודל של 1.65-2.26 מ&quot;מ (מועשר) לפני שבוע נוסף של התפתחות בכלוב החזקה (כלומר מיד לאחר דיאטה הזחל הוסר גלמים מנופה וגודל מיון. אנחנו מתייחסים כמו אלה &quot;גלמים מוקדם&quot;). במהלך שלושת החודשים הראשונים של 2010 שיעור ממוצע טפילים במדגם מועשר היה 0.46 (SD = 0.18). במהלך הרבעון הבא מתכוון לזה היה 0.58 (SD = 0.08), המשקף ייצוב ההליכים המושבה וגידול במיקום החדש. שים לב גלמים מועשר אשר לא היו parasitized בהצלחה כוללים את אלה שלא לייצר emergents ואלה המיוצרים זבובים. אחרי שבוע נוסף של הסרת כלוב החזקת puparia ריק מדגם עוד שני גרם נלקח (&quot;גלמים המנוח&quot;). זבובי פירות מיוצג מתחת 1% של המדגם השני. אחוז נמוך של זבובי פירות נובע חלקית עד הופעתה הקודמת של זבובים לעומת טפילים, ולכן רוב זבובים נשאר במיכל מחזיק. לבסוף, איור 1 נותן את התשואה מסה גלמי ינואר עד יוני 2010. התשואות נמדדות על פי גלמים מועשר בטווח גודל של עניין, 1.65-2.26 מ&quot;מ. מסה גדולה של &quot;מוקדם גלמים&quot; בתחילת השנה מצביע על שיעור גבוה של זבובי פירות וגלמים unemerged באותו זמן, תוך התאמות נעשו למתקן החדש. <img src="/files/ftp_upload/2901/2901fig1.jpg" alt="איור 1" /> באיור 1. תשואה של מועשר (קוטר גלמי 1.65-2.26mm) מוקדם (מיד לאחר בחירת גודל) ו &#39;מאוחר&#39; (לאחר מחזיק למשך שבוע והסרה תרמילי ריק) גלמים על המושבה ARS-USDA ariasnus פ ב חילו, הוואי בינואר - יוני 2010

<ol>
	<li>Wang, X. G., Bokonon-Ganta, A. H., Ramadan, M. M., Messing, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Egg-larval+opiine+parasitoids+(Hym.,+Braconidae)+of+tephritid+fruit+fly+pests+do+not+attack+the+flowerhead-feeder+Trupanea+dubautiae+(Dipt.,+Tephritidae.">Egg-larval opiine parasitoids (Hym., Braconidae) of tephritid fruit fly pests do not attack the flowerhead-feeder Trupanea dubautiae (Dipt., Tephritidae.</a> Journal of Applied Entomology. 128, 716-722 (2004).</li><li>Vargas, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Potential+for+areawide+integrated+management+of+Mediterranean+fruit+fly+(Diptera+:+Tephritidae)+with+a+braconid+parasitoid+and+a+novel+bait+spray.">Potential for areawide integrated management of Mediterranean fruit fly (Diptera : Tephritidae) with a braconid parasitoid and a novel bait spray.</a> Journal of Economic Entomology. 94, 817-825 (2001).</li><li>Vargas, R. I., Leblanc, L., Putoa, R., Eitam, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+introduction+of+Bactrocera+dorsalis+(Diptera+:+Tephritidae)+and+classical+biological+control+releases+of+Fopius+arisanus+(Hymenoptera+:+Braconidae)+on+economically+important+fruit+flies+in+French+Polynesia.">Impact of introduction of Bactrocera dorsalis (Diptera : Tephritidae) and classical biological control releases of Fopius arisanus (Hymenoptera : Braconidae) on economically important fruit flies in French Polynesia.</a> Journal of Economic Entomology. 100, 670-679 (2007).</li><li>Harris, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Suppression+of+melon+fly+(Diptera:+Tephritidae)+populations+with+releases+of+Fopius+arisanus+and+Psyttalia+fletcheri+(Hymenoptera+Braconidae)+in+North+Shore+Oahu,+HI,+USA.">Suppression of melon fly (Diptera: Tephritidae) populations with releases of Fopius arisanus and Psyttalia fletcheri (Hymenoptera Braconidae) in North Shore Oahu, HI, USA.</a> Biocontrol. 55, 593-599 (2010).</li><li>Haramoto, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Biology of Opius oophilus Fullaway (Hymenoptera: Braconidae) [dissertation]. , (1988).</li><li>Chong, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Production+methods+for+fruit+fly+parasites.">Production methods for fruit fly parasites.</a> Proceedings of the Hawaiian Entomological Society. 18, 61-63 (1962).</li><li>Snowball, G. J., Wilson, F., Lukins, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Culture+and+consignment+techiques+used+for+parasites+introduced+against+Queensland+fruit+fly+(Strumeta+tryoni+(Frogg).).">Culture and consignment techiques used for parasites introduced against Queensland fruit fly (Strumeta tryoni (Frogg).).</a> Australian Journal of Agricultural Research. 13, 233-248 (1962).</li><li>Ramadan, M. M., Wong, T. T. Y., Beardsley, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reproductive+Behavior+of+Biosteres+arisanus+(Sonan)+(Hymenoptera:Braconidae),+an+Egg-Larval+Parasitoid+of+the+Oriental+Fruit+Fly.">Reproductive Behavior of Biosteres arisanus (Sonan) (Hymenoptera:Braconidae), an Egg-Larval Parasitoid of the Oriental Fruit Fly.</a> Biological Control. 2, 28-34 (1992).</li><li>Ramadan, M. M., Wong, T. T. Y., McInnis, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reproductive+biology+of+Biosteres+arisanus+(Sonan),+an+egg-larval+parasitoid+of+the+oriental+fruit+fly.">Reproductive biology of Biosteres arisanus (Sonan), an egg-larval parasitoid of the oriental fruit fly.</a> Biological Control. 4, 93-100 (1994).</li><li>Harris, E. J., Okamoto, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Method+for+rearing+Biosteres+arisanus+(Hymenoptera,+Braconidae)+in+the+laboratory.">A Method for rearing Biosteres arisanus (Hymenoptera, Braconidae) in the laboratory.</a> Journal of Economic Entomology. 84, 417-422 (1991).</li><li>Bautista, R. C., Harris, E. J., Lawrence, P. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biology+and+rearing+of+the+fruit+fly+parasitoid+Biosteres+arisanus:+clues+to+insectary+propagation.">Biology and rearing of the fruit fly parasitoid Biosteres arisanus: clues to insectary propagation.</a> Entomologia Experimentalis Et Applicata. 89, 79-85 (1998).</li><li>Bautista, R. C., Mochizuki, N., Spencer, J. P., Harris, E. J., Ichimura, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mass-rearing+of+the+tephritid+fruit+fly+parasitoid+Fopius+arisanus+(Hymenoptera+:+Braconidae).">Mass-rearing of the tephritid fruit fly parasitoid Fopius arisanus (Hymenoptera : Braconidae).</a> Biological Control. 15, 137-144 (1999).</li><li>Bautista, R. C., Harris, E. J., Vargas, R. I., Jang, E. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parasitization+of+melon+fly+(Diptera+:+Tephritidae)+by+Fopius+arisanus+and+Psyttalia+fletcheri+(Hymenoptera+:+Braconidae)+and+the+effect+of+fruit+substrates+on+host+preference+by+parasitoids.">Parasitization of melon fly (Diptera : Tephritidae) by Fopius arisanus and Psyttalia fletcheri (Hymenoptera : Braconidae) and the effect of fruit substrates on host preference by parasitoids.</a> Biological Control. 30, 156-164 (2004).</li><li>Rousse, P., Gourdon, F., Quilici, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Host+specificity+of+the+egg+pupal+parasitoid+Fopius+arisanus+(Hymenoptera+:+Braconidae)+in+La+Reunion.">Host specificity of the egg pupal parasitoid Fopius arisanus (Hymenoptera : Braconidae) in La Reunion.</a> Biological Control. 37, 284-290 (2006).</li><li>Quimio, G. M., Walter, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Host+preference+and+host+suitability+in+an+egg-pupal+fruit+fly+parasitoid,+Fopius+arisanus+(Sonan)+(Hym.,+Braconidae).">Host preference and host suitability in an egg-pupal fruit fly parasitoid, Fopius arisanus (Sonan) (Hym., Braconidae).</a> Zeitschrift fur Angewandtes Entomologie. 125, 135-140 (2001).</li><li>Calvitti, M., Antonelli, M., Moretti, R., Bautista, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oviposition+response+and+development+of+the+egg-pupal+parasitoid+Fopius+arisanus+on+Bactrocera+oleae,+a+tephritid+fruit+fly+pest+of+olive+in+the+Mediterranean+basin.">Oviposition response and development of the egg-pupal parasitoid Fopius arisanus on Bactrocera oleae, a tephritid fruit fly pest of olive in the Mediterranean basin.</a> Entomologia Experimentalis Et Applicata. 102, 65-73 (2002).</li><li>Montoya, P., Suarez, A., Lopez, F., Cancino, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fopius+arisanus+oviposition+in+four+Anastrepha+fruit+fly+species+of+economic+importance+in+Mexico.">Fopius arisanus oviposition in four Anastrepha fruit fly species of economic importance in Mexico.</a> Biocontrol. 54, 437-444 (2009).</li><li>Vargas, R. I., Shelly, T. E., Leblanc, L., Pi&#241;ero, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recent+Advances+in+Methyl+Eugenol+and+Cue-Lure+Technologies+for+Fruit+Fly+Detection,+Monitoring,+and+Control+in+Hawaii.">Recent Advances in Methyl Eugenol and Cue-Lure Technologies for Fruit Fly Detection, Monitoring, and Control in Hawaii.</a> Pheromones. 83, 575-595 (2010).</li><li>Tanaka, N., Steiner, L. F., Ohinata, K., Okamoto, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Low-cost+larval+rearing+medium+for+mass+production+of+oriental+and+Mediterranean+fruit+flies.">Low-cost larval rearing medium for mass production of oriental and Mediterranean fruit flies.</a> Journal of Economic Entomology. 62, 967-968 (1969).</li><li>Vargas, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mass+production+of+tephritid+fruit+flies.">Mass production of tephritid fruit flies.</a> World crop pests. Fruit flies: Their biology, natural enemies and control. 3, 141-151 (1989).</li><li>Spencer, J. P., Mochizuki, N., McInnis, D. O., Liquido, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+separation+of+parasitoid+sexes+based+upon+size+of+fruit+fly+host+pupae.">Mechanical separation of parasitoid sexes based upon size of fruit fly host pupae.</a> , (1996).</li><li>Dukas, R., Duan, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Potential+fitness+consequences+of+associative+learning+in+a+parasitoid+wasp.">Potential fitness consequences of associative learning in a parasitoid wasp.</a> Behavioral Ecology. 11, 536-543 (2000).</li><li>Drew, R., Tsuruta, K., White, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+species+of+pest+fruit+fly+(Diptera:+Tephritidae:+Dacinae)+from+Sri+Lanka+and+Africa.">A new species of pest fruit fly (Diptera: Tephritidae: Dacinae) from Sri Lanka and Africa.</a> African Entomology. 13, 149-154 (2005).</li><li>Argov, Y., Gazit, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biological+control+of+the+Mediterranean+fruit+fly+in+Israel:+Introduction+and+establishment+of+natural+enemies.">Biological control of the Mediterranean fruit fly in Israel: Introduction and establishment of natural enemies.</a> Biological Control. 46, 502-507 (2008).</li><li>Bokonon-Ganta, A. H., Ramadan, M. M., Messing, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reproductive+biology+of+Fopius+ceratitivorus+(Hymenoptera+:+Braconidae),+an+egg-larval+parasitold+of+the+Mediterranean+fruit+fly,+Ceratitis+capitata+(Diptera+:+Tephritidae).">Reproductive biology of Fopius ceratitivorus (Hymenoptera : Braconidae), an egg-larval parasitold of the Mediterranean fruit fly, Ceratitis capitata (Diptera : Tephritidae).</a> Biological Control. 41, 361-367 (2007).</li></ol>

אין לנו שום ניגודי עניינים לדווח.

במאמר פרוטוקול וליווי וידאו זה שתיארנו והפגינו פרוטוקול מותאם לגידול פ ariasnus, טפיל של זבובי פירות Tephritid, במעבדה הגדרה. פרוטוקול זה שוכללה במרוצת השנים כדי לצמצם את כמות הציוד העבודה המקצועית הדרושים כדי לשמור על המושבה. נציין כי מבוססת היטב, המושבה פורה ויציב של זבובי פירות מארח נדרש כל ניסיון parasitoids גידול. ב insectary שלנו אנו משתמשים Bactrocera dorsalis כמו זבוב פירות לארח, אבל מינים אחרים הוכחו להיות המארחים המוסמכת וכן 14-17. היבטים אחדים של פ תחזוקה arisanus המושבה להישאר כדי להיחקר. אלה כוללים את קצב הסתגלות מעבדה זו 10 מינים, מנגנונים של למידה 22 לבין שינויים גנטיים שעלולים להתרחש עם הסתגלות המנגנונים אשר עשויים להיות מעורבים פלסטיות פרי מארח לעוף. במהלך עשר השנים האחרונות היו מספר דוגמאות של התפשטות של זבובים Dacine ברחבי העולם, במיוחד אלה של Bactrocera הסוג: ב dorsalis בצרפתית פולינזיה, B. carambolae בחלקים של דרום אמריקה, B. invadens באפריקה ב zonata באפריקה צפון הים התיכון. 3,23,18 בדיקת היעילות של סוכנים הדברה ביולוגית כגון פ arisanus נגד זנים אחרים Bactrocera צריך להיות בעדיפות גבוהה, והוא תקוותנו היא כי יישום של השיטות שתוארו בפרוטוקול זה במאמר הנלווה וידאו, יאיץ את המחקר על פ arisanus במגוון רחב יותר של מיקומים 24. לבסוף, מחקר נוסף בשיטה זו כנקודת מוצא עשויה גם לספק מידע חשוב קולוניזציה של parasitoids רומן ביצה 25,1

an optimized protocol for rearing fopius arisanus, a parasitoid of tephritid fruit flies

Fopius arisanus (Sonan) הוא טפיל חשוב של זבובי פירות Tephritid לפחות שתי סיבות. ראשית, הוא אחד משלושת parasitoids opiine ידוע להדביק את המארחת בשלב ביצה 1. שנית, יש מגוון רחב של המארחים לטוס פוטנציאל פירות. אולי בגלל ההיסטוריה החיים שלו, פ arisanus כבר השתמשו בהצלחה עבור הדברה ביולוגית של זבובי פירות באזורים טרופיים רבים 2-4. אחת מניעה להשתמש רחב של פ arisanus שליטה זבוב הפירות היא שזה קשה להקים מושבה מעבדה יציב 5-9. למרות הקושי הזה, ב 1990 USDA החוקרים פיתחו שיטה אמינה לשמור על אוכלוסיות מעבדה של פ arisanus 10-12. יש עניין משמעותי פ arisanus ביולוגיה 13,14, במיוחד לגבי יכולתה ליישב מגוון רחב של המארחים Tephritid 14-17; העניין הוא מונע בעיקר על ידי התפשטות מדאיגה של מזיקים Bactrocera פרי לטוס יבשות חדשות בעשור האחרון 18. מחקר נוסף על פ arisanus ופריסות נוסף של מין זה כסוכן הדברה ביולוגית יהנה אופטימיזציות ושיפורים של שיטות גידול. בפרוטוקול זה מאמר וידאו הקשורים אנו מתארים שיטה מותאם לגידול פ arisanus מבוסס על גישה שתואר קודם לכן 12. שיטת הפעולה המתואר כאן מאפשר גידול של פ arisanus בקנה מידה קטן ללא שימוש פירות, שימוש בחומרים זמינים באזורים טרופיים ברחבי העולם, עם דרישות העבודה נמוך יחסית ידנית.

Watch this Scientific Journal Video about An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies at JoVE.com

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus הוא טפיל הביצה הזחל של זבובי פירות Tephritid המשמש בהצלחה הדברה ביולוגית של מזיקים אלה טרופיים חשוב. אנו מתארים כאן פרוטוקול מותאם לגידול פ arisanus בקנה מידה קטן תוך שימוש בחומרים זמינים.

פרוטוקול אופטימליים לגידול Fopius arisanus, טפיל של פירות Tephritid זבובים

Fopius arisanus (Sonan) is an important parasitoid of Tephritid fruit flies for at least two reasons. First, it is the one of only three opiine ...

an-optimized-protocol-for-rearing-fopius-arisanus-parasitoid

Research

JoVE Journal

Biology

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

14.7K Views.  US Pacific Basin Agricultural Research Center. Fopius arisanus הוא טפיל הביצה הזחל של זבובי פירות Tephritid המשמש בהצלחה הדברה ביולוגית של מזיקים אלה טרופיים חשוב. אנו מתארים כאן פרוטוקול מותאם לגידול פ arisanus בקנה מידה קטן תוך שימוש בחומרים זמינים.

Video: An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Studying Aggression in Drosophila (fruit flies)

Aggression is an innate behavior that evolved in the framework of defending or obtaining resources. This complex social behavior is influenced by genetic, hormonal and environmental factors. In many organisms, aggression is critical to survival but controlling and suppressing aggression in distinct contexts also has become increasingly important. In recent years, invertebrates have become increasingly useful as model systems for investigating the genetic and systems biological basis of complex social behavior. This is in part due to the diverse repertoire of behaviors exhibited by these organisms. In the accompanying video, we outline a method for analyzing aggression in Drosophila whose design encompasses important eco-ethological constraints. Details include steps for: making a fighting chamber; isolating and painting flies; adding flies to the fight chamber; and video taping fights. This approach is currently being used to identify candidate genes important in aggression and in elaborating the neuronal circuitry that underlies the output of aggression and other social behaviors.

Studying Aggression in Drosophila fruit flies

לימוד תוקפנות תסיסנית (זבובי פירות)

Aggression is an innate behavior that evolved in the framework of defending or obtaining resources.  This complex social behavior is influenced by ...

Protocol for Mosquito Rearing (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night cycle. For this procedure, you'll need mosquito cages, 10% sterile sucrose solution, paper towels, beaker, whatman filter paper, glass feeders, human blood and serum, water bath, parafilm, distilled water, clean plastic trays, mosquito food (described below), mosquito net to cover the trays, vacuum, and a collection chamber to collect adults.

Protocol for Mosquito Rearing A. gambiae

This video illustrates the general techniques used to rear Anopheles gambiae in the laboratory. The methods for caring for laboratory mosquitoes are demonstrated through all stages of the organism's life cycle from larvae to pupae to blood-feeding adults.

פרוטוקול לגידול יתושים (א gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night ...

Isolation and Biophysical Study of Fruit Cuticles

The cuticle, a hydrophobic protective layer on the aerial parts of terrestrial plants, functions as a versatile defensive barrier to various biotic and abiotic stresses and also regulates water flow from the external environment.1 A biopolyester (cutin) and long-chain fatty acids (waxes) form the principal structural framework of the cuticle; the functional integrity of the cuticular layer depends on the outer 'epicuticular' layer as well as the blend consisting of the cutin biopolymer and 'intracuticular' waxes.2 Herein, we describe a comprehensive protocol to extract waxes exhaustively from commercial tomato (Solanum lycopersicum) fruit cuticles or to remove epicuticular and intracuticular waxes sequentially and selectively from the cuticle composite. The method of Jetter and Sch&auml;ffer (2001) was adapted for the stepwise extraction of epicuticular and intracuticular waxes from the fruit cuticle.3,4 To monitor the process of sequential wax removal, solid-state cross-polarization magic-angle-spinning (CPMAS) 13C NMR spectroscopy was used in parallel with atomic force microscopy (AFM), providing molecular-level structural profiles of the bulk materials complemented by information on the microscale topography and roughness of the cuticular surfaces. To evaluate the cross-linking capabilities of dewaxed cuticles from cultivated wild-type and single-gene mutant tomato fruits, MAS 13C NMR was used to compare the relative proportions of oxygenated aliphatic (CHO and CH2O) chemical moieties.
Exhaustive dewaxing by stepwise Soxhlet extraction with a panel of solvents of varying polarity provides an effective means to isolate wax moieties based on the hydrophobic characteristics of their aliphatic and aromatic constituents, while preserving the chemical structure of the cutin biopolyester. The mechanical extraction of epicuticular waxes and selective removal of intracuticular waxes, when monitored by complementary physical methodologies, provides an unprecedented means to investigate the cuticle assembly: this approach reveals the supramolecular organization and structural integration of various types of waxes, the architecture of the cutin-wax matrix, and the chemical composition of each constituent. In addition, solid-state 13C NMR reveals differences in the relative numbers of CHO and CH2O chemical moieties for wild-type and mutant red ripe tomato fruits. The NMR techniques offer exceptional tools to fingerprint the molecular structure of cuticular materials that are insoluble, amorphous, and chemically heterogeneous. As a noninvasive surface-selective imaging technique, AFM furnishes an effective and direct means to probe the structural organization of the cuticular assembly on the nm-&mu;m length scale.

Aerial plant organs are protected by the cuticle, a supramolecular biopolyester-wax assembly. We present protocols to monitor selective removal of epi- and intracuticular waxes from tomato fruit cuticles on molecular and micro scales by solid-state NMR and atomic force microscopy, respectively, and to assess the cross-linking capacity of engineered cuticular biopolyesters.

בידוד מחקר Biophysical של cuticles פירות

The cuticle, a hydrophobic protective layer on the aerial parts of terrestrial plants, functions as a versatile defensive barrier to various biotic and ...

Fruit Volatile Analysis Using an Electronic Nose

Numerous and diverse physiological changes occur during fruit ripening, including the development of a specific volatile blend that characterizes fruit aroma. Maturity at harvest is one of the key factors influencing the flavor quality of fruits and vegetables1. The validation of robust methods that rapidly assess fruit maturity and aroma quality would allow improved management of advanced breeding programs, production practices and postharvest handling. 
Over the last three decades, much research has been conducted to develop so-called electronic noses, which are devices able to rapidly detect odors and flavors2-4. Currently there are several commercially available electronic noses able to perform volatile analysis, based on different technologies. The electronic nose used in our work (zNose, EST, Newbury Park, CA, USA), consists of ultra-fast gas chromatography coupled with a surface acoustic wave sensor (UFGC-SAW). This technology has already been tested for its ability to monitor quality of various commodities, including detection of deterioration in apple5; ripeness and rot evaluation in mango6; aroma profiling of thymus species7; C6 volatile compounds in grape berries8; characterization of vegetable oil9 and detection of adulterants in virgin coconut oil10. 
This system can perform the three major steps of aroma analysis: headspace sampling, separation of volatile compounds, and detection. In about one minute, the output, a chromatogram, is produced and, after a purging cycle, the instrument is ready for further analysis. The results obtained with the zNose can be compared to those of other gas-chromatographic systems by calculation of Kovats Indices (KI). Once the instrument has been tuned with an alkane standard solution, the retention times are automatically converted into KIs. However, slight changes in temperature and flow rate are expected to occur over time, causing retention times to drift. Also, depending on the polarity of the column stationary phase, the reproducibility of KI calculations can vary by several index units11. A series of programs and graphical interfaces were therefore developed to compare calculated KIs among samples in a semi-automated fashion. These programs reduce the time required for chromatogram analysis of large data sets and minimize the potential for misinterpretation of the data when chromatograms are not perfectly aligned.
We present a method for rapid volatile compound analysis in fruit. Sample preparation, data acquisition and handling procedures are also discussed.

A rapid method for volatile compound analysis in fruit is described. The volatile compounds present in the headspace of a homogenate of the sample are rapidly separated and detected with ultra-fast gas chromatography (GC) coupled with a surface acoustic wave (SAW) sensor. A procedure for data handling and analysis is also discussed.

פרי ניתוח נדיפים באמצעות האף האלקטרוני

Numerous and diverse physiological changes occur during fruit ripening, including the development of a specific volatile blend that characterizes fruit ...

Optimized Protocol for Retinal Wholemount Preparation for Imaging and Immunohistochemistry

Working with delicate tissue can be a complicating factor when performing immunohistochemical assessment. Here, we present a method that utilizes a ring-supported hydrophilized PTFE membrane to provide structural support to both living and fixed tissue during immunohistochemical processing, which allows for the use of a variety of protocols that would otherwise cause damage to the tissue. First, this is demonstrated with bolus loading of fluorescent markers into living retinal tissue. This method allows for quick visualization of targeted structures, while the membrane support maintains tissue integrity during the injection and allows for easy transfer of the preparation for further imaging or processing.
Second, a procedure for antibody staining in tissue fixed with carbodiimide is described. Though paraformaldehyde fixation is more common, carbodiimide fixation provides a superior substrate for the visualization of synaptic proteins. A limitation of carbodiimide is that the resulting fixed tissue is relatively fragile; however, this is overcome with the use of the supporting membrane. Retinal tissue is used to demonstrate these techniques, but they may be applied to any fragile tissue.

The protocol described here is for structural assessment of a wholemount retinal preparation. This includes descriptions of tissue dissection, mounting onto a hydrophilized polytetrafluoroethylene (PTFE) membrane insert, bolus loading with fluorescent markers, and a comparison of fixation with carbodiimide and paraformaldehyde for immunohistochemical analysis of cellular and synaptic components.

פרוטוקול אופטימלי עבור רשתית Wholemount הכנה להדמיה ואימונוהיסטוכימיה

Working with delicate tissue can be a complicating factor when performing immunohistochemical assessment. Here, we present a method that utilizes a ...

Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in agronomic practices resulted in serious outbreaks of stable flies in several countries. These outbreaks disrupted livestock production and human recreation resulting in public demands for increasing research and management efforts for this pest. A simple and inexpensive procedure for rearing stable flies for laboratory studies is presented. The procedure uses locally available diet components, equipment and supplies. The procedure can be adapted for rearing other muscoid flies including face fly (Musca autumnalis), horn fly (Haematobia irritans), and house fly (Musca domestica). The procedure produces stable fly puparia averaging 12.5 mg and ~35% egg to adult survival. Approximately 3000 flies are produced in each pan.

A procedure for rearing stable flies (Stomoxys calcitrans) is presented. The procedure uses locally available materials for diet components, equipment and supplies.

מעבדה לגידול של אחרים Muscoid Diptera והזבובים יציב

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in ...

Simple Homemade Tools to Handle Fruit Flies&#8212;Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in practice, as adult flies fly. Demonstrated here is how to make some simple and cost-effective tools to address difficult issues in the handling of Drosophila. Holes in foam stoppers are made and pipette tips or funnels are inserted into the holes. Flies then move only in one direction into the pipette tip/funnel assemblage, allowing efficient control of the transfer of adult Drosophila into or out of a vial. Existing protocols have been modified for cool-anesthetizing flies by chilling in crushed ice and transferring them onto a cold, hard icepack surface. The icepack is covered with a piece of medical gauze that keeps immobilized flies from the condensed water when examined under a stereomicroscope. The flies are finally euthanized for counting and sorting or discarded by microwaving. A bottle-shaped cage has also been developed for collecting eggs, as well as a labor-saving device and accompanying protocol for cleaning glass culture vials.

Simple Homemade Tools to Handle Fruit Flies&amp;#8212;&lt;em&gt;Drosophila melanogaster&lt;/em&gt;

Described here is the use of several homemade tools to transfer, chill, and kill adult Drosophila, as well as to clean glass culture vials and collect eggs. These tools are easy to make and are rather efficient in handling Drosophila.

כלים ביתיים פשוטים לטיפול בזבובי פירות-דרוסופילה מלאנוסטר

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in ...

Topical Application Bioassay to Quantify Insecticide Toxicity for Mosquitoes and Fruit Flies

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. Insecticide resistance surveillance of mosquito populations is typically done through Centers for Disease Control and Prevention (CDC) bottle bioassays or World Health Organization (WHO) tube tests. However, these methods can result in a high degree of variability in mortality data due to variable insecticide contact with&#160;the insect, the relatively small numbers of organisms tested, extensive variation in mass between populations, and constantly changing environmental conditions, leading to variable outcomes. This paper presents the topical application bioassay, adapted as a high-throughput phenotypic bioassay for both mosquitoes and fruit flies, to test large numbers of insects along&#160;a range of insecticide concentrations.
This assay 1) ensures consistent treatment and insecticide contact with every organism, 2) produces highly specific dose-response curves that account for differences in average mass between strains and sexes (which is particularly important for field-collected organisms), and 3) allows for the calculation of statistically rigorous median lethal doses (LD50), which are necessary for resistance ratio comparisons-an alternative surveillance approach from diagnostic dose mortality, which is also used for larvicide resistance surveillance. This assay will be a complementary tool for accurately phenotyping mosquito populations and, as illustrated using fruit flies, is easily adaptable for use with other insects. We argue that this assay will help fill the gap between genotypic and phenotypic insecticide resistance in multiple insect species.

We describe the methodology and importance of the topical application bioassay to measure insecticide susceptibility in mosquitoes and fruit flies. The presented assay is high-throughput, utilizes insect mass-thus allowing for calculating a mass-relativized lethal dose instead of concentration-and likely has lower variability than other similar methods.

יישום אקטואלי Bioassay כדי לכמת רעילות קוטל חרקים עבור יתושים וזבובי פירות

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. ...

Methods for Rearing the Parasitoid Ganaspis brasiliensis, a Promising Biological Control Agent for the Invasive Drosophila suzukii

Native to East Asia, the spotted-wing drosophila, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), has established widely in the Americas, Europe, and parts of Africa over the last decade, becoming a devastating pest of various soft-skinned fruits in its invaded regions. Biological control, especially by means of self-perpetuating and specialized parasitoids, is expected to be a viable option for sustainable area-wide management of this highly mobile and polyphagous pest. Ganaspis brasiliensis Ihering (Hymenoptera: Figitidae) is a larval parasitoid that is widely distributed in East Asia, and has been found to be one of the most effective parasitoids of D. suzukii.
Following rigorous pre-introduction evaluations of its efficacy and potential non-target risks, one of the more host-specific genetic groups of this species (G1 G. brasiliensis) has been approved recently for introduction and field release in the United States and Italy. Another genetic group (G3 G. brasiliensis), which was also commonly found to attack D. suzukii in East Asia, may be considered for introduction in the near future. There is currently enormous interest in rearing G. brasiliensis for research or in mass-production for field release against D. suzukii. This protocol and associated video article describe effective rearing methods for this parasitoid, both on a small scale for research and a large scale for mass-production and field release. These methods may benefit further long-term research and use of this Asian-native parasitoid as a promising biological control agent for this global invasive pest.

Methods for Rearing the Parasitoid Ganaspis brasiliensis, a Promising Biological Control Agent for the Invasive Drosophila suzukii

Ganaspis brasiliensis-a larval parasitoid of Drosophila suzukii (a global invasive fruit crop pest)-has been approved or is considered for introduction into Europe and the United States for biological control of this pest. This article provides protocols for both small-scale and large-scale rearing of this parasitoid.

שיטות לגידול ה-Ganaspis brasiliensis הטפילי, חומר הדברה ביולוגי מבטיח לסוזוקי דרוזופילה הפולשני

Native to East Asia, the spotted-wing drosophila, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), has established widely in the Americas, Europe, ...

גידול צרעות נסוניה , נטולות חיידקים

Optimizing the Rearing Procedure of Germ-Free Wasps

Aseptic rearing technology is a method of culturing insects under sterile or almost sterile conditions, which can effectively eliminate the influence of external microorganisms on insect microbiota and thus promote the rapid development of insect microbiota research. Nasonia (wasp genus) is a parasitic wasp insect that has many advantages, such as a short lifespan, high genetic variation, easy operation, etc., and is widely used as an insect model system. Unlike antibiotic treatment, which can only reduce the number of microorganisms in animals, aseptic rearing techniques can control both the composition and quantity of microorganisms in animals, further facilitating the study of host-microbe interactions. However, previous versions of Nasonia rearing medium (NRM) have some defects and problems, such as a complex and time-consuming preparation process, easy contamination by bacteria or fungi, and short storage time. Therefore, this study solves these problems by optimizing the tools used in the NRM preparation process, storage conditions, and component ratios. The optimized medium could allow storage at -20 &#176;C for at least 3 months and eliminate the possibility of NRM contamination during feeding sterile wasps. This further improves the survival rate and health level of aseptic Nasonia, which is important for using Nasonia as a model for microbial research.

מחבר זרקור: אופטימיזציה של הליך הגידול של צרעות ללא חיידקים  

Nasonia wasp embryos were dissected from Lucillia sericata pupae after parasitization for 12-24 h and washed with alcohol and 10% sodium hypochlorite solution to obtain germ-free embryos. After rearing the germ-free embryos&#160;and supplying them with Nasonia rearing medium to grow and develop in vitro, germ-free Nasonia adults were obtained.

אופטימיזציה של הליך הגידול של צרעות נטולות חיידקים

Aseptic rearing technology is a method of culturing insects under sterile or almost sterile conditions, which can effectively eliminate the influence of ...