עבודה זו נתמכה, בין שאר, על ידי מענק מ-NIH (RO1 HL098228) לCKB.

הערה: כל נהלי בעלי החיים אושרו על ידי הוועדה בבית חולים בבעלי חיים מוסדי הטיפול ושימוש של הילדים ארצי. 1. ריאתי שסתום לב קציר מתורם שסתום לב מאוס <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החיטוי כל הכלים הניתוחיים לפני הניתוח: X 1 מספריים בסדר, מלקחיים מייקר 3x, מלחציים כלי דם מיקרו 2x, מלקחיים החלת מהדק 1x, בעל מחט מייקר 1x, מספריים אביב 1x, מפשק 1x. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> C57BL / 6 עכבר נשי 6-8 בשבוע ישן משמש כתורם שסתום לב ריאה. הסר את העכבר מהכלוב שלה ולשקול אותה, ולאחר מכן להרדים עם קוקטייל קטמין / xylazine (קטמין, 200 מ&quot;ג / קילוגרם ו xylazine, 20 מ&quot;ג / קילוגרם, IP) ממנת יתר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קליפ אזור החזה ומניח את העכבר בעמדת recumbence גב על כרית. לאחר מכן לבצע את פתיחת בית החזה. לחשוף את הלב, לעשות חתך קטן בעלייה הימנית, ותנקב החדר השמאלי עם מי מלח קר כקרח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בוטות לנתח את עורק הריאה (PA) מעולהאורטה. גזור את המסתם הריאתי (PV), יחד עם 2 שרוול מ&quot;מ של עורק ריאה. השלך את השארית של הלב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחסן את PV בהפרין הקר ותמיסת מלח (100 יחידות / מיליליטר). הערה: אפשר לשמור PV בפתרון עבור שתי שעות לפני ההשתלה ללב התורם. </li></ol> 2. הכנת לב תורם <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> C57BL / 6 עכבר נשי 6-8 בשבוע ישן משמש כתורם לב. הסר את העכבר מהכלוב שלה ולשקול אותה, ולאחר מכן להרדים עם קוקטייל קטמין / xylazine (קטמין, 200 מ&quot;ג / קילוגרם ו xylazine, 20 מ&quot;ג / קילוגרם, IP) ממנת יתר. זהו הליך מסוף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קליפ אזור החזה ומניח את העכבר בעמדת recumbence גב על כרית. לאחר מכן לבצע את פתיחת בית החזה. בוטות להפריד את הלב, נחות וריד נבוב (IVC), קאווה מעולה נבוב (SVC), אב העורקים עולים, הרשות הפלסטינית, ועורק ריאה. Perfuse IVC עם תמיסת מלח סטרילית קרה כקרח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ולקשור IVC, SVC, ועורק ריאה עם 6-0 תפר משי ואז לחתוך מעולהחיבורי אותיות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים את אב העורקים ואת הרשות הפלסטינית עם 2 שרוול מ&quot;מ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגזור PV ולהיפטר ממנו. </li></ol> 3. שסתום לב להשתלות על לב תורם <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מייד לאחר שלב 2.5, למקם את שסתום לב מהצעד 1.5 ללב התורם ולכוון את שסתום הלב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Secure PV עם תפר בצד ימין של המסתם באמצעות 10-0 תפרים monofilament על מחטים מחודדות ולהתחיל לתפור ברציפות עם 5-6 stiches מהצד השני של PV האחר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר שסיימתי את הצד הקדמי, סובב את הלב בצורה אופקית ולהתחיל לתפור את הצד האחורי של PV על הלב התורם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחסן את הלב בפתרון הפרין / תמיסת מלח סטרילית קרה. הערה: לב התורם יכול להיות כל הזמן בפתרון עבור שתי שעות לפני ההשתלה לעכבר הנמען. </li></ol> 4. Heterotopic לב השתלה לנמען מאוס <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> C57BL / 6 עכבר נשי 6-8 בשבוע ישן שימש כrecipient. הסר את העכבר מהכלוב שלה ולשקול אותה, ולאחר מכן הרדים עם קוקטייל קטמין / xylazine (10 מ&quot;ג / קילוגרם קטמין, 100 מ&quot;ג / קילוגרם ו xylazine). Ketoprofen (5 מ&quot;ג / קילוגרם) משמש כמשכך כאבי preanesthesia. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר שבדק את רמת הרגעה בזנב צביטות, קליפ בבטן ושיער חזה. לשמן את העיניים עם משחת עיניים סטריליות, ומניח את העכבר בעמדת recumbence גב על כרית. לחטא את הבטן עם רפידות בטאדין ואלכוהול. ואז לכסות את העכבר עם וילון סטרילי ולחשוף את אזור החתך בלבד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך פיום בטן קו האמצע מלמטה xyphoid לאזור suprapubic, ולהכניס את מפשק התמך עצמי. עטוף את המעיים בגזה טבול מלוחה. בוטות להגדיר את אב העורקים infrarenal ווריד נבוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח שני 6-0 תפרי משי proximally וdistally סביב אב העורקים וIVC לרסן את זרימת דם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את הלב התורם בצד ימין של אב העורקים בבטן ולכסות אותו עם גאו סטריליze. לחות זה עם מי מלח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך aortotomy באב העורקים בבטן באמצעות מחט G 30 ולהאריך את הפתיחה עם מספריים לגודל של אב העורקים התורמים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבצע מקצה לצד השקה באמצעות תפרי 10-0 monofilament סטרילי במחטים מחודדות. אבטח את אב העורקים תורם עם תפר אחד בקצה הפרוקסימלי של הפתח באב העורקים בבטן ולהתחיל לתפור ברציפות עם 4-5 stiches מהקצה הדיסטלי של אב העורקים בבטן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להעיף את הלב לצד השמאל, לכסות אותו עם גזה מלוחה רווי, ולהתחיל לתפור ברציפות עם 4-5 stiches מהקצה הדיסטלי של אב העורקים בבטן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך venotomy בIVC באמצעות מחט G 30 ולהאריך את הפתיחה לגודל של עורק הריאה התורם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מבצע סוף להשקת צד שימוש בתפרי 10-0 monofilament סטרילי במחטים מחודדות. Secure תורם הרשות הפלסטינית עם תפר אחד בקצה הפרוקסימלי של הפתח בIVC ולהתחיל לתפור ברציפות עם 4-5 מstichesהקצה הדיסטלי של נחות הווריד הנבוב. הפעם, בגלל שאב העורקים הוא בדרך, לוודא שתפירה של הקיר השמאלי של הרשות הפלסטינית של התורם היא על החלק הפנימי של IVC. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף את לומן IVC עם הפרין ותמיסת מלח (100 יחידות / מיליליטר). סגור את הקיר הימני של תורם הרשות הפלסטינית ונמען IVC על ידי תפירתם ברציפות לקצה הדיסטלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את מייתר דיסטלי ולשלוט בדימום על ידי הפעלת סוכן hemostat אקטואלי נספג סטרילי. כאשר הדימום מפסיק לחלוטין, להסיר את התפר הפרוקסימלי ולשלוט בדימום באותו אופן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להחזיר את המעיים ולסגור את השרירים ועור הבטן בשתי שכבות באמצעות תפר monofilament 6-0 פוליאמיד השחור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק 0.5 מיליליטר תת עורי מלוח ומניח את העכבר בכלוב התאוששות על כרית חימום עד שהעכבר הוא נייד באופן מלא. עם ההתאוששות, להחזיר את העכבר לכלוב חדש עם מצעי נייר. תן משככי כאבים (איבופרופן, 30 מ&quot;ג / קילוגרם, מי שתייה) ל48 שעות. לעשותלא יחזור בעלי חיים שעברו ניתוח לחברתם של בעלי חיים אחרים, עד שהתאושש באופן מלא. </li></ol>

<ol>
	<li>Polito, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+morbidity+and+mortality+in+very+preterm+VLBW+infants+with+congenital+heart+disease.">Increased morbidity and mortality in very preterm VLBW infants with congenital heart disease.</a> Intens Care Med. 39, 1104-1112 (2013).</li><li>Wren, C., Reinhardt, Z., Khawaja, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Twenty+year+trends+in+diagnosis+of+life+threatening+neonatal+cardiovascular+malformations.">Twenty year trends in diagnosis of life threatening neonatal cardiovascular malformations.</a> Arch Dis Child Fetal. 93, F33-F35 (2008).</li><li>Vacanti, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beyond+transplantation+Third+annual+Samuel+Jason+Mixter+lecture.">Beyond transplantation Third annual Samuel Jason Mixter lecture.</a> Archives of surgery. 123, 545-549 (1960).</li><li>Tudorache, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+replacement+of+aortic+heart+valves+with+tissue-engineered+grafts.">Orthotopic replacement of aortic heart valves with tissue-engineered grafts.</a> Tissue engineering Part A. 19, 1686-1694 (2013).</li><li>van Geldorp, M. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patient+outcome+after+aortic+valve+replacement+with+a+mechanical+or+biological+prosthesis+weighing+lifetime+anticoagulant+related+event+risk+against+reoperation+risk.">Patient outcome after aortic valve replacement with a mechanical or biological prosthesis weighing lifetime anticoagulant related event risk against reoperation risk.</a> The Journal of thoracic and cardiovascular surgery. 137, 881-886 (2009).</li><li>El Oakley, R., Kleine, P., Bach, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Choice+of+prosthetic+heart+valve+in+today's+practice.">Choice of prosthetic heart valve in today's practice.</a> Circulation. 117, 253-256 (2008).</li><li>Quinn, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+Models+for+Bench+to+Bedside+Translation+of+Regenerative+Cardiac+Constructs.">Animal Models for Bench to Bedside Translation of Regenerative Cardiac Constructs.</a> Progress in Pediatric cardiology. 35, (2013).</li><li>Shinoka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+engineering+heart+valves+valve+leaflet+replacement+study+in+a+lamb+model.">Tissue engineering heart valves valve leaflet replacement study in a lamb model.</a> The Annals of thoracic surgery. 60, S513-S516 (1995).</li><li>Sodian, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+engineering+of+heart+valves+in+vitro+experiences.">Tissue engineering of heart valves in vitro experiences.</a> The Annals of thoracic surgery. 70, 140-144 (2000).</li><li>Shinoka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+engineered+heart+valves.+Autologous+valve+leaflet+replacement+study+in+a+lamb+model.">Tissue engineered heart valves. Autologous valve leaflet replacement study in a lamb model.</a> Circulation. 94, II164-II168 (1996).</li><li>Sodian, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+biodegradable+three+dimensional+matrices+for+tissue+engineering+of+heart+valves.">Evaluation of biodegradable three dimensional matrices for tissue engineering of heart valves.</a> ASAIO journal (American Society for Artificial Internal Organs. 46, 107-110 (1992).</li><li>Sodian, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+in+vivo+experience+with+tissue-engineered+trileaflet+heart+valves).">Early in vivo experience with tissue-engineered trileaflet heart valves).</a> Circulation. 102, III22-III29 (2000).</li></ol>

יש לנו מה למסור.

שיעור התמותה של הליך זה הוא קרוב ל20%, שרובו נגרמו על ידי שטף דם באתר PV ההשתלה וההשקה באב העורקים התורם לאב העורקים בבטן של הנמען. ברוב המקרים, שיעור התמותה יורד באופן משמעותי 48 הודעה שעה ניתוח. עכברי ההישרדות הראו פעימות לב חזקות וזרימת דם דרך PV המושתל. התהליך כולו לוקח ...

מומי לב וכלי דם מולדים הם אחד הגורמים המובילים לתמותת תינוקות ב1,2 העולם המערבי. ביניהם, היצרות של המסתם pulmonic ופגמי שסתום אב העורקים bicuspid הם צורה שכיחה 3. ניתוח החלפה מסתם בלב הוא בחירה שגרתית של ניתוחים שיקומיים; עם זאת, סיבוכים כוללים היצרות והסתיידות של שסתום הלב, ותלות לכל החיים בתרופות נגד קרישת דם הם מקור משמעותי של בריאות לקויה כרונית ומוות 4-7. יתר על כן, חוסר פוטנציאל צמיחה דורש ניתוחי תיקון, דבר המגדיל את התמותה של חולים צעירים אלו 4,8,9 נוספים. בניסיון לפתח שסתום לב החלפה פונקציונלי עם פוטנציאל צמיחה, Shinoka et al. תאים עצמיים זורעים על לב שסתום סינטטי מתכלה 8. השסתום הסינתטי הפך לשסתום לב ילידים כמו מבנה עם potenti הצמיחהאל. מחקרים בבעלי חיים גדולים ראשוניים הוכיחו את הכדאיות של שימוש במתודולוגיה זו כדי ליצור שסתום לב פונקציונלי 10. עם זאת, מחקרי השתלה לטווח ארוך הוכיחו עמידות ירודה עקב עיבוי הדרגתי של neotissue הסתום וכתוצאה מכך הצמצום של שסתום הלב. לעבוד מSodian et al. משמש את המתודולוגיה Shinoka, אבל סופו של דבר החליף את מטריצת PGA עם אלסטומר מתכלה, אשר נתן את מאפייני יומכנית של שסתום הרקמות המהונדס לבנות פרופיל פיסיולוגי יותר 9,11,12. במחקר in vivo, למרות ההצלחה של ההשתלה, רירית תא האנדותל מחוברות לא נוצרה שעלול להגביל את ההצלחה לטווח הארוך של פיגום זה 12. כדי לעצב דור השני שסתום לב סינטטי משופר באופן רציונלי, מודל עכברי של השתלת שסתום לב נוצר כדי לחקור את המנגנונים התאיים ומולקולריים underlyinהיווצרות neotissue גרם, עיבוי שסתום, ופיתוח היצרות. מודלים עכבריים מציעים מגוון רחב של חומרים כימיים מולקולריים, כוללים transgenics, אשר אינם זמינים במינים אחרים 7. במודל השתלת שסתום הלב הזה, vivo לשעבר החלפת שסתום לב הריאה syngeneic בוצעה לראשונה; ולאחר מכן הלב עם שסתום לב המושתל הושתל heterotopically למארח syngeneic באמצעות טכניקת microsurgical. מודל זה מאפשר החלפה מסתם לב ללא הצורך במעקפי cardiopulmonary. במאמר זה, הסבר מפורט על קציר שסתום לב, הכנות לב תורם, השתלת שסתום לב, והשתלת לב heterotopic מתוארת. התוצאות הראו דופק רציף מהלב התורם, שלא היה תלוי בקצב לב הנמען. זרימת הדם דרך שסתום ריאתי הושתל נמדדה באמצעות מערכת אולטרסאונד בתדירות גבוהה עם גל פעם האםppler.

<table><tbody><tr><td>DPBS</td><td>Gibco</td><td>14190-144</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Leica</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J (H-2b), Female</td><td>Jackson Laboratories</td><td>664</td><td>8-12 weeks</td></tr><tr><td>Ketamine Hydrochloride Injection</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-2053</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine Sterile Solution</td><td>Akorn Inc.</td><td>NADA# 139-236</td><td></td></tr><tr><td>Ketoprofen</td><td>Fort Dodge Animal Health</td><td>NDC 0856-4396-01</td><td></td></tr><tr><td>Ibuprofen</td><td>PrecisionDose</td><td>NDC 68094-494-59</td><td></td></tr><tr><td>Heparin Sodium</td><td>Sagent Pharmaceticals</td><td>NDC 25021-400</td><td></td></tr><tr><td>Saline solution (Sterile 0.9% sodium chloride)</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-0138-22</td><td></td></tr><tr><td>0.9% Sodium chloride Injection</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-4888-10</td><td></td></tr><tr><td>Petrolatum Ophthalmic Ointment</td><td>Dechra Veterinary Products</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Iodine Prep Pads</td><td>Triad Disposables, Inc.</td><td>NDC 50730-3201-1</td><td></td></tr><tr><td>Alcohol Prep Pads</td><td>McKesson Corp.</td><td>NDC 68599-5805-1</td><td></td></tr><tr><td>Cotton tipped applicators</td><td>Fisher Sientific</td><td>23-400-118</td><td></td></tr><tr><td>Fine Scissor</td><td>FST</td><td>14028-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Adson Forcep</td><td>FST</td><td>11018-12</td><td></td></tr><tr><td>Clamp Applying Forcep</td><td>FST</td><td>00072-14</td><td></td></tr><tr><td>S&amp;amp;T Vascular Clamp</td><td>FST</td><td>00396-01</td><td></td></tr><tr><td>Spring Scissors</td><td>FST</td><td>15008-08</td><td></td></tr><tr><td>Colibri Retractors</td><td>FST</td><td>17000-04</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Forcep</td><td>FST</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 - Fine Forceps</td><td>FST</td><td>11274-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5/45 Forceps</td><td>FST</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Tish Needle Holder/Forceps</td><td>Micrins</td><td>MI1540</td><td></td></tr><tr><td>Black Polyamide Monofilament Suture, 10-0</td><td>AROSurgical Instruments Corporation</td><td>TI638402</td><td>For sutureing the graft</td></tr><tr><td>Black Polyamide Monofilament Suture, 6-0</td><td>AROSurgical Instruments</td><td>SN-1956</td><td>For musculature and skin closure</td></tr><tr><td>Non Woven Sponges</td><td>McKesson Corp.</td><td>94442000</td><td></td></tr><tr><td>Absorbable hemostat</td><td>Ethicon</td><td>1961</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Syringe</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>3 ml Syringe</td><td>BD</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>10 ml Syringe</td><td>BD</td><td>309604</td><td></td></tr><tr><td>18 G 1 1/2 in, Needle</td><td>BD</td><td>305190</td><td></td></tr><tr><td>25 G 1 in., Needle</td><td>BD</td><td>305125</td><td></td></tr><tr><td>30 G 1 in., Needle</td><td>BD</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>Warm Water Recircultor</td><td>Gaymar</td><td>TP-700</td><td></td></tr><tr><td>Warming Pad</td><td>Gaymar</td><td>TP-22G</td><td></td></tr><tr><td>Trimmer</td><td>Wahl</td><td>9854-500</td><td></td></tr><tr><td>VEVO2100 High Frequency Ultrasound</td><td>VisualSonics</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.visualsonics.com/vevo2100&quot;&gt;http://www.visualsonics.com/vevo2100&lt;/a&gt;</td><td>The catalog number and pricing can be acquired from the sales representatives.</td></tr><tr><td>Ultrasound transmission gel</td><td>Parker Laboratories,&lt;br/&gt; INC.</td><td>01-02</td><td></td></tr><tr><td>Table Top Laboratory Animal Anesthesia System</td><td>VetEquip, INC.</td><td>901806</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Baxter</td><td>1001936060</td><td></td></tr></tbody></table>

transplantation of pulmonary valve using a mouse model of heterotopic heart transplantation

שסתומי רקמות מהונדסות לב, שסתומים decellularized במיוחד, מתחילים לצבור תאוצה בשימוש הקליני של ניתוח שחזור עם תוצאות מעורבות. עם זאת, המנגנונים התאיים ומולקולריים של התפתחות neotissue, עיבוי שסתום, ופיתוח היצרות לא נחקרו בהרחבה. כדי לענות על השאלות לעיל, פיתחנו מודל עכברי heterotopic לב שסתום השתלה. שסתום לב היה שנקטפו מן עכבר תורם סתום ולהשתיל לעכבר תורם לב. הלב עם שסתום חדש הושתל heterotopically לעכבר נמען. הלב המושתל הראה דופק משלו, ללא תלות בקצב הלב של הנמען. זרימת הדם הייתה לכמת באמצעות מערכת אולטרסאונד בתדירות גבוהה עם דופלר גל פעם. הזרימה דרך המסתם הריאתי המושתל הראתה קדימה זרימה עם regurgitation המינימלי וזרימת השיא הייתה קרובה ל100 מ&quot;מ / שנייה. מודל עכברי זה של השתלת שסתום לב הוא highly צדדי, כך שזה יכול להיות שונה ומותאם לספק סביבות המודינמית שונות ו / או יכול להיות בשימוש עם עכברים הטרנסגניים שונים ללמוד פיתוח neotissue בשסתום לב רקמות מהונדסות.

איור 1 מדגים את השרטוטים של מודל ההשתלה שסתום לב באמצעות השתלת לב heterotopic. שסתום הלב היה שנקטפו מן לב תורם ומושתל אל לב מעכבר תורם שני. אז הלב עם שסתום הלב החדש הושתל בבטן של עכבר נמען. איור 2 מראה איור של הלב המושתל בחלל הבטן (א &#39;), מייד לאחר הש?...

Watch this Scientific Journal Video about Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation at JoVE.com

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

על מנת להבין את המנגנונים התאיים ומולקולריים שבבסיס neotissue היווצרות והתפתחות היצרות במסתמי לב רקמה מהונדסת, מודל עכברי של השתלת שסתום לב heterotopic פותח. שסתום לב ריאה הושתל לנמען באמצעות טכניקת השתלת לב heterotopic.

השתלה של הריאה Valve שימוש במודל עכבר של Heterotopic לב והשתלות

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

transplantation-pulmonary-valve-using-mouse-model-heterotopic-heart

Research

JoVE Journal

Medicine

18.8K Views.  Nationwide Children's Hospital.  על מנת להבין את המנגנונים התאיים ומולקולריים שבבסיס neotissue היווצרות והתפתחות היצרות במסתמי לב רקמה מהונדסת, מודל עכברי של השתלת שסתום לב heterotopic פותח. שסתום לב ריאה הושתל לנמען באמצעות טכניקת השתלת לב heterotopic. 

Video: Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Heterotopic Heart Transplantation in Mice

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable for studying rejection and immune response now that newer transgenic and gene knockout mice are available, and a large number of immunologic reagents have been developed. The heart transplant model is less stringent than the skin transplant models, although technically more challenging. We have developed a modified technique and have completed over 1000 successful cases of heterotopic heart transplantation in mice. When making anastomosis of the ascending aorta and abdominal aorta, two stay sutures are placed at the proximal and distal apexes of recipient abdominal aorta with the donor s ascending aorta, then using 11-0 suture for anastomosis on both side of aorta with continuing sutures. The stay sutures make the anastomosis easier and 11-0 is an ideal suture size to avoid bleeding and thrombosis.
When making anastomosis of pulmonary artery and inferior vena cava, two stay sutures are made at the proximal apex and distal apex of the recipient s inferior vena cava with the donor s pulmonary artery. The left wall of the inferior vena cava and donor s pulmonary artery is closed with continuing sutures in the inside of the inferior vena cava after, one knot with the proximal apex stay suture the right wall of the inferior vena cava and the donor s pulmonary artery are closed with continuing sutures outside the inferior vena cave with 10-0 sutures. This method is easier to perform because anastomosis is made just on the one side of the inferior vena cava and 10-0 sutures is the right size to avoid bleeding and thrombosis. In this article, we provide details of the technique to supplement the video.

The mouse heterotopic heart transplantation model has been proven by many investigators to be an important method for studying mechanisms of rejection and immune response. However, the techniques involved are still challenging. By modifying standard techniques we have had success with more than 1000 transplants.

השתלת הלב Heterotopic ב עכברים

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable ...

Biology

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents available. A difficulty is presented due to the small size of the animal and the considerable technical challenges of the microsurgery involved in heart transplantation. In particular, a high rate of technical failure early after transplantation may result from recipient death and post-operative complications such as hind limb paralysis or a non-beating heart. Here, the complete technique for heterotopic mouse heart transplantation is demonstrated, involving harvesting the donor heart and its subsequent implantation into a recipient mouse. The donor heart is harvested immediately following in situ perfusion with cold heparinized saline and transection of the ascending aorta and pulmonary artery. The recipient operation involves preparation of the abdominal aorta and inferior vena cava (IVC), followed by end-to-side anastomosis of the donor aorta with the recipient aorta using a single running 10-0 microsuture and a similar anastomosis of the donor pulmonary artery with the recipient IVC. Following the operation the animal is injected with 0.6 ml normal saline subcutaneously and allowed to recover on a 37&#160;&#176;C heating pad. The results from 227 mouse heart transplants are summarized with a success rate at 48 hr of 86.8%. Of the 13.2% failures within 48 hr, 5 (2.2%) experienced hind limb paralysis, 10 (4.4%) had a non-beating heart due to graft ischemic injury and/or thrombosis, while 15 (6.6%) died within 48 hr.

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

שיטה שונה לHeterotopic מאוס לב Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

טכניקת השתלות Murine Heterotopic לב

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotopic צוואר הרחם לב השתלה בעכברים

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

Microsurgical דגם חדשני לHeterotopic, כמקשה אחת בחזה קיר, קורנית, ולב השתלה בעכברים

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

A Pre-Clinical Porcine Model of Orthotopic Heart Transplantation

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart failure. Multiple small-animal models of heart transplantation have been used to study the acute and long-term effects of novel therapies. However, few are tested and demonstrated success in clinical trials. It is of critical importance to evaluate new therapies in a clinically relevant large-animal model for efficient and reliable translation of basic studies&#39;&#160;findings. Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and previously used to investigate novel cardioprotective strategies. This procedure focuses on acute ischemia-reperfusion injury and is a reliable method to investigate novel interventions which have been tested and validated in smaller experimental models, such as the murine model. We demonstrate its usefulness in assessing cardiac performance during the early post-transplantation period and other potential possibilities enabled by the model.

Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and utilized to investigate novel cardioprotective strategies.

מודל הפרה-קליני של השתלת לב אורתוטופית

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart ...

Mouse Heterotopic Cervical Cardiac Transplantation Utilizing Vascular Cuffs

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after transplantation, and the impact of immunomodulatory therapies on graft rejection. Heterotopic cervical heart transplantation in mice was first described in 1991 using sutured anastomoses and subsequently modified to include cuff techniques. This modification allowed for improved success rates, and since then, there have been multiple reports that have proposed further technical improvements. However, translation into more widespread utilization remains limited due to the technical difficulty associated with graft anastomoses, which requires precision to achieve adequate length and caliber of the cuffs to avoid vascular anastomotic twisting or excessive tension, which can result in damage to the graft. The present protocol describes a modified technique for performing heterotopic cervical cardiac transplantation in mice which involves cuff placement on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery in alignment with the direction of the blood flow.

Mouse cardiac transplantation models represent valuable research tools for studying transplantation immunology. The present protocol details mouse heterotopic cervical cardiac transplantation that involves the placement of cuffs on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery trunk to allow for laminar blood flow.

השתלת לב צוואר הרחם הטרוטופית בעכבר תוך שימוש באזיקי כלי דם

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after ...

Immunology and Infection

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the established technique for a modified blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal heart transplantation model is presented. This method uses the intrathoracic inferior vena cava (IIVC) instead of the pulmonary artery of the donor heart for the anastomosis to the inferior vena cava of the recipient. It is facilitating and improving success rates for abdominal heart transplantation in mice.

A novel technique for blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal mouse heart transplantation model is demonstrated.

שחזור מעגל הדם במודל השתלת לב של עכבר בטן

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of transplant with the potential to deliver durable heart valves capable of somatic growth with no requirement for anticoagulation. However, the immunobiology of heart valve transplants remains unexplored, highlighting the need for animal models to study this new type of transplant. Previous rat models for heterotopic aortic valve transplantation into the abdominal aorta have been described, though they are technically challenging and costly. For addressing this challenge, a renal subcapsular transplant model was developed in rodents as a practical and more straightforward method for studying heart valve transplant immunobiology. In this model, a single aortic valve leaflet is harvested and inserted into the renal subcapsular space. The kidney is easily accessible, and the transplanted tissue is securely contained in a subcapsular space that is well vascularized and can accommodate a variety of tissue sizes. Furthermore, because a single rat can provide three donor aortic leaflets and a single kidney can provide multiple sites for transplanted tissue, fewer rats are required for a given study. Here, the transplantation technique is described, providing a significant step forward in studying the transplant immunology of heart valve transplantation.

This protocol describes a simple and efficient method for the transplantation of aortic valve leaflets under the renal capsule to allow for the study of alloreactivity of heart valves.

מודל פשוט להשתלת מסתם לב הטרוטופי במכרסמים

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of ...

A Modified Cuff Technique for Mouse Cervical Heterotopic Heart Transplantation Model

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection in preclinical studies because of their high homology with human genes. This understanding would help develop unique approaches to improving patients&#39; long-term survival treated with cardiac allografts. In a mouse model, abdominal donor heart implantation is commonly performed with an end-to-end&#160;anastomosis to the recipient&#39;s aorta and inferior vena cava using stitches. In this model, the donor&#39;s heart is implanted by end-to-end anastomosis to the recipient&#39;s carotid artery and jugular vein by the modified-Cuff technique. The transplantation surgery is performed without stitching and thus may increase the survival of the recipient since there is no interference with the blood supply and venous reflux of the lower body. This mouse model would help investigate the mechanisms underlying the immunological and pathological (acute/chronic) rejection of cardiac allografts.

In the present protocol, a mouse heart transplantation model is used for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection. In this heterotopic heart transplantation model, operation efficiency is improved, and the survival of cardiac grafts is ensured by a cervical end-to-end anastomosis of heart implantation using a modified Cuff technique.

טכניקת שרוול שונה למודל השתלת לב הטרוטופי של עכבר צוואר הרחם

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for ...