ברצוננו להודות Weinhold אנתוני וסטודנטים רבים שעבדו איתנו לאורך השנים עבור תמיכה טכנית, כמו גם הצעות לשיפור שלנו חרק לגידול הליכים.

1. אוסף ביצי (איור 1)
<ol><li>הכנת כוס מדרבן, מניחים בקצה אחד של בד ~ 500 מל הספל מלא במים חמים (~ 40 ° C). חופפים את צידי הכוס ותקן עם גומייה. מקפלים את קצוות הבד לקצה האחורי של הגביע.</li>
	<li>המקום מדרבן גביע בכלוב של בת 8-10 יום זבובים עבור הנקבה Gravid ה ~ 2 יציבה זבובים oviposit על הבד.</li>
	<li>הסר גביע מדרבן ביצי הכלוב ולשטוף את הבד egging לתוך סיר קטן עם בקבוק לחיץ לשטוף.</li>
</ol>2. מכינים פאן לגידול זחל
<ol><li>
להכין בינוני (כמויות פאן לגידול 1)
	<ol>
<li>לשלב סובין חיטה (500 גרם), שבבי עץ (200 גרם), ארוחה דגים (115 גרם) במחבת צלחת פלסטיק 10 L ומערבבים היטב.</li>
		<li>להוסיף מים (~ 25 ° C, 1600 mL) אמוניום ביקרבונט (50 גרם) ומערבבים עד התפרקה.</li>
		<li>להוסיף מים פתרון החומרים היבשים ולערבב להבטיח שום חומר unwetted. רמה בינונית בסיר אבל לא לדחוס.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
להוסיף ביצים לטוס יציב
	<ol>
<li>להפוך פארו רדוד בינוני אורך המחבת.</li>
		<li>להפקיד 1 מ"ל של ביצי זבוב יציב (~ 8,000 ביצים) בפארו עם ביצה פיפטה (איור 2). הערה: ביצה פיפטה שנעשו על ידי חיתוך של פיפטה בוגר פלסטיק בנקודה הרצויה, הוספת 100 mesh מסך והדבקה פיפטה שוב ביחד.</li>
		<li>מכסה ביצים עם שכבה דקה של המדיום כדי למנוע לייבוש.</li>
		<li>לכסות את המחבת עם הכריות, לסגור עם גומייה, תווית. מניחים סירים בחדר זחל (23 ± 2 ° C, 30%-50% RH, 12:12 [L:D] h photoperiod). הערה: התפתחות הזחל לוקח 10-14 ימים ממועד ההטלה.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. הגולמי עיבוד, הזחלים העבר אל הקצה של המדיום 7 – 9 ימים לאחר ההטלה ואת Pupariate לפי ימים 13 או 14
<ol><li>Puparia סקופ, נמצא בעיקר בקצוות של שניקית את הקרום מתפתח על פני השטח של המדיום, את והניח במחבת נקייה.</li>
	<li>למלא פאן, puparia, ½ ל ¾ מלאה במים. לשבור את הגושים של puparia, בינוני. סובין חיטה ורכיבים חלבון של המדיום לשקוע תוך כדי puparia > לצוף יום בן19.</li>
	<li>הסרת חומרים צפים, puparia ורכיבים מסוימים בינונית עם מסננת, שטיפת דרך סדרה של הנפות (מס ' 5, #7, #12, #20) כדי להסיר בינוני הנותרים. המסננת #12 אוספת את puparia ושומר #20 פסולת מוצקה מלהיכנס לטמיון. לשטוף puparia בין הנפות עם ריסוס הכיור.</li>
	<li>לשטוף puparia, בתוך המסננת #12, לתוך מחבת נקייה. למלא את המחבת ½ מלא במים. שופכים puparia צף לתוך מסננת ולאפשר את המים העודפים לנקז.</li>
	<li>העברת גמע puparia למסך ייבוש עם מאוורר ולהשאיר עד יבש (איור 3).</li>
</ol>4. הגולמי מדף, שיטה חלופית עבור איסוף Puparia הוא עם מדף הגולמי18
הערה: המדף עשוי פיסת פלסטיק גזור מהקצה של מחבת מאכל 10 L (10.2 ס מ גובה x 10.2 ס מ x 31.9 ס מ).
<ol><li>להכין בינוני כפי שמתואר 2.1. להתחדד בינונית במחבת מקצה אחד עמוק על ס"מ ~2.5 ס"מ ~7.5 עמוק בצד השני.</li>
	<li>
במקום מדף על בינוני במים הרדודים של פאן לגידול, הקלטת כדי למנוע את הזחלים זוחל לצד המדף (איור 4).
	<ol>
<li>עיתוני ספוג (~14.5 x 9.0 x 4.5 ס מ3, תאית regenerated) לעטוף אותו מטלית ספוגה מים (30.5 x 42 ס מ2, כותנה) ובמקום על המדף בערך חצי סנטימטר של המדיום.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
להוסיף ביצים, כמתואר ב- 2.2 והמשך כמו קודם.
	<ol>
<li>בדוק מחבתות מדי יום כדי להבטיח הספוג יישאר לח.</li>
	</ol>
</li>
	<li>שטיפה puparia מן המדף, ספוג בד לתוך תבשיל נקי במחבת ויוצקים לתוך מסננת 14 ימים לאחר ההטלה.</li>
</ol>5. בקרת איכות
<ol><li>שוקלים כל puparia מיוצר פאן (wt סה כ.).</li>
	<li>לבודד 100 puparia, שוקל והניח 9 ס מ פטרי.</li>
	<li>מבוגרים רוזן וסקס ~ 5 – 8 ימים מאוחר יותר כדי לקבוע שיעור הופעתה ואת יחס. חנות צלחות פטרי עם הבוגרים במקפיא לספירת במועד מאוחר יותר אם יש צורך. זבובים מחולקים למינים לפי הצורה של העיניים שלהם ואת הרוחב של צלחת fronto-מסלולית20 או איברי המין תחת הגדלה נמוכה.</li>
	<li>משקל סה כ רשומות, במשקל של 100 puparia, ומספר המתגלים מהזכרים הבוגרים.</li>
</ol>6. הכנת דם
<ol><li>לאסוף דם טרי שור מטבחיים המקומי בדליים 19 L המכיל 70 גר' נתרן ציטראט tribasic וגופרית והרכבו של 500 מ ל מים. מערבבים דם נמרצות למשך 5 – 10 דקות וחזר אל המעבדה.</li>
	<li>זן דם דרך מסננת כדי להסיר קרישי ומחולק לתוך מיכלים 2 ל', תווית עם התאריך של אוסף וחנות במקפיא (-20 ° C).</li>
	<li>הסר מיכל מן המקפיא ומקום במקרר 2 ימים לפני הצורך. דם יכול לשמש עבור ~ 2 שבועות פעם הקרת, המאוחסן במקפיא עד 1 שנה.</li>
</ol>7. בוגר תחזוקה
<ol><li>להכין את הכלובים, הקו התחתון כלוב עם קצבים כדי להקל על ניקוי.</li>
	<li>מקום 50 גר' יבש הגלמים לטוס יציב (~ 3,500) בכל כלוב. מבוגרים eclose כמה שעות עד כמה ימים לאחר העיבוד הגולמי.</li>
	<li>המקום דם טרי ספוג מפית נשית על גג הכלוב כל האכלה. להתחיל האכלה בתוך 24 שעות של וגיחתו למבוגרים וחזור מדי יום עד יום לפני ההטלה (9 – 10 ימים לאחר הופעתם).</li>
	<li>לאחר ההטלה (סעיף 1), למקם את הכלוב במקפיא במשך 4-8 h, לנקות לאחר מכן על ידי הסרת את הנייר, שטיפה frass מן הצדדים קומה עם מים חמים, קרצוף כל המשטחים עם אבקת כביסה, כלור. לשטוף את הכלובים עם מים חמים, אפשר להתייבש.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Cook, D. F., Dadour, I. R., Keals, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stable+fly,+house+fly+(Diptera:+Muscidae),+and+other+nuisance+fly+development+in+poultry+litter+associated+with+horticultural+crop+production.">Stable fly, house fly (Diptera: Muscidae), and other nuisance fly development in poultry litter associated with horticultural crop production.</a> J. Econ. Entomol. 92 (6), 1352-1357 (1999).</li><li>Dominghetti, T. F., de Barros, A. T., Soares, C. O., Can&#231;ado, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stomoxys+calcitrans+(Diptera:+Muscidae)+outbreaks:+current+situation+and+future+outlook+with+emphasis+on+Brazil.">Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae) outbreaks: current situation and future outlook with emphasis on Brazil.</a> Rev. Bras. Parasitol. Vet. 24 (4), 387-395 (2015).</li><li>Sol&#243;rzano, J. -. A., Guilles, J., Bravo, O., Vargas, C., Gomez-Bonilla, Y., Bingham, G., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biology+and+trapping+of+stable+flies+(Diptera:+Muscidae)+developing+in+pineapple+residues+(Ananas+comosus)+in+Costa+Rica.">Biology and trapping of stable flies (Diptera: Muscidae) developing in pineapple residues (Ananas comosus) in Costa Rica.</a> J. Insect Sci. 15 (1), 145 (2015).</li><li>Berry, I. L., Stage, D. A., Campbell, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Populations+and+economic+impacts+of+stable+flies+on+cattle.">Populations and economic impacts of stable flies on cattle.</a> Trans. Am. Soc. Agric. Eng. 26, 873-877 (1983).</li><li>Taylor, D. B., Vreysen, J., Hendrichs, R., Cardoso Pereira, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Area-wide+management+of+stable+flies.">Area-wide management of stable flies.</a> Area-wide management of insect pests. , (2017).</li><li>Bishopp, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+stable+fly+(Stomoxys+calcitrans+L.),+an+important+live+stock+pest.">The stable fly (Stomoxys calcitrans L.), an important live stock pest.</a> J.Econ. Entomol. 6 (1), 112-126 (1913).</li><li>Hogsette, J. A., Ruff, J. P., Jones, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stable+fly+biology+and+control+in+northwest+Florida.">Stable fly biology and control in northwest Florida.</a> J. Agric. Entomol. 4 (1), 1-11 (1987).</li><li>Lysyk, T., Kalischuk-Tymensen, L., Selinger, L., Lancaster, R., Wever, L., Cheng, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+stable+fly+larvae+(Diptera:+Muscidae)+on+an+egg+yolk+medium.">Rearing stable fly larvae (Diptera: Muscidae) on an egg yolk medium.</a> J. Med. Entomol. 38, 382-388 (1999).</li><li>Romero, A., Broce, A., Zurek, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+bacteria+in+the+oviposition+behaviour+and+larval+development+of+stable+flies.">Role of bacteria in the oviposition behaviour and larval development of stable flies.</a> Med. Vet. Entomol. 20, 115-121 (2006).</li><li>Glaser, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+flies+for+experimental+purposes+with+biological+notes.">Rearing flies for experimental purposes with biological notes.</a> J. Econ. Entomol. 17 (4), 486-496 (1924).</li><li>Melvin, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiological+studies+on+the+effect+of+flies+and+fly+sprays+on+cattle.">Physiological studies on the effect of flies and fly sprays on cattle.</a> J. Econ. Entomol. 25 (6), 1151-1164 (1932).</li><li>Doty, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Convenient+method+of+rearing+the+stable+fly.">Convenient method of rearing the stable fly.</a> J. Econ. Entomol. 30 (2), 367-369 (1937).</li><li>Bridges, A. C., Spates, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Larval+medium+for+the+stable+fly+Stomoxys+calcitrans+(L.).">Larval medium for the stable fly Stomoxys calcitrans (L.).</a> Southwest. Entomol. 8 (1), 6-10 (1983).</li><li>Hogsette, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+diets+for+production+of+house+flies+and+stable+flies+(Diptera:+Muscidae)+in+the+laboratory.">New diets for production of house flies and stable flies (Diptera: Muscidae) in the laboratory.</a> J. Econ. Entomol. 85 (6), 2291-2294 (1992).</li><li>McGregor, W. S., Dreiss, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+stable+flies+in+the+laboratory.">Rearing stable flies in the laboratory.</a> J. Econ. Entomol. 48 (3), 327-328 (1955).</li><li>Goodhue, L. D., Cantrel, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+vermiculite+in+medium+for+stable+fly+larvae.">The use of vermiculite in medium for stable fly larvae.</a> J. Econ. Entomol. 51 (2), 250 (1958).</li><li>Friesen, K., Berkebile, D. R., Zhu, J. J., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Augmenting+laboratory+rearing+of+stable+fly+(Diptera:+Muscidae)+larvae+with+ammoniacal+salts.">Augmenting laboratory rearing of stable fly (Diptera: Muscidae) larvae with ammoniacal salts.</a> J. Insect Sci. 17 (1), 1-6 (2017).</li><li>Berkebile, D. R., Weinhold, A. P., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+for+collecting+clean+stable+fly+(Diptera:Muscidae)+pupae+of+known+age.">A new method for collecting clean stable fly (Diptera:Muscidae) pupae of known age.</a> Southwest. Entomol. 34 (4), 469-476 (2009).</li><li>Champlain, R. A., Fisk, F. W., Dowdy, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Some+improvements+in+rearing+stable+flies.">Some improvements in rearing stable flies.</a> J. Econ. Entomol. 47 (5), 940-941 (1954).</li><li>Zumpt, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The stomoxyine biting flies of the world. , (1973).</li><li>Wienhold, B. J., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Substrate+properties+of+stable+fly+(Diptera:+Muscidae)+developmental+sites+associated+with+round+bale+hay+feeding+sites+in+eastern+Nebraska.">Substrate properties of stable fly (Diptera: Muscidae) developmental sites associated with round bale hay feeding sites in eastern Nebraska.</a> Environ. Entomol. 41 (2), 213-221 (2012).</li><li>Friesen, K., Berkebile, D. R., Wienhold, B. J., Durso, L., Zhu, J., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Environmental+parameters+associated+with+stable+fly+(Diptera:+Muscidae)+development+at+hay+feeding+sites.">Environmental parameters associated with stable fly (Diptera: Muscidae) development at hay feeding sites.</a> Environ. Entomol. 45 (3), 570-576 (2016).</li><li>Albuquerque, T. A., Zurek, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+changes+in+the+bacterial+community+of+animal+feces+and+their+correlation+with+stable+fly+oviposition,+larval+development,+and+adult+fitness.">Temporal changes in the bacterial community of animal feces and their correlation with stable fly oviposition, larval development, and adult fitness.</a> Front. Microbiol. 5 (590), 1-9 (2014).</li><li>Bailey, D. L., Whitfield, T. L., LaBrecque, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laboratory+biology+and+techniques+for+mass+producing+the+stable+fly,+Stomoxys+calcitrans+(L.)+(Diptera:+Muscidae).">Laboratory biology and techniques for mass producing the stable fly, Stomoxys calcitrans (L.) (Diptera: Muscidae).</a> J. Med. Entomol. 12 (2), 189-193 (1975).</li><li>Smith, J. P., Hall, R. D., Thomas, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Field+studies+on+mortality+of+the+immature+stages+of+the+stable+fly+(Diptera:+Muscidae).">Field studies on mortality of the immature stages of the stable fly (Diptera: Muscidae).</a> Environ. Entomol. 14 (6), 881-890 (1985).</li></ol>

המחברים אין לחשוף.

זבובים יציבה ניתן למצוא פיתוח במגוון רחב של סובסטרטים בטבע והתחנכו יכולים להיות סוגים רבים של מדיה במעבדה. השתמשנו שבבי עץ, ורמיקוליט כמו bulking סוכנים. ורמיקוליט עבד, אבל עשה הפרדת puparia של גידול בינוני קשה, היה יקר (~$0.60/pan). אולי בגלל הקשיחות נוסף של הפרדת puparia של המדיום, וגיחתו היה גם נמוך עם ור...

זבובים יציבה, Stomoxys calcitrans (ל'), הם זבובים hematophagous עקיצות מכאיבות אשר לשבש את התנהגות רועה צאן, לגרום לכאב, סבל כדי בת זוג בעלי חיים וכן לשבש פעילויות פנאי בני אדם ברחבי העולם. זבובים יציב ילדותי להתפתח ההתססה עניין וגטטיבית, מזוהם לעתים קרובות עם פסולת בעלי חיים. שינוי שיטות האגרונומי של יבולים יצרו התפרצויות רציניות של זבובים יציב יבול משקעים, ירקות אוסטרליה1, קני סוכר ברזיל2, ואננס קוסטה ריקה3. למרות 14 זבובים יציבה לכל בעלי חיים נחשבים הסף כלכלית4, תצפיות של יותר מ-2,000 זבובים לכל חיה שנעשו במהלך התפרצויות האחרונות5. רמות התפשטות להפחית את הפרודוקטיביות המארח כדי קרוב לאפס והוא יכול לגרום לתמותה6. בעקבות התפרצויות agronomically המשויך, זבובים יציב מקבלים עניין מחודש, הביקוש מעבדה מושבות גדל באופן דרמטי.
לגבי כל holometamorphic חרקים, זבובים יציב להשיג את כל החומרים המזינים הדרושים לצמיחה במהלך השלב לא בשלה או זחל. לכן, מרכיב חשוב של מערכת rearing הוא זחל דיאטה או המצע. הזחלים לטוס יציב נצפו פיתוח במגוון רחב של סובסטרטים ב השדה7 והם תלויים הקהילה מיקרוביאלית של המצע8,9. מצעים זחל טבעי מורכבים בעיקר מפרקים או ההתססה חומרים וגטטיבי לעיתים קרובות מזוהם עם פסולת חנקני.
לגידול מעבדה, יציב סובסטרטים זחל לטוס מורכבים בדרך כלל וגטטיבי בחומר, מקור נוסף חנקן. חומרים רבים שימשו דיאטות זחל לטוס יציב. תזונת הזחל הראשונה חיקה מצעים טבעיים וכללה ההתססה שיבולת שועל קש ו סוס או פרה זבל10,11. מקורות פחמימות כוללים חיטה סובין12,13,14, אספסת ארוחה12,13,14 , ניסוח המסחרי שפותחה על ידי התמחויות כימי יצרני האגודה (CSMA, 33% סובין חיטה, ארוחה אספסת 27%, 40% קבלת שמרי בגרגרים)13,14,15,16. מקורות חנקן כוללים שמרים ההשעיה12, קמח דגים, אמוניום ביקרבונט17. חומרים אינרטיים bulking כלולים לעיתים קרובות דיאטות כולל קליפות שיבולת שועל12, פסולת13, ורמיקוליט16,13,שבבי עץ18 ו מגורען קליפות בוטנים14.
אחת ממטרותיהם העיקריות מעבדה לגידול היא לייצר מוצר דומה גם פיזיולוגית "סוג הפרוע" ככל האפשר כדי בכך שמוכר יפיקו תוצאות שיקוף של אוכלוסיות שדה. פעולה זו דורשת כי ב מטלטלין ומבחר ניתן למזער לשמור גנטי גיוון ומשאבים תזונתי להיות דומות לאלה בשטח. מטרות משניות הם כדי למזער את העבודה והוצאות. רכיב מרכזי של צמצום הוצאות הוא השימוש של רכיבי תזונה מקומי זמין. הזבוב יציבים לגידול מערכת הציג פותחה כדי עונים על קריטריונים אלה.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Diamalt</td>
			<td>Premier Malt Products, Inc., Saddle Brook, NJ</td>
			<td>2540</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CSMA Fly media</td>
			<td>Purina Animal Nutrition, Arden Hills, MN</td>
			<td>5S6Z</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thin Maxi Pad</td>
			<td>The Tranzonic Co., Cleveland, OH, USA</td>
			<td>5001M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calf Manna</td>
			<td>MannaPro, Chesterfield, MO, USA</td>
			<td>Manna Pro</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ammonium Bicarbonate</td>
			<td>Spectrum Chemical Manufacturing Corp, Gardena, CA</td>
			<td>A1125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wheat bran, Coarse</td>
			<td>Siemer Milling Company, Teutopolis, IL</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wood shavings</td>
			<td>Tractor Supply Company, Brentwood, TN</td>
			<td>502770699</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fishmeal</td>
			<td>Consumer Supply Distributing, North Sioux City, SD</td>
			<td>F1550</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adult cages</td>
			<td>All Aluminum Window Company, Lincoln, Ne</td>
			<td>Custom</td>
			<td>45 &#215; 45 &#215; 45 cm, 18 &#215; 16 mesh aluminum screen, stockinette access</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9 &#215; 28 cm black cotton cloth</td>
			<td>Robert Kaufman Fabrics, Los Angeles, CA</td>
			<td>K040-114</td>
			<td>Egging cloth</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 liter plastic dish pans</td>
			<td>Rubbermaid, Saratoga Springs, NY</td>
			<td>FG2951ARWHT</td>
			<td>Larval pans</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stockinette, Cotton, 12&#34; X 25 yd roll</td>
			<td>Tex-Care Medical Company, Burlington, NC</td>
			<td>91311-225</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

laboratory rearing of stable flies and other muscoid diptera

זבובים יציבה, Stomoxys calcitrans, הם מזיקים רציני של בעלי חיים, בני אדם, חיות מחמד וחיות ברחבי העולם. במהלך השנים האחרונות 20 + שינויים בשיטות אגרונומית הביא התפרצויות רציניות של זבובים יציב במספר מדינות. התפרצויות אלו משובשות רעייה ונופש האנושית וכתוצאה מכך דרישות הציבור להגברת מאמצי מחקר וניהול של המזיק הזה. הליך פשוט וזול לגידול זבובים יציב במחקרי מעבדה מוצג. ההליך משתמש רכיבי תזונה מקומי זמין, ציוד ואספקה. ההליך יכול להתאים לגידול שאר הזבובים muscoid כולל הפנים זבוב (זבוב רפואי), זבוב הורן (Haematobia irritans) של זבוב הבית (זבוב דומסטיקה). ההליך מייצרת puparia לטוס יציב ממוצע של 12.5 מ"ג ו ~ 35% ביצה להישרדות למבוגרים. זבובים כ 3000 מיוצרים כל פאן.

הזחלים pupariate 10-14 ימים, מבוגרים להגיח 14 – 16 ימים לאחר ההטלה. משך דור, ביצה, הוא ~ 24 ימים. גידול נתונים עבור מאי 2013 עד ינואר 2017 עם שלושה סוכנים bulking שונים, אוחדו שתי המושבות מוצגים באיור5. קוטונווד נתן את התשואה הטובה ביותר, 3867 ±1442 (<img alt="Equation" src="/files/ftp_upload/57341/57341eq1.j...

Watch this Scientific Journal Video about Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera at JoVE.com

Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

הליך לגידול יציב זבובים (Stomoxys calcitrans) מוצג. ההליך משתמשת בחומרים זמינים באופן מקומי עבור רכיבי תזונה, ציוד ואספקה.

מעבדה לגידול של אחרים Muscoid Diptera והזבובים יציב

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in ...

laboratory-rearing-of-stable-flies-and-other-muscoid-diptera

Research

JoVE Journal

Biology

8.5K Views.  ARS-USDA. הליך לגידול יציב זבובים (Stomoxys calcitrans) מוצג. ההליך משתמשת בחומרים זמינים באופן מקומי עבור רכיבי תזונה, ציוד ואספקה.

Video: Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

Studying Aggression in Drosophila (fruit flies)

Aggression is an innate behavior that evolved in the framework of defending or obtaining resources. This complex social behavior is influenced by genetic, hormonal and environmental factors. In many organisms, aggression is critical to survival but controlling and suppressing aggression in distinct contexts also has become increasingly important. In recent years, invertebrates have become increasingly useful as model systems for investigating the genetic and systems biological basis of complex social behavior. This is in part due to the diverse repertoire of behaviors exhibited by these organisms. In the accompanying video, we outline a method for analyzing aggression in Drosophila whose design encompasses important eco-ethological constraints. Details include steps for: making a fighting chamber; isolating and painting flies; adding flies to the fight chamber; and video taping fights. This approach is currently being used to identify candidate genes important in aggression and in elaborating the neuronal circuitry that underlies the output of aggression and other social behaviors.

Studying Aggression in Drosophila fruit flies

לימוד תוקפנות תסיסנית (זבובי פירות)

Aggression is an innate behavior that evolved in the framework of defending or obtaining resources.  This complex social behavior is influenced by ...

Harvesting and Preparing Drosophila Embryos for Electrophysiological Recording and Other Procedures

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite isolated from each other, with largely independent histories and scientific communities. However, the interface between these usually disparate fields is the developmental programs underlying acquisition of functional electrical signaling properties and differentiation of functional chemical synapses during the final phases of neural circuit formation. This interface is a critically important area for investigation. In Drosophila, these phases of functional development occur during a period of &lt;8 hours (at 25&deg;C) during the last third of embryogenesis. This late developmental period was long considered intractable to investigation owing to the deposition of a tough, impermeable epidermal cuticle. A breakthrough advance was the application of water-polymerizing surgical glue that can be locally applied to the cuticle to enable controlled dissection of late-stage embryos. With a dorsal longitudinal incision, the embryo can be laid flat, exposing the ventral nerve cord and body wall musculature to experimental investigation. This system has been heavily used to isolate and characterize genetic mutants that impair embryonic synapse formation, and thus reveal the molecular mechanisms governing the specification and differentiation of synapse connections and functional synaptic signaling properties.

Harvesting and Preparing Drosophila Embryos for Electrophysiological Recording and Other Procedures

This technique exposes the Drosophila embryonic neuromusculature for immunohistochemistry or electrophysiological recording. It is useful for studying early events in neuromuscular development or performing electrophysiology in mutants that cannot hatch.

מסיק והכנת תסיסנית עוברים הקלטה אלקטרו ונהלים אחרים

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite ...

Simple Homemade Tools to Handle Fruit Flies&#8212;Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in practice, as adult flies fly. Demonstrated here is how to make some simple and cost-effective tools to address difficult issues in the handling of Drosophila. Holes in foam stoppers are made and pipette tips or funnels are inserted into the holes. Flies then move only in one direction into the pipette tip/funnel assemblage, allowing efficient control of the transfer of adult Drosophila into or out of a vial. Existing protocols have been modified for cool-anesthetizing flies by chilling in crushed ice and transferring them onto a cold, hard icepack surface. The icepack is covered with a piece of medical gauze that keeps immobilized flies from the condensed water when examined under a stereomicroscope. The flies are finally euthanized for counting and sorting or discarded by microwaving. A bottle-shaped cage has also been developed for collecting eggs, as well as a labor-saving device and accompanying protocol for cleaning glass culture vials.

Described here is the use of several homemade tools to transfer, chill, and kill adult Drosophila, as well as to clean glass culture vials and collect eggs. These tools are easy to make and are rather efficient in handling Drosophila.

כלים ביתיים פשוטים לטיפול בזבובי פירות-דרוסופילה מלאנוסטר

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in ...

Dissection of the Endolymphatic Sac from Mice

The study of mutant mouse models of human hearing and balance disorders has unraveled many structural and functional changes which may contribute to the human phenotypes. Although important progress has been done in the understanding of the development and function of the neurosensory epithelia of the cochlea and vestibula, limited knowledge is available regarding the development, cellular composition, molecular pathways and functional characteristics of the endolymphatic sac. This is, in large part, due to the difficulty of visualizing and microdissecting this tissue, which is an epithelium comprised of only one cell layer. The study presented here describes an approach to access and microdissect the endolymphatic sac from the wild-type mouse inner ear at different ages. The result of a similar dissection is shown in a pendrin-deficient mouse model of enlargement of the vestibular aqueduct. A transgenic mouse with a fluorescent endolymphatic sac is presented. This reporter mouse can be used to readily visualize the endolymphatic sac with limited dissection and determine its size. It can also be used as an educational tool to teach how to dissect the endolymphatic sac. These dissection procedures should facilitate further characterization of this understudied part of the inner ear.

<meta charset="utf8"></head><body>נתיחת השק האנדולימפטי מעכברים

This study describes how to dissect the endolymphatic sac from the inner ear of the mouse at different ages. The result of a similar dissection is shown in an Slc26a4-null mouse model of enlargement of the endolymphatic sac. A transgenic mouse with a fluorescent reporter expressed in the endolymphatic sac is presented as a model to readily visualize the endolymphatic sac, and educational tool.

נתיחת השק האנדולימפטי מעכברים

The study of mutant mouse models of human hearing and balance disorders has unraveled many structural and functional changes which may contribute to the ...

Preparing and Rearing Axenic Insects with Tissue Cultured Seedlings for Host-Gut Microbiota Interaction Studies of the Leaf Beetle

Insect guts are colonized by diverse bacteria that can profoundly impact the host&#39;s physiological traits. Introducing a particular bacterial strain into an axenic insect is a powerful method to verify gut microbial function and elucidate the mechanisms underlying gut microbe-host interactions. Administering antibiotics or sterilizing egg surfaces are two commonly used methods to remove gut bacteria from insects. However, in addition to the potential adverse effects of antibiotics on insects, previous studies indicated that feeding antibiotics could not eliminate gut bacteria. Thus, germ-free artificial diets are generally employed to maintain axenic insects, which is a tedious and labor-intensive process that cannot fully resemble nutritional components in natural food. Described here is an efficient and simple protocol to prepare and maintain axenic larvae of a leaf beetle&#160;(Plagiodera versicolora). Specifically, surfaces of the beetle eggs were sterilized, following which germ-free poplar leaves were used to rear axenic larvae. The axenic status of the insects was further confirmed via culture-dependent and culture-independent assays. Collectively, by combining egg disinfection and germ-free cultivation, an efficient and convenient method was developed to obtain axenic P. versicolora, providing a readily transferable tool for other leaf-eating insects.

To obtain an axenic insect, its egg surface is sterilized, and the hatched larva is subsequently reared using axenic leaves. This method provides an efficient way for axenic insect preparation without administering antibiotics or developing an artificial diet, which can also be applied to other leaf-eating insects.

הכנה וגידול של חרקים אקסניים עם שתילים מתרבית רקמה למחקרי אינטראקציה של מיקרוביוטה של המעי המארח של חיפושית העלים

Insect guts are colonized by diverse bacteria that can profoundly impact the host&#39;s physiological traits. Introducing a particular bacterial strain ...

Determining Temperature Preference of Mosquitoes and Other Ectotherms

Most insects and other ectotherms have a relatively narrow optimal temperature window, and deviation from their optima can have significant effects on their fitness, as well as other characteristics. Consequently, many such ectotherms seek out their optimal temperature range. Although temperature preferences of mosquitoes and other insects have been well studied, the traditional experimental setup is performed using a temperature gradient on an aluminum surface in a highly enclosed space. In some cases, this equipment restricts many natural behaviors, such as flying, which may be important in preference selection.
The objective of this study is to observe insect preference for air temperature by using a two-chamber apparatus with sufficient room for flight. The two chambers consist of independent temperature-controlled incubators, each with a large aperture. The incubators are connected by these apertures using a short acrylic bridge. Inside the incubators are two netted cages, linked via the apertures and bridge, allowing the insects to freely fly between the different conditions. The acrylic bridge also acts as a temperature gradient between the two incubators.
Due to the spacious area in the cage and easy construction, this method can be used to study any small ectotherm and/or any manipulation which may alter temperature preference including sensory organ manipulation, diet, gut flora, and endosymbiont presence at biosafety levels 1 or 2 (BSL 1 or 2). Additionally, the apparatus can be used for the study of pathogen infection using further containment (e.g., inside of a biosafety cabinet) at BSL 3.

Insects have an optimal environmental temperature range which they seek to remain within, and many external and internal factors can alter this preference. Here, we describe a cost-effective and simple method to study temperature choice, which allows insects to freely exhibit their natural behaviors.

קביעת העדפת טמפרטורה של יתושים ואקטותרמיות אחרות

Most insects and other ectotherms have a relatively narrow optimal temperature window, and deviation from their optima can have significant effects on ...

Stria Vascularis Microdissection עבור ריצוף גרעין יחיד או immunostaining

Dissection of Adult Mouse Stria Vascularis for Single-Nucleus Sequencing or Immunostaining

Endocochlear potential, which is generated by the stria vascularis, is essential to maintain an environment conducive to appropriate hair cell mechanotransduction and ultimately hearing. Pathologies of the stria vascularis can result in a decreased hearing. Dissection of the adult stria vascularis allows for focused single-nucleus capture and subsequent single-nucleus sequencing and immunostaining. These techniques are used to study stria vascularis pathophysiology at the single-cell level. 
Single-nucleus sequencing can be used in the setting of transcriptional analysis of the stria vascularis. Meanwhile, immunostaining continues to be useful in identifying specific populations of cells. Both methods require proper stria vascularis dissection as a prerequisite, which can prove to be technically challenging.

מחבר זרקור: דיסקציה של Stria vascularis עכבר בוגר עבור ריצוף גרעין יחיד או immunostaining  

The stria vascularis is vital to the generation of endocochlear potential. Here, we present the dissection of the adult mouse stria vascularis for single-nucleus sequencing or immunostaining.