עבודה זו נתמכה על ידי קרן JB מרשל.

1. הכן את בעלי חיים וציוד לנוהל <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני תחילת ניתוח, להכין את אזור הניתוח ובעלי החיים. הפוך את הקטטר התרדמה על ידי החדרת מחט בוטה 23-מד לקצה אחד של 12 &quot;של PE50 צינורות. חותך פוע ° כ 45 בקצה השני של הצנתר. לעקר את הציוד לפני ההליך. תלבש מצנפת שיער, מסיכת מנתחים , וכפפות סטריליות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח כרית חימום על פני השטח שבו בצע את הניתוח. להפעיל אותו ולאפשר לו להתחמם. לכסות את האזור עם כרית ספסל סופגת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא שיש לי מניטול 25% בפתרון ללא גבישים. אם גבישים קיימים, לפזר אותם על ידי נחת הבקבוקון באמבט מים חם ב 80 ° C ולהסעיר מעת לעת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשום את מסתו של בעל החיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך דילול propofol למסירה על 0.8 מ&quot;ג / ק&quot;ג / דקה בשיעור של 0.1 מ&quot;ל / דקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את העכבר בתיבת האינדוקציה עבור 3 דקות. הגדרות: 5% isoflurane, 2 ליטר / דקהקצב זרימה במנשים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> על גבי מגבת חד פעמית, לגלח את הצוואר ושתי הירכיים הפנימיות. </li></ol> 2. לצנרר העכברוש <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את גב החיה בתיבת האינדוקציה עבור 3 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את צינור endotracheal עם קטטר IV. לגודל והזן של עכברים הזה, אנו משתמשים בצנתר 18 גה. הצינור חייב להיות גדול מספיק כדי לאפשר זרימת אוויר מספק, אך קטן מספיק כדי להתאים לקנה הנשימה מבלי לגרום ניזק. משוך את המחט של צנתר הפלסטיק ולשבור כ המחט בזהירות. 1 סנטימטר מהקצה החד שלה. מחט bunted תהיה החרט שלך. החזר את המחט לקטטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתלות את החולדה על ידי שיניה על משטח זווית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להאיר אור ישירות נגד צווארו של בעל החיים ונעמד בין אוזניו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס כ מרית קטנה. 3 סנטימטרים לתוך הלוע התחתון. הרם כלפי מעלה ומושך בעדינות את הלשון מחוץ לפה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דמיינו הפתיחה של קנה הנשימה. אתה יהיה seחור קטן ea לפתוח ולסגור בכל נשימה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס בעדינות קטטר לתוך החור. לפעמים אתה יכול להרגיש את הפלסטיק להזין את הסחוס של קנה הנשימה. קנה הנשימה היא רגישה. אל תכריח את הקטטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את מכונת ההנשמה ל1 ליטר / דקה ו 60 פעימות לדקה וisoflurane עד 2%. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר קטטר להנשמה וקלטת הצינור למשטח ההפעלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא החיה מורדמת על ידי ביצוע קמצוץ בוהן. </li></ol> 3. להקים הרדמת IV Propofol <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אבטח את החולדה על ידי הדבקה בכל הארבעה הגפיים והזנב למשטח ההפעלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשפשף את עורפו המגולח ואתרי מפשעה עם כלורהקסידין סבון שלוש פעמים. ואז לשפשף עם כלורהקסידין לשטוף שלוש פעמים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף מזרק של פרופופול לסט ההארכה רביעית. הר את המזרק במשאבת עירוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות אזמל, לחתוך דרך העור של הירך המגולחת. הימנע מחיתוך שרירים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את החתך בכוחנ.ב. כדי להמחיש את וריד הירך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למשוך את הרקמה על העורק כדי לחשוף את הכלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס קטטר 26 ga monoject הווטרינרים רביעי אל וריד. כאשר מחט החורים בקיר של הווריד אתה תרגיש את זה יהיה קל יותר ללחוץ. לחזור בו המחט ולדחוף את הקטטר אל תוך הספינה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התחל עירוי פרופופול על 0.1 מ&quot;ל / דקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 3-5 דקות לאחר תחילת עירוי פרופופול, לעבור את גז ההרדמה לתערובת של 50% O 2 ו 50% N 2 O וכיבה isoflurane. </li></ol> 4. לחשוף את ההתפצלות של עורק התרדמה המשותף <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך קו אמצע בצוואר עם להב סכין מנתחים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחתוך בין שתי בלוטות הרוק הגדולות עם מספריים או סכין מנתחים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחלק את הרקמה לרוחב לקו האמצע לחשוף את העורק הראשי. השתמש במלקחיים כדי לפתוח שכבות של רקמות. אתה יכול להשתמש במספריים כדי להסיר חלקים שאתה חושף את עם מלקחיים ולקבוע להיות minimally כלי דם. שליטה בדימום בגזה, צמר גפן, וכווייה במידת צורך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק IP 3 המ&quot;ל סליין אם חלתי בינוני עד דימום כבד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש מפשק להתרחק מרקמת עורק הראש. מצא הסתעפות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחשוף את העורק רק דיסטלי להסתעפות העורפי. לצרוב אותו בין מלקחיים ולהפריד אותו עם electrocautery. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במלקחיים כדי לחשוף את הסתעפות עורק התרדמה וכמה שיותר מECA ככל האפשר באופן מלא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחשוף את עורק התריס המעולה מסתעף ECA דיסטלי לעורק העורפי. לצרוב אותו בין מלקחיים ולהפריד אותו עם electrocautery. </li></ol> 5. צנטר עורקי התרדמה החיצוניים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח 2 אורכים של 4/0 משי תחת ECA. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפוס אורך 1 של תפר עם המלקחיים שלך ולחזור בי ECA חזרה caudally (לכיוון הרגליים של העכברוש). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח תפר האחר ולקשור ככל cranially (לכיוון הפה של החולדה) כw אפשריהקשר של ith מנתח. זה מהווה קשירת קבע להקריב ECA. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את המלקחיים הראשונים (זו שהייתה החלת מתח זנב) ולתפוס את התפר האחר (אחד שהוא קשור סביב ECA) ולהחיל מתח עדין cranially עם המלקחיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקשור קשר של מנתח אחר רופף (לא לאבטח - לעזוב בקושי קשור) דיסטלי להסתעפות וסמוך לקשירת הקבע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להשקות עם 1% לידוקאין להירגע העורק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלא קטטר עם מי מלח heparinized. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח קליפ כלי רכב זמני קרוב ככל האפשר להסתעפות. קליפ הכלי פלייס בזווית כדי להגדיל את השטח לצנתור. הסט את הקשר הרופף לקליפ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך arteriotomy קטן (חתך) בECA פשוט הפרוקסימלי לקשירה באמצעות microscissors. לא צריך להיות שום דימום אם קליפ ורצועת החיבור מאובטחים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במלקחיים כדי לשלוט על קירות ECA, להאכיל הסוף הקטום של קטטר לתוך כלי הקיבול. </li&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> Secure את הקטטר עם הקשר הרופף התפר. לקשור את העורק סביב קטטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את הסרטון ולנקות את האזור עם צמר גפן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקדם את הצנתר לכ 1 מ&quot;מ דיסטלי להסתעפות. החזק את העורק עם מלקחיים הפרוקסימלי לקשר כדי להבטיח את הספינה היא משותקת. </li></ol> 6. לנהל מניטול <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלא 8 &quot;סט הארכה רביעית ומזרק 6 מ&quot;ל עם מניטול, מבלי ליצור כל בועות אוויר בחנות זו בחממה ב 37 ° C. הערה: עבודה במהירות עם מניטול - אותו בקלות תזרז מתוך פתרון בטמפרטורת חדר.. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להמחיש BBBD, ייתכן לנהל אוונס הכחול לצבוע ולצפות בו הכנס את האזורים במוח שבו המחסום שובש. כדי לעשות זאת, לתת את חית 2 מ&quot;ל / ק&quot;ג של 2% אוונס הכחול דרך האתר רביעי חדש על רגל נגדית לעירוי פרופופול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף הסיומת מוגדרת 5 מיקרומטר לסנן ולמלא אותו עם מניטול להסיר האוויר bubמשודכים. לאחר מכן, לצרף את זה לברזלים ללא יצירת בועות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל מניטול ב0.09 מ&quot;ל / שני ל 25 שניות. Watch עבור מניטול להגיע שיווי משקל עם הזרימה בעורק תרדמה משותף בנקודה בדיוק הפרוקסימלי ליק&quot;א. הוא אמור להופיע לפעום בקצב הלב של החולדה. אם מניטול פשוט זורם במורד לכיוון הלב שיש לך להתגבר על לחץ הדם של החולדות. זה יכול לגרום לסיבוכים מסכני חיים וBBBD עני. </li></ol>

<ol>
	<li>Abbott, N. J., Patabendige, A. A. K., Dolman, D. E. M., Yusof, S. R., Begley, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structure+and+function+of+the+blood-brain+barrier.">Structure and function of the blood-brain barrier.</a> Neurobiology of disease. 37, 13-25 (2010).</li><li>Smith, Q. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Blood-Brain+Barrier.">The Blood-Brain Barrier.</a> 89, 193-208 (2003).</li><li>Kroll, R. A., Neuwelt, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Outwitting+the+blood-brain+barrier+for+therapeutic+purposes:+osmotic+opening+and+other+means.">Outwitting the blood-brain barrier for therapeutic purposes: osmotic opening and other means.</a> Neurosurgery. 42, 1083 (1998).</li><li>Kroll, R. A., Pagel, M. A., Muldoon, L. L., Roman-Goldstein, S., Neuwelt, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increasing+volume+of+distribution+to+the+brain+with+interstitial+infusion:+dose,+rather+than+convection,+might+be+the+most+important+factor.">Increasing volume of distribution to the brain with interstitial infusion: dose, rather than convection, might be the most important factor.</a> Neurosurgery. 38, 746-754 (1996).</li><li>Butt, A. M., Jones, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+histamine+and+antagonists+on+electrical+resistance+across+the+blood-brain+barrier+in+rat+brain-surface+microvessels.">Effect of histamine and antagonists on electrical resistance across the blood-brain barrier in rat brain-surface microvessels.</a> Brain research. 569, 100-105 (1992).</li><li>Inamura, T., Black, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bradykinin+selectively+opens+blood-tumor+barrier+in+experimental+brain+tumors.">Bradykinin selectively opens blood-tumor barrier in experimental brain tumors.</a> Journal of Cerebral Blood Flow &amp; Metabolism. 14, 862-870 (1994).</li><li>Matsukado, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enhanced+tumor+uptake+of+carboplatin+and+survival+in+glioma-bearing+rats+by+intracarotid+infusion+of+bradykinin+analog,+RMP-7.">Enhanced tumor uptake of carboplatin and survival in glioma-bearing rats by intracarotid infusion of bradykinin analog, RMP-7.</a> Neurosurgery. 39, 125 (1996).</li><li>Kroll, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+drug+delivery+to+intracerebral+tumor+and+surrounding+brain+in+a+rodent+model:+a+comparison+of+osmotic+versus+bradykinin+modification+of+the+blood-brain+and/or+blood-tumor+barriers.">Improving drug delivery to intracerebral tumor and surrounding brain in a rodent model: a comparison of osmotic versus bradykinin modification of the blood-brain and/or blood-tumor barriers.</a> Neurosurgery. 43, 879 (1998).</li><li>Kinoshita, M., McDannold, N., Jolesz, F. A., Hynynen, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+localized+delivery+of+Herceptin+to+the+mouse+brain+by+MRI-guided+focused+ultrasound-induced+blood-brain+barrier+disruption.">Noninvasive localized delivery of Herceptin to the mouse brain by MRI-guided focused ultrasound-induced blood-brain barrier disruption.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 103, 11719-11723 (2006).</li><li>Neuwelt, E. A., Dahlborg, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemotherapy+administered+in+conjunction+with+osmotic+blood-brain+barrier+modification+in+patients+with+brain+metastases.">Chemotherapy administered in conjunction with osmotic blood-brain barrier modification in patients with brain metastases.</a> Journal of neuro-oncology. 4, 195-207 (1987).</li><li>Doolittle, N. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Safety+and+efficacy+of+a+multicenter+study+using+intraarterial+chemotherapy+in+conjunction+with+osmotic+opening+of+the+blood-brain+barrier+for+the+treatment+of+patients+with+malignant+brain+tumors.">Safety and efficacy of a multicenter study using intraarterial chemotherapy in conjunction with osmotic opening of the blood-brain barrier for the treatment of patients with malignant brain tumors.</a> Cancer. 88, 637-647 (2000).</li><li>Guillaume, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intra-arterial+chemotherapy+with+osmotic+blood-brain+barrier+disruption+for+aggressive+oligodendroglial+tumors:+results+of+a+phase+I+study.">Intra-arterial chemotherapy with osmotic blood-brain barrier disruption for aggressive oligodendroglial tumors: results of a phase I study.</a> Neurosurgery. 66, 48 (2010).</li><li>Remsen, L. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+influence+of+anesthetic+choice,+PaCO2,+and+other+factors+on+osmotic+blood-brain+barrier+disruption+in+rats+with+brain+tumor+xenografts.">The influence of anesthetic choice, PaCO2, and other factors on osmotic blood-brain barrier disruption in rats with brain tumor xenografts.</a> Anesthesia &amp; Analgesia. 88, 559-559 (1999).</li><li>Nilaver, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+herpesvirus+and+adenovirus+to+nude+rat+intracerebral+tumors+after+osmotic+blood-brain+barrier+disruption.">Delivery of herpesvirus and adenovirus to nude rat intracerebral tumors after osmotic blood-brain barrier disruption.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 92, 9829 (1995).</li><li>Fortin, D., McCormick, C. I., Remsen, L. G., Nixon, R., Neuwelt, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Unexpected+neurotoxicity+of+etoposide+phosphate+administered+in+combination+with+other+chemotherapeutic+agents+after+blood-brain+barrier+modification+to+enhance+delivery,+using+propofol+for+general+anesthesia,+in+a+rat+model.">Unexpected neurotoxicity of etoposide phosphate administered in combination with other chemotherapeutic agents after blood-brain barrier modification to enhance delivery, using propofol for general anesthesia, in a rat model.</a> Neurosurgery. 47, 199 (2000).</li><li>Neuwelt, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primary+CNS+lymphoma+treated+with+osmotic+blood-brain+barrier+disruption:+prolonged+survival+and+preservation+of+cognitive+function.">Primary CNS lymphoma treated with osmotic blood-brain barrier disruption: prolonged survival and preservation of cognitive function.</a> Journal of clinical oncology. 9, 1580 (1991).</li><li>Remsen, L. G., Trail, P. A., Hellstr&#246;m, I., Hellstr&#246;m, K. E., Neuwelt, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enhanced+delivery+improves+the+efficacy+of+a+tumor-specific+doxorubicin+immunoconjugate+in+a+human+brain+tumor+xenograft+model.">Enhanced delivery improves the efficacy of a tumor-specific doxorubicin immunoconjugate in a human brain tumor xenograft model.</a> Neurosurgery. 46, 704 (2000).</li><li>Neuwelt, E. A., Pagel, M. A., Kraemer, D. F., Peterson, D. R., Muldoon, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bone+marrow+chemoprotection+without+compromise+of+chemotherapy+efficacy+in+a+rat+brain+tumor+model.">Bone marrow chemoprotection without compromise of chemotherapy efficacy in a rat brain tumor model.</a> Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 309, 594-599 (2004).</li></ol>

אין ניגודי האינטרסים הכריזו.

יש כמה אמצעים למקסם את היעילות של BBBD. חשוב למזער את הדימום בשלב קצץ. לחץ דם וקצב לב יכולים להיות מושפע מדימום משמעותי וגורמים אלה ידועים בהשפעתם על מידת BBBD 13. דימום יכול להיות מופחת על ידי שימוש בתפרים לקשור כלי דם גדולים, כגון בלוטת תריס המעולה ועורקים עורפיים, א...

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> שם חומר </td><td> חברה </td><td> מספר קטלוגים </td><td> הערה </td></tr><tr><td> לונג חולדת אוונס </td><td> מעבדות הרלן </td><td></td><td> 210-250 גרם, גברי </td></tr><tr><td> PE 50 אבובים </td><td> Beckton-דיקינסון </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 18 מד x 2.5 &quot;קטטר IV </td><td> Terumo </td><td></td><td> לצינור ET </td></tr><tr><td> 30 &quot;ההארכה הרביעית קובעת </td><td> אבוט </td><td></td><td></td></tr><tr><td> קטטר IV וטרינרי מד 26 </td><td> Monoject </td><td></td><td></td></tr><tr><td> אוונס הכחול צבע </td><td> סיגמא </td><td> E2129 </td><td></td></tr><tr><td> דו קוטבי </td><td> Codman </td><td></td><td></td></tr><tr><td> סינון, 5 מיקרומטר </td><td> בראון </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

rat model of blood-brain barrier disruption to allow targeted neurovascular therapeutics

תאי האנדותל עם צומת הדוקים יחד עם קרום המרתף ורגלי קצה astrocyte מקיפים כלי דם מוחיים כדי ליצור את מחסום דם מוח 1. המחסום סלקטיבי אינו כולל מולקולות מהמעבר בין הדם והמוח המבוססים על הגודל ועל אחריותן. פונקציה זו יכולה לעכב את המשלוח של תרופות לטיפול בהפרעות נוירולוגיות. מספר התרופות כימותרפיות, למשל, לא יעיל לחצות את מחסום דם המוח כדי להגיע לתאים סרטניים 2. לפיכך, שיפור אספקת סמים ברחבי מחסום דם המוח הוא אזור של עניין. השיטות הנפוצות ביותר לשיפור המשלוח של תרופות למוח הן עירוי מוחי ישיר ושיבוש 3 מחסום דם מוח. ערבויות עירוי intracerebral ישירות שטיפולים להגיע למוח, עם זאת, לשיטה זו יש יכולת מוגבלת לפיזור התרופה 4. שיבוש מחסום דם מוח (BBBD) אלתרופות מורדות לזרום ישירות ממערכת הדם למוח ובכך באופן יעיל יותר להגיע לתאים סרטניים מפוזרים. שלוש שיטות של שיבוש מחסום כוללות שיבוש האוסמוטי מכשול, הפרעת מחסום תרופתית, ואולטרסאונד הממוקד עם microbubbles. שיבוש אוסמוטי, חלוץ ידי Neuwelt, משתמש בפתרון של hypertonic מניטול 25% שמייבש את התאים של מחסום דם המוח וגורם להם להתכווץ ולשבש צומת החזקים שלהם. שיבוש גדר גם יכול להיות מושלם פרמקולוגית עם תרכובות vasoactive כגון היסטמין 5 ו 6 bradykinin. שיטה זו, עם זאת, היא סלקטיבית בעיקר למחסום מוח גידול 7. בנוסף, RMP-7, אנלוגי של פפטיד bradykinin, נמצא כנחות בהשוואת הראש בראש עם BBBD אוסמוטי עם מניטול 25% 8. שיטה נוספת, אולטרסאונד ממוקד (FUS) בשיתוף עם סוכנים בניגוד אולטרסאונד microbubble, כן הוכחההפיך לפתיחת מחסום דם מוח 9. בהשוואה לFUS, אם כי, מניטול 25% יש לו היסטוריה ארוכה של בטיחות בחולים אנושיים שהופכת אותו לכלי מוכח למחקר translational 10-12. על מנת להשיג BBBD, מניטול יש להעביר בשיעור גבוה באופן ישיר למחזור העורקים של המוח. בבני אדם, קטטר endovascular מונחה למוח שבו ניתן להשיג זרימה מהירה וישירה. פרוטוקול מודלים האנושיים הזה BBBD ככל האפשר. בעקבות קצץ להסתעפות של עורק התרדמה המשותף, צנתר מוחדר מדרדר לECA ומשמש להעברת מניטול ישירות לתוך עורק התרדמה הפנימי (הרשפ&quot;ת) במחזור. Propofol והרדמת O N 2 משמשים ליכולתם למקסם את האפקטיביות של שיבוש מחסום 13. אם מבוצע כראוי, הליך זה יש את היכולת בבטחה, ביעילות, והפיך לפתוח את מחסום דם המוח והאלתורדואר המשלוח של תרופות שאינם רגיל להגיע למוח 8,13,14.

<img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/50019/50019fig1.jpg" /> איור 1. Visualizing שיבוש מחסום דם מוח באמצעות extravasation אוונס הכחול הצבע. אוונס הכחול צבע הוא פיגמנט שנקשר לאלבומין ולא extravasated לתוך המוח בתנאים פיסיולוגיים. שיבוש של מחסום דם המוח בצד אחד של המוח מאפשר או?...

Watch this Scientific Journal Video about Rat Model of Blood-brain Barrier Disruption to Allow Targeted Neurovascular Therapeutics at JoVE.com

Rat Model of Blood-brain Barrier Disruption to Allow Targeted Neurovascular Therapeutics

שיבוש מחסום דם מוח מסייע למשלוח של תרופות מסוימות למוח. מניטול נמסר תאים מתכווצים סביב כלי דם התוך arterially כדי פיזי לשבש את המכשול.

מודל עכברים של שיבוש מחסום דם מוח כדי לאפשר ממוקד Therapeutics Neurovascular

Endothelial cells with tight junctions along with the basement membrane and astrocyte end feet surround cerebral blood vessels to form the blood-brain ...

rat-model-blood-brain-barrier-disruption-to-allow-targeted

Research

JoVE Journal

Medicine

19.3K Views.  Vanderbilt University School of Medicine. שיבוש מחסום דם מוח מסייע למשלוח של תרופות מסוימות למוח. מניטול נמסר תאים מתכווצים סביב כלי דם התוך arterially כדי פיזי לשבש את המכשול.

Video: Rat Model of Blood-brain Barrier Disruption to Allow Targeted Neurovascular Therapeutics

MRI-guided Disruption of the Blood-brain Barrier using Transcranial Focused Ultrasound in a Rat Model

Focused ultrasound (FUS) disruption of the blood-brain barrier (BBB) is an increasingly investigated technique for circumventing the BBB1-5. The BBB is a significant obstacle to pharmaceutical treatments of brain disorders as it limits the passage of molecules from the vasculature into the brain tissue to molecules less than approximately 500 Da in size6. FUS induced BBB disruption (BBBD) is temporary and reversible4 and has an advantage over chemical means of inducing BBBD by being highly localized. FUS induced BBBD provides a means for investigating the effects of a wide range of therapeutic agents on the brain, which would not otherwise be deliverable to the tissue in sufficient concentration. While a wide range of ultrasound parameters have proven successful at disrupting the BBB2,5,7, there are several critical steps in the experimental procedure to ensure successful disruption with accurate targeting. This protocol outlines how to achieve MRI-guided FUS induced BBBD in a rat model, with a focus on the critical animal preparation and microbubble handling steps of the experiment.

Microbubble-mediated focused ultrasound disruption of the blood-brain barrier (BBB) is a promising technique for non-invasive targeted drug delivery in the brain1-3. This protocol outlines the experimental procedure for MRI-guided transcranial BBB disruption in a rat model.

MRI-מודרך שיבוש של מחסום דם מוח באמצעות אולטרסאונד ממוקד Transcranial מודל עכברים

Focused ultrasound (FUS) disruption of the blood-brain barrier (BBB) is an increasingly investigated technique for circumventing the BBB1-5. The BBB is a ...

Stretch in Brain Microvascular Endothelial Cells (cEND) as an In Vitro Traumatic Brain Injury Model of the Blood Brain Barrier

Due to the high mortality incident brought about by traumatic brain injury (TBI), methods that would enable one to better understand the underlying mechanisms involved in it are useful for treatment. There are both in vivo and in vitro methods available for this purpose. In vivo models can mimic actual head injury as it occurs during TBI. However, in vivo techniques may not be exploited for studies at the cell physiology level. Hence, in vitro methods are more advantageous for this purpose since they provide easier access to the cells and the extracellular environment for manipulation.
Our protocol presents an in vitro model of TBI using stretch injury in brain microvascular endothelial cells. It utilizes pressure applied to the cells cultured in flexible-bottomed wells. The pressure applied may easily be controlled and can produce injury that ranges from low to severe. The murine brain microvascular endothelial cells (cEND) generated in our laboratory is a well-suited model for the blood brain barrier (BBB) thus providing an advantage to other systems that employ a similar technique. In addition, due to the simplicity of the method, experimental set-ups are easily duplicated. Thus, this model can be used in studying the cellular and molecular mechanisms involved in TBI at the BBB.

Stretch in Brain Microvascular Endothelial Cells cEND as an In Vitro Traumatic Brain Injury Model of the Blood Brain Barrier

In vitro traumatic brain injury models are being developed to reproduce in vivo brain deformation. Stretch-induced injury has been employed for astrocytes, neurons, glial cells, aortic, and brain endothelial cells. However, our system uses a blood brain barrier (BBB) model that possesses properties constituting a legitimate model of the BBB to establish an in vitro&#160;TBI model.

למתוח בתאי אנדותל כלי הדם במוח (cEND) כ<em&gt; במבחנה</em&gt; פגיעה מוחי טראומטי דגם של מחסום דם המוח

Due to the high mortality incident brought about by traumatic brain injury (TBI), methods that would enable one to better understand the underlying ...

Setting-up an In Vitro Model of Rat Blood-brain Barrier (BBB): A Focus on BBB Impermeability and Receptor-mediated Transport

The blood brain barrier (BBB) specifically regulates molecular and cellular flux between the blood and the nervous tissue. Our aim was to develop and characterize a highly reproducible rat syngeneic in vitro model of the BBB using co-cultures of primary rat brain endothelial cells (RBEC) and astrocytes to study receptors involved in transcytosis across the endothelial cell monolayer. Astrocytes were isolated by mechanical dissection following trypsin digestion and were frozen for later co-culture. RBEC were isolated from 5-week-old rat cortices. The brains were cleaned of meninges and white matter, and mechanically dissociated following enzymatic digestion. Thereafter, the tissue homogenate was centrifuged in bovine serum albumin to separate vessel fragments from nervous tissue. The vessel fragments underwent a second enzymatic digestion to free endothelial cells from their extracellular matrix. The remaining contaminating cells such as pericytes were further eliminated by plating the microvessel fragments in puromycin-containing medium. They were then passaged onto filters for co-culture with astrocytes grown on the bottom of the wells. RBEC expressed high levels of tight junction (TJ) proteins such as occludin, claudin-5 and ZO-1 with a typical localization at the cell borders. The transendothelial electrical resistance (TEER) of brain endothelial monolayers, indicating the tightness of TJs reached 300 ohm&#183;cm2 on average. The endothelial permeability coefficients (Pe) for lucifer yellow (LY) was highly reproducible with an average of 0.26 &#177;&#160;0.11 x 10-3 cm/min. Brain endothelial cells organized in monolayers expressed the efflux transporter P-glycoprotein (P-gp), showed a polarized transport of rhodamine 123, a ligand for P-gp, and showed specific transport of transferrin-Cy3 and DiILDL across the endothelial cell monolayer. In conclusion, we provide a protocol for setting up an in vitro BBB model that is highly reproducible due to the quality assurance methods, and that is suitable for research on BBB transporters and receptors.

Setting-up an In Vitro Model of Rat Blood-brain Barrier BBB: A Focus on BBB Impermeability and Receptor-mediated Transport

The aim of the present study was to validate the reproducibility of an in vitro BBB model involving a rat syngeneic co-culture of endothelial cells and astrocytes. The endothelial cell monolayer presented high TEER and low LY permeability. Expression of specific TJ proteins, functional responses to inflammation and functionality of transporters and receptors were assessed.

הגדרה למעלה<em&gt; במבחנה</em&gt; דגם של מחסום דם מוח חולדה (BBB): פוקוס על BBB האטים ותחבורה בתיווך קולטן

The blood brain barrier (BBB) specifically regulates molecular and cellular flux between the blood and the nervous tissue. Our aim was to develop and ...

Oxygen-Glucose Deprivation and Reoxygenation as an In Vitro Ischemia-Reperfusion Injury Model for Studying Blood-Brain Barrier Dysfunction

Ischemia-Reperfusion (IR) injury is known to contribute significantly to the morbidity and mortality associated with ischemic strokes. Ischemic cerebrovascular accidents account for 80% of all strokes. A common cause of IR injury is the rapid inflow of fluids following an acute/chronic occlusion of blood, nutrients, oxygen to the tissue triggering the formation of free radicals.
Ischemic stroke is followed by blood-brain barrier (BBB) dysfunction and vasogenic brain edema. Structurally, tight junctions (TJs) between the endothelial cells play an important role in maintaining the integrity of the blood-brain barrier (BBB). IR injury is an early secondary injury leading to a non-specific, inflammatory response. Oxidative and metabolic stress following inflammation triggers secondary brain damage including BBB permeability and disruption of tight junction (TJ) integrity.
Our protocol presents an in vitro example of oxygen-glucose deprivation and reoxygenation (OGD-R) on rat brain endothelial cell TJ integrity and stress fiber formation. Currently, several experimental in vivo models are used to study the effects of IR injury; however they have several limitations, such as the technical challenges in performing surgeries, gene dependent molecular influences and difficulty in studying mechanistic relationships. However, in vitro models may aid in overcoming many of those limitations. The presented protocol can be used to study the various molecular mechanisms and mechanistic relationships to provide potential therapeutic strategies. However, the results of in vitro studies may differ from standard in vivo studies and should be interpreted with caution.

Oxygen-Glucose Deprivation and Reoxygenation as an In Vitro Ischemia-Reperfusion Injury Model for Studying Blood-Brain Barrier Dysfunction

Ischemia-Reperfusion (IR) injury is associated with a high rate of morbidity and mortality. The goal of the in vitro model of oxygen-glucose deprivation and reoxygenation (OGD-R) described here is to assess the effects of ischemia reperfusion injury on a variety of cells, particularly in blood-brain barrier (BBB) endothelial cells.

חמצן גלוקוז קיפוח וReoxygenation כ<em&gt; במבחנה</em&gt; איסכמיה reperfusion פציעת דגם לחוסר תפקוד מחסום דם-המוח לומד

Ischemia-Reperfusion (IR) injury is known to contribute significantly to the morbidity and mortality associated with ischemic strokes. Ischemic ...

A Rat Carotid Balloon Injury Model to Test Anti-vascular Remodeling Therapeutics

The rat carotid balloon injury is a well-established surgical model that has been used to study arterial remodeling and vascular cell proliferation. It is also a valuable model system to test, and to evaluate therapeutics and drugs that negate maladaptive remodeling in the vessel. The injury, or barotrauma, in the vessel lumen caused by an inflated balloon via an inserted catheter induces subsequent neointimal growth, often leading to hyperplasia or thickening of the vessel wall that narrows, or obstructs the lumen. The method described here is sufficiently sensitive, and the results can be obtained in relatively short time (2 weeks after the surgery). The efficacy of the drug or therapeutic against the induced-remodeling can be evaluated either by the post-mortem pathological and histomorphological analysis, or by ultrasound sonography in live animals. In addition, this model system has also been used to determine the therapeutic window or the time course of the administered drug. These studies can leadto the development of a better administrative strategy and a better therapeutic outcome. The procedure described here provides a tool for translational studies that bring drug and therapeutic candidates from bench research to clinical applications.

The rat carotid balloon injury model described below allows researchers to evaluate drugs or therapeutics that negate injury-induced arterial hyperplasia. Detailed pre-surgical preparation, surgical procedure, and post-surgical cares of the animal are described.

פציעת בלון עכברוש ראש דגם כדי לבדוק Therapeutics שיפוץ אנטי-וסקולרית

The rat carotid balloon injury is a well-established surgical model that has been used to study arterial remodeling and vascular cell proliferation. It is ...

Retroductal Submandibular Gland Instillation and Localized Fractionated Irradiation in a Rat Model of Salivary Hypofunction

Normal tissues that lie within the portals of radiation are inadvertently damaged. Salivary glands are often injured during head and neck radiotherapy. Irreparable cell damage results in a chronic loss of salivary function that impairs basic oral activities, and increases the risk of oral infections and dental caries. Salivary hypofunction and its complications gravely impact a patient's comfort. Current symptomatic management of the condition is ineffective, and newer therapies to assuage the condition are needed. 
Salivary glands are exocrine glands, which expel their secretions into the mouth via excretory ducts. Cannulation of these ducts provides direct access to the glands. Retroductal delivery of a contrast agent to major salivary glands is a routine out-patient procedure for diagnostic imaging. Using a similar procedure, localized treatment of the glands is feasible. However, performing this technique in preclinical studies with small animals poses unique challenges. In this study we describe the technique of retroductal administration in rat submandibular glands, a procedure that was refined in Dr. Bruce Baum's laboratory (NIH)1, and lay out a procedure for local gland irradiation.

Salivary gland hypofunction, a major adverse effect of head and neck radiotherapy diminishes a patient's quality of life. The demonstration of efficacy of new therapies in animal models is a prerequisite before clinical transition. This protocol describes retroductal administration and local irradiation of rat submandibular glands.

Retroductal submandibular בלוטת החדרה ונקודות מופרדות הקרנה במודל עכברים של הרוק hypofunction

Normal tissues that lie within the portals of radiation are inadvertently damaged. Salivary glands are often injured during head and neck radiotherapy. ...

In Vitro Assays to Assess Blood-brain Barrier Mesh-like Vessel Formation and Disruption

Blood-brain barrier (BBB) coverage plays a central role in the homeostasis of the central nervous system (CNS). The BBB is dynamically maintained by astrocytes, pericytes and brain endothelial cells (BECs). Here, we detail methods to assess BBB coverage using single cultures of immortalized human BECs, single cultures of primary mouse BECs, and a humanized triple culture model (BECs, astrocytes and pericytes) of the BBB. To highlight the applicability of the assays to disease states, we describe the effect of oligomeric amyloid-&#946; (oA&#946;), which is an important contributor to Alzheimer&#39;s disease (AD) progression, on BBB coverage. Further, we utilize the epidermal growth factor (EGF) to illuminate the drug screening potential of the techniques. Our results show that single and triple cultured BECs form meshwork-like structures under basal conditions, and that oA&#946; disrupts this cell meshwork formation and degenerates the preformed mesh structures, but EGF blocks this disruption. Thus, the techniques described are important for dissecting fundamental and disease-relevant processes that modulate BBB coverage.

In Vitro Assays to Assess Blood-brain Barrier Mesh-like Vessel Formation and Disruption

Maintaining blood-brain barrier coverage is key for the homeostasis of the central nervous system. This protocol describes in vitro techniques to delineate the fundamental and pathological processes that modulate blood-brain barrier coverage.

ב מבחני מבחנה כדי להעריך דם מוח מחסום כמו רשת כלי שיטפון ושיבוש

Blood-brain barrier (BBB) coverage plays a central role in the homeostasis of the central nervous system (CNS). The BBB is dynamically maintained by ...

Improved Method for the Establishment of an In Vitro Blood-Brain Barrier Model Based on Porcine Brain Endothelial Cells

The aim of this protocol presents an optimized procedure for the purification and cultivation of pBECs and to establish in vitro blood-brain barrier (BBB) models based on pBECs in mono-culture (MC), MC with astrocyte-conditioned medium (ACM), and non-contact co-culture (NCC) with astrocytes of porcine or rat origin. pBECs were isolated and cultured from fragments of capillaries from the brain cortices of domestic pigs 5-6 months old. These fragments were purified by careful removal of meninges, isolation and homogenization of grey matter, filtration, enzymatic digestion, and centrifugation. To further eliminate contaminating cells, the capillary fragments were cultured with puromycin-containing medium. When 60-95% confluent, pBECs growing from the capillary fragments were passaged to permeable membrane filter inserts and established in the models. To increase barrier tightness and BBB characteristic phenotype of pBECs, the cells were treated with the following differentiation factors: membrane permeant 8-CPT-cAMP (here abbreviated cAMP), hydrocortisone, and a phosphodiesterase inhibitor, RO-20-1724 (RO). The procedure was carried out over a period of 9-11 days, and when establishing the NCC model, the astrocytes were cultured 2-8 weeks in advance. Adherence to the described procedures in the protocol has allowed the establishment of endothelial layers with highly restricted paracellular permeability, with the NCC model showing an average transendothelial electrical resistance (TEER) of 1249 &#177; 80 &#937; cm2, and paracellular permeability (Papp) for Lucifer Yellow of 0.90 10-6 &#177; 0.13 10-6 cm sec-1 (mean &#177; SEM, n=55). Further evaluation of this pBEC phenotype showed good expression of the tight junctional proteins claudin 5, ZO-1, occludin and adherens junction protein p120 catenin. The model presented can be used for a range of studies of the BBB in health and disease and, with the highly restrictive paracellular permeability, this model is suitable for studies of transport and intracellular trafficking.

Improved Method for the Establishment of an In Vitro Blood-Brain Barrier Model Based on Porcine Brain Endothelial Cells

The aim of the protocol is to present an optimized procedure for the establishment of an in vitro blood-brain barrier (BBB) model based on primary porcine brain endothelial cells (pBECs). The model shows high reproducibility, high tightness, and is suitable for studies of transport and intracellular trafficking in drug discovery.

שיפור שיטה להקמת במבחנה מחסום הדם - מוח מודל המבוסס על תאי אנדותל המוח חזירי

The aim of this protocol presents an optimized procedure for the purification and cultivation of pBECs and to establish in vitro blood-brain barrier (BBB) ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Contractility איזומטרי מדידה של עורק מצע המעי העליון העכבר באמצעות חוט Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Delivery of Cardioactive Therapeutics in a Porcine Myocardial Infarction Model

Myocardial infarction is one of the leading causes of death and disability worldwide, and there is an urgent need for novel cardioprotective or regenerative strategies. An essential component of drug development is determining how a novel therapeutic is to be administered. Physiologically relevant large animal models are of critical importance in assessing the feasibility and efficacy of various therapeutic delivery strategies. Due to their similarities to humans in cardiovascular physiology, coronary vascular anatomy, and heart weight to body weight ratio, swine is one of the preferred species in the preclinical evaluation of new therapies for myocardial infarction. The present protocol describes three methods of administering cardioactive therapeutic agents in a porcine model. After percutaneously induced myocardial infarction, female landrace swine received treatment with novel agents through either: (1) thoracotomy and transepicardial injection, (2) catheter-based transendocardial injection, or (3) intravenous infusion via jugular vein osmotic minipump. The procedures employed for each technique are reproducible, resulting in reliable cardioactive drug delivery. These models can be easily adapted to suit individual study designs, and each of these delivery techniques can be used to investigate a variety of possible interventions. Therefore, these methods are a useful tool for translational scientists pursuing novel biological approaches in cardiac repair following myocardial infarction.

The present protocol describes three methods of administering cardioactive therapeutic agents in a porcine model. Female landrace swine received treatment through either: (1) thoracotomy and transepicardial injection, (2) catheter-based transendocardial injection, or (3) intravenous infusion via jugular vein osmotic minipump.