Diese Arbeit wurde unterstützt, zum Teil durch einen Zuschuss aus dem NIH (RO1 HL098228), um CKB.

Hinweis: Alle Tierversuche wurden von der Nationwide Kinderkrankenhaus Institutional Animal Care und Verwenden Committee genehmigt. 1. Pulmonale Herzklappen Ernte von einer Herzklappe Donor-Maus <ol><li> Autoklav alle chirurgischen Werkzeugen vor der Operation: 1x feinen Schere, 3x Mikropinzette, 2x Mikrogefäßklemmen, 1x Klemmanlegezange, 1x Mikro-Nadelhalter, 1x Feder Schere, 1x Aufroller. </li><li> Ein 6-8 Wochen alte weibliche C57BL / 6 Maus wird als Lungenspenderherzklappe eingesetzt. Entfernen Sie die Maus aus dem Käfig und gewogen, dann mit einer Ketamin / Xylazin-Cocktail (Ketamin, 200 mg / kg Xylazin und 20 mg / kg, IP) Überdosis einschläfern. </li><li> Clip den Brustkorb und die Maus in einer dorsalen recumbence Position auf einer Unterlage. Dann machen die Thorakotomie. Expose das Herz, machen einen kleinen Schnitt auf der rechten Atrium und versorgen die linke Herzkammer mit eiskalter Kochsalzlösung. </li><li> Unverblümt sezieren die Lungenarterie (PA) von der aufsteige einorta. Schneiden Sie die Pulmonalklappe (PV) zusammen mit 2 mm Manschette der Lungenarterie. Entsorgen der Rest des Herzens. </li><li> Bewahren Sie die PV in kaltem Heparin und Kochsalzlösung (100 Einheiten / ml). Hinweis: Der PV in der Lösung für zwei Stunden vor der Transplantation an die Spenderherz gehalten werden. </li></ol> 2. Donor Heart Vorbereitung <ol><li> Ein 6-8 Wochen alte weibliche C57BL / 6 Maus ist wie ein Herz-Donor verwendet. Entfernen Sie die Maus aus dem Käfig und gewogen, dann mit einer Ketamin / Xylazin-Cocktail (Ketamin 200 mg / kg Xylazin und 20 mg / kg, IP) Überdosis einschläfern. Dies ist ein Anschluss Verfahren. </li><li> Clip den Brustkorb und die Maus in einer dorsalen recumbence Position auf einer Unterlage. Dann machen die Thorakotomie. Unverblümt trennen das Herz, die untere Hohlvene (IVC), der oberen Hohlvene (SVC), aufsteigenden Aorta, PA, und Lungenvenen. Versorgen die IVC mit eiskaltem sterilen Kochsalzlösung. </li><li> Ligieren des IVC, SVC, und Lungenvenen mit 6-0 Seidenfaden dann überlegen die geschnittenLigaturen. </li><li> Schneiden Sie die Aorta und PA mit 2 mm Manschette. </li><li> Schneiden Sie die PV und entsorgen Sie es. </li></ol> 3. Herzklappentransplantation auf ein Spenderherz <ol><li> Unmittelbar nach dem Schritt 2,5, legen Sie die Herzklappe von Schritt 1.5 in das Spenderherz und richten Sie die Herzklappe. </li><li> Sichern Sie die PV mit einer Masche auf der rechten Seite des Ventils mit 10-0 Monofilamentnahtmaterialien auf verjüngten Nadeln und beginnen, kontinuierlich mit 5-6 Stichen von der anderen Seite der PV-Naht. </li><li> Nach Abschluss der Frontseite, drehen Sie das Herz horizontal und beginnen, die Rückseite des PV auf den Spenderherz zu nähen. </li><li> Bewahren Sie das Herz in einer kalten sterilen Heparin / Kochsalzlösung. Hinweis: Das Spenderherz in der Lösung für zwei Stunden vor der Implantation auf die Empfängermaus gehalten werden. </li></ol> 4. Heterotope Herztransplantation auf eine Empfängermaus <ol><li> Ein 6-8 Wochen alte weibliche C57BL / 6 Maus wurde als reci verwendetpient. Entfernen Sie die Maus aus dem Käfig und gewogen, dann mit Ketamin / Xylazin-Cocktail (Ketamin 100 mg / kg Xylazin und 10 mg / kg) anästhesiert. Ketoprofen (5 mg / kg) als preanesthesia Analgetikum. </li><li> Nach Überprüfung der Ebene der Sedierung durch Schwanz kneifen, klemmen Sie den Bauch-und Brusthaar. Schmieren Sie die Augen mit einer sterilen Augensalbe, und legen Sie die Maus in einem dorsalen recumbence Position auf einer Unterlage. Desinfizieren Sie den Bauch mit Betadine und Alkohol-Pads. Dann decken Sie die Maus mit einem sterilen Tuch und setzen nur die Schnittbereich. </li><li> Machen Sie eine Mittellinie Laparotomieschnitts von unterhalb des Schwertfortsatz an der suprapubischen Region, und legen Sie eine Selbsthalte Aufroller. Wickeln Sie den Darm in Kochsalzlösung befeuchtet Gaze. Unverblümt definieren die infrarenale Aorta und Vena Cava. </li><li> Legen Sie zwei 6-0 Seidenfäden proximal und distal um die Aorta und IVC um die Blutzirkulation zu beschränken. </li><li> Legen Sie das Spenderherz auf der rechten Seite der Bauchaorta und bedecken Sie es mit sterilem gauze. Befeuchten Sie es mit Kochsalzlösung. </li><li> Abgeben Aortotomie in der abdominalen Aorta unter Verwendung einer 30 G-Nadel und sich die Öffnung mit einer Schere auf die Größe der Spender Aorta. </li><li> Führen Sie eine Ende-zu Anastomose mit sterilen 10-0 Monofilamentnahtmaterialien auf verjüngten Nadeln. Sicherung des Spenders Aorta mit einer Masche auf dem proximalen Ende der Öffnung in der Bauchaorta und beginnen, kontinuierlich mit 4-5 Maschen von dem distalen Ende der Bauchaorta zu vernähen. </li><li> Flip das Herz auf die linke Seite, bedecken Sie es mit Kochsalzlösung infundiert Gaze, und beginnen, kontinuierlich mit 4-5 Stichen aus dem distalen Ende der Bauchaorta zu nähen. </li><li> Einen Venenschnitt in der IVC unter Verwendung einer 30 G-Nadel und sich die Öffnung mit der Größe des Spenders Lungenarterie. </li><li> Führen Sie ein Ende Anastomose mit sterilen 10-0 Monofilamentnahtmaterialien auf verjüngten Nadeln. Sichern Sie den Spender PA mit einem Stich am proximalen Ende der Öffnung in der IVC und beginnen, kontinuierlich mit 4-5 Stichen nähen ausdas distale Ende der unteren Hohlvene. Diese Zeit, da die Aorta in der Weise sicher, dass die Vernähung der linken Wand des Spenders PA ist auf der Innenseite der IVC. </li><li> Spülen Sie die IVC-Lumen mit Heparin und Kochsalzlösung (100 Einheiten / ml). Die rechte Wand des Spenders und des Empfängers PA IVC durch kontinuierliches Nähen sie zu dem distalen Ende. </li><li> Entfernen Sie den distalen Blattschraube und die Blutung steuern, indem eine topische sterile resorbierbare Gefäßklemme Mittel. Wenn die Blutung vollständig stoppt, entfernen Sie das proximale Naht und die Kontrolle der Blutung die gleiche Weise. </li><li> Zurück in den Darm und schließen Sie die Bauchmuskulatur und die Haut in zwei Schichten mit einem 6-0 schwarzem Polyamid Monofilament Naht. </li><li> Spritzen Sie 0,5 ml Kochsalzlösung subkutan und legen Sie die Maus in einem Käfig auf einer Recovery-Erwärmung bis die Maus-Pad ist voll mobil. Nach Wiederaufnahme, kehren Sie die Maus auf einen neuen Käfig mit Papier Betten. Geben Sie Schmerzmittel (Ibuprofen, 30 mg / kg, Trinkwasser) für 48 Stunden. Tunein Tier, dass eine Operation für das Unternehmen von anderen Tieren unterzogen wurde, bis vollständig erholt nicht zurück. </li></ol>

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	<li>Polito, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+morbidity+and+mortality+in+very+preterm+VLBW+infants+with+congenital+heart+disease.">Increased morbidity and mortality in very preterm VLBW infants with congenital heart disease.</a> Intens Care Med. 39, 1104-1112 (2013).</li><li>Wren, C., Reinhardt, Z., Khawaja, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Twenty+year+trends+in+diagnosis+of+life+threatening+neonatal+cardiovascular+malformations.">Twenty year trends in diagnosis of life threatening neonatal cardiovascular malformations.</a> Arch Dis Child Fetal. 93, F33-F35 (2008).</li><li>Vacanti, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beyond+transplantation+Third+annual+Samuel+Jason+Mixter+lecture.">Beyond transplantation Third annual Samuel Jason Mixter lecture.</a> Archives of surgery. 123, 545-549 (1960).</li><li>Tudorache, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+replacement+of+aortic+heart+valves+with+tissue-engineered+grafts.">Orthotopic replacement of aortic heart valves with tissue-engineered grafts.</a> Tissue engineering Part A. 19, 1686-1694 (2013).</li><li>van Geldorp, M. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patient+outcome+after+aortic+valve+replacement+with+a+mechanical+or+biological+prosthesis+weighing+lifetime+anticoagulant+related+event+risk+against+reoperation+risk.">Patient outcome after aortic valve replacement with a mechanical or biological prosthesis weighing lifetime anticoagulant related event risk against reoperation risk.</a> The Journal of thoracic and cardiovascular surgery. 137, 881-886 (2009).</li><li>El Oakley, R., Kleine, P., Bach, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Choice+of+prosthetic+heart+valve+in+today's+practice.">Choice of prosthetic heart valve in today's practice.</a> Circulation. 117, 253-256 (2008).</li><li>Quinn, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+Models+for+Bench+to+Bedside+Translation+of+Regenerative+Cardiac+Constructs.">Animal Models for Bench to Bedside Translation of Regenerative Cardiac Constructs.</a> Progress in Pediatric cardiology. 35, (2013).</li><li>Shinoka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+engineering+heart+valves+valve+leaflet+replacement+study+in+a+lamb+model.">Tissue engineering heart valves valve leaflet replacement study in a lamb model.</a> The Annals of thoracic surgery. 60, S513-S516 (1995).</li><li>Sodian, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+engineering+of+heart+valves+in+vitro+experiences.">Tissue engineering of heart valves in vitro experiences.</a> The Annals of thoracic surgery. 70, 140-144 (2000).</li><li>Shinoka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+engineered+heart+valves.+Autologous+valve+leaflet+replacement+study+in+a+lamb+model.">Tissue engineered heart valves. Autologous valve leaflet replacement study in a lamb model.</a> Circulation. 94, II164-II168 (1996).</li><li>Sodian, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+biodegradable+three+dimensional+matrices+for+tissue+engineering+of+heart+valves.">Evaluation of biodegradable three dimensional matrices for tissue engineering of heart valves.</a> ASAIO journal (American Society for Artificial Internal Organs. 46, 107-110 (1992).</li><li>Sodian, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+in+vivo+experience+with+tissue-engineered+trileaflet+heart+valves).">Early in vivo experience with tissue-engineered trileaflet heart valves).</a> Circulation. 102, III22-III29 (2000).</li></ol>

Wir haben nichts zu offenbaren.

Die Mortalitätsrate dieses Verfahrens ist, fast 20%, was vor allem durch Blutungen an der PV-Transplantation Website und Anastomose an der Aorta Spender zum Empfänger Bauchschlagader verursacht wurde. In den meisten Fällen nimmt die Sterblichkeit signifikant von 48 Stunden nach der Operation. Die Überlebens Mäuse zeigten starke Herzschlag und den Blutfluss durch die PV implantiert. Der gesamte Prozess dauert vier Stunden für einen erfahrenen Mikrochirurgen. Es wird rund 250 Mäuse, um die Technik zu beherrschen. D...

Angeborene Herz-Kreislauf Mängel sind eine der Hauptursachen der Kindersterblichkeit in der westlichen Welt 1,2. Unter ihnen Pulmonalklappe Stenose und Prämolaren Aortenklappe Defekte sind eine häufig auftretende Form 3. Herzklappenersatz-Operation ist eine Routine Wahl rekonstruktive Operationen; jedoch Komplikationen wie Stenose und Verkalkung der Herzklappe, und des lebenslangen Abhängigkeit von Antikoagulantien sind eine bedeutende Quelle der chronischen Krankheit und Tod 07.04. Darüber hinaus der Mangel an Wachstumspotenzial erfordert Revisionsoperationen, die die Sterblichkeit von diesen jungen Patienten 4,8,9 weiter erhöht. In einem Versuch, eine funktionelle Herzklappenersatz mit Wachstumspotenzial, Shinoka et al. Ausgesät autologen Zellen auf einem biologisch abbaubaren, synthetischen Herzklappen 8 zu entwickeln. Das synthetische Ventil zu einer nativen Herzklappe artige Struktur mit Wachstums Potentiometer umgewandeltal. Vorläufige Großtierstudien gezeigt, die Machbarkeit der Verwendung dieser Methode, um eine funktionelle Herzklappe 10 zu schaffen. Jedoch zeigte langfristig Implantationsstudien schlechte Haltbarkeit aufgrund der progressiven Verdickung der Ventil neotissue resultierende Verengung der Herzklappe. Arbeiten von Sodian et al. Nutzten die Shinoka Methodik, aber letztlich ersetzt die PGA-Matrix mit einem biologisch abbaubaren Elastomer, das die biomechanischen Eigenschaften des Gewebes entwickelt Ventil gab konstruieren eine physiologische Profil 9,11,12. Bei der in-vivo-Untersuchung trotz der Erfolg der Implantation eine konfluente Endothelzellen-Auskleidung wurde nicht gebildet, der den langfristigen Erfolg dieses Gerüst 12 zu begrenzen könnte. Um rationell zu gestalten, eine verbesserte zweite Generation synthetischer Herzklappe wurde ein Mausmodell der Herzklappentransplantation geschaffen, um die zellulären und molekularen Mechanismen zu untersuchen Sekundärmarkg neotissue Bildung, Ventil Verdickung und Stenose Entwicklung. Murine Modelle bieten eine breite Palette von molekularen Reagenzien, einschließlich Transgenen, die nicht in anderen Spezies 7 leicht verfügbar sind. In diesem Herzklappe Transplantationsmodell wurde ein ex vivo syngenen Lungenherzklappenersatz zuerst durchgeführt; und dann das Herz mit der implantierten Herzklappe wurde heterotop in einem syngenen Wirt mit einem mikrochirurgischen Technik implantiert. Dieses Modell ermöglicht Herzklappenersatz ohne kardiopulmonalen Bypass. In diesem Papier, eine ausführliche Erläuterung einer Herzklappe Ernte Spenderherz Präparate, Herzklappentransplantation und heterotope Herztransplantation beschrieben. Die Ergebnisse zeigten eine kontinuierliche Herzschlag aus dem Spenderherzens, die unabhängig von der Empfängerherzschlag war. Der Blutfluss durch die Pulmonalklappe implantiert wurde mit Hilfe eines Hochfrequenz-Ultraschallsystem mit einem gepulsten Wellen Haben gemessenppler.

<table><tbody><tr><td>DPBS</td><td>Gibco</td><td>14190-144</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Leica</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J (H-2b), Female</td><td>Jackson Laboratories</td><td>664</td><td>8-12 weeks</td></tr><tr><td>Ketamine Hydrochloride Injection</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-2053</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine Sterile Solution</td><td>Akorn Inc.</td><td>NADA# 139-236</td><td></td></tr><tr><td>Ketoprofen</td><td>Fort Dodge Animal Health</td><td>NDC 0856-4396-01</td><td></td></tr><tr><td>Ibuprofen</td><td>PrecisionDose</td><td>NDC 68094-494-59</td><td></td></tr><tr><td>Heparin Sodium</td><td>Sagent Pharmaceticals</td><td>NDC 25021-400</td><td></td></tr><tr><td>Saline solution (Sterile 0.9% sodium chloride)</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-0138-22</td><td></td></tr><tr><td>0.9% Sodium chloride Injection</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-4888-10</td><td></td></tr><tr><td>Petrolatum Ophthalmic Ointment</td><td>Dechra Veterinary Products</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Iodine Prep Pads</td><td>Triad Disposables, Inc.</td><td>NDC 50730-3201-1</td><td></td></tr><tr><td>Alcohol Prep Pads</td><td>McKesson Corp.</td><td>NDC 68599-5805-1</td><td></td></tr><tr><td>Cotton tipped applicators</td><td>Fisher Sientific</td><td>23-400-118</td><td></td></tr><tr><td>Fine Scissor</td><td>FST</td><td>14028-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Adson Forcep</td><td>FST</td><td>11018-12</td><td></td></tr><tr><td>Clamp Applying Forcep</td><td>FST</td><td>00072-14</td><td></td></tr><tr><td>S&amp;amp;T Vascular Clamp</td><td>FST</td><td>00396-01</td><td></td></tr><tr><td>Spring Scissors</td><td>FST</td><td>15008-08</td><td></td></tr><tr><td>Colibri Retractors</td><td>FST</td><td>17000-04</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Forcep</td><td>FST</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 - Fine Forceps</td><td>FST</td><td>11274-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5/45 Forceps</td><td>FST</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Tish Needle Holder/Forceps</td><td>Micrins</td><td>MI1540</td><td></td></tr><tr><td>Black Polyamide Monofilament Suture, 10-0</td><td>AROSurgical Instruments Corporation</td><td>TI638402</td><td>For sutureing the graft</td></tr><tr><td>Black Polyamide Monofilament Suture, 6-0</td><td>AROSurgical Instruments</td><td>SN-1956</td><td>For musculature and skin closure</td></tr><tr><td>Non Woven Sponges</td><td>McKesson Corp.</td><td>94442000</td><td></td></tr><tr><td>Absorbable hemostat</td><td>Ethicon</td><td>1961</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Syringe</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>3 ml Syringe</td><td>BD</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>10 ml Syringe</td><td>BD</td><td>309604</td><td></td></tr><tr><td>18 G 1 1/2 in, Needle</td><td>BD</td><td>305190</td><td></td></tr><tr><td>25 G 1 in., Needle</td><td>BD</td><td>305125</td><td></td></tr><tr><td>30 G 1 in., Needle</td><td>BD</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>Warm Water Recircultor</td><td>Gaymar</td><td>TP-700</td><td></td></tr><tr><td>Warming Pad</td><td>Gaymar</td><td>TP-22G</td><td></td></tr><tr><td>Trimmer</td><td>Wahl</td><td>9854-500</td><td></td></tr><tr><td>VEVO2100 High Frequency Ultrasound</td><td>VisualSonics</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.visualsonics.com/vevo2100&quot;&gt;http://www.visualsonics.com/vevo2100&lt;/a&gt;</td><td>The catalog number and pricing can be acquired from the sales representatives.</td></tr><tr><td>Ultrasound transmission gel</td><td>Parker Laboratories,&lt;br/&gt; INC.</td><td>01-02</td><td></td></tr><tr><td>Table Top Laboratory Animal Anesthesia System</td><td>VetEquip, INC.</td><td>901806</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Baxter</td><td>1001936060</td><td></td></tr></tbody></table>

transplantation of pulmonary valve using a mouse model of heterotopic heart transplantation

Gewebezüchtungen Herzklappen, insbesondere dezellularisiert Ventile, beginnen die Dynamik in der klinischen Anwendung der rekonstruktiven Chirurgie mit gemischten Ergebnissen zu gewinnen. Allerdings sind die zellulären und molekularen Mechanismen der Entwicklung neotissue Ventil Verdickung und Stenose Entwicklung nicht umfassend erforscht. Um die oben genannten Fragen zu beantworten, haben wir eine Maus heterotopen Herztransplantationsmodell Ventil. Herzklappe aus einer Ventil Donor Maus geerntet und in einem Herzen Spendermaus transplantiert. Das Herz mit einem neuen Ventil wurde heterotop an einen Empfänger der Maus transplantiert. Das transplantierte Herz zeigte seinen eigenen Herzschlag, unabhängig von der Herzschlag des Empfängers. Der Blutfluss wurde mit Hilfe eines Hochfrequenz-Ultraschallsystem mit einem gepulsten Doppler quantifiziert. Der Fluss durch die Pulmonalklappe implantiert zeigte Vorlauf mit minimaler Regurgitation und der Peak-Flow-nahe 100 mm / Sek. Dieses Mausmodell der Herzklappentransplantation ist highly vielseitig, so kann es modifiziert und angepasst ist, um verschiedene hämodynamische Umgebungen und / oder mit verschiedenen transgenen Mäusen verwendet, um neotissue Entwicklung in einer Gewebezüchtung Herzklappe zu untersuchen ist.

Figur 1 zeigt den Schaltplan der Herzklappe Transplantationsmodell mit heterotopen Herztransplantation. Die Herzklappe wurde aus einem Spenderherz geerntet und auf ein Herz von einer zweiten Spendermaus implantiert. Dann wurde das Herz mit der neuen Herzklappe auf den Bauch eines Empfängermaus implantiert. Fig. 2 zeigt eine Darstellung des implantierten Herzens auf dem Bauchraum (A), direkt nach der Herztransplantation (B) und 5 min nach der Transplant...

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Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Um die zellulären und molekularen Mechanismen neotissue Bildung und Stenose Entwicklung in Gewebezüchtungen Herzklappen zugrunde liegen, wurde ein Maus-Modell der heterotopen Herzklappentransplantation entwickelt. Eine Lungenherzklappe wurde mit der heterotopen Herztransplantation Technik, um Empfänger transplantiert.

Transplantation von Pulmonalklappe Mit einem Maus-Modell der heterotopen Herztransplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

18.8K Aufrufe.  Nationwide Children's Hospital.  Um die zellulären und molekularen Mechanismen neotissue Bildung und Stenose Entwicklung in Gewebezüchtungen Herzklappen zugrunde liegen, wurde ein Maus-Modell der heterotopen Herzklappentransplantation entwickelt. Eine Lungenherzklappe wurde mit der heterotopen Herztransplantation Technik, um Empfänger transplantiert. 

Serie: Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Heterotopic Heart Transplantation in Mice

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable for studying rejection and immune response now that newer transgenic and gene knockout mice are available, and a large number of immunologic reagents have been developed. The heart transplant model is less stringent than the skin transplant models, although technically more challenging. We have developed a modified technique and have completed over 1000 successful cases of heterotopic heart transplantation in mice. When making anastomosis of the ascending aorta and abdominal aorta, two stay sutures are placed at the proximal and distal apexes of recipient abdominal aorta with the donor s ascending aorta, then using 11-0 suture for anastomosis on both side of aorta with continuing sutures. The stay sutures make the anastomosis easier and 11-0 is an ideal suture size to avoid bleeding and thrombosis.
When making anastomosis of pulmonary artery and inferior vena cava, two stay sutures are made at the proximal apex and distal apex of the recipient s inferior vena cava with the donor s pulmonary artery. The left wall of the inferior vena cava and donor s pulmonary artery is closed with continuing sutures in the inside of the inferior vena cava after, one knot with the proximal apex stay suture the right wall of the inferior vena cava and the donor s pulmonary artery are closed with continuing sutures outside the inferior vena cave with 10-0 sutures. This method is easier to perform because anastomosis is made just on the one side of the inferior vena cava and 10-0 sutures is the right size to avoid bleeding and thrombosis. In this article, we provide details of the technique to supplement the video.

The mouse heterotopic heart transplantation model has been proven by many investigators to be an important method for studying mechanisms of rejection and immune response. However, the techniques involved are still challenging. By modifying standard techniques we have had success with more than 1000 transplants.

Heterotope Herztransplantation in Mäuse

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable ...

Forschung

Biologie

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents available. A difficulty is presented due to the small size of the animal and the considerable technical challenges of the microsurgery involved in heart transplantation. In particular, a high rate of technical failure early after transplantation may result from recipient death and post-operative complications such as hind limb paralysis or a non-beating heart. Here, the complete technique for heterotopic mouse heart transplantation is demonstrated, involving harvesting the donor heart and its subsequent implantation into a recipient mouse. The donor heart is harvested immediately following in situ perfusion with cold heparinized saline and transection of the ascending aorta and pulmonary artery. The recipient operation involves preparation of the abdominal aorta and inferior vena cava (IVC), followed by end-to-side anastomosis of the donor aorta with the recipient aorta using a single running 10-0 microsuture and a similar anastomosis of the donor pulmonary artery with the recipient IVC. Following the operation the animal is injected with 0.6 ml normal saline subcutaneously and allowed to recover on a 37&#160;&#176;C heating pad. The results from 227 mouse heart transplants are summarized with a success rate at 48 hr of 86.8%. Of the 13.2% failures within 48 hr, 5 (2.2%) experienced hind limb paralysis, 10 (4.4%) had a non-beating heart due to graft ischemic injury and/or thrombosis, while 15 (6.6%) died within 48 hr.

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

Eine modifizierte Methode zur Heterotope Maus Herz-Transplantation

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

Medizin

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

Murine Heterotope Heart Transplant-Technik

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotope Cervical Herztransplantation bei Mäusen

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

A Novel Mikromodell für Heterotope, En Bloc Brustwand, Thymus und Herz-Transplantation bei Mäusen

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

A Pre-Clinical Porcine Model of Orthotopic Heart Transplantation

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart failure. Multiple small-animal models of heart transplantation have been used to study the acute and long-term effects of novel therapies. However, few are tested and demonstrated success in clinical trials. It is of critical importance to evaluate new therapies in a clinically relevant large-animal model for efficient and reliable translation of basic studies&#39;&#160;findings. Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and previously used to investigate novel cardioprotective strategies. This procedure focuses on acute ischemia-reperfusion injury and is a reliable method to investigate novel interventions which have been tested and validated in smaller experimental models, such as the murine model. We demonstrate its usefulness in assessing cardiac performance during the early post-transplantation period and other potential possibilities enabled by the model.

Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and utilized to investigate novel cardioprotective strategies.

Ein präklinisches Porcine-Modell der orthotopischen Herztransplantation

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart ...

Mouse Heterotopic Cervical Cardiac Transplantation Utilizing Vascular Cuffs

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after transplantation, and the impact of immunomodulatory therapies on graft rejection. Heterotopic cervical heart transplantation in mice was first described in 1991 using sutured anastomoses and subsequently modified to include cuff techniques. This modification allowed for improved success rates, and since then, there have been multiple reports that have proposed further technical improvements. However, translation into more widespread utilization remains limited due to the technical difficulty associated with graft anastomoses, which requires precision to achieve adequate length and caliber of the cuffs to avoid vascular anastomotic twisting or excessive tension, which can result in damage to the graft. The present protocol describes a modified technique for performing heterotopic cervical cardiac transplantation in mice which involves cuff placement on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery in alignment with the direction of the blood flow.

Mouse cardiac transplantation models represent valuable research tools for studying transplantation immunology. The present protocol details mouse heterotopic cervical cardiac transplantation that involves the placement of cuffs on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery trunk to allow for laminar blood flow.

Heterotope zervikale Herztransplantation der Maus mit Gefäßmanschetten

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after ...

Immunologie und Infektion

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the established technique for a modified blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal heart transplantation model is presented. This method uses the intrathoracic inferior vena cava (IIVC) instead of the pulmonary artery of the donor heart for the anastomosis to the inferior vena cava of the recipient. It is facilitating and improving success rates for abdominal heart transplantation in mice.

A novel technique for blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal mouse heart transplantation model is demonstrated.

Rekonstruktion des Blutkreislaufs in einem abdominalen Mausherztransplantationsmodell

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of transplant with the potential to deliver durable heart valves capable of somatic growth with no requirement for anticoagulation. However, the immunobiology of heart valve transplants remains unexplored, highlighting the need for animal models to study this new type of transplant. Previous rat models for heterotopic aortic valve transplantation into the abdominal aorta have been described, though they are technically challenging and costly. For addressing this challenge, a renal subcapsular transplant model was developed in rodents as a practical and more straightforward method for studying heart valve transplant immunobiology. In this model, a single aortic valve leaflet is harvested and inserted into the renal subcapsular space. The kidney is easily accessible, and the transplanted tissue is securely contained in a subcapsular space that is well vascularized and can accommodate a variety of tissue sizes. Furthermore, because a single rat can provide three donor aortic leaflets and a single kidney can provide multiple sites for transplanted tissue, fewer rats are required for a given study. Here, the transplantation technique is described, providing a significant step forward in studying the transplant immunology of heart valve transplantation.

This protocol describes a simple and efficient method for the transplantation of aortic valve leaflets under the renal capsule to allow for the study of alloreactivity of heart valves.

Ein vereinfachtes Modell für die heterotope Herzklappentransplantation bei Nagetieren

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of ...

A Modified Cuff Technique for Mouse Cervical Heterotopic Heart Transplantation Model

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection in preclinical studies because of their high homology with human genes. This understanding would help develop unique approaches to improving patients&#39; long-term survival treated with cardiac allografts. In a mouse model, abdominal donor heart implantation is commonly performed with an end-to-end&#160;anastomosis to the recipient&#39;s aorta and inferior vena cava using stitches. In this model, the donor&#39;s heart is implanted by end-to-end anastomosis to the recipient&#39;s carotid artery and jugular vein by the modified-Cuff technique. The transplantation surgery is performed without stitching and thus may increase the survival of the recipient since there is no interference with the blood supply and venous reflux of the lower body. This mouse model would help investigate the mechanisms underlying the immunological and pathological (acute/chronic) rejection of cardiac allografts.

In the present protocol, a mouse heart transplantation model is used for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection. In this heterotopic heart transplantation model, operation efficiency is improved, and the survival of cardiac grafts is ensured by a cervical end-to-end anastomosis of heart implantation using a modified Cuff technique.

Eine modifizierte Manschettentechnik für das zervikale heterotope Herztransplantationsmodell der Maus

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for ...