ברצוננו להודות Weinhold אנתוני וסטודנטים רבים שעבדו איתנו לאורך השנים עבור תמיכה טכנית, כמו גם הצעות לשיפור שלנו חרק לגידול הליכים.

1. אוסף ביצי (איור 1)
<ol><li>הכנת כוס מדרבן, מניחים בקצה אחד של בד ~ 500 מל הספל מלא במים חמים (~ 40 ° C). חופפים את צידי הכוס ותקן עם גומייה. מקפלים את קצוות הבד לקצה האחורי של הגביע.</li>
	<li>המקום מדרבן גביע בכלוב של בת 8-10 יום זבובים עבור הנקבה Gravid ה ~ 2 יציבה זבובים oviposit על הבד.</li>
	<li>הסר גביע מדרבן ביצי הכלוב ולשטוף את הבד egging לתוך סיר קטן עם בקבוק לחיץ לשטוף.</li>
</ol>2. מכינים פאן לגידול זחל
<ol><li>
להכין בינוני (כמויות פאן לגידול 1)
	<ol>
<li>לשלב סובין חיטה (500 גרם), שבבי עץ (200 גרם), ארוחה דגים (115 גרם) במחבת צלחת פלסטיק 10 L ומערבבים היטב.</li>
		<li>להוסיף מים (~ 25 ° C, 1600 mL) אמוניום ביקרבונט (50 גרם) ומערבבים עד התפרקה.</li>
		<li>להוסיף מים פתרון החומרים היבשים ולערבב להבטיח שום חומר unwetted. רמה בינונית בסיר אבל לא לדחוס.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
להוסיף ביצים לטוס יציב
	<ol>
<li>להפוך פארו רדוד בינוני אורך המחבת.</li>
		<li>להפקיד 1 מ"ל של ביצי זבוב יציב (~ 8,000 ביצים) בפארו עם ביצה פיפטה (איור 2). הערה: ביצה פיפטה שנעשו על ידי חיתוך של פיפטה בוגר פלסטיק בנקודה הרצויה, הוספת 100 mesh מסך והדבקה פיפטה שוב ביחד.</li>
		<li>מכסה ביצים עם שכבה דקה של המדיום כדי למנוע לייבוש.</li>
		<li>לכסות את המחבת עם הכריות, לסגור עם גומייה, תווית. מניחים סירים בחדר זחל (23 ± 2 ° C, 30%-50% RH, 12:12 [L:D] h photoperiod). הערה: התפתחות הזחל לוקח 10-14 ימים ממועד ההטלה.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. הגולמי עיבוד, הזחלים העבר אל הקצה של המדיום 7 – 9 ימים לאחר ההטלה ואת Pupariate לפי ימים 13 או 14
<ol><li>Puparia סקופ, נמצא בעיקר בקצוות של שניקית את הקרום מתפתח על פני השטח של המדיום, את והניח במחבת נקייה.</li>
	<li>למלא פאן, puparia, ½ ל ¾ מלאה במים. לשבור את הגושים של puparia, בינוני. סובין חיטה ורכיבים חלבון של המדיום לשקוע תוך כדי puparia > לצוף יום בן19.</li>
	<li>הסרת חומרים צפים, puparia ורכיבים מסוימים בינונית עם מסננת, שטיפת דרך סדרה של הנפות (מס ' 5, #7, #12, #20) כדי להסיר בינוני הנותרים. המסננת #12 אוספת את puparia ושומר #20 פסולת מוצקה מלהיכנס לטמיון. לשטוף puparia בין הנפות עם ריסוס הכיור.</li>
	<li>לשטוף puparia, בתוך המסננת #12, לתוך מחבת נקייה. למלא את המחבת ½ מלא במים. שופכים puparia צף לתוך מסננת ולאפשר את המים העודפים לנקז.</li>
	<li>העברת גמע puparia למסך ייבוש עם מאוורר ולהשאיר עד יבש (איור 3).</li>
</ol>4. הגולמי מדף, שיטה חלופית עבור איסוף Puparia הוא עם מדף הגולמי18
הערה: המדף עשוי פיסת פלסטיק גזור מהקצה של מחבת מאכל 10 L (10.2 ס מ גובה x 10.2 ס מ x 31.9 ס מ).
<ol><li>להכין בינוני כפי שמתואר 2.1. להתחדד בינונית במחבת מקצה אחד עמוק על ס"מ ~2.5 ס"מ ~7.5 עמוק בצד השני.</li>
	<li>
במקום מדף על בינוני במים הרדודים של פאן לגידול, הקלטת כדי למנוע את הזחלים זוחל לצד המדף (איור 4).
	<ol>
<li>עיתוני ספוג (~14.5 x 9.0 x 4.5 ס מ3, תאית regenerated) לעטוף אותו מטלית ספוגה מים (30.5 x 42 ס מ2, כותנה) ובמקום על המדף בערך חצי סנטימטר של המדיום.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
להוסיף ביצים, כמתואר ב- 2.2 והמשך כמו קודם.
	<ol>
<li>בדוק מחבתות מדי יום כדי להבטיח הספוג יישאר לח.</li>
	</ol>
</li>
	<li>שטיפה puparia מן המדף, ספוג בד לתוך תבשיל נקי במחבת ויוצקים לתוך מסננת 14 ימים לאחר ההטלה.</li>
</ol>5. בקרת איכות
<ol><li>שוקלים כל puparia מיוצר פאן (wt סה כ.).</li>
	<li>לבודד 100 puparia, שוקל והניח 9 ס מ פטרי.</li>
	<li>מבוגרים רוזן וסקס ~ 5 – 8 ימים מאוחר יותר כדי לקבוע שיעור הופעתה ואת יחס. חנות צלחות פטרי עם הבוגרים במקפיא לספירת במועד מאוחר יותר אם יש צורך. זבובים מחולקים למינים לפי הצורה של העיניים שלהם ואת הרוחב של צלחת fronto-מסלולית20 או איברי המין תחת הגדלה נמוכה.</li>
	<li>משקל סה כ רשומות, במשקל של 100 puparia, ומספר המתגלים מהזכרים הבוגרים.</li>
</ol>6. הכנת דם
<ol><li>לאסוף דם טרי שור מטבחיים המקומי בדליים 19 L המכיל 70 גר' נתרן ציטראט tribasic וגופרית והרכבו של 500 מ ל מים. מערבבים דם נמרצות למשך 5 – 10 דקות וחזר אל המעבדה.</li>
	<li>זן דם דרך מסננת כדי להסיר קרישי ומחולק לתוך מיכלים 2 ל', תווית עם התאריך של אוסף וחנות במקפיא (-20 ° C).</li>
	<li>הסר מיכל מן המקפיא ומקום במקרר 2 ימים לפני הצורך. דם יכול לשמש עבור ~ 2 שבועות פעם הקרת, המאוחסן במקפיא עד 1 שנה.</li>
</ol>7. בוגר תחזוקה
<ol><li>להכין את הכלובים, הקו התחתון כלוב עם קצבים כדי להקל על ניקוי.</li>
	<li>מקום 50 גר' יבש הגלמים לטוס יציב (~ 3,500) בכל כלוב. מבוגרים eclose כמה שעות עד כמה ימים לאחר העיבוד הגולמי.</li>
	<li>המקום דם טרי ספוג מפית נשית על גג הכלוב כל האכלה. להתחיל האכלה בתוך 24 שעות של וגיחתו למבוגרים וחזור מדי יום עד יום לפני ההטלה (9 – 10 ימים לאחר הופעתם).</li>
	<li>לאחר ההטלה (סעיף 1), למקם את הכלוב במקפיא במשך 4-8 h, לנקות לאחר מכן על ידי הסרת את הנייר, שטיפה frass מן הצדדים קומה עם מים חמים, קרצוף כל המשטחים עם אבקת כביסה, כלור. לשטוף את הכלובים עם מים חמים, אפשר להתייבש.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Cook, D. F., Dadour, I. R., Keals, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stable+fly,+house+fly+(Diptera:+Muscidae),+and+other+nuisance+fly+development+in+poultry+litter+associated+with+horticultural+crop+production.">Stable fly, house fly (Diptera: Muscidae), and other nuisance fly development in poultry litter associated with horticultural crop production.</a> J. Econ. Entomol. 92 (6), 1352-1357 (1999).</li><li>Dominghetti, T. F., de Barros, A. T., Soares, C. O., Can&#231;ado, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stomoxys+calcitrans+(Diptera:+Muscidae)+outbreaks:+current+situation+and+future+outlook+with+emphasis+on+Brazil.">Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae) outbreaks: current situation and future outlook with emphasis on Brazil.</a> Rev. Bras. Parasitol. Vet. 24 (4), 387-395 (2015).</li><li>Sol&#243;rzano, J. -. A., Guilles, J., Bravo, O., Vargas, C., Gomez-Bonilla, Y., Bingham, G., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biology+and+trapping+of+stable+flies+(Diptera:+Muscidae)+developing+in+pineapple+residues+(Ananas+comosus)+in+Costa+Rica.">Biology and trapping of stable flies (Diptera: Muscidae) developing in pineapple residues (Ananas comosus) in Costa Rica.</a> J. Insect Sci. 15 (1), 145 (2015).</li><li>Berry, I. L., Stage, D. A., Campbell, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Populations+and+economic+impacts+of+stable+flies+on+cattle.">Populations and economic impacts of stable flies on cattle.</a> Trans. Am. Soc. Agric. Eng. 26, 873-877 (1983).</li><li>Taylor, D. B., Vreysen, J., Hendrichs, R., Cardoso Pereira, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Area-wide+management+of+stable+flies.">Area-wide management of stable flies.</a> Area-wide management of insect pests. , (2017).</li><li>Bishopp, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+stable+fly+(Stomoxys+calcitrans+L.),+an+important+live+stock+pest.">The stable fly (Stomoxys calcitrans L.), an important live stock pest.</a> J.Econ. Entomol. 6 (1), 112-126 (1913).</li><li>Hogsette, J. A., Ruff, J. P., Jones, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stable+fly+biology+and+control+in+northwest+Florida.">Stable fly biology and control in northwest Florida.</a> J. Agric. Entomol. 4 (1), 1-11 (1987).</li><li>Lysyk, T., Kalischuk-Tymensen, L., Selinger, L., Lancaster, R., Wever, L., Cheng, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+stable+fly+larvae+(Diptera:+Muscidae)+on+an+egg+yolk+medium.">Rearing stable fly larvae (Diptera: Muscidae) on an egg yolk medium.</a> J. Med. Entomol. 38, 382-388 (1999).</li><li>Romero, A., Broce, A., Zurek, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+bacteria+in+the+oviposition+behaviour+and+larval+development+of+stable+flies.">Role of bacteria in the oviposition behaviour and larval development of stable flies.</a> Med. Vet. Entomol. 20, 115-121 (2006).</li><li>Glaser, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+flies+for+experimental+purposes+with+biological+notes.">Rearing flies for experimental purposes with biological notes.</a> J. Econ. Entomol. 17 (4), 486-496 (1924).</li><li>Melvin, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiological+studies+on+the+effect+of+flies+and+fly+sprays+on+cattle.">Physiological studies on the effect of flies and fly sprays on cattle.</a> J. Econ. Entomol. 25 (6), 1151-1164 (1932).</li><li>Doty, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Convenient+method+of+rearing+the+stable+fly.">Convenient method of rearing the stable fly.</a> J. Econ. Entomol. 30 (2), 367-369 (1937).</li><li>Bridges, A. C., Spates, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Larval+medium+for+the+stable+fly+Stomoxys+calcitrans+(L.).">Larval medium for the stable fly Stomoxys calcitrans (L.).</a> Southwest. Entomol. 8 (1), 6-10 (1983).</li><li>Hogsette, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+diets+for+production+of+house+flies+and+stable+flies+(Diptera:+Muscidae)+in+the+laboratory.">New diets for production of house flies and stable flies (Diptera: Muscidae) in the laboratory.</a> J. Econ. Entomol. 85 (6), 2291-2294 (1992).</li><li>McGregor, W. S., Dreiss, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+stable+flies+in+the+laboratory.">Rearing stable flies in the laboratory.</a> J. Econ. Entomol. 48 (3), 327-328 (1955).</li><li>Goodhue, L. D., Cantrel, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+vermiculite+in+medium+for+stable+fly+larvae.">The use of vermiculite in medium for stable fly larvae.</a> J. Econ. Entomol. 51 (2), 250 (1958).</li><li>Friesen, K., Berkebile, D. R., Zhu, J. J., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Augmenting+laboratory+rearing+of+stable+fly+(Diptera:+Muscidae)+larvae+with+ammoniacal+salts.">Augmenting laboratory rearing of stable fly (Diptera: Muscidae) larvae with ammoniacal salts.</a> J. Insect Sci. 17 (1), 1-6 (2017).</li><li>Berkebile, D. R., Weinhold, A. P., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+for+collecting+clean+stable+fly+(Diptera:Muscidae)+pupae+of+known+age.">A new method for collecting clean stable fly (Diptera:Muscidae) pupae of known age.</a> Southwest. Entomol. 34 (4), 469-476 (2009).</li><li>Champlain, R. A., Fisk, F. W., Dowdy, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Some+improvements+in+rearing+stable+flies.">Some improvements in rearing stable flies.</a> J. Econ. Entomol. 47 (5), 940-941 (1954).</li><li>Zumpt, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The stomoxyine biting flies of the world. , (1973).</li><li>Wienhold, B. J., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Substrate+properties+of+stable+fly+(Diptera:+Muscidae)+developmental+sites+associated+with+round+bale+hay+feeding+sites+in+eastern+Nebraska.">Substrate properties of stable fly (Diptera: Muscidae) developmental sites associated with round bale hay feeding sites in eastern Nebraska.</a> Environ. Entomol. 41 (2), 213-221 (2012).</li><li>Friesen, K., Berkebile, D. R., Wienhold, B. J., Durso, L., Zhu, J., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Environmental+parameters+associated+with+stable+fly+(Diptera:+Muscidae)+development+at+hay+feeding+sites.">Environmental parameters associated with stable fly (Diptera: Muscidae) development at hay feeding sites.</a> Environ. Entomol. 45 (3), 570-576 (2016).</li><li>Albuquerque, T. A., Zurek, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+changes+in+the+bacterial+community+of+animal+feces+and+their+correlation+with+stable+fly+oviposition,+larval+development,+and+adult+fitness.">Temporal changes in the bacterial community of animal feces and their correlation with stable fly oviposition, larval development, and adult fitness.</a> Front. Microbiol. 5 (590), 1-9 (2014).</li><li>Bailey, D. L., Whitfield, T. L., LaBrecque, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laboratory+biology+and+techniques+for+mass+producing+the+stable+fly,+Stomoxys+calcitrans+(L.)+(Diptera:+Muscidae).">Laboratory biology and techniques for mass producing the stable fly, Stomoxys calcitrans (L.) (Diptera: Muscidae).</a> J. Med. Entomol. 12 (2), 189-193 (1975).</li><li>Smith, J. P., Hall, R. D., Thomas, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Field+studies+on+mortality+of+the+immature+stages+of+the+stable+fly+(Diptera:+Muscidae).">Field studies on mortality of the immature stages of the stable fly (Diptera: Muscidae).</a> Environ. Entomol. 14 (6), 881-890 (1985).</li></ol>

המחברים אין לחשוף.

זבובים יציבה ניתן למצוא פיתוח במגוון רחב של סובסטרטים בטבע והתחנכו יכולים להיות סוגים רבים של מדיה במעבדה. השתמשנו שבבי עץ, ורמיקוליט כמו bulking סוכנים. ורמיקוליט עבד, אבל עשה הפרדת puparia של גידול בינוני קשה, היה יקר (~$0.60/pan). אולי בגלל הקשיחות נוסף של הפרדת puparia של המדיום, וגיחתו היה גם נמוך עם ור...

זבובים יציבה, Stomoxys calcitrans (ל'), הם זבובים hematophagous עקיצות מכאיבות אשר לשבש את התנהגות רועה צאן, לגרום לכאב, סבל כדי בת זוג בעלי חיים וכן לשבש פעילויות פנאי בני אדם ברחבי העולם. זבובים יציב ילדותי להתפתח ההתססה עניין וגטטיבית, מזוהם לעתים קרובות עם פסולת בעלי חיים. שינוי שיטות האגרונומי של יבולים יצרו התפרצויות רציניות של זבובים יציב יבול משקעים, ירקות אוסטרליה1, קני סוכר ברזיל2, ואננס קוסטה ריקה3. למרות 14 זבובים יציבה לכל בעלי חיים נחשבים הסף כלכלית4, תצפיות של יותר מ-2,000 זבובים לכל חיה שנעשו במהלך התפרצויות האחרונות5. רמות התפשטות להפחית את הפרודוקטיביות המארח כדי קרוב לאפס והוא יכול לגרום לתמותה6. בעקבות התפרצויות agronomically המשויך, זבובים יציב מקבלים עניין מחודש, הביקוש מעבדה מושבות גדל באופן דרמטי.
לגבי כל holometamorphic חרקים, זבובים יציב להשיג את כל החומרים המזינים הדרושים לצמיחה במהלך השלב לא בשלה או זחל. לכן, מרכיב חשוב של מערכת rearing הוא זחל דיאטה או המצע. הזחלים לטוס יציב נצפו פיתוח במגוון רחב של סובסטרטים ב השדה7 והם תלויים הקהילה מיקרוביאלית של המצע8,9. מצעים זחל טבעי מורכבים בעיקר מפרקים או ההתססה חומרים וגטטיבי לעיתים קרובות מזוהם עם פסולת חנקני.
לגידול מעבדה, יציב סובסטרטים זחל לטוס מורכבים בדרך כלל וגטטיבי בחומר, מקור נוסף חנקן. חומרים רבים שימשו דיאטות זחל לטוס יציב. תזונת הזחל הראשונה חיקה מצעים טבעיים וכללה ההתססה שיבולת שועל קש ו סוס או פרה זבל10,11. מקורות פחמימות כוללים חיטה סובין12,13,14, אספסת ארוחה12,13,14 , ניסוח המסחרי שפותחה על ידי התמחויות כימי יצרני האגודה (CSMA, 33% סובין חיטה, ארוחה אספסת 27%, 40% קבלת שמרי בגרגרים)13,14,15,16. מקורות חנקן כוללים שמרים ההשעיה12, קמח דגים, אמוניום ביקרבונט17. חומרים אינרטיים bulking כלולים לעיתים קרובות דיאטות כולל קליפות שיבולת שועל12, פסולת13, ורמיקוליט16,13,שבבי עץ18 ו מגורען קליפות בוטנים14.
אחת ממטרותיהם העיקריות מעבדה לגידול היא לייצר מוצר דומה גם פיזיולוגית "סוג הפרוע" ככל האפשר כדי בכך שמוכר יפיקו תוצאות שיקוף של אוכלוסיות שדה. פעולה זו דורשת כי ב מטלטלין ומבחר ניתן למזער לשמור גנטי גיוון ומשאבים תזונתי להיות דומות לאלה בשטח. מטרות משניות הם כדי למזער את העבודה והוצאות. רכיב מרכזי של צמצום הוצאות הוא השימוש של רכיבי תזונה מקומי זמין. הזבוב יציבים לגידול מערכת הציג פותחה כדי עונים על קריטריונים אלה.

<table><tbody><tr><td>Diamalt</td><td>Premier Malt Products, Inc., Saddle Brook, NJ</td><td>2540</td><td></td></tr><tr><td>CSMA Fly media</td><td>Purina Animal Nutrition, Arden Hills, MN</td><td>5S6Z</td><td></td></tr><tr><td>Thin Maxi Pad</td><td>The Tranzonic Co., Cleveland, OH, USA</td><td>5001M</td><td></td></tr><tr><td>Calf Manna</td><td>MannaPro, Chesterfield, MO, USA</td><td>Manna Pro</td><td></td></tr><tr><td>Ammonium Bicarbonate</td><td>Spectrum Chemical Manufacturing Corp, Gardena, CA</td><td>A1125</td><td></td></tr><tr><td>Wheat bran, Coarse</td><td>Siemer Milling Company, Teutopolis, IL</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wood shavings</td><td>Tractor Supply Company, Brentwood, TN</td><td>502770699</td><td></td></tr><tr><td>Fishmeal</td><td>Consumer Supply Distributing, North Sioux City, SD</td><td>F1550</td><td></td></tr><tr><td>Adult cages</td><td>All Aluminum Window Company, Lincoln, Ne</td><td>Custom</td><td>45 &amp;times; 45 &amp;times; 45 cm, 18 &amp;times; 16 mesh aluminum screen, stockinette access</td></tr><tr><td>9 &amp;times; 28 cm black cotton cloth</td><td>Robert Kaufman Fabrics, Los Angeles, CA</td><td>K040-114</td><td>Egging cloth</td></tr><tr><td>10 L plastic dish pans</td><td>Rubbermaid, Saratoga Springs, NY</td><td>FG2951ARWHT</td><td>Larval pans</td></tr><tr><td>Stockinette, Cotton, 12 inch x 25 yard roll</td><td>Tex-Care Medical Company, Burlington, NC</td><td>91311-225</td><td></td></tr></tbody></table>

laboratory rearing of stable flies and other muscoid diptera

זבובים יציבה, Stomoxys calcitrans, הם מזיקים רציני של בעלי חיים, בני אדם, חיות מחמד וחיות ברחבי העולם. במהלך השנים האחרונות 20 + שינויים בשיטות אגרונומית הביא התפרצויות רציניות של זבובים יציב במספר מדינות. התפרצויות אלו משובשות רעייה ונופש האנושית וכתוצאה מכך דרישות הציבור להגברת מאמצי מחקר וניהול של המזיק הזה. הליך פשוט וזול לגידול זבובים יציב במחקרי מעבדה מוצג. ההליך משתמש רכיבי תזונה מקומי זמין, ציוד ואספקה. ההליך יכול להתאים לגידול שאר הזבובים muscoid כולל הפנים זבוב (זבוב רפואי), זבוב הורן (Haematobia irritans) של זבוב הבית (זבוב דומסטיקה). ההליך מייצרת puparia לטוס יציב ממוצע של 12.5 מ"ג ו ~ 35% ביצה להישרדות למבוגרים. זבובים כ 3000 מיוצרים כל פאן.

הזחלים pupariate 10-14 ימים, מבוגרים להגיח 14 – 16 ימים לאחר ההטלה. משך דור, ביצה, הוא ~ 24 ימים. גידול נתונים עבור מאי 2013 עד ינואר 2017 עם שלושה סוכנים bulking שונים, אוחדו שתי המושבות מוצגים באיור5. קוטונווד נתן את התשואה הטובה ביותר, 3867 ±1442 (<img alt="Equation" src="/files/ftp_upload/57341/57341eq1.j...

Watch this Scientific Journal Video about Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera at JoVE.com

Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

הליך לגידול יציב זבובים (Stomoxys calcitrans) מוצג. ההליך משתמשת בחומרים זמינים באופן מקומי עבור רכיבי תזונה, ציוד ואספקה.

מעבדה לגידול של אחרים Muscoid Diptera והזבובים יציב

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in ...

laboratory-rearing-of-stable-flies-and-other-muscoid-diptera

Research

JoVE Journal

Biology

8.5K Views.  ARS-USDA. הליך לגידול יציב זבובים (Stomoxys calcitrans) מוצג. ההליך משתמשת בחומרים זמינים באופן מקומי עבור רכיבי תזונה, ציוד ואספקה.

Video: Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

Rearing and Long-Term Maintenance of Eristalis tenax Hoverflies for Research Studies

With an estimated 6000 species worldwide, hoverflies are ecologically important as alternative pollinators to domesticated honeybees. However, they are also a useful scientific model to study motion vision and flight dynamics in a controlled laboratory setting. As the larvae develop in organically polluted water, they are useful models for investigating investment in microbial immunity. While large scale commercial breeding for agriculture already occurs, there are no standardized protocols for maintaining captive populations for scientific studies. This is important as commercial captive breeding programs focusing on mass output during peak pollination periods may fail to provide a population that is consistent, stable and robust throughout the year, as is often needed for other research purposes. Therefore, a method to establish, maintain and refresh a captive research population is required. Here, we describe the utilization of an artificial hibernation cycle, in addition to the nutritional and housing requirements, for long term maintenance of Eristalis tenax. Using these methods, we have significantly increased the health and longevity of captive populations of E. tenax compared to previous reports. We furthermore discuss small scale rearing methods and options for optimizing yields and manipulating population demographics.

Rearing and Long-Term Maintenance of Eristalis tenax Hoverflies for Research Studies

The overall goal of these procedures is to establish, maintain and refresh a captive population of Eristalis tenax in a research setting.

לגידול ואחזקה ארוך טווח של רקבן הבוץ Hoverflies למטרות מחקר

With an estimated 6000 species worldwide, hoverflies are ecologically important as alternative pollinators to domesticated honeybees. However, they are ...

Environment

Reproducible dsRNA Microinjection and Oviposition Bioassay in Mosquitoes and House Flies

Synthetic dsRNAs, used to induce RNA interference, may have dose dependent phenotypic effects. These effects are difficult to define if the dsRNAs are delivered using a non-quantitative method. Accurate delivery of known quantities of nucleic acids or other chemicals is critical to measure the efficacy of the compound being tested and to allow reliable comparison between compounds.
Here we provide a reproducible, quantitative microinjection protocol that ensures accurate delivery of specific doses of dsRNA, reducing the mortality typically induced by injection injury. These modifications include the addition of Rhodamine B, a graduated injection needle, and an improved recovery method borrowed from Isoe and Collins. This method allows calculation of dose responses and facilitates comparisons between compounds. Versions of this method have been successfully used on three genera of mosquitoes as well as house flies to assess the reduction in fecundity resulting from gene silencing of ribosomal RNA transcripts.
This protocol provides strategies to reduce several challenges of small insect microinjection. Together, mechanical delivery of dsRNAs accompanied by visual verification, identification of effective locations for delivery, and inclusion of a post-injection recovery period ensure accurate dosing and low injury mortality. This protocol also describes an oviposition bioassay for uniform determination of effects on fecundity.

This protocol describes a microinjection methodology that we have standardized and used for several years to deliver specific quantities of nucleic acids directly to the hemolymph of mosquitoes and house flies. This protocol results in minimal injection mortality and allows dose correlated measurements of fecundity.

DsRNA לשחזור Microinjection, ההטלה Bioassay של יתושים וזבובים הבית

Synthetic dsRNAs, used to induce RNA interference, may have dose dependent phenotypic effects. These effects are difficult to define if the dsRNAs are ...

Flying Insect Detection and Classification with Inexpensive Sensors

An inexpensive, noninvasive system that could accurately classify flying insects would have important implications for entomological research, and allow for the development of many useful applications in vector and pest control for both medical and agricultural entomology. Given this, the last sixty years have seen many research efforts devoted to this task. To date, however, none of this research has had a lasting impact. In this work, we show that pseudo-acoustic optical sensors can produce superior data; that additional features, both intrinsic and extrinsic to the insect&#8217;s flight behavior, can be exploited to improve insect classification; that a Bayesian classification approach allows to efficiently learn classification models that are very robust to over-fitting, and a general classification framework allows to easily incorporate arbitrary number of features. We demonstrate the findings with large-scale experiments that dwarf all previous works combined, as measured by the number of insects and the number of species considered.

We proposed a system that uses inexpensive, noninvasive pseudo-acoustic optical sensors to automatically and accurately detect, count, and classify flying insects based on their flying sound.

טיסה חרקים באיתור ובסיווג עם חיישנים זולים

An inexpensive, noninvasive system that could accurately classify flying insects would have important implications for entomological research, and allow ...

Bioengineering

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus (Sonan) is an important parasitoid of Tephritid fruit flies for at least two reasons. First, it is the one of only three opiine parasitoids known to infect the host during the egg stage1. Second, it has a wide range of potential fruit fly hosts. Perhaps due to its life history, F. arisanus has been a successfully used for biological control of fruit flies in multiple tropical regions2-4. One impediment to the wide use of F. arisanus for fruit fly control is that it is difficult to establish a stable laboratory colony5-9. Despite this difficulty, in the 1990s USDA researchers developed a reliable method to maintain laboratory populations of F. arisanus10-12. There is significant interest in F. arisanus biology13,14, especially regarding its ability to colonize a wide variety of Tephritid hosts14-17; interest is especially driven by the alarming spread of Bactrocera fruit fly pests to new continents in the last decade18. Further research on F. arisanus and additional deployments of this species as a biological control agent will benefit from optimizations and improvements of rearing methods. In this protocol and associated video article we describe an optimized method for rearing F. arisanus based on a previously described approach12. The method we describe here allows rearing of F. arisanus in a small scale without the use of fruit, using materials available in tropical regions around the world and with relatively low manual labor requirements.

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus is an egg-larval parasitoid of Tephritid fruit flies that is successfully used in biological control of these important tropical pests. We describe here an optimized protocol for rearing F. arisanus on a small scale using readily available materials.

פרוטוקול אופטימליים לגידול Fopius arisanus, טפיל של פירות Tephritid זבובים

Fopius arisanus (Sonan) is an important parasitoid of Tephritid fruit flies for at least two reasons. First, it is the one of only three opiine ...

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life cycle of Drosophila enables collection of large quantities of material from embryos, larvae, pupae and adult flies, in a synchronized way, at a low economic cost. A major strategy for propagating large numbers of flies is the use of a fly population cage. This useful and common tool in the Drososphila community is an efficient way to regularly produce milligrams to tens of grams of embryos, depending on uniformity of developmental stage desired. While a population cage can be time consuming to set up, maintaining a cage over months takes much less time and enables rapid collection of biological material in a short period. This paper describes a detailed and flexible protocol for the maintenance of a Drosophila melanogaster population cage, starting with 1.5 g of harvested material from the previous cycle.

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

This manuscript reports a detailed protocol for culturing, on a regular basis, a population of Drosophila melanogaster using a fly population cage.

תחזוקה של<em&gt; תסיסנית</em&gt; אוכלוסיית קייג

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life ...

Circadian Entrainment of Drosophila Melanogaster

Nearly universal among organisms, circadian rhythms coordinate biological activity to earth&#39;s orbit around the sun. To identify factors creating this rhythm and to understand the resulting outputs, entrainment of model organisms to defined circadian time-points is required. Here we detail a procedure to entrain many Drosophila to a defined circadian rhythm. Furthermore, we detail post-entrainment steps to prepare samples for immunofluorescence, nucleic acid, or protein extraction-based analysis.

Here, we detail how to synchronize Drosophila to a circadian day. This is the first, and most important step necessary for studying biological rhythms and chronobiology.

היממה של דרוסופילה מלנוגסטר

Nearly universal among organisms, circadian rhythms coordinate biological activity to earth&#39;s orbit around the sun. To identify factors creating this ...

Maintaining Laboratory Cultures of Gryllus bimaculatus, a Versatile Orthopteran Model for Insect Agriculture and Invertebrate Physiology

Gryllus bimaculatus (De Geer)&#160;is a large-bodied cricket distributed throughout Africa and Southern Eurasia where it is often wild-harvested as human food. Outside its native range, culturing G. bimaculatus is feasible due to its dietary plasticity, rapid reproductive cycle, lack of diapause requirement, tolerance for high-density rearing, and robustness against pathogens. Thus, G. bimaculatus can be&#160;a versatile model for studies of insect physiology, behavior, embryology, or genetics.
Cultural parameters, such as stocking density, within-cage refugia, photoperiod, temperature, relative humidity, and diet, all impact cricket growth, behavior, and gene expression and should be standardized. In the burgeoning literature on farming insects for human consumption, these crickets are frequently employed to evaluate candidate feed admixtures derived from crop residues, food-processing byproducts, and other low-cost waste streams.
To support ongoing experiments evaluating G. bimaculatus growth performance and nutritional quality in response to variable feed substrates, a comprehensive set of standard protocols for breeding, upkeep, handling, measurement, and euthanasia in the laboratory was developed and is presented here. An industry-standard cricket feed has proven nutritionally adequate and functionally appropriate for the long-term maintenance of cricket breeding stocks, as well as for use as an experimental control feed. Rearing these crickets at a density of 0.005 crickets/cm3 in screen-topped 29.3 L polyethylene cages at an average temperature of 27 &#176;C on a 12 light (L)/12 dark (D) photoperiod, with moistened coconut coir serving both as hydration source and oviposition medium has successfully sustained healthy crickets over a 2-year span. Following these methods, crickets in a controlled experiment yielded an average mass of 0.724 g 0.190 g at harvest, with 89% survivorship and 68.2% sexual maturation between stocking (22 days) and harvest (65 days).

Maintaining Laboratory Cultures of Gryllus bimaculatus, a Versatile Orthopteran Model for Insect Agriculture and Invertebrate Physiology

This paper outlines basic methods to standardize important factors such as density, feed availability, hydration source, and environmental controls for the long-term rearing of laboratory cultures of the edible cricket, Gryllus bimaculatus.

שמירה על תרביות מעבדה של Gryllus bimaculatus, מודל אורתופטרני רב-תכליתי לחקלאות חרקים ופיזיולוגיה של חסרי חוליות

Gryllus bimaculatus (De Geer)&#160;is a large-bodied cricket distributed throughout Africa and Southern Eurasia where it is often wild-harvested as human ...

Topical Application Bioassay to Quantify Insecticide Toxicity for Mosquitoes and Fruit Flies

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. Insecticide resistance surveillance of mosquito populations is typically done through Centers for Disease Control and Prevention (CDC) bottle bioassays or World Health Organization (WHO) tube tests. However, these methods can result in a high degree of variability in mortality data due to variable insecticide contact with&#160;the insect, the relatively small numbers of organisms tested, extensive variation in mass between populations, and constantly changing environmental conditions, leading to variable outcomes. This paper presents the topical application bioassay, adapted as a high-throughput phenotypic bioassay for both mosquitoes and fruit flies, to test large numbers of insects along&#160;a range of insecticide concentrations.
This assay 1) ensures consistent treatment and insecticide contact with every organism, 2) produces highly specific dose-response curves that account for differences in average mass between strains and sexes (which is particularly important for field-collected organisms), and 3) allows for the calculation of statistically rigorous median lethal doses (LD50), which are necessary for resistance ratio comparisons-an alternative surveillance approach from diagnostic dose mortality, which is also used for larvicide resistance surveillance. This assay will be a complementary tool for accurately phenotyping mosquito populations and, as illustrated using fruit flies, is easily adaptable for use with other insects. We argue that this assay will help fill the gap between genotypic and phenotypic insecticide resistance in multiple insect species.

We describe the methodology and importance of the topical application bioassay to measure insecticide susceptibility in mosquitoes and fruit flies. The presented assay is high-throughput, utilizes insect mass-thus allowing for calculating a mass-relativized lethal dose instead of concentration-and likely has lower variability than other similar methods.

יישום אקטואלי Bioassay כדי לכמת רעילות קוטל חרקים עבור יתושים וזבובי פירות

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. ...

Bradysia coprophila Lab Protocols and Chromosomal Research

Laboratory Maintenance of the Lower Dipteran Fly Bradysia (Sciara) coprophila: A New/Old Emerging Model Organism

Laboratory stocks of the lower dipteran fly, Bradysia (Sciara) coprophila, have been maintained for over a century. Protocols for laboratory upkeep of B. coprophila are presented here. These protocols will be useful for the rapidly increasing number of laboratories studying B. coprophila to take advantage of its unique biological features, which include (1) a monopolar spindle in male meiosis I; (2) non-disjunction of the X dyad in male meiosis II; (3) chromosome imprinting to distinguish maternal from paternal homologs; (4) germ line-limited (L) chromosomes; (5) chromosome elimination (paternal chromosomes in male meiosis I; one to two X chromosomes in early embryos; L chromosomes from the soma in early embryos); (6) sex determination by the mother (there is no Y chromosome); and (7) developmentally regulated DNA amplification at the DNA puff loci in larval salivary gland polytene chromosomes. 
It is now possible to explore these many unique features of chromosome mechanics by using the recent advances in sequencing and assembly of the B. coprophila genome and the development of transformation methodology for genomic engineering. The growing scientific community that uses B. coprophila for research will benefit from the protocols described here for mating the flies (phenotypic markers for mothers that will have only sons or only daughters; details of mass mating for biochemical experiments), checking embryo hatch, feeding larvae, and other comments on its rearing.

Author Spotlight: Exploring Bradysia coprophila's Unique Biology &#8211; A Guide to Laboratory Maintenance

This paper outlines the laboratory maintenance (including mating and feeding) of the lower dipteran fly Bradysia (Sciara) coprophila.

תחזוקת מעבדה של זבוב הדיפטרן התחתון Bradysia (Sciara) coprophila: אורגניזם מודל מתפתח חדש/ישן

Laboratory stocks of the lower dipteran fly, Bradysia (Sciara) coprophila, have been maintained for over a century. Protocols for laboratory upkeep of B. ...

Drosophila Maintenance

Drosophila melanogaster, commonly known as fruit flies, are a frequently used model organism for life science research. Although starting a collection of these critters may seem as easy as leaving a banana on your kitchen counter for too long, a productive fly colony in the lab requires careful husbandry and maintenance.
This video demonstrates the necessary steps for maintaining a healthy fly stock. The overview begins with the preparation and storage of the yeast and sugar-containing media on which flies feed. Next, the vessels most commonly used for housing Drosophila are shown, as well as how and when to move flies between these containers. Finally, the presentation also includes examples of the ways in which housing and feeding conditions are manipulated for biological experiments.

Maintenance and Husbandry of Drosophila melanogaster

דרוסופילים אחזקה

Drosophila melanogaster, commonly known as fruit flies, are a frequently used model organism for life science research. Although starting a collection of ...