The present study was supported by grants from Kidney Research UK (ST4/2011), the Cunningham Trust (CT11/14) and the Mrs EA Hogg's Charitable Trust.

הערה:. ניסויים בבעלי חיים בוצעו בהתאם להנחיות והתקנות שהוטלו על ידי בעלי חיים (הליכים מדעיים) Act 1986 נהלים בוצעו באמצעות מכשירים סטריליים (autoclaved) כירורגית וחומרים מתכלים. בעוד המודל העכברי של IRI הכליות מוצג כאן בוצע על זכר 8 שבועות בן עכבר BALB / C זה יכול להתבצע reproducibly על מגוון רחב של זני Murine של שני מינים בגילים בדרך כלל בין 7-15 שבועות, עם בן גיל האופטימלי 8 שבועות. הנתונים שהוצגו בסעיף תוצאות הנציג הושגו משני BALB / ג ועכברי FVB. היישום של מי מלח מחומם משמש כדי לשמור על המעיים ואזור ניתוח לחים אבל זה צריך להיות במעקב צמוד ומינימאלי כבקשה המוגזמת של נוזלים יכול להוביל לartifactual הפחתה של הסרום או הפלזמה רמות קריאטינין, שהוא חשוב קריאת נתוני ניסוי. 1. הכנת בעלי החיים וLaparotomy &lt;ol&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את העכבר עם קטמין הידרוכלוריד (70 מ&quot;ג / קילוגרם) וhydrochloride medetomidine (1 מ&quot;ג / קילוגרם) intraperitoneally ולאשר את עומק ההרדמה על ידי אובדן הרפלקסים למשל קמצוץ הבוהן. משך מטוס הרדמה וכתוצאה מכך הוא 4 שעות. זה מספיק כדי לבצע את ההליך הכירורגי כולו ואין צורך בהרדמה נוספת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להסיר את השיער מסביב לאזור החתך, להבטיח כי האזור נקי משיער פזור, ולטהר את עור הבטן באמצעות פתרון chlorhexidine לדלל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את העכבר על משטח מחומם כירורגית במצב שכיבה ולתקן את הגפיים העליונים ותחתונים למשטח באמצעות דבק נמוך נקודת סימון. ודא שהגפיים העליונים נשמרים במצב נורמלי כדי למנוע דחיסת ריאות. לאורך כל ההליך לפקח על העכבר לכוויות תרמיים. במידת האפשר מומלץ שישמש מקור חום לא חשמלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל את hydrochloride עצירות כאבים (0.06 מ&quot;ג / קילוגרם)תת עורי ולהחיל סיכה העין לעיניים כדי למנוע התייבשות של קרנית. משככי כאבים מנוהלים מראש אופרטיבי על מנת לסייע בהתאוששות לאחר הניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש ברקמה מפריד מספריים או סכין אזמל לעשות חתך פיום בטן קו האמצע ובוטות להפריד את העור מהצפק. זה מאפשר לעור והצפק שנתפרו בנפרד במהלך סגירת פצע. חתך של alba Linea avascular עשוי לתת גישה לחלל הצפק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי ליצור תצוגה ברורה של אזור הניתוח להכניס מפשק ולעטוף את העכבר. </li></ol> 2. חטיבת השופכן הימני וNephrectomy <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דחף בעדינות את המעיים לכיוון הצד השמאלי של חלל הבטן באמצעות autoclaved ספוגיות כותנה מעוקרת טבולה במלח כדי לחשוף את הכליה ושופכן הימנית. מכסה את המעיים עם וילונות לחים כדי למנוע התייבשות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרם את השופכן תקין עם מלקחיים זווית. ולקשור את השופכן תקין פעמיים באמצעות 6/0 silתפר k-קלוע. לניסויים ארוך טווח, השתמשו תפרים נספגים לכל ניתוחי הבטן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחלקים את השופכן בין התפרים. בעוד צומת vesico-ureteric צריכה למנוע משתן דולף לתוך הצפק משלפוחית ​​השתן השופכן גבעול כאמצעי הגנה מפני כל דליפה לאחר הניתוח במהלך ניסויים לטווח ארוך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לאפשר גישה קלה יותר בעת ביצוע כריתת הכליה הימנית, דחף בעדינות את הכבד וימינה באמצעות מקלון צמר גפן טבולה ולהחזיק במקום בעזרת גזה לחה כדי לחשוף את עורק הכליה הימני ווריד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בוטות לנתח את רקמת חיבור ושומן לאורך ההיבט המדיאלי של הכליה הימנית ככל עורק הכליה הימני ווריד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ליצור ערוץ מתחת לעורק הכליה וריד על ידי הזזה בזהירות את המלקחיים הזווית מתחת לכלי הדם. מדריך המלקחיים מתחת עם הטיפים סגורים ולהסיר בעדינות עם הקצוות הפתוחים כדי להקל על היווצרות של הערוץ.<html></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על שלב 2.6 עד קצות המלקחיים גלויים דרך רקמות חיבור בדיוק מעל העורק ווריד הכליה. ברגע שנראה לעין לשפשף בעדינות את קצות המלקחיים נגד העצות של קבוצה נוספת של מלקחיים זווית לשבור את רקמת חיבור בעדינות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם עורק הכליה וריד בבירור נגיש הם יכולים להיות סתם את החברה. מחליקים בזהירות מלקחיים זווית מתחת לעורק הכליה ווריד עם הטיפים סגורים. פעם במקום לפתוח את קצות המלקחיים ולהנחות את המוליך קליפ עוצר דמום בין הטיפים ותקיפות להחיל קליפ עוצר דמום אל עורק הכליה וורידים קרוב לכליה. לחלופין העורק ווריד הכליה ניתן ligated באמצעות תפר 6/0 קלוע משי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחלקים את העורק החסום כליות ווריד קרוב לכליות, אשר כעת ניתן להסיר עם כל רקמת חיבור חסיד שנותרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את כל גזה משמשת להחזיק את הכבד ולהחליף את המעיים עם צמר גפן. </li></ol>&gt; 3. איסכמיה כליה שמאלית וreperfusion <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דחף בעדינות את המעיים לכיוון צד ימין של חלל הבטן עם צמר גפן על מנת לחשוף את הכליה ושופכן עזבה ולכסות עם וילונות לחים. במידת צורך יכול להיות מוסח הלבלב עם גזה לחה כדי לאפשר גישה קלה יותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש לנתיחה בוטה לשבור בעדינות רקמות חיבור קדמית ואחוריות לעורק הכליה השמאלי ווריד, ולאחר מכן ליצור ערוץ מתחת כלי באופן דומה לזה שתואר באגף הימני ושופכן Nephrectomy צעד 2.4. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגרום לאיסכמיה של הכליה השמאלית ידי החלת קליפ serrafine מיקרו על העורק ווריד הכליה. איסכמיה מוצלחת ניתן לאשר באופן חזותי על ידי מחשיך אחיד הדרגתי של הכליות. כלי דם בנוסף לעורק הכליה השמאלי והווריד עשויים לעתים לספק את הכליות. אם הוא קיים, כלי דם נוספים אלה יהיו גם צריכים להיות occluded באמצעות קליפים serrafine מיקרו על מנת בהצלחהלגרום לאיסכמיה של כל הכליה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החלף את המעיים ובזהירות להבטיח כי אין פיתולים חדים שעלולות להוביל לתוצאות מתפשרות איסכמיה של המעיים. באופן זמני לסגור את הצפק עם תפר אחד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעקבות האינדוקציה איסכמיה מקום באופן מיידי את העכבר על שמיכת homeothermic עם תרמיסטור רקטלית צורף ליחידת בקרה שתשמור על טמפרטורת הגוף על 37 מעלות צלזיוס למשך המבוקש לאיסכמיה. כדי להגדיר את האורך המתאים של איסכמיה דרושה כדי לגרום למידה הרצויה של פגיעה בכליות ואי ספיקת כליות מומלצת שטיטרציה להתבצע עבור כל זן ומפעיל כירורגית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זמן קצר לפני תום תקופת איסכמי מחדש לפתוח את הצפק ובזהירות למקם את המעיים כדי לאפשר גישה למהדק ולהציג את הכליות. ההחדרה של מפשק, כפי שניתן לראות בסרטון, אין צורך ובוצעה אך ורק למטרות פרזנטציה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את CLמגבר לאחר תקופה של איסכמיה הגיע למסקנה. מייד לאחר הסרת הכליה במהירות תשנה את הצבע מחום כהה לורודה כהה בריא מצביע reperfusion המוצלח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שוב לוודא שהמעיים אינם מעוות לפני סגירת הצפק עם שמיכת תפר באמצעות 6/0 תפר משי קלוע. ואז לסגור את העור באמצעות קליפים עור מתכתיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי למזער את הסיכון לזיהום שלאחר ניתוח, להחיל חיטוי כגון תמיסת יוד / אלכוהול לאזור הניתוח. </li></ol> 4. התאוששות שלאחר ניתוח וטיפול <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תת עורי הרדמה חלקית הפוכה עם hydrochloride atipamezole (2 מ&quot;ג / קילוגרם) ולנהל נוזלים עם הזרקה תת עורית של 1 מיליליטר חימם מלח כדי למנוע התייבשות לאחר ניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהירות לפקח עכברים עד שהם חזרו להכרתו, מופיע התראה והם מסוגלים לתקן את עצמם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מאפשרים עכברים להתאושש בקופסא מחוממת המשיכו ב29 C °, located בסביבה שקטה, ל24 שעות. יהיו לי עכברי יכולת לקויה thermoregulate בשל ההרדמה ולכן חיוני כי הם שוכנו בטמפרטורה גבוהה, כדי לאפשר התאוששות יעילה. יכול להיות גם סיפק מזון טבול לעודד נוזלים וצריכת תזונה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עבור ניסויי התאוששות לטווח ארוך מספקים משככי כאבים מתמשכים ולהסיר סרטוני עור 7 ימים לאחר ניתוח. </li></ol> 5. הערכת פגיעה בכליות פונקציונלית מבנית והתחדשות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דם ניתן לגבות מוריד הזנב במהלך ניסויים או על ידי לנקב לב בעת המתת חסד בסוף הניסוי. למדוד את תפקוד כליות על ידי קריאטינין בסרום, תוך שימוש בשיטת creatinase מבוסס, וחנקן אוריאה בדם (BUN) על מנתח צנטריפוגלי יוכימיים כפי שתואר לעיל 7. תפקוד הכליות של עכברים בריאים נורמלים צריך להיקבע לפני הקמת מודל של אי ספיקת כליות כמו זה יכול להשתנות במידה ניכרת depending על שיטת הניתוח המשמשת לדוגמא את התגובה יפה ושיטות creatinase מבוססות למדידת קריאטינין לתת תוצאות שונות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבחון את מבנה כליה על ידי histopathology בסעיפי רקמות פרפין מוטבע כליות מוכתמות בHaematoxylin ו eosin (H &amp; E) או תקופתי חומצה שיף (PAS). ללכוד בין 5-10 תמונות בהגדלה של 200x בתוך הפס החיצוני של מדולה החיצונית (OSOM) לכל עכבר. להעריך את רמת הפגיעה בOSOM כאזור זה נפגע במודל זה משום שהוא פגיע מאוד להיפוקסיה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש באחת משתי מערכות הניקוד מפורטות להלן כדי למדוד נמק חריף צינוריים (ATN) או התחדשות. מורפולוגיה נציג של הסיווגים בשימוש במערכות אלה מודגמת באיור 1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במערכת בינארית פשוטה להבקיע ATN. על הבסיס של יושר סלולארי וסימן מורפולוגיה ולספור tubules כמו גם (מורפולוגיה שלמות תא) קיימא או נמקים (inte תא נפגעיםgrity, מורפולוגיה נורמלית תא או אובדן של תאים). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבטא את מספר צינוריות נמקים כאחוז מהמספר הכולל של צינוריות (tubules נימקי%). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לסווג התחדשות באמצעות מערכת אחרת המבוססת על שלמות התא, מורפולוגיה ומספר גרעינים. tubules מארק ולספור בריאים, נמקים, פצוע או מתאושש בהתאם לקריטריונים המפורטים בשלבים הבאים. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כמו במערכת ATN הניקוד (המפורטת בצעד 5.4) tubules סימן עם תאים נורמלים ללא פגע בריאים כתוך tubules מראה שלמות תא נפגעה, מורפולוגיה של תאים חריג או אובדן תא גלוי צריכה להיות הבקיע כנימקים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לסווג את הצינוריות כנפצעו אם יש להם ציטופלסמה דליל המכילה כמה גרעינים. בניגוד לכך, לייעד צינוריות המכילות יותר גרעינים עם מורפולוגיה של תאים נורמלים יותר כמחלים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להביע כל סיווג אבובית כאחוז מהמספר הכולל אבובית. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Kinsey, G. R., Li, L., Okusa, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflammation+in+acute+kidney+injury.">Inflammation in acute kidney injury.</a> Nephron Exp Nephrol. 109, (2008).</li><li>Wei, Q., Dong, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+model+of+ischemic+acute+kidney+injury:+technical+notes+and+tricks.">Mouse model of ischemic acute kidney injury: technical notes and tricks.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 303, (2012).</li><li>Ferenbach, D. A., Kluth, D. C., Hughes, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemeoxygenase-1+and+renal+ischaemia-reperfusion+injury.">Hemeoxygenase-1 and renal ischaemia-reperfusion injury.</a> Nephron Exp Nephrol. 115, (2010).</li><li>Ferenbach, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+induction+of+macrophage+hemeoxygenase-1+is+protective+during+acute+kidney+injury+in+aging+mice.">The induction of macrophage hemeoxygenase-1 is protective during acute kidney injury in aging mice.</a> Kidney Int. 79, 966-976 (2011).</li><li>Ferenbach, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macrophage/monocyte+depletion+by+clodronate,+but+not+diphtheria+toxin,+improves+renal+ischemia/reperfusion+injury+in+mice.">Macrophage/monocyte depletion by clodronate, but not diphtheria toxin, improves renal ischemia/reperfusion injury in mice.</a> Kidney Int. 82, 928-933 (2012).</li><li>Ferenbach, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macrophages+expressing+heme+oxygenase-1+improve+renal+function+in+ischemia/reperfusion+injury.">Macrophages expressing heme oxygenase-1 improve renal function in ischemia/reperfusion injury.</a> Mol Ther. 18, 1706-1713 (2010).</li><li>Keppler, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasma+creatinine+determination+in+mice+and+rats:+an+enzymatic+method+compares+favorably+with+a+high-performance+liquid+chromatography+assay.">Plasma creatinine determination in mice and rats: an enzymatic method compares favorably with a high-performance liquid chromatography assay.</a> Kidney Int. 71, 74-78 (2007).</li><li>Vinuesa, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macrophage+involvement+in+the+kidney+repair+phase+after+ischaemia/reperfusion+injury.">Macrophage involvement in the kidney repair phase after ischaemia/reperfusion injury.</a> J Pathol. 214, 104-113 (2008).</li><li>Friedewald, J. J., Rabb, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflammatory+cells+in+ischemic+acute+renal+failure.">Inflammatory cells in ischemic acute renal failure.</a> Kidney Int. 66, 486-491 (2004).</li><li>Gandolfo, M. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Foxp3++regulatory+T+cells+participate+in+repair+of+ischemic+acute+kidney+injury.">Foxp3+ regulatory T cells participate in repair of ischemic acute kidney injury.</a> Kidney Int. 76, 717-729 (2009).</li><li>Burne, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+the+CD4++T+cell+as+a+major+pathogenic+factor+in+ischemic+acute+renal+failure.">Identification of the CD4+ T cell as a major pathogenic factor in ischemic acute renal failure.</a> J Clin Invest. , 1283-1290 (2001).</li><li>Burne-Taney, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=B+cell+deficiency+confers+protection+from+renal+ischemia+reperfusion+injury.">B cell deficiency confers protection from renal ischemia reperfusion injury.</a> J Immunol. 171, 3210-3215 (2003).</li><li>Kinsey, G. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulatory+T+cells+suppress+innate+immunity+in+kidney+ischemia-reperfusion+injury.">Regulatory T cells suppress innate immunity in kidney ischemia-reperfusion injury.</a> J Am Soc Nephrol. 20, 1744-1753 (2009).</li><li>Li, L., Okusa, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macrophages,+dendritic+cells,+and+kidney+ischemia-reperfusion+injury.">Macrophages, dendritic cells, and kidney ischemia-reperfusion injury.</a> Semin Nephrol. 30, 268-277 (2010).</li><li>Lin, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macrophage+Wnt7b+is+critical+for+kidney+repair+and+regeneration.">Macrophage Wnt7b is critical for kidney repair and regeneration.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 4194-4199 (2010).</li><li>Lee, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+macrophage+phenotypes+contribute+to+kidney+injury+and+repair.">Distinct macrophage phenotypes contribute to kidney injury and repair.</a> J Am Soc Nephrol. 22, 317-326 (2011).</li><li>Kumar, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dexamethasone+ameliorates+renal+ischemia-reperfusion+injury.">Dexamethasone ameliorates renal ischemia-reperfusion injury.</a> J Am Soc Nephrol. 20, 2412-2425 (2009).</li><li>Sharples, E. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Erythropoietin+protects+the+kidney+against+the+injury+and+dysfunction+caused+by+ischemia-reperfusion.">Erythropoietin protects the kidney against the injury and dysfunction caused by ischemia-reperfusion.</a> J Am Soc Nephrol. 15, 2115-2124 (2004).</li><li>Gueler, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Statins+attenuate+ischemia-reperfusion+injury+by+inducing+heme+oxygenase-1+in+infiltrating+macrophages.">Statins attenuate ischemia-reperfusion injury by inducing heme oxygenase-1 in infiltrating macrophages.</a> Am J Pathol. 170, 1192-1199 (2007).</li><li>Delbridge, M. S., Shrestha, B. M., Raftery, A. T., ElNahas, A. M., Haylor, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+body+temperature+in+a+rat+model+of+renal+ischemia-reperfusion+injury.">The effect of body temperature in a rat model of renal ischemia-reperfusion injury.</a> Transplant Proc. 39, 2983-2985 (2007).</li></ol>

The authors have no competing or conflicting interests to disclose.

IRI כליות הוא גורם חשוב של AKI ללא טיפול ספציפי זמין. מחקר ניסיוני של IRI הכליות היה אינפורמטיבי מאוד עם העבודה קודמת הוכיחה את התפקיד של מקרופאגים, תאים הדנדריטים, לימפוציטים, תאים אחרים תאי T רגולטורים, כמו גם ומגשרים באינדוקציה של שניהם פגיעה חריפה וריפוי שלב 5,8 - 16.</sup...

פגיעת reperfusion איסכמיה (IRI) היא מצב שכיח לפציעות לאיברים רבים, כולל כליות, לב והמוח. כליות IRI עלול להוביל לפגיעה בכליות חריפה (AKI) בחולים ואין טיפול ספציפי זמין. יש AKI כתוצאה מIRI פתוגנזה מסובכת מעורבת הן תגובת החיסון המולדת ובעלי כושר הסתגלות 1. מודל ניסיוני של IRI הכליות מציע את הפוטנציאל לנתח את התאים ומתווכים מעורבים בפתוגנזה של AKI כמו גם התחדשות הכליות לאחר שמתפתחת במשך ימים שלאחר מכן מפתח. יתר על כן את ההשפעות של סוכנים טיפוליים חדשניים על תהליכי מחלה ניתן להעריך. המטרה הכללית של המודל הניסיוני של IRI כליות מתוארת כאן הוא כדי לגרום לפגיעה בכליות גם תפקודית ומבנית חריפה. חוקרים אחדים מנוצלים מודל שכרוך בגיוס של IRI דו צדדי 2. למרות שמודל IRI כליות דו צדדי הוא שימוש, רן חד צדדייש מודל אל IRI היתרון של כריתת כליה תקין המתבצעת בזמן הניתוח. רקמת כריתת הכליה הימנית משמשת רקמת שליטה יקר כמו במחקרים שכללו שלב מקדים שגם גורם או מדכא את הביטוי של גן או חלבון. לדוגמא, יש לנו להשתמש במודל זה כדי להעריך את ההשפעות נפשית מראש של arginate heme (HA) הזרקת 24 שעות לפני IRI כליות 3. האינדוקציה המוצלחת של אנזים heme-oxygenase-1 cytoprotective (HO-1) על ידי HA לפני IRI אושרה ברקמת שליטת כריתת הכליה הימנית 4. HA מופחת IRI כליה בעכברים בגיל בחלק באמצעות מנגנון תלוי HO-1. בדומה לכך, יש לנו להשתמש במודל במחקרי דלדול מקרופאג כדי לבחון את התפקיד של מקרופאגים בIRI כליות 5. ניתוח immunohistochemical של רקמת כריתת הכליה תקין יכול לשמש כדי לאשר את היעילות של המתודולוגיה אבלציה. רקמת כריתת הכליה תקין ולכן יכולה לשמש לשניהם לאשר ולכמת את הרמה של induction או עיכוב של המולקולה של ריבית בכל בעלי חיים ניסיוניים בודדים. מודל זה יהיה עניין לחוקרים המשתמשים בתרופות או חומרים אחרים כדי לווסת את הביטוי של גנים או חלבונים וכו &#39;לפני הגיוס של IRI כליות. מחקרים אחרים השתמשו חתכים אגף לגשת לכליות. המודל שתואר כאן משתמש בניתוח בטן קו האמצע אחת כדי לבצע את שני כריתת הכליה תקין ולגרום reperfusion איסכמיה של הכליה השמאלית. גישה ניתוחית זו מספקת הדמיה מצוינת של שדה הניתוח כוללים pedicles הכליות ושינויים בצבע שבאים אחרי הידוק pedicle כליות. הניסיון פורסם עם המודל 4-6 מצביע על כך שהעכברים להתאושש במהירות מהניתוח עם שיעור הישרדות ליד 100%. לבסוף, ניתוח הקינטית של המודל על פני תקופה של 7 ימים עולה כי מודל זה מציג שחזור של שניהם בתפקוד הכלייתי ויושרה צינורי, עםהתפשטות תאים צינוריים משמעותית.

<table><tbody><tr><td>Tissue scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14072 - 10</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Adson forceps (Rat toothed)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11019 - 12</td><td></td></tr><tr><td>S&amp;amp;T JFA-5bTC Forceps - SuperGrip Angled</td><td>Fine Science Tools</td><td>00649-11</td><td></td></tr><tr><td>Colibri retractor</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000 - 04</td><td></td></tr><tr><td>Micro clip applicator</td><td>Fine Science Tools</td><td>18057-14</td><td></td></tr><tr><td>Micro serrafines&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td></td></tr><tr><td>Olsen-Hegar needle holder</td><td>Fine Science Tools</td><td>12002 - 12</td><td></td></tr><tr><td>Hemoclip Plus Ligating Clips Small</td><td>Weck</td><td>533837</td><td></td></tr><tr><td>Autoclip Wound Clip System, 9mm</td><td>Harvard Apparatus</td><td>PY2 52-3748</td><td></td></tr><tr><td>Silk Black Braided Suture, Size 6-0</td><td>Harvard Apparatus</td><td>723288</td><td></td></tr><tr><td>Standard Heat Matt</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Homeothermic Blanket &amp;amp; Control Unit</td><td>Harvard Apparatus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lacri-Lube</td><td>Allergan</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vetasept Chlorhexidine&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>AnimalCare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vetalar : Ketamine hydrochloride</td><td></td><td></td><td>100 mg/ml solution</td></tr><tr><td>Domitor : medetomidine hydrochloride&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td>1 mg/ml</td></tr><tr><td>Vetergesic : Buprenorphine hydrochloride&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td>0.3 mg/ml</td></tr><tr><td>Antisedan : Atipamezole hydrochoride</td><td></td><td></td><td>5 mg/ml</td></tr></tbody></table>

renal ischaemia reperfusion injury: a mouse model of injury and regeneration

פגיעת reperfusion איסכמיה כליות (IRI) היא סיבה שכיחה של ניזק כלייתי חריף (AKI) בחולים וחסימה של זרימת דם כליות הוא בלתי נמנע במהלך השתלת כליה. מודלים ניסיוניים באופן מדויק וreproducibly לסכם IRI כליות הם קריטיים בלנתח את הפתופיזיולוגיה של AKI והפיתוח של סוכנים טיפוליים חדשניים. מוצג כאן הוא מודל של עכברים של IRI כליות שגורם לאקי לשחזור. זו מושגת על ידי גישת laparotomy קו האמצע לניתוח עם חתך אחד ומאפשר גם כריתת כליה תקין המספקת רקמת שליטה והידוק של גבעול הכליה השמאלי כדי לגרום לאיסכמיה של הכליה השמאלית. על ידי ניטור קפדני של עמדת המהדק ואת טמפרטורת גוף בתקופת איסכמיה מודל זה משיג פגיעה תפקודית ומבנית לשחזור. עכברים הקריבו 24 שעות לאחר ניתוח להפגין אובדן תפקוד כליות עם גובה של הסרום או ברמת קריאטינין בפלזמה, כמו גם strucנזק לכליות טוראל עם נמק צינורי חריף מאליו. משפר את תפקוד כליות והפגיעה ברקמות האקוטית פותרת במהלך 7 ימים הבאים IRI כליות כך שמודל זה יכול לשמש כדי ללמוד התחדשות כליות. מודל זה של IRI הכליות נוצל כדי ללמוד את הפתופיזיולוגיה המולקולרית ותאית של AKI, כמו גם ניתוח של התחדשות הכליה שלאחר מכן.

פציעה והתאוששות צינורי עשויות להיות מוערכת על ידי H &amp; E או צביעת PAS של חלקי רקמות הבאים IRI כליות. קשיות ממוקמות בתוך OSOM מסווגים כבריאים, נפגע, נמקים או מחלים על פי מורפולוגיה של תאים, יושרה ומספר גרעינים (איור 1). הפגיעה התפקודית ומבנית במודל זה היא תלויה משך אי?...

Watch this Scientific Journal Video about Renal Ischaemia Reperfusion Injury: A Mouse Model of Injury and Regeneration at JoVE.com

Renal Ischaemia Reperfusion Injury: A Mouse Model of Injury and Regeneration

The mouse model of renal ischaemia reperfusion injury described here comprises of a right nephrectomy that provides control tissue and clamping of the left renal pedicle to induce ischaemia that results in acute kidney injury. This model uses a midline laparotomy approach with all steps performed via one incision.

כליות איסכמיה reperfusion פגיעה: במודל עכבר של הפגיעה והתחדשות

Renal ischaemia reperfusion injury (IRI) is a common cause of acute kidney injury (AKI) in patients and occlusion of renal blood flow is unavoidable ...

renal-ischaemia-reperfusion-injury-mouse-model-injury

Research

JoVE Journal

Medicine

49.5K Views.  University of Edinburgh. The mouse model of renal ischaemia reperfusion injury described here comprises of a right nephrectomy that provides control tissue and clamping of the left renal pedicle to induce ischaemia that results in acute kidney injury. This model uses a midline laparotomy approach with all steps performed via one incision.

Video: Renal Ischaemia Reperfusion Injury: A Mouse Model of Injury and Regeneration

Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

דום לב Normothermic ו החייאה: במודל עכבר של פגיעה איסכמיה reperfusion

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

דגם איסכמיה reperfusion של פגיעה חריפה בכליות ופגיעים ההודעה פיברוזיס בעכברים

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

דגם של שריר הלב איסכמיה reperfusion הפגיעה Murine באמצעות קשירת של העורק השמאלי קדמי יורד

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

דגם Murine של פגיעת המעיים איסכמיה reperfusion

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

Myocardial Infarction in Neonatal Mice, A Model of Cardiac Regeneration

Myocardial infarction induced by coronary artery ligation has been used in many animal models as a tool to study the mechanisms of cardiac repair and regeneration, and to define new targets for therapeutics. For decades, models of complete heart regeneration existed in amphibians and fish, but a mammalian counterpart was not available. The recent discovery of a postnatal window during which mice possess regenerative capabilities has led to the establishment of a mammalian model of cardiac regeneration. A surgical model of mammalian cardiac regeneration in the neonatal mouse is presented herein. Briefly, postnatal day 1 (P1) mice are anesthetized by isoflurane and placed on an ice pad to induce hypothermia. After the chest is opened, and the left anterior descending coronary artery (LAD) is visualized, a suture is placed around the LAD to inflict myocardial ischemia in the left ventricle. The surgical procedure takes 10-15 min. Visualizing the coronary artery is crucial for accurate suture placement and reproducibility. Myocardial infarction and cardiac dysfunction are confirmed by triphenyl-tetrazolium chloride (TTC) staining and echocardiography, respectively. Complete regeneration 21 days post myocardial infarction is verified by histology. This protocol can be used to as a tool to elucidate mechanisms of mammalian cardiac regeneration after myocardial infarction.

This protocol describes a highly reproducible model of cardiac regeneration by surgical induction of myocardial infarction in the left ventricle of postnatal day 1 mice. The method involves induction of hypothermic anesthesia and ligation of the left anterior descending coronary artery.

אוטם שריר לב עכברים ילודים, מודל התחדשות לב

Myocardial infarction induced by coronary artery ligation has been used in many animal models as a tool to study the mechanisms of cardiac repair and ...

Confirmation of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury in Mice Using Surface Pad Electrocardiography

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality worldwide. In humans, a pathologic occlusion forms in a coronary artery and reperfusion of that occluded artery is considered essential to maintain viability of the myocardium at risk. Although essential for myocardial recovery, reperfusion of the ischemic myocardium creates its own tissue injury. The physiologic response and healing of an ischemia/reperfusion injury is different from a chronic occlusion injury. Myocardial ischemia/reperfusion injury is gaining recognition as a clinically relevant model for myocardial infarction studies. For this reason, parallel animal models of ischemia/reperfusion are vital in advancing the knowledge base regarding myocardial injury. Typically, ischemia of the mouse heart after left anterior descending (LAD) coronary artery occlusion is confirmed by visible pallor of the myocardium below the occlusion (ligature). However, this offers only a subjective way of confirming correct or consistent ligature placement, as there are multiple major arteries that could cause pallor in different myocardial regions. A method of recording electrocardiographic changes to assess correct ligature placement and resultant ischemia as well as reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, would help yield consistent infarct sizes in mouse models. In turn, this would help decrease the number of mice used. Additionally, electrocardiographic changes can continue to be recorded non-invasively in a time-dependent fashion after the surgery. This article will demonstrate a method of electrocardiographically confirming myocardial ischemia and reperfusion in real time.

During murine myocardial ischemia/reperfusion surgery, correct placement of the occluding ligature is typically confirmed by visible observation of myocardial pallor. Herein, a method of electrocardiographically confirming ischemia and reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, is demonstrated in male C57Bl/6 mice.

אישור של שריר לב איסכמיה ופציעת reperfusion בעכברים באמצעות אלקטרוקרדיוגרפיה Pad Surface

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality ...

Two-vessel Occlusion Mouse Model of Cerebral Ischemia-reperfusion

In this study, a middle cerebral artery (MCA) occlusion mouse model is employed to study cerebral ischemia-reperfusion. A reproducible and reliable mouse model is useful for investigating the pathophysiology of cerebral ischemia-reperfusion and determining potential therapeutic strategies for patients with stroke. Variations in the anatomy of the circle of Willis of C57BL/6 mice affects their infarct volume after cerebral-ischemia-induced injury. Studies have indicated that distal MCA occlusion (MCAO) can overcome this problem and result in a stable infarct size. In this study, we establish a two-vessel occlusion mouse model of cerebral ischemia-reperfusion through the interruption of the blood flow to the right MCA. We distally ligate the right MCA and right common carotid artery (CCA) and restore blood flow after a certain period of ischemia. This ischemia-reperfusion injury induces an infarct of stable size and a behavioral deficit. Peripheral immune cells infiltrate the ischemic brain within the 24 h infiltration period. Additionally, the neuronal loss in the cortical area is less for a longer reperfusion duration. Therefore, this two-vessel occlusion model is suitable for investigating the immune response and neuronal recovery during the reperfusion period after cerebral ischemia.

A mouse model of cerebral ischemia-reperfusion is established to investigate the pathophysiology of stroke. We distally ligate the right middle cerebral artery and right common carotid artery and restore blood flow after 10 or 40 min of ischemia.

שתיים, כלי סגר דגם העכבר של איסכמיה מוחית-פגיעה reperfusion

In this study, a middle cerebral artery (MCA) occlusion mouse model is employed to study cerebral ischemia-reperfusion. A reproducible and reliable mouse ...

An Effective Mouse Model of Unilateral Renal Ischemia-Reperfusion Injury

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models are the only available resources that mimic the complexities of the IRI-associated damage encountered in vivo. This paper describes an effective mouse model of unilateral renal IRI that delivers highly reproducible data. Ischemia is induced by occluding the right renal pedicle for 30 min followed by reperfusion. In addition to the surgical procedure, a sequential overview of the expected physiological and histopathological changes following renal IRI will be provided by comparing data from seven different reperfusion times (4 h, 8 h, 16 h, 1 day, 2 days, 4 days, and 7 days). Critical data for planning experiments ahead, such as mean surgical time, average anesthetic consumption, and body weight changes over time, will be shared. This work will help researchers implement a reliable renal IRI model and select the appropriate reperfusion time that aligns with their intended investigative goals.

Renal ischemia-reperfusion injury is associated with high morbidity and mortality in hospitalized patients. Here, we present a simple and effective mouse model of unilateral renal ischemia-reperfusion injury and provide a sequential overview of representative pathological changes observed in the kidney.

מודל עכבר יעיל של פגיעה חד-צדדית באיסכמיה-רפרפוזיה של הכליה

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models ...

Induction of Myocardial Infarction and Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury in Mice

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of heart reflow and induce secondary myocardial injury. A simple and reproducible model of myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury is a good tool for researchers. Here, a customizable method to create a myocardial infarction (MI) model and MIRI by precision ligation of the left anterior descending coronary artery (LAD) through micromanipulation is described. Accurate and reproducible ligature positioning of the LAD helps obtain consistent results for heart injury. ST-segment changes can help to identify model accuracy. The serum level of cardiac troponin T (cTnT) is used to assess the myocardial injury, cardiac ultrasound is employed to evaluate the myocardial systolic function, and Evans-Blue/triphenyl tetrazolium chloride staining is used to measure infarct size. In general, this protocol reduces procedure duration, ensures controllable infarct size, and improves mouse survival.

Here we describe a simple and reproducible method that can induce myocardial infarction or myocardial ischemia-reperfusion injury in mice by precision ligation of the left anterior descending coronary artery through micromanipulation.

השראת אוטם שריר הלב ופגיעה באיסכמיה של שריר הלב בעכברים

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of ...

Developing Murine Acute Kidney Injury Model Using Bilateral Ischemia-Reperfusion

Bilateral Renal Ischemia-Reperfusion Model for Acute Kidney Injury in Mice

Acute kidney injury (AKI) is defined as a rapid decline in renal function, in which persistent kidney dysfunction gradually progresses to chronic kidney disease (CKD) due to the irreversible loss of nephrons and their maladaptive repair. In recent years, the incidence of AKI has been increasing concerning diverse etiologies, including volume depletion, sepsis, nephrotoxicity, muscle injury, and major trauma, in which ischemia-reperfusion injury (IRI)&#160;accounts for most episodes. Development of the IRI model in mice is induced by surgical clamping of the renal pedicles, which provides powerful and controllable tools for preclinical models of AKI. Importantly, the IRI model is deployed at different stages of the AKI development, especially in the processes of AKI to CKD. Despite the IRI model being widely practiced in many laboratories, a series of variables still influence the results of this model. Here, we describe the procedure of IRI model development to provide a repeatable and reliable method for researchers to explore the underlying pathogenesis in the development of AKI and the progression of AKI to CKD.

The ischemia-reperfusion injury (IRI) model can be used at different stages of acute kidney injury (AKI) development, especially during AKI to chronic kidney disease (CKD) progression. Here, we describe the procedure for IRI model development in mice via a trans-abdominal approach, clamping renal pedicles via a vascular clip to induce ischemic injury.

Acute kidney injury (AKI) is defined as a rapid decline in renal function, in which persistent kidney dysfunction gradually progresses to chronic kidney ...