Name: renal ischaemia reperfusion injury: a mouse model of injury and regeneration
Uploaded: 2014-06-07T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 27 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Renal Ischaemia Reperfusion Injury: A Mouse Model of Injury and Regeneration at JoVE.com

The present study was supported by grants from Kidney Research UK (ST4/2011), the Cunningham Trust (CT11/14) and the Mrs EA Hogg's Charitable Trust.

NOTA:. Experimentos em animais foram realizados de acordo com as diretrizes e regulamentos impostos pelos Animais (Scientific Procedures) Act 1986 procedimentos foram realizados utilizando (autoclavados) instrumentos e consumíveis cirúrgicos estéreis. Embora o modelo de murino de IRI renal apresentado aqui foi realizada num macho de 8 semanas de idade Balb / c do rato pode ser executada de forma reprodutível em uma variedade de estirpes de murinos de ambos os sexos com idades compreendidas tipicamente entre 7-15 semanas, com a idade ser óptima 8 semanas. Os dados apresentados na seção de resultados representante foi obtido de ambos Balb / c e camundongos FVB. A aplicação de uma solução salina aquecida é usada para manter os intestinos e área cirúrgica húmido mas deve ser cuidadosamente controlada e mantida a um mínimo, como uma aplicação excessiva de fluidos pode levar a um artefacto abaixamento do soro ou plasma, os níveis de creatinina, o que é um importante leitura experimental. 1. Preparação Animal e Laparotomia &lt;ol&gt; <li> Anestesiar o rato com cloridrato de cetamina (70 mg / kg) e cloridrato de medetomidina (1 mg / kg) por via intraperitoneal e confirmar a profundidade da anestesia, pela perda de reflexos por exemplo, aperto do dedo do pé. A duração do plano anestésico resultante é de 4 horas. Isto é suficiente para realizar todo o procedimento cirúrgico e sem anestesia suplementar se necessário. </li><li> Remova o cabelo em torno da área de incisão, garantir que a área está livre de cabelos soltos, e higienizar a pele abdominal utilizando uma solução diluída de clorexidina. </li><li> Posicione o mouse sobre um bloco cirúrgico aquecido em decúbito dorsal e corrigir os membros superiores e inferiores para a plataforma usando fita adesiva de baixa aderência. Certifique-se de que as extremidades superiores sejam mantidas na sua posição normal para evitar a compressão do pulmão. Durante todo o processo monitorar o mouse para queimaduras térmicas. Se possível, é recomendado que uma fonte de calor não-eléctrico ser utilizado. </li><li> Administrar o cloridrato de analgésico de buprenorfina (0,06 mg / kg)subcutânea e aplicar lubrificante ocular para os olhos para evitar o ressecamento da córnea. Analgésicos são administrados no pré-operatório, a fim de auxiliar a recuperação pós-cirúrgica. </li><li> Usando tecido separando tesoura ou lâmina de bisturi fazer uma incisão na linha laparotomia e sem rodeios separar a pele do peritônio. Isto permite que a pele e do peritoneu para ser suturada separadamente durante o fechamento da ferida. Uma incisão da alba avascular linea é feito dando acesso à cavidade peritoneal. </li><li> Para criar uma visão clara da área cirúrgica inserir um afastador e armar o mouse. </li></ol> 2. Divisão Ureter e nefrectomia direita <ol><li> Com cuidado, empurre o intestino para o lado esquerdo da cavidade abdominal usando cotonetes esterilizados autoclavados umedecidas com soro fisiológico para expor o rim e do ureter direito. Cubra os intestinos com cortinas umedecido para evitar a secagem. </li><li> Levante o ureter direito com uma pinça em ângulo. Ligadura do ureter direito duas vezes, utilizando 6/0 silsutura k-trançado. Para os experimentos de longo prazo, utilizar suturas absorvíveis para todas as cirurgias abdominais. </li><li> Dividir o ureter entre as suturas. Embora a junção vesico-ureteral deve evitar que a urina escorra para o peritoneu da bexiga do ureter é ligado como uma salvaguarda contra qualquer fuga no pós-operatório durante as experiências de longo prazo. </li><li> Para permitir o acesso mais fácil ao realizar a nefrectomia direita, empurre o fígado para cima e para a direita com um cotonete umedecido e mantenha no lugar usando gaze umedecida para expor a artéria renal direita e veia. </li><li> Bluntly dissecar o tecido conectivo e a gordura ao longo do aspecto medial do rim direito quanto à artéria renal direita, e a veia. </li><li> Criar um canal de debaixo da artéria e veia renal cuidadosamente a pinça deslizante angulares por baixo dos vasos sanguíneos. Orientar a pinça por baixo com as pontas fechadas e remover suavemente com as pontas abertas, a fim de facilitar a formação do canal.</li><li> Repetir o passo 2.6 até que as pontas das pinças são visíveis através dos tecidos conjuntivos, logo acima da artéria e veia renal. Uma vez visível esfregar suavemente as pontas das pinças contra as pontas de um outro conjunto de pinças anguladas para quebrar delicadamente o tecido conjuntivo. </li><li> Com a artéria e veia renal claramente acessível eles agora podem ser ocluído. Deslize cuidadosamente uma pinça em ângulo abaixo da artéria renal e veia com as pontas fechadas. Uma vez no local abrir as pontas das pinças e orientar o aplicador clipe hemostático entre as pontas e firmemente aplicar um clipe hemostático na artéria e veia renal próxima ao rim. Em alternativa, a artéria e veia renais podem ser ligados utilizando 6/0 de seda trançada sutura. </li><li> Dividir a oclusão da artéria renal e veia perto do rim, o qual pode agora ser removido de qualquer tecido conjuntivo aderente remanescente. </li><li> Remova qualquer gaze usada para manter o fígado e os intestinos substituir com cotonetes. </li></ol><ol><li> Com cuidado, empurre o intestino para o lado direito da cavidade abdominal com cotonetes para expor o rim esquerdo e do ureter e cubra com cortinas umedecidos. Se necessário, os pâncreas pode ser desviado com gaze umedecida para permitir o acesso mais fácil. </li><li> Use dissecção romba para quebrar delicadamente os tecidos conjuntivos anterior e posterior à artéria renal esquerda e veia, e, em seguida, criar um canal sob os vasos de forma semelhante ao descrito no Ureter Divisão e nefrectomia direita passo 2.4. </li><li> Induzir isquémia do rim esquerdo, aplicando um clipe serrafine micro na artéria e veia renal. Isquémia bem sucedida pode ser confirmada visualmente por um escurecimento uniforme gradual do rim. Os vasos sanguíneos para além da artéria renal esquerda e a veia pode, ocasionalmente, fornecer o rim. Se estiver presente, também vai precisar destes vasos sanguíneos adicionais a serem fechados com grampos serrafine micro a fim de sucessoinduzir isquemia de todo o rim. </li><li> Substitua os intestinos e cuidadosamente garantir que não haja torções bruscas que podem levar à isquemia intestinal resultados comprometedores. Temporariamente fechar o peritônio com uma única sutura. </li><li> Após a indução de isquemia colocar imediatamente o rato sobre um cobertor homeotérmicos, com um termistor rectal ligado a uma unidade de controlo que vai manter a temperatura do corpo a 37 ° C durante a duração do período de isquémia. Para definir o comprimento apropriado da isquemia necessária para induzir o desejado grau de lesão renal e insuficiência renal, recomenda-se que uma titulação de ser executada para cada estirpe e operador cirúrgico. </li><li> Pouco antes do final do período de isquemia reabrir o peritoneu e posicionar cuidadosamente o intestino para permitir o acesso ao grampo e visualizar o rim. A inserção do afastador, como mostrado no vídeo, não é necessário e foi apenas realizada para fins de apresentação. </li><li> Retire o clamp após o período de isquemia concluiu. Imediatamente após a remoção do rim vai rapidamente mudar de cor de um marrom escuro para um rosa escuro saudável indicando reperfusão bem sucedida. </li><li> Novamente assegurar que os intestinos não são torcidos antes do fechamento do peritoneu com um ponto cobertor com 6/0 sutura de seda trançada. Em seguida, feche a pele usando clipes de pele metálicos. </li><li> Para minimizar o risco de infecção pós-operatória, aplicam-se um anti-séptico tal como uma solução de iodo / álcool para a área cirúrgica. </li></ol> 4. Pós-operatório de Recuperação e Cuidados <ol><li> Anestesia parcialmente inversa com cloridrato de atipamezol (2 mg / kg) por via subcutânea e administrar fluidos com uma injecção subcutânea de 1 mL de soro fisiológico aquecido para evitar a desidratação após a cirurgia. </li><li> Acompanhar atentamente os ratos até que tenham recuperado a consciência, parece alerta e são capazes de endireitar-se. </li><li> Permitir ratinhos para recuperar numa caixa aquecida mantida a 29 ° C, locciado em um ambiente tranquilo, por 24 horas. Ratos terá uma capacidade diminuída para regulação térmica devido à anestesia e, por conseguinte, é essencial que eles estão alojados a uma temperatura elevada para permitir a recuperação eficaz. Alimento humedecido também pode ser fornecida para estimular a ingestão de fluidos e da nutrição. </li><li> Para os experimentos de recuperação a longo prazo fornecer analgésicos em curso e retirar grampos de pele 7 dias após a cirurgia. </li></ol> 5. Avaliação Funcional e Estrutural lesão renal e Regeneração <ol><li> O sangue pode ser recolhido a partir da veia da cauda durante as experiências ou por punção cardíaca na hora da eutanásia no final da experiência. Medir a função renal pela creatinina sérica, usando um método baseado creatinase e uréia (BUN) em um analisador bioquímico centrífuga como descrito anteriormente 7. A função renal de ratos normais e saudáveis ​​precisa ser determinado antes de estabelecer um modelo de insuficiência renal, pois isso pode variar acentuadamente depending no método de análise utilizado, por exemplo a reacção de Jaffe e métodos creatinase base para a medição da creatinina dar resultados diferentes. </li><li> Examine estrutura renal por histopatologia em parafina cortes de tecido do rim corados com hematoxilina e eosina (H &amp; E) ou ácido periódico Schiff (PAS). Capturar entre 5 - 10 imagens em 200x de ampliação dentro da faixa externa da medula externa (OSOM) para cada rato. Avaliar o nível de lesão no OSOM como esta região é ferido neste modelo porque é altamente vulnerável à hipóxia. </li><li> Use qualquer um dos dois sistemas de pontuação detalhadas abaixo para medir necrose aguda tubular (RTA) ou regeneração. Morfologia representativa das classificações utilizadas nestes sistemas é ilustrada na Figura 1. </li><li> Use um sistema binário simples para marcar ATN. Com base na integridade celular e marca morfologia e contar túbulos tanto como viável (a morfologia das células intactas) ou necrose (inte célula comprometidagrity, morfologia celular anormal, ou perda de células). <ol><li> Exprime-se o número de túbulos necróticas como uma percentagem do número total de túbulos (necrótica túbulos%). </li></ol></li><li> Classificar regeneração utilizando outro sistema com base na integridade celular, a morfologia e o número de núcleos. Mark e contam túbulos tão saudável, necrótica, feridos ou em recuperação de acordo com os critérios indicados nas etapas seguintes. <ol><li> Tal como acontece com o sistema de pontuação ATN (detalhado no passo 5.4) túbulos marca com células normais saudáveis ​​intactas como túbulos enquanto mostrando a integridade das células comprometidas, morfologia celular anormal ou perda celular evidente devem ser marcados como necrótica. </li><li> Classifique túbulos como feridos se eles têm um citoplasma diluído contendo alguns núcleos. Em contraste, designar túbulos contendo mais núcleos com mais morfologia celular normal, tal como a recuperação. </li><li> Expresse cada classificação túbulo como uma porcentagem do número total de túbulos. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Kinsey, G. R., Li, L., Okusa, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflammation+in+acute+kidney+injury.">Inflammation in acute kidney injury.</a> Nephron Exp Nephrol. 109, (2008).</li><li>Wei, Q., Dong, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+model+of+ischemic+acute+kidney+injury:+technical+notes+and+tricks.">Mouse model of ischemic acute kidney injury: technical notes and tricks.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 303, (2012).</li><li>Ferenbach, D. A., Kluth, D. C., Hughes, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemeoxygenase-1+and+renal+ischaemia-reperfusion+injury.">Hemeoxygenase-1 and renal ischaemia-reperfusion injury.</a> Nephron Exp Nephrol. 115, (2010).</li><li>Ferenbach, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+induction+of+macrophage+hemeoxygenase-1+is+protective+during+acute+kidney+injury+in+aging+mice.">The induction of macrophage hemeoxygenase-1 is protective during acute kidney injury in aging mice.</a> Kidney Int. 79, 966-976 (2011).</li><li>Ferenbach, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macrophage/monocyte+depletion+by+clodronate,+but+not+diphtheria+toxin,+improves+renal+ischemia/reperfusion+injury+in+mice.">Macrophage/monocyte depletion by clodronate, but not diphtheria toxin, improves renal ischemia/reperfusion injury in mice.</a> Kidney Int. 82, 928-933 (2012).</li><li>Ferenbach, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macrophages+expressing+heme+oxygenase-1+improve+renal+function+in+ischemia/reperfusion+injury.">Macrophages expressing heme oxygenase-1 improve renal function in ischemia/reperfusion injury.</a> Mol Ther. 18, 1706-1713 (2010).</li><li>Keppler, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasma+creatinine+determination+in+mice+and+rats:+an+enzymatic+method+compares+favorably+with+a+high-performance+liquid+chromatography+assay.">Plasma creatinine determination in mice and rats: an enzymatic method compares favorably with a high-performance liquid chromatography assay.</a> Kidney Int. 71, 74-78 (2007).</li><li>Vinuesa, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macrophage+involvement+in+the+kidney+repair+phase+after+ischaemia/reperfusion+injury.">Macrophage involvement in the kidney repair phase after ischaemia/reperfusion injury.</a> J Pathol. 214, 104-113 (2008).</li><li>Friedewald, J. J., Rabb, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflammatory+cells+in+ischemic+acute+renal+failure.">Inflammatory cells in ischemic acute renal failure.</a> Kidney Int. 66, 486-491 (2004).</li><li>Gandolfo, M. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Foxp3++regulatory+T+cells+participate+in+repair+of+ischemic+acute+kidney+injury.">Foxp3+ regulatory T cells participate in repair of ischemic acute kidney injury.</a> Kidney Int. 76, 717-729 (2009).</li><li>Burne, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+the+CD4++T+cell+as+a+major+pathogenic+factor+in+ischemic+acute+renal+failure.">Identification of the CD4+ T cell as a major pathogenic factor in ischemic acute renal failure.</a> J Clin Invest. , 1283-1290 (2001).</li><li>Burne-Taney, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=B+cell+deficiency+confers+protection+from+renal+ischemia+reperfusion+injury.">B cell deficiency confers protection from renal ischemia reperfusion injury.</a> J Immunol. 171, 3210-3215 (2003).</li><li>Kinsey, G. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulatory+T+cells+suppress+innate+immunity+in+kidney+ischemia-reperfusion+injury.">Regulatory T cells suppress innate immunity in kidney ischemia-reperfusion injury.</a> J Am Soc Nephrol. 20, 1744-1753 (2009).</li><li>Li, L., Okusa, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macrophages,+dendritic+cells,+and+kidney+ischemia-reperfusion+injury.">Macrophages, dendritic cells, and kidney ischemia-reperfusion injury.</a> Semin Nephrol. 30, 268-277 (2010).</li><li>Lin, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macrophage+Wnt7b+is+critical+for+kidney+repair+and+regeneration.">Macrophage Wnt7b is critical for kidney repair and regeneration.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 4194-4199 (2010).</li><li>Lee, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+macrophage+phenotypes+contribute+to+kidney+injury+and+repair.">Distinct macrophage phenotypes contribute to kidney injury and repair.</a> J Am Soc Nephrol. 22, 317-326 (2011).</li><li>Kumar, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dexamethasone+ameliorates+renal+ischemia-reperfusion+injury.">Dexamethasone ameliorates renal ischemia-reperfusion injury.</a> J Am Soc Nephrol. 20, 2412-2425 (2009).</li><li>Sharples, E. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Erythropoietin+protects+the+kidney+against+the+injury+and+dysfunction+caused+by+ischemia-reperfusion.">Erythropoietin protects the kidney against the injury and dysfunction caused by ischemia-reperfusion.</a> J Am Soc Nephrol. 15, 2115-2124 (2004).</li><li>Gueler, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Statins+attenuate+ischemia-reperfusion+injury+by+inducing+heme+oxygenase-1+in+infiltrating+macrophages.">Statins attenuate ischemia-reperfusion injury by inducing heme oxygenase-1 in infiltrating macrophages.</a> Am J Pathol. 170, 1192-1199 (2007).</li><li>Delbridge, M. S., Shrestha, B. M., Raftery, A. T., ElNahas, A. M., Haylor, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+body+temperature+in+a+rat+model+of+renal+ischemia-reperfusion+injury.">The effect of body temperature in a rat model of renal ischemia-reperfusion injury.</a> Transplant Proc. 39, 2983-2985 (2007).</li></ol>

The authors have no competing or conflicting interests to disclose.

Renal IRI é uma importante causa de LRA sem tratamento específico disponível. O estudo experimental de IRI renal tem sido altamente informativos com trabalhos anteriores demonstrando o papel de macrófagos, células dendríticas, linfócitos T, células-regulação, assim como outras células e mediadores na indução de tanto a lesão aguda e da fase de cicatrização de 5,8 - 16. Além disso, o IRI renal experimental foi usado para avaliar o efeito de vários agentes terapêuticos 4,17-19. </p...

Isquemia lesão de reperfusão (IRI) é um modo comum de lesão de múltiplos órgãos, incluindo o rim, coração e cérebro. Renal IRI pode levar à lesão renal aguda (LRA) em pacientes e nenhum tratamento específico está disponível. AKI como resultado da IRI tem uma patogênese complicada que envolve tanto a resposta imune inata e adaptativa 1. Um modelo experimental de IRI renal oferece o potencial para dissecar as células-chave e mediadores envolvidos na patogênese da IRA, bem como a regeneração renal subseqüente que segue ao longo de dias subseqüentes. Além disso, os efeitos dos agentes terapêuticos sobre os processos de doença podem ser avaliadas. O objetivo geral do modelo experimental de IRI renal descrito aqui é induzir tanto lesão renal funcional e estrutural aguda. Alguns investigadores utilizaram um modelo que envolve a indução de IRI bilaterais 2. Embora o modelo IRI renal bilateral é de uso, o ren unilateralmodelo al IRI tem a vantagem de uma nefrectomia direita a ser realizado no momento da cirurgia. O tecido nefrectomia direita serve como tecido de controlo valiosa em estudos envolvendo uma etapa de pré-tratamento que tanto induz ou reprime a expressão de um gene ou proteína. Por exemplo, temos usado este modelo para avaliar os efeitos pré-condicionamento do heme arginato (ha) de injeção de 24 horas antes da IRI renal 3. A indução bem sucedida do citoprotector enzima heme-oxigenase-1 (HO-1) por HA antes IRI foi confirmada no tecido controlo nefrectomia direita 4. HA reduzido IRI renal em camundongos idosos, em parte, através de um HO-1 mecanismo dependente. Da mesma forma, temos utilizado o modelo em estudos de depleção de macrófagos para examinar o papel dos macrófagos em IRI renal 5. A análise imunohistoquímica do tecido nefrectomia direita pode ser usado para confirmar a eficácia do método de ablação. O tecido nefrectomia direita pode, portanto, ser utilizada tanto para confirmar e quantificar o nível de induction ou inibição da molécula de interesse de cada animal experimental individual. Este modelo será de interesse para os pesquisadores que estão usando drogas ou outros compostos para modular a expressão de genes ou proteínas, etc, antes da indução da IRI renal. Outros estudos usaram incisões flanco para acessar os rins. O modelo descrito aqui utiliza uma única cirurgia na linha média abdominal para executar tanto a nefrectomia direita e induzir isquemia reperfusão do rim esquerdo. Esta abordagem cirúrgica oferece excelente visualização do campo cirúrgico, incluindo os pedículos renais e alterações de cor que seguem renal fixação do pedículo. A nossa experiência com o modelo publicado 4-6 indica que os ratos se recuperar rapidamente da cirurgia com uma taxa de sobrevivência de perto de 100%. Por fim, a análise da cinética do modelo ao longo de um período de 7 dias, indicam que este modelo exibe restauração de tanto a função renal e integridade tubular, comproliferação de células epiteliais tubulares significativa.

<table><tbody><tr><td>Tissue scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14072 - 10</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Adson forceps (Rat toothed)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11019 - 12</td><td></td></tr><tr><td>S&amp;amp;T JFA-5bTC Forceps - SuperGrip Angled</td><td>Fine Science Tools</td><td>00649-11</td><td></td></tr><tr><td>Colibri retractor</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000 - 04</td><td></td></tr><tr><td>Micro clip applicator</td><td>Fine Science Tools</td><td>18057-14</td><td></td></tr><tr><td>Micro serrafines&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td></td></tr><tr><td>Olsen-Hegar needle holder</td><td>Fine Science Tools</td><td>12002 - 12</td><td></td></tr><tr><td>Hemoclip Plus Ligating Clips Small</td><td>Weck</td><td>533837</td><td></td></tr><tr><td>Autoclip Wound Clip System, 9mm</td><td>Harvard Apparatus</td><td>PY2 52-3748</td><td></td></tr><tr><td>Silk Black Braided Suture, Size 6-0</td><td>Harvard Apparatus</td><td>723288</td><td></td></tr><tr><td>Standard Heat Matt</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Homeothermic Blanket &amp;amp; Control Unit</td><td>Harvard Apparatus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lacri-Lube</td><td>Allergan</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vetasept Chlorhexidine&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>AnimalCare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vetalar : Ketamine hydrochloride</td><td></td><td></td><td>100 mg/ml solution</td></tr><tr><td>Domitor : medetomidine hydrochloride&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td>1 mg/ml</td></tr><tr><td>Vetergesic : Buprenorphine hydrochloride&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td>0.3 mg/ml</td></tr><tr><td>Antisedan : Atipamezole hydrochoride</td><td></td><td></td><td>5 mg/ml</td></tr></tbody></table>

renal ischaemia reperfusion injury: a mouse model of injury and regeneration

Renal lesão de isquemia e reperfusão (IRI) é uma causa comum de lesão renal aguda (IRA) em pacientes com oclusão do fluxo sanguíneo renal é inevitável durante o transplante renal. Modelos experimentais de que precisa e reproduzível recapitulam IRI renal são cruciais em dissecar a fisiopatologia da LRA e do desenvolvimento de novos agentes terapêuticos. Apresentado aqui é um modelo do rato do IRI renal que resulta em reprodutível AKI. Isto é conseguido por uma abordagem laparotomia mediana para a cirurgia com uma incisão que permite tanto uma nefrectomia direita que fornece tecido controlo e de aperto do pedículo renal esquerda para induzir isquémia do rim esquerdo. Por cuidadosa monitorização da posição de aperto e a temperatura do corpo durante o período de isquémia este modelo consegue lesão funcional e estrutural reprodutível. Os ratinhos sacrificados 24 horas após a cirurgia demonstrar a perda da função renal com a elevação do nível de creatinina no soro ou no plasma, bem como estruturasdanos nos rins tural com necrose tubular aguda evidente. A função renal melhora e a lesão tecidual aguda resolvida no decurso de 7 dias após o IRI renais tais que este modelo pode ser usado para estudar a regeneração renal. Este modelo de IRI renal tem sido utilizada para estudar a fisiopatologia molecular e celular do AKI, bem como a análise da regeneração renal subseqüente.

Lesão tubular e recuperação pode ser avaliada por H &amp; E ou coloração PAS de cortes de tecido seguintes IRI renal. Túbulos localizados dentro do OSOM são classificados como saudável, feridas, necrose ou a recuperação de acordo com a morfologia da célula, a integridade e o número de núcleos (Figura 1). A lesão funcional e estrutural neste modelo é dependente da duração da isquemia. Um aumento progressivo da gravidade da disfunção renal, avaliada pela concentração plasmática de cr...

Watch this Scientific Journal Video about Renal Ischaemia Reperfusion Injury: A Mouse Model of Injury and Regeneration at JoVE.com

Renal Ischaemia Reperfusion Injury: A Mouse Model of Injury and Regeneration

The mouse model of renal ischaemia reperfusion injury described here comprises of a right nephrectomy that provides control tissue and clamping of the left renal pedicle to induce ischaemia that results in acute kidney injury. This model uses a midline laparotomy approach with all steps performed via one incision.

Renal Isquemia Reperfusão: um modelo do rato de lesão e regeneração

Renal ischaemia reperfusion injury (IRI) is a common cause of acute kidney injury (AKI) in patients and occlusion of renal blood flow is unavoidable ...

renal-ischaemia-reperfusion-injury-mouse-model-injury

Research

JoVE Journal

Medicine

49.6K visualizações.  University of Edinburgh. The mouse model of renal ischaemia reperfusion injury described here comprises of a right nephrectomy that provides control tissue and clamping of the left renal pedicle to induce ischaemia that results in acute kidney injury. This model uses a midline laparotomy approach with all steps performed via one incision.

Vídeo: Renal Ischaemia Reperfusion Injury: A Mouse Model of Injury and Regeneration

Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Cardiac Arrest normotérmica e Ressuscitação Cardiopulmonar: um modelo do rato de isquemia-reperfusão

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

Medicina

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

Isquemia-reperfusão modelo de lesão renal aguda e Pós Lesão fibrose em camundongos

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Um modelo murino de isquemia-reperfusão, através da ligadura da artéria Descendente Anterior Esquerda

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Modelo murino de isquemia-reperfusão

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

An Effective Mouse Model of Unilateral Renal Ischemia-Reperfusion Injury

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models are the only available resources that mimic the complexities of the IRI-associated damage encountered in vivo. This paper describes an effective mouse model of unilateral renal IRI that delivers highly reproducible data. Ischemia is induced by occluding the right renal pedicle for 30 min followed by reperfusion. In addition to the surgical procedure, a sequential overview of the expected physiological and histopathological changes following renal IRI will be provided by comparing data from seven different reperfusion times (4 h, 8 h, 16 h, 1 day, 2 days, 4 days, and 7 days). Critical data for planning experiments ahead, such as mean surgical time, average anesthetic consumption, and body weight changes over time, will be shared. This work will help researchers implement a reliable renal IRI model and select the appropriate reperfusion time that aligns with their intended investigative goals.

Renal ischemia-reperfusion injury is associated with high morbidity and mortality in hospitalized patients. Here, we present a simple and effective mouse model of unilateral renal ischemia-reperfusion injury and provide a sequential overview of representative pathological changes observed in the kidney.

Um modelo eficaz de rato de isquemia renal unilateral-reperfusão lesão

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models ...

Induction of Myocardial Infarction and Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury in Mice

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of heart reflow and induce secondary myocardial injury. A simple and reproducible model of myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury is a good tool for researchers. Here, a customizable method to create a myocardial infarction (MI) model and MIRI by precision ligation of the left anterior descending coronary artery (LAD) through micromanipulation is described. Accurate and reproducible ligature positioning of the LAD helps obtain consistent results for heart injury. ST-segment changes can help to identify model accuracy. The serum level of cardiac troponin T (cTnT) is used to assess the myocardial injury, cardiac ultrasound is employed to evaluate the myocardial systolic function, and Evans-Blue/triphenyl tetrazolium chloride staining is used to measure infarct size. In general, this protocol reduces procedure duration, ensures controllable infarct size, and improves mouse survival.

Here we describe a simple and reproducible method that can induce myocardial infarction or myocardial ischemia-reperfusion injury in mice by precision ligation of the left anterior descending coronary artery through micromanipulation.

Indução de Infarto do Miocárdio e Lesão de Isquemia-Reperfusão Miocárdica em Camundongos

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of ...

Technical Refinement of a Bilateral Renal Ischemia-Reperfusion Mouse Model for Acute Kidney Injury Research

Cardiac arrest poses a large public health burden. Acute kidney injury (AKI) is an adverse marker in survivors of cardiac arrest following the return of spontaneous circulation (ROSC) after successful cardiopulmonary resuscitation. Conversely, recovery of kidney function from AKI is a predictor of favorable neurological outcomes and hospital discharge. However, an effective intervention to prevent kidney damage caused by cardiac arrest after ROSC is lacking, suggesting that additional therapeutic strategies are required. Renal hypoperfusion and reperfusion are two pathophysiological mechanisms that cause AKI after cardiac arrest. Animal models of ischemia-reperfusion-induced AKI (IR-AKI) of both kidneys are comparable with patients with AKI following ROSC in a clinical setting. However, IR-AKI of both kidneys is technically challenging to analyze because the model is associated with high mortality and wide variation in kidney damage, which may affect the analysis. Lightweight mice were chosen, placed under general anesthesia with isoflurane, subjected to surgery with a dorsolateral approach, and their body temperature maintained during operation, thereby reducing tissue damage and establishing a reproducible acute renal IR-AKI research protocol.

This study established a protocol focusing on the technical refinement of a mouse model of bilateral renal ischemia-reperfusion for acute kidney injury research.

Refinamento Técnico de um Modelo Bilateral de Isquemia-Reperfusão Renal em Camundongos para Pesquisa de Lesão Renal Aguda

Cardiac arrest poses a large public health burden. Acute kidney injury (AKI) is an adverse marker in survivors of cardiac arrest following the return of ...

Developing Murine Acute Kidney Injury Model Using Bilateral Ischemia-Reperfusion

Bilateral Renal Ischemia-Reperfusion Model for Acute Kidney Injury in Mice

Acute kidney injury (AKI) is defined as a rapid decline in renal function, in which persistent kidney dysfunction gradually progresses to chronic kidney disease (CKD) due to the irreversible loss of nephrons and their maladaptive repair. In recent years, the incidence of AKI has been increasing concerning diverse etiologies, including volume depletion, sepsis, nephrotoxicity, muscle injury, and major trauma, in which ischemia-reperfusion injury (IRI)&#160;accounts for most episodes. Development of the IRI model in mice is induced by surgical clamping of the renal pedicles, which provides powerful and controllable tools for preclinical models of AKI. Importantly, the IRI model is deployed at different stages of the AKI development, especially in the processes of AKI to CKD. Despite the IRI model being widely practiced in many laboratories, a series of variables still influence the results of this model. Here, we describe the procedure of IRI model development to provide a repeatable and reliable method for researchers to explore the underlying pathogenesis in the development of AKI and the progression of AKI to CKD.

The ischemia-reperfusion injury (IRI) model can be used at different stages of acute kidney injury (AKI) development, especially during AKI to chronic kidney disease (CKD) progression. Here, we describe the procedure for IRI model development in mice via a trans-abdominal approach, clamping renal pedicles via a vascular clip to induce ischemic injury.

Acute kidney injury (AKI) is defined as a rapid decline in renal function, in which persistent kidney dysfunction gradually progresses to chronic kidney ...

Modelo de camundongo para estudo de lesão de isquemia-reperfusão pulmonar

Murine Left Pulmonary Hilar Clamp Model of Lung Ischemia Reperfusion Injury

Ischemia reperfusion injury (IRI) during lung transplantation is a major risk factor for post-transplant complications, including primary graft dysfunction, acute and chronic rejection, and mortality. Efforts to study the underpinnings of IRI led to the development of a reliable and reproducible mouse model of left lung hilar clamping. This model involves a surgical procedure performed in an anesthetized and intubated mouse. A left thoracotomy is performed, followed by careful lung mobilization and dissection of the left pulmonary hilum. The hilar clamp involves reversible suture ligation of the pulmonary hilum with a slipknot, which stops the arterial inflow, venous outflow, and airflow through the left mainstem bronchus. Reperfusion is initiated by careful removal of the suture. Our laboratory uses 30 min of ischemia and 1 h of reperfusion for the experimental model in the current investigations. However, these time periods can be modified depending on the specific experimental question. Immediately prior to sacrifice, arterial blood gas can be obtained from the left ventricle after a 4 min period of right hilar clamping to ensure that the PaO2 values obtained are attributed to the injured left lung alone. We also describe a method to measure cell extravasation with flow cytometry, which involves intravenous injection of a fluorochrome-labeled antibody specific for the cell(s) to be studied prior to sacrifice. The left lung can then be harvested for flow cytometry, frozen or fixed, paraffin-embedded immunohistochemistry, and quantitative polymerase chain reaction. This hilar clamp technique allows for&#160;detailed study of the cellular and molecular mechanisms underlying IRI. Representative results reveal decreased left lung oxygenation and histologic evidence of lung injury following hilar clamping. This technique can be readily learned and reproduced by personnel with and without microsurgical experience, leading to reliable and consistent results and serving as a widely adoptable model for studying lung IRI.

Autor em destaque: Insights sobre o efeito da reperfusão de isquemia no transplante de pulmão

The protocol outlines a feasible, reliable, and reproducible method of left pulmonary hilar clamping that can be used to study lung ischemia-reperfusion injury in mouse models.