המחברים מבקשים להודות לטיפול בבעלי חי HealthPartners המוסדי והשתמש ועדה בבית חולי אזורים.

1. הסתגלות לטיפול למינון אפי לעכברי Awake מבוא עכברים יש התאקלמו לטיפול לתקופה של 2-4 שבועות לפני תחילת המינון אפי. הסתגלות לטיפול היא חשובה, שכן היא מסייעת להבטיח תנוחת גוף נכונה ליעילות מקסימלית של אספקת סמים אפי ערה. בנוסף, עכברים שלא היה מורגלים היטב לתהליך זה יכול להיות תגובת חרדה קשה לאחר מינון. עכברים צריכים להשקיע כ 2-3 ימים על כל אחד מתשעה שלבים לפני שממשיך לשלב הבא, בהתאם לנוחותו של בעל החיים לטיפול. רמת הלחץ של העכבר צריכה לשמש כמדד להתקדמות. משמעות הדבר הוא ניטור התנועות של העכבר, את הכמות / תדירות מתן שתן, צואה, רועד, ולנשוך. אם יש עכבר בתגובה ללחץ גבוהה, להישאר באותו שלב לפני שממשיך הבא עד לתגובה מופחתת. מדגם SCH ההסתגלותedule ניתן לראות בטבלה 1. התאקלמות של העכברים צריכה להתקדם דרך השלבים הבאים של פעם ביום. ביצוע פעולות אלה יותר מפעם אחת ביום, בניסיון להאיץ את ההסתגלות, אינו מומלץ. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את העכבר בכף היד, לתקופה של שתיים עד שלוש דקות, לא יותר מרגל אחת מעל לראש הכלוב, כחיות לעתים קרובות לקפוץ במהלך שלב מקדים זה. אם העכבר מנסה לזחול החוצה של היד ואת זרועו של אחד, פשוט להרים את העכבר בבסיס הזנב ולמקם אותו בחזרה ביד אחת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את העכבר בכף היד לשלוש דקות וללטף את החיה בעדינות. חיות מחמד עכבר directionally מהראש ועד הזנב, תוך מתן אפשרות לבעלי החיים לנוע בחופשיות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את העכבר בכף היד לשלוש דקות בזמן שמעסה מאחורי האוזניים (קל צובט יחד את העור בחלק האחורי של הצוואר באמצעות האגודל ואצבע מצביע). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזק / liFT העכבר בעורף שלה למשך 30 שניות, ומאפשר מנוחת העכבר על גבי הכלוב למשך 30 שניות לפני חזרה את האחיזה שוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזק את העכבר באמצעות אחיזה אפי, אשר מתוארת בסעיף 2, אבל לא להפוך את החיה (להשלים עד השלב 2.4). להחזיק בעלי החיים כמו זה לתקופה של 30 שניות ולשחרר חזרה לראש הכלוב. חזור פעם שנייה לאחר תקופת מנוחה של דקה אחת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזק את העכבר עם האחיזה אפי כאמור בסעיף 2, כולל היפוך חיה כל כך צד הגחון שלה פונה כלפי מעלה לכיוון התקרה. ודא שצווארו של בעל החיים הוא מקביל לרצפה. תחזיק עמדה זו במשך 30 שניות. חזור על פעולה זו פעם שנייה, לאחר תקופת מנוחה של דקה אחת. עכברים מסוימים יתנגדו האחיזה אפי יותר מאחרים, במיוחד כאשר משתמשים בו בפעם הראשונה עם היפוך בשלב זה בהסתגלות. אם העכבר משחרר את עצמו מהלפיתה, שם את העכבר לאחור בחלק העליון כלוב ומחדש את האחיזה. חזור מחדש את האחיזה במידת צורך, אבל לפקח על רמת הלחץ של העכבר ולהחזיר אותו לכלוב במידת צורך. גורם נוסף שיכול לשחק תפקיד באובדן האחיזה בנקודה זו בתהליך ההתאקלמות הוא חוסר הניסיון של המטפלים בבעלי החיים עם טכניקת המסירה אפי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזק את העכבר עם האחיזה אפי, להפוך, לזמן קצר למקם pipettor עם טיפ ריק מעל כל נחיר, ותחזיק בעמדת בעלי החיים למשך 30 שניות. חזור על פעולה זו אחרי תקופת מנוחה של דקה אחת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזק את העכבר עם האחיזה אפי, להפוך אותו, ולנהל intranasally 6 μl של מי מלח לתוך n האם השמאל וימין כאמור בסעיף 3 (עד שלב 3.7). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזק את העכבר עם האחיזה אפי, היפוכו, ולנהל intranasally 6 μl של מי מלח לתוך n האם השמאל וימין הצבת פעמי החיה לאחור בחלק העליון הכלוב באמצע, כפי שתואר בסעיף 3. </li></ol> 2. גריפ אפי לשתק עכברי Awake <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את עכבר on ראש הכלוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם האגודל ואצבע המורה של היד הדומיננטית שלך, להחזיק את העכבר בזנבו. שימוש באמצע שלך, הטבעת, ואצבעות זרת, קל להצמיד את החלק התחתון של הגוף לחלק העליון הכלוב (איור 1 א). בואו לתפוס את העכבר על גבי המוטות כמו שאתה קל למתוח את העכבר החוצה וכדאי לתפוס את עורפו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש באגודל והאצבע אמצעית ביד הלא הדומיננטית, לצבוט את העכבר בחוזקה בעורפו (עודף עור) מאחורי הצוואר והכתפיים. מושך את העור הרפוי כדי להפוך את אוהל של עור לרוחב הכתפיים (1B איור). קח כמה שיותר עור שאפשר, אבל להיזהר לא למשוך את שריר שזה יגרום אי נוחות לעכבר. נהגתי בזהירות על מנת שלא תחול יותר מדי לחץ לבית החזה או בעמוד השדרה של בעל החיים. לחץ מוגזם או משייכת העור עשוי להוביל לעיכוב של נשימה במקרים מסוימים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עד מהרה את מקום האצבע ביד הלא הדומיננטית שלך על ראשו של העכבר כקרוב לאף ככל האפשר ולמשוך בחזרה על העור (האיור 1C, 1D). במקביל, חלק את האגודל והאצבע אמצעית לכיוון הראש למצב אופטימלי. באופן אידיאלי, העכבר לא צריך להיות מסוגל להזיז את ראשו אנכי או אופקי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תוך שמירה על האחיזה בעורף, הפך את העכבר על גבה. הגב של העכבר צריך להיות בכף היד שלך. בתקיפות לשמור על הזנב של העכבר (בסמוך לבסיס) על כף היד שלך עם שתי האצבעות האחרונות שלך (טבעת וזרת) על מנת לייצב את העכבר, או שאתה יכול לעטוף את האצבעות על פני הגוף התחתון (האיור 1E, 1F). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשלב זה לוודא שהצוואר וסנטרו של העכבר הם שטוחים ומקבילים לרצפה. הסנטר אמור להיות קרוב לזווית 180 מעלות עם הצוואר ככל האפשר כדי לסייע באספקה ​​אפי. שינויים קלים בזווית עלולים לגרום תרופה לסופו באתר הלא הנכון. ודא את העכבר הוא מסוגל לנשום על ידי צפייה בבטן. העכבר should לא תוכל לזוז, אבל צריך להיות נוח ולא בשום כאב. אם אתה רואה את הצוואר וסנטרו של העכבר עושה &quot;וי&quot;, אז אתה צריך מחדש את האחיזה. </li></ol> 3. משלוח אפי של תרופות לעכברי Awake מבוא באמצעות אחיזה אפי, כל עכבר רסן פעמים והחזיק בצוואר במקביל לרצפה שלהם בזמן נפח של 20-30 μl של נוזל מנוהל. כרך זה הוא בטוח ויעיל לעכברים קטנים גדולים, אנחנו משתמשים בדרך כלל 24 μl, ומתוארים בפרוטוקול זה. השיטה אפי הערה ניתן להשתמש בעכברים בכל גיל, למשל בעכברים ילודים למחקר מדעי המוח התפתחותית. בעכברים ילודים, הכולל נפח קטן (8 μl) וגודל טיפה (μl 1) יש להשתמש כדי להכיל את הנפח הקטן יותר של חלל האף. תרופות מועברות בדרך כלל לשני עכברים בכל פעם, לסירוגין תקופות מנוחה על מנת להפוך את השימוש היעיל ביותר של זמן ולשמור על oלוח זמנים של n. ההגדרה תהיה בהתאם אם אתה מינון עכברי קבוצה שוכנו או עכברים שוכנו בנפרד קצת שונה. עם העכברים שוכנו בנפרד, כדאי למקם את כל החומרים שלך שבבין הכלובים כדי למנוע מעכברים מעבר מעל לראש הכלוב האחר. עם הקבוצה שוכן עכברים, מינון שמכלוב בלבד. זה חשוב שכל עכבר בכלוב קבוצה שוכנה מקבל את אותו טיפול אפי, כפוטנציאל לזיהום צולב של שני טיפולים שונים קיים בשל גירוש סמים באוויר או במגע עם עור. מומלץ מאוד שגיליון מינון יודפס מראש, כדי להזכיר לטכנאים של מטלות טיפול, להקליט הערות של טיפין שלא נענו, לציין בריאות כללית של כל בעלי חיים, וכו &#39; צעדים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את הכלובים שבם הם צריכים להיות למינון, והקימו תחנת מינון (איור 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר עכבר מכלוב ולשמור על כלוב במינון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרים את העכבר באמצעות אחיזה אפי תוארה בסעיף 2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש ביד הדומיננטית שלך, טען את pipettor עם 6 μl של סמים או כלי רכב. הנח את קצה pipettor מלא ליד הנחיר השמאלי של העכבר, בדרך כלל בזווית של 45 מעלות (האיור 1G, 1H). אם יש לך פתרון צמיג ייתכן שתצטרך להגדיל את הזווית שלך ל -90 מעלות כי התרופה עשויה להפעיל את הצד של קצה פיפטה במקום לגרום לירידה. אם צמיג מאוד, מנגב את קצה פיפטה עם רקמה לפני גירוש נוזלי עשויים לעזור. לאט להוציא את התרופה בצורת טיפה קטנה כבמחצית מההיקף (3 μl). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הטיפה צריכה להיות ממוקמת קרוב מספיק לנחיר של העכבר כך שהעכבר יכול לשאוף טיפה. מייד אחרי העכבר שואף הטיפה הקטנה הזה, להוציא את השארית של התרופה בקצה פיפטה כדי ליצור עוד טיפה קטנה לעכבר לשאוף דרך נחירו על 2-3 שניות מאוחר יותר. הקפד להתבונן בפה. אם יש לישל כל נוזל בפה, הירידה לא להפוך אותו במלואו לתוך האף וזה יש לציין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזק את העכבר בתפקיד זה במשך 15 שניות. מומלץ מאוד שטיימר לשמש כדי לתקן את אחיזת סעיף 15 זה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על שלבים 3.3-3.6 לנחיר הימני. אם כל טיפין בבוז, שהירידה צריכה להיות מוחלפת וציינה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את העכבר על גב העליון של הכלוב שלו למשך 2 דקות. חזור על התהליך כולו מתחיל 2 דקות. אחרי הלידה בטיפה הראשונה. זה נותן את העכבר 4 טיפין של 6 μl כל בהיקף של 24 μl של פתרון. לוח זמנים לדוגמה עבור מינון עכברים אחד או שניים בו זמנית ניתן לראות בטבלה 2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחרי העכבר קבל את כל הטיפין, תחזיר את העכבר לכלוב שלו. </li></ol> 4. טכניקות כלליות בעלי חי טיפול לאקלום ומשלוח של תרופות אפי לעכברי Awake לאחר כל פגישה או הסתגלות מינון אפי, עכברים צריכים להיות לינה טיפול, כגון דגני בוקר או זרעי חמניות קלופות כחיזוק חיובי. פינוקים ניתנים כפרס וכדי להסיח את הדעה מלגרד את אפם, שעלול לגרום ניזק לעצמם. כאשר עובד עם קבוצות עכברים שוכנו, מספיק פינוקים צריכים להיות ירד לכל עכבר. לפני החזרת חיות לכלוביהן להיות בטוח כדי לשחזר קינים למדינות המקוריות שלהם כדי להפחית את הלחץ. כאשר מינון חי קבוצה שוכנו, כפפות חייבות להיות שונות בין המינון של כלובים כדי לא להעביר ריח ממושבה למושבת כלוב כלוב, כפי שהם יהפכו לאגרסיביים אחד כלפי שניים.

<ol>
	<li>Dhuria, S. V., Hanson, L. R., Frey, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+delivery+to+the+central+nervous+system:+mechanisms+and+experimental+considerations.">Intranasal delivery to the central nervous system: mechanisms and experimental considerations.</a> J. Pharm Sci. 99, 1654-1673 (2010).</li><li>Thorne, R. G., Pronk, G. J., Padmanabhan, V., Frey, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+insulin-like+growth+factor-I+to+the+rat+brain+and+spinal+cord+along+olfactory+and+trigeminal+pathways+following+intranasal+administration.">Delivery of insulin-like growth factor-I to the rat brain and spinal cord along olfactory and trigeminal pathways following intranasal administration.</a> Neuroscience. , 127-481 (2004).</li><li>Benedict, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+insulin+as+a+therapeutic+option+in+the+treatment+of+cognitive+impairments.">Intranasal insulin as a therapeutic option in the treatment of cognitive impairments.</a> Exp. Gerontol. 46, 112-115 (2011).</li><li>Francis, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+insulin+prevents+cognitive+decline,+cerebral+atrophy+and+white+matter+changes+in+murine+type+I+diabetic+encephalopathy.">Intranasal insulin prevents cognitive decline, cerebral atrophy and white matter changes in murine type I diabetic encephalopathy.</a> Brain. 131, 3311-3334 (2008).</li><li>Francis, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+insulin+ameliorates+experimental+diabetic+neuropathy.">Intranasal insulin ameliorates experimental diabetic neuropathy.</a> Diabetes. 58, 934-945 (2009).</li><li>Marks, D. R., Tucker, K., Cavallin, M. A., Mast, T. G., Fadool, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Awake+intranasal+insulin+delivery+modifies+protein+complexes+and+alters+memory,+anxiety,+and+olfactory+behaviors.">Awake intranasal insulin delivery modifies protein complexes and alters memory, anxiety, and olfactory behaviors.</a> J. Neurosci. 29, 6734-6751 (2009).</li><li>Hanson, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+delivery+of+deferoxamine+reduces+spatial+memory+loss+in+APP/PS1+mice.">Intranasal delivery of deferoxamine reduces spatial memory loss in APP/PS1 mice.</a> Drug Delivery and Translational Research. 2, 160-168 (2012).</li><li>Danielyan, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protective+effects+of+intranasal+losartan+in+the+APP/PS1+transgenic+mouse+model+of+Alzheimer+disease.">Protective effects of intranasal losartan in the APP/PS1 transgenic mouse model of Alzheimer disease.</a> Rejuvenation Research. 13, 195-201 (2010).</li><li>Fine, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+deferoxamine+improves+performance+in+radial+arm+water+maze,+stabilizes+HIF-1alpha,+and+phosphorylates+GSK3beta+in+P301L+tau+transgenic+mice.">Intranasal deferoxamine improves performance in radial arm water maze, stabilizes HIF-1alpha, and phosphorylates GSK3beta in P301L tau transgenic mice.</a> Exp. Brain Res. 219, 381-390 (2012).</li><li>Lochhead, J. J., Thorne, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+delivery+of+biologics+to+the+central+nervous+system.">Intranasal delivery of biologics to the central nervous system.</a> Adv. Drug Deliv. Rev. 64 (11), 614-628 (2012).</li><li>Hanson, L. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+deferoxamine+provides+increased+brain+exposure+and+significant+protection+in+rat+ischemic+stroke.">Intranasal deferoxamine provides increased brain exposure and significant protection in rat ischemic stroke.</a> J. Pharmacol. Exp Ther. 330, 679-686 (2009).</li><li>Reger, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+intranasal+insulin+on+cognition+in+memory-impaired+older+adults:+modulation+by+APOE+genotype.">Effects of intranasal insulin on cognition in memory-impaired older adults: modulation by APOE genotype.</a> Neurobiol. Aging. 27, 451-458 (2006).</li><li>Kim, C. H., Song, H. y. u. n., M, E. u. n. A. h. n., Lee, Y., G, J., Yoon, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+hypo-,+iso-+and+hypertonic+saline+irrigation+on+secretory+mucins+and+morphology+of+cultured+human+nasal+epithelial+cells.">Effect of hypo-, iso- and hypertonic saline irrigation on secretory mucins and morphology of cultured human nasal epithelial cells.</a> Acta Otolaryngol. 125, 1296-1300 (2005).</li><li>Greiff, L., Andersson, M., Wollmer, P., Persson, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypertonic+saline+increases+secretory+and+exudative+responsiveness+of+human+nasal+airway+in+vivo.">Hypertonic saline increases secretory and exudative responsiveness of human nasal airway in vivo.</a> Eur. Respir. J. 21, 308-312 (2003).</li></ol>

אין ניגודי האינטרסים הכריזו.

שיטה זו מראה כיצד עכברים ניתן לתת מינונים רגילים של תרופה אפי כדי למקד את המוח ללא שימוש בהרדמה. תרופה אפי יכולה להיות מועברת לקבוצות גדולות של עכברים לפרקי זמן ממושכים עם מינימום מאמץ. קבוצה אחת של עד 20 עכברים ניתן לטפל intranasally על ידי אדם יחיד בפחות משעה אחת. מגוון רחב ...

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Materials</td>
 <td>Company</td>
 <td>Cat #</td>
 <td>Comment</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>P20 pipettor set at 6 &mu;l</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Gel loading pipette tips</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Timer</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Waste receptacle for tips</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dosing sheet for notes</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Pen</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Drug and vehicle</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Container to hold drug vials</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Animals to be dosed</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Spare gloves</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Paper towels to wipe urine</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Table 3. Materials Needed</td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

intranasal administration of cns therapeutics to awake mice

אפי ממשל הוא שיטה של ​​מתן סוכנים טיפוליים למערכת העצבים המרכזית (CNS). זה אינו פולשני ומאפשר מולקולות גדולות שאינו חוצות את גישת מחסום דם המוח למערכת העצבים המרכזיים. תרופות ממוקדות ישירות למערכת העצבים המרכזיים עם משלוח אפי, הפחתת חשיפה מערכתית ותופעות לוואי מערכתיות ובכך לא רצויות 1. משלוח מהאף למערכת העצבים המרכזיים מתרחש בתוך דקות לאורך שני המסלולים העצביים הריח וtrigeminal באמצעות מסלול תאי ואינו דורש תרופה להיקשר לכל קולט או תחבורת אקסונלית 2. משלוח אפי הוא שיטה זכתה לפרסום נרחב, וכיום הוא משמש בניסויים קליניים בבני אדם 3. משלוח אפי של תרופות במודלים של בעלי חיים מאפשר הערכה ראשונית של הפצה ויעילות פרמוקוקינטיים. בעכברים, ניתן להחדיר תרופות לבעלי חיים ערים (לא מורדם) על בסיס קבוע באמצעות specialized אחיזה אפי. משלוח ער מועיל משום שהוא מאפשר למינון כרוני לטווח ארוך ללא הרדמה, זה לוקח פחות זמן מאשר עם הרדמה, וניתן ללמוד ונעשה על ידי אנשים רבים, כך שצוותות של טכנאים מספרים גדולים יכולים מינון של עכברים בפרקי זמן קצרים. יעילות של תרופות מנוהלות intranasally בדרך זו לעכברים הודגמה במספר המחקרים כוללים אינסולין במודלים של עכברים סוכרתיים 4-6 וdeferoxamine מודלי עכבר אלצהיימר. 7,8 האחיזה אפי לעכברים ניתן ללמוד, אבל זה לא קל ודורשת תרגול, מיומנות, ואחיזה מדויקת בצורה יעילה כדי לספק תרופות למוח ולהימנע מניקוז לריאות וקיבה. עכברים הם מרוסנים בעבודת יד בעורף שונה ביד הלא הדומיננטית בצוואר שהתקיים במקביל לרצפה, ואילו סמים מועברים עם pipettor שימוש ביד הדומיננטית. בדרך כלל לוקח 3-4 שבועות של הסתגלות לטיפול לפני העכבריםניתן לערוך את אחיזה זה ללא תגובת לחץ. הכנו וידאו יופיטר זה לעשות טכניקת מסירה אפי זה לנגיש יותר.

ישנן מספר דרכים כדי לקבוע את היעילות של מתן תרופה. הראשון הוא intranasally לנהל צבע, כגון הודו או דיו כחול תילן ולדמיין את הצבע לאחר המתת חסד של החיה בתוך אפיתל ההרחה ואחרי המוח מוסר, נכנס מערכת העצבים המרכזיים דרך צלחת cribriform. השני הוא למדוד את התרופה נמסרה גם על ידי שימוש בת?...

Watch this Scientific Journal Video about Intranasal Administration of CNS Therapeutics to Awake Mice at JoVE.com

Intranasal Administration of CNS Therapeutics to Awake Mice

שיטת intranasally מנת להחדיר תרופות לעכברים ערים לצורך מיקוד המוח מתוארת. שיטה זו מאפשרת למינון חוזר לאורך תקופות ארוכות באמצעות ממשל אפי של תרופה ללא הרדמה, ומשלוח אף למוח עם חשיפה מינימאלית מערכתית.

מנהל אפי של Therapeutics CNS לעכברי Awake

Intranasal administration is a method of delivering  therapeutic agents to the central nervous system (CNS). It is  non-invasive and allows large ...

intranasal-administration-of-cns-therapeutics-to-awake-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

58.1K Views.  HealthPartners Institute for Education and Research. שיטת intranasally מנת להחדיר תרופות לעכברים ערים לצורך מיקוד המוח מתוארת. שיטה זו מאפשרת למינון חוזר לאורך תקופות ארוכות באמצעות ממשל אפי של תרופה ללא הרדמה, ומשלוח אף למוח עם חשיפה מינימאלית מערכתית.

Video: Intranasal Administration of CNS Therapeutics to Awake Mice

Rat Model of Blood-brain Barrier Disruption to Allow Targeted Neurovascular Therapeutics

Endothelial cells with tight junctions along with the basement membrane and astrocyte end feet surround cerebral blood vessels to form the blood-brain barrier1. The barrier selectively excludes molecules from crossing between the blood and the brain based upon their size and charge. This function can impede the delivery of therapeutics for neurological disorders. A number of chemotherapeutic drugs, for example, will not effectively cross the blood-brain barrier to reach tumor cells2. Thus, improving the delivery of drugs across the blood-brain barrier is an area of interest.
The most prevalent methods for enhancing the delivery of drugs to the brain are direct cerebral infusion and blood-brain barrier disruption3. Direct intracerebral infusion guarantees that therapies reach the brain; however, this method has a limited ability to disperse the drug4. Blood-brain barrier disruption (BBBD) allows drugs to flow directly from the circulatory system into the brain and thus more effectively reach dispersed tumor cells. Three methods of barrier disruption include osmotic barrier disruption, pharmacological barrier disruption, and focused ultrasound with microbubbles. Osmotic disruption, pioneered by Neuwelt, uses a hypertonic solution of 25% mannitol that dehydrates the cells of the blood-brain barrier causing them to shrink and disrupt their tight junctions. Barrier disruption can also be accomplished pharmacologically with vasoactive compounds such as histamine5 and bradykinin6. This method, however, is selective primarily for the brain-tumor barrier7. Additionally, RMP-7, an analog of the peptide bradykinin, was found to be inferior when compared head-to-head with osmotic BBBD with 25% mannitol8. Another method, focused ultrasound (FUS) in conjunction with microbubble ultrasound contrast agents, has also been shown to reversibly open the blood-brain barrier9. In comparison to FUS, though, 25% mannitol has a longer history of safety in human patients that makes it a proven tool for translational research10-12.
In order to accomplish BBBD, mannitol must be delivered at a high rate directly into the brain's arterial circulation. In humans, an endovascular catheter is guided to the brain where rapid, direct flow can be accomplished. This protocol models human BBBD as closely as possible. Following a cut-down to the bifurcation of the common carotid artery, a catheter is inserted retrograde into the ECA and used to deliver mannitol directly into the internal carotid artery (ICA) circulation. Propofol and N2O anesthesia are used for their ability to maximize the effectiveness of barrier disruption13. If executed properly, this procedure has the ability to safely, effectively, and reversibly open the blood-brain barrier and improve the delivery of drugs that do not ordinarily reach the brain 8,13,14.

Blood-brain barrier disruption aids the delivery of certain drugs to the brain. Mannitol delivered intra-arterially shrinks cells surrounding blood vessels in order to physically disrupt the barrier.

מודל עכברים של שיבוש מחסום דם מוח כדי לאפשר ממוקד Therapeutics Neurovascular

Endothelial cells with tight junctions along with the basement membrane and astrocyte end feet surround cerebral blood vessels to form the blood-brain ...

Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study model. As the use of mouse models are often a vital step in preclinical drug discovery and drug development1-8, it is necessary to design a system to introduce drugs into mice in a uniform, reproducible manner. Ideally, the system should permit the collection of blood samples at regular intervals over a set time course. The ability to measure drug concentrations by mass-spectrometry, has allowed investigators to follow the changes in plasma drug levels over time in individual mice1, 9, 10. In this study, paclitaxel was introduced into transgenic mice as a continuous arterial infusion over three hours, while blood samples were simultaneously taken by retro-orbital bleeds at set time points. Carotid artery infusions are a potential alternative to jugular vein infusions, when factors such as mammary tumors or other obstructions make jugular infusions impractical. Using this technique, paclitaxel concentrations in plasma and tissue achieved similar levels as compared to jugular infusion. In this tutorial, we will demonstrate how to successfully catheterize the carotid artery by preparing an optimized catheter for the individual mouse model, then show how to insert and secure the catheter into the mouse carotid artery, thread the end of the catheter out through the back of the mouse&#8217;s neck, and hook the mouse to a pump to deliver a controlled rate of drug influx. Multiple low volume retro-orbital bleeds allow for analysis of plasma drug concentrations over time.

This method was developed with the goal of delivering a steady drug solution via the carotid artery, to assess the pharmacokinetics of novel drugs in mouse models.

חליטות עורק הראשי לpharmacokinetic וpharmacodynamic ניתוח של taxanes בעכברים

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study ...

Non-invasive Assessment of the Efficacy of New Therapeutics for Intestinal Pathologies Using Serial Endoscopic Imaging of Live Mice

Animal models of inflammatory bowel disease (IBD) and colorectal cancer (CRC) have provided significant insight into the cell intrinsic and extrinsic mechanisms that contribute to the onset and progression of intestinal diseases. The identification of new molecules that promote these pathologies has led to a flurry of activity focused on the development of potential new therapies to inhibit their function. As a result, various pre-clinical mouse models with an intact immune system and stromal microenvironment are now heavily used. Here we describe three experimental protocols to test the efficacy of new therapeutics in pre-clinical models of (1) acute mucosal damage, (2) chronic colitis and/or colitis-associated colon cancer, and (3) sporadic colorectal cancer. We also outline procedures for serial endoscopic examination that can be used to document the therapeutic response of an individual tumor and to monitor the health of individual mice. These protocols provide complementary experimental platforms to test the effectiveness of therapeutic compounds shown to be well tolerated by mice.

We describe methods for longitudinal monitoring of the efficacy of therapeutics for the treatment of colonic pathologies in mice using a rigid endoscope. This protocol can be readily used for the characterization of the therapeutic response of an individual tumor in live mice and also for monitoring potential disease relapse.

הערכה לא פולשנית של היעילות של ניו Therapeutics למעי פתולוגיות שימוש הדמיה אנדוסקופי סידורי של עכברים חיים

Animal models of inflammatory bowel disease (IBD) and colorectal cancer (CRC) have provided significant insight into the cell intrinsic and extrinsic ...

A Rat Carotid Balloon Injury Model to Test Anti-vascular Remodeling Therapeutics

The rat carotid balloon injury is a well-established surgical model that has been used to study arterial remodeling and vascular cell proliferation. It is also a valuable model system to test, and to evaluate therapeutics and drugs that negate maladaptive remodeling in the vessel. The injury, or barotrauma, in the vessel lumen caused by an inflated balloon via an inserted catheter induces subsequent neointimal growth, often leading to hyperplasia or thickening of the vessel wall that narrows, or obstructs the lumen. The method described here is sufficiently sensitive, and the results can be obtained in relatively short time (2 weeks after the surgery). The efficacy of the drug or therapeutic against the induced-remodeling can be evaluated either by the post-mortem pathological and histomorphological analysis, or by ultrasound sonography in live animals. In addition, this model system has also been used to determine the therapeutic window or the time course of the administered drug. These studies can leadto the development of a better administrative strategy and a better therapeutic outcome. The procedure described here provides a tool for translational studies that bring drug and therapeutic candidates from bench research to clinical applications.

The rat carotid balloon injury model described below allows researchers to evaluate drugs or therapeutics that negate injury-induced arterial hyperplasia. Detailed pre-surgical preparation, surgical procedure, and post-surgical cares of the animal are described.

פציעת בלון עכברוש ראש דגם כדי לבדוק Therapeutics שיפוץ אנטי-וסקולרית

The rat carotid balloon injury is a well-established surgical model that has been used to study arterial remodeling and vascular cell proliferation. It is ...

Through the Looking Glass: Time-lapse Microscopy and Longitudinal Tracking of Single Cells to Study Anti-cancer Therapeutics

The response of single cells to anti-cancer drugs contributes significantly in determining the population response, and therefore is a major contributing factor in the overall outcome. Immunoblotting, flow cytometry and fixed cell experiments are often used to study how cells respond to anti-cancer drugs. These methods are important, but they have several shortcomings. Variability in drug responses between cancer and normal cells, and between cells of different cancer origin, and transient and rare responses are difficult to understand using population averaging assays and without being able to directly track and analyze them longitudinally. The microscope is particularly well suited to image live cells. Advancements in technology enable us to routinely image cells at a resolution that enables not only cell tracking, but also the observation of a variety of cellular responses. We describe an approach in detail that allows for the continuous time-lapse imaging of cells during the drug response for essentially as long as desired, typically up to 96 hr. Using variations of the approach, cells can be monitored for weeks. With the employment of genetically encoded fluorescent biosensors numerous processes, pathways and responses can be followed. We show examples that include tracking and quantification of cell growth and cell cycle progression, chromosome dynamics, DNA damage, and cell death. We also discuss variations of the technique and its flexibility, and highlight some common pitfalls.

Here, we describe a method of long-term time-lapse microscopy to longitudinally track single cells in response to anti-cancer therapeutics.

מבעד למראה: זמן לשגות מיקרוסקופית ו מעקב אורך של תאים בודדים כדי ללמוד Therapeutics אנטי-סרטניות

The response of single cells to anti-cancer drugs contributes significantly in determining the population response, and therefore is a major contributing ...

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

Remodeling of the brain vasculature is a common trait of brain pathologies. In vivo imaging techniques are fundamental to detect cerebrovascular plasticity or damage occurring overtime and in relation to neuronal activity or blood flow. In vivo two-photon microscopy allows the study of the structural and functional plasticity of large cellular units in the living brain. In particular, the thinned-skull window preparation allows the visualization of cortical regions of interest (ROI) without inducing significant brain inflammation. Repetitive imaging sessions of cortical ROI are feasible, providing the characterization of disease hallmarks over time during the progression of numerous CNS diseases. This technique accessing the pial structures within 250 &#956;m of the brain relies on the detection of fluorescent probes encoded by genetic cellular markers and/or vital dyes. The latter (e.g., fluorescent dextrans) are used to map the luminal compartment of cerebrovascular structures. Germane to the protocol described herein is the use of an in vivo marker of amyloid deposits, Methoxy-O4, to assess Alzheimer&#39;s disease (AD) progression. We also describe the post-acquisition image processing used to track vascular changes and amyloid depositions. While focusing presently on a model of AD, the described protocol is relevant to other CNS disorders where pathological cerebrovascular changes occur.

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

This manuscript describes a procedure to track the remodeling of the cerebrovasculature during amyloid plaque accumulation in vivo using longitudinal two-photon microscopy. A thinned-skull preparation enables the visualization of fluorescent dyes to assess the progression of cerebrovascular damage in a mouse model of Alzheimer&#39;s disease.

אֹרכִּי<em&gt; In vivo</em&gt; הדמיה של Cerebrovasculature: רלוונטיות למחלות של מערכת העצבים המרכזית

Remodeling of the brain vasculature is a common trait of brain pathologies. In vivo imaging techniques are fundamental to detect cerebrovascular ...

Intranasal Delivery of Therapeutic Stem Cells to Glioblastoma in a Mouse Model

The intrinsic tropism towards brain malignancies renders stem cells as promising carriers of therapeutic agents against malignant tumors. The delivery of therapeutic stem cells via the intranasal route is a recently discovered alternative strategy, with strong potential for clinical translation, due to its non-invasive nature compared to intracranial implantation or delivery via systemic routes. The lack of blood brain barrier further strengthens the therapeutic potential of stem cells undergoing intranasal brain entry. This article summarizes the essential techniques utilized in our studies and outlines the basic principles of intranasal strategy for stem cell delivery using a mouse model of intracranial glioma xenografts. We demonstrate the optimized procedures that generate consistent and reproducible results with specific predetermined experimental parameters and offer guidelines for streamlined work flow that ensure efficient execution and reliable experimental outcome. The article is designed to serve as a baseline for further experimental customization based on hypothesis, stem cell types, or tumor specifics.

Stem cells are promising therapeutic carriers to treat brain tumors due to their intrinsic tumor tropism. Non-invasive intranasal stem cell delivery bypasses the blood brain barrier and demonstrates strong potential for clinical translation. This article summarizes the basic principles of intranasal stem cell delivery in a mouse model of glioma.

אספקה ​​אינטראנסלית של תאים בתאי גזע כדי גליובלסטומה במודל עכבר

The intrinsic tropism towards brain malignancies renders stem cells as promising carriers of therapeutic agents against malignant tumors. The delivery of ...

Novel Methods for Intranasal Administration Under Inhalation Anesthesia to Evaluate Nose-to-Brain Drug Delivery

Intranasal administration has been reported to be a potential pathway for nose-to-brain delivery of therapeutic agents that circumvents the blood-brain barrier. However, there have been few reports regarding not only the quantitative analysis but also optimal administration conditions and dosing regimens for investigations of nose-to-brain delivery. The limited progress in research on nose-to-brain pathway mechanisms using rodents represents a significant impediment in terms of designing nose-to-brain delivery systems for candidate drugs.
To gain some headway in this regard, we developed and evaluated two novel methods of stable intranasal administration under inhalation anesthesia for experimental animals. We also describe a method for the evaluation of drug distribution levels in the brain via the nose-to-brain pathway using radio-labeled [14C]-inulin (molecular weight: 5,000) as a model substrate of water-soluble macromolecules.
Initially, we developed a pipette-based intranasal administration protocol using temporarily openable masks, which enabled us to perform reliable administration to animals under stable anesthesia. Using this system, [14C]-inulin could be delivered to the brain with little experimental error.
We subsequently developed an intranasal administration protocol entailing reverse cannulation from the airway side through the esophagus, which was developed to minimize the effects of mucociliary clearance (MC). This technique led to significantly higher levels of [14C]-inulin, which was quantitatively detected in the olfactory bulb, cerebrum, and medulla oblongata, than the pipette method. This appears to be because retention of the drug solution in the nasal cavity was substantially increased by active administration using a syringe pump in a direction opposite to the MC into the nasal cavity.
In conclusion, the two methods of intranasal administration developed in this study can be expected to be extremely useful techniques for evaluating pharmacokinetics in rodents. The reverse cannulation method, in particular, could be useful for evaluating the full potential of nose-to-brain delivery of drug candidates.

Here, we describe two novel methods of stable intranasal administration under inhalation anesthesia with minimal physical stress for experimental animals. We also describe a method for quantitative evaluation of drug distribution levels in the brain via the nose-to-brain pathway using radiolabeled [14C]-inulin as a model substrate of water-soluble macromolecules.

הרומן שיטות לניהול תוך-אפי בהרדמה אינהלציה כדי להעריך את האף-אל-מוח תרופות

Intranasal administration has been reported to be a potential pathway for nose-to-brain delivery of therapeutic agents that circumvents the blood-brain ...

Intratracheal Administration of Dry Powder Formulation in Mice

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper introduces a noninvasive method of intratracheal delivery of dry powder formulation in mice. A dry powder loading device that consists of a 200 &#181;L gel loading pipette tip connected to an 1 mL syringe via a three-way stopcock is presented. A small amount of dry powder (1-2 mg) is loaded into the pipette tip and dispersed by 0.6 mL of air in the syringe. Because pipette tips are disposable and inexpensive, different dry powder formulations can be loaded into different tips in advance. Various formulations can be evaluated in the same animal experiment without device cleaning and dose refilling, thereby saving time and eliminating the risk of cross-contamination from residual powder. The extent of powder dispersion can be inspected by the amount of powder remaining in the pipette tip. A protocol of intubation in mouse with a custom-made light source and a guiding cannula is included. Proper intubation is one of the key factors that influences the intratracheal delivery of dry powder formulation to the deep lung region of the mouse.

Dry powder formulations for inhalation have great potential in treating respiratory diseases. Before entering human studies, it is necessary to evaluate the efficacy of the dry powder formulation in preclinical studies. A simple and noninvasive method of the administration of dry powder in mice through the intratracheal route is presented.

ניהול תוך-סחיר של ניסוח אבקה יבשה בעכברים

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

פרוטוקול השתלת לב הטרוטופית חזירית להעברת טיפולים לאלוגרפט לבבי

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...