המחברים מבקשים להודות אלכסנדרה Opie לקבלת סיוע טכני ולתמיכה, ג&#39;יימס ברטון למתן קריינות וידאו, ורמונה Flatz וJoellen סוויני הלמופיע בוידאו המצורף. עבודה זו נתמכה על ידי קרן הצדקה MJ מרדוק (מענק מס &#39;2,012,205 לJED).

.1 מערכת מיקרוסקופ סטריאו הערה: למרות שפרוטוקול זה הוא בקלות להתאמה לכמעט כל מערכת מיקרוסקופ סטריאו מצמידים את מצלמה דיגיטלית עם היכולת של רכישת וידאו, פרטים מסופקים על המערכת המשמשת במעבדה שלנו (טבלה של חומרים / ציוד). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לרכוש וידאו דיגיטלי באמצעות מיקרוסקופ סטריאו trinocular מצמידים את מצלמה דיגיטלית מסחרית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> על מנת זוג המצלמה הדיגיטלית המסחרית לנמל trinocular של מיקרוסקופ סטריאו, להסיר את ½x C-mount של נמל phototube של מיקרוסקופ סטריאו ולהחליף אותו עם 1X C-mount. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הר מצמד מצלמה דיגיטלי (43 חוט מ&quot;מ) ל1X C-mount. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שתי טבעות הר צעד למטה, 58 מ&quot;מ ל48 מ&quot;מ, ו48 מ&quot;מ ל43 מ&quot;מ, למצמד המצלמה כדי לגשר על החיבור ממצמד המצלמה הדיגיטלי לערכת מתאם עדשה למצלמה הדיגיטלית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעלות את המצלמה הדיגיטלית לערכת מתאם עדשה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לרכוש וידאו עם הגדלת מיקרוסקופ וזום אופטי של המצלמה הדיגיטלית מוגדרת להגדלת שילוב של כ 12X (30 מסגרות לשנייה, 640 480 פיקסלים). הערה: ההגדלה של מיקרוסקופ סטריאו חייבת להיות מתוגמלת בהתאם ל1X C-mount מחדש החדש של נמל trinocular. </li></ol> .2 הדמיה דרוזופילה שלישית instar זחלים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סרט בטוש בלתי מחיק לצלחת השלב השחורה של מיקרוסקופ סטריאו מצמידים את מצלמה דיגיטלית כך שהצד של כובע הסמן תופס כ ⅓ ל¼ של השדה האנכי של התצוגה נצפתה בצג LCD המצלמה. השתמש בצמרות סמן כשלב לבצע הדמיה זחל, כי הם באים במגוון רחב של צבעים שיכולים לשמש לקוד צבע ולהבדיל גנוטיפים של זחלים שצלם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מסמן את שדה הראייה שנצפתה בצג LCD המצלמה הדיגיטלי על פני השטח של למעלה הסמן עם נקודת קנססמן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר זחל instar שלישי לתמונה. הקריטריונים לבחירת זחלי instar שלישיים היה אורך גוף, יציאה ממקור המזון בשלב הזחל של מחזור החיים, את נוכחותו של spiracles הקדמי והאחורי, ואת המבנה של הקרסים בלסת התחתונים, של הפה המנגנון 11. להבטיח את הזחל הוא נקי על ידי שטיפתו ביסודיות במים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להאיר את השלב העליון סמן הקבוע מלמעלה עם אור ממערכת תאורת סיבים אופטי. התאם את הזווית של אור האירוע לספק תאורה אופטימלית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פוקוס מיקרוסקופ על קצה עליון בטוש בלתי מחיקה. בגין רכישת וידאו דיגיטלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את הזחל בצד של כובע הסמן כ 75 ° הרחק מהציר האנכי, ממש מחוץ לשדה הראייה, עם הקדמי של הזחל פונה לכיוון שדה הראייה (איור 1). הערה: מיקום של הזחל בצד של כובע הסמן מאפשר למצלמה שיא תנועה של הזחל דואר מנקודת מבט לרוחב. זה עוזר לשמור את הזחל לח עם מים כך שהם לא נופלים מהצד של כובע הסמן. טיפול חייב להיות מופעל, עם זאת, שלא להשתמש יותר מדי מים ככמויות עודפות תדבק הזחל כפי שהוא זוחל על פני השדה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות לבדוק ולדקור את הזחל עם מכחול קטן לכפות אותו לזחול על פני שדה הראייה. היה סבלני כמו הזחלים לעתים רחוקות לשתף פעולה, ולעתים קרובות יש להחזיר לנקודת ההתחלה הרבה פעמים לפני שהם זוחלים ישר על פני השדה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשומה כ 10-15 דקות של מד רציף וידאו דיגיטלי ויבול ולהסיר את כל פוסט רכישת המד מיותר עם תוכנת עריכת וידאו דיגיטלית. </li></ol> .3 ההדמיה דרוזופילה מבוגרים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח מבוגר יחיד דרוזופילה בקובט קלקר ספקטרוסקופיות 1.5 מ&quot;ל חד פעמי. הערה: CO 2 הרדמה של המבוגרים תסיסנית מייד לפני behavפרוטוקול ניתוח ioral יכול להתפשר תוצאות 12. מומלץ שהמבוגרים תסיסנית תינתן תקופת 24 שעות להתאושש מCO 2 הרדמה לפני הביצוע במבחן התנהגות 13. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את הקצה של קובט עם כדור צמר גפן קטן. ודא כדור צמר גפן הוא ארוז חזק מספיק כדי לכבוש את חלל כובע הגדול ומגביל את הזבוב לתא הנפח המופחת של קובט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את קובט על צלחת השלב הלבנה של מיקרוסקופ סטריאו וליישר את תא הנפח המופחת של קובט עם שדה הראייה שנצפתה בצג LCD המצלמה הדיגיטלי כראוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להאיר את קובט מלמעלה עם אור ממערכת תאורת סיבים אופטי. התאם את הזווית של אור האירוע לספק תאורה אופטימלית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פוקוס מיקרוסקופ ולהתחיל לרכוש וידאו דיגיטלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשומות כ 30-45 דקות של מד רציף וידאו דיגיטלי ויבול ולהסיר את כל מיותרלאחר רכישת מדה עם תוכנת עריכת וידאו דיגיטלית. </li></ol>

<ol>
	<li>Zhang, B., Freeman, M. R., Waddell, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Drosophila neurobiology: a laboratory manual. , (2010).</li><li>Frank, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+approaches+for+studying+synaptic+development,+function,+and+plasticity+using+Drosophila+as+a+model+system.">New approaches for studying synaptic development, function, and plasticity using Drosophila as a model system.</a> J Neurosci. 33, 17560-17568 (2013).</li><li>Mudher, A., Newman, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Drosophila : a toolbox for the study of neurodegenerative disease. , (2008).</li><li>Bilen, J., Bonini, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+as+a+model+for+human+neurodegenerative+disease.">Drosophila as a model for human neurodegenerative disease.</a> Annu Rev Genet. 39, 153-171 (2005).</li><li>Jakubowski, B. R., Longoria, R. A., Shubeita, G. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high+throughput+and+sensitive+method+correlates+neuronal+disorder+genotypes+to+Drosophila+larvae+crawling+phenotypes.">A high throughput and sensitive method correlates neuronal disorder genotypes to Drosophila larvae crawling phenotypes.</a> Fly (Austin). 6, 303-308 (2012).</li><li>Caldwell, J. C., Miller, M. M., Wing, S., Soll, D. R., Eberl, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+analysis+of+larval+locomotion+in+Drosophila+chordotonal+organ+mutants).">Dynamic analysis of larval locomotion in Drosophila chordotonal organ mutants).</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 100, 16053-16058 (2003).</li><li>Jahn, T. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+early+locomotor+abnormalities+in+a+Drosophila+model+of+Alzheimer's+disease.">Detection of early locomotor abnormalities in a Drosophila model of Alzheimer's disease.</a> J Neurosci Methods. 197, 186-189 (2011).</li><li>Donelson, N. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+positional+tracking+for+long-term+analysis+of+Drosophila+sleep+and+locomotion+using+the+&amp;#34;tracker&amp;#34;+program.">High-resolution positional tracking for long-term analysis of Drosophila sleep and locomotion using the &amp;#34;tracker&amp;#34; program.</a> PLoS ONE. 7, e37250 (2012).</li><li>Slawson, J. B., Kim, E. Z., Griffith, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+video+tracking+of+locomotion+in+adult+Drosophila+melanogaster.">High-resolution video tracking of locomotion in adult Drosophila melanogaster.</a> J Vis Exp. (24), (2009).</li><li>Colomb, J., Reiter, L., Blaszkiewicz, J., Wessnitzer, J., Brembs, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Open+source+tracking+and+analysis+of+adult+Drosophila+locomotion+in+Buridan's+paradigm+with+and+without+visual+targets.">Open source tracking and analysis of adult Drosophila locomotion in Buridan's paradigm with and without visual targets.</a> PLoS ONE. 7, e42247 (2012).</li><li>Demerec, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Biology of Drosophila. , (1965).</li><li>Barron, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anaesthetising+Drosophila+for+behavioural+studies.">Anaesthetising Drosophila for behavioural studies.</a> J Insect Physiol. 46, 439-442 (2000).</li><li>Greenspan, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Fly pushing : the theory and practice of Drosophila genetics.. , (2004).</li><li>Duncan, J. E., Lytle, N. K., Zuniga, A., Goldstein, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Microtubule+Regulatory+Protein+Stathmin+Is+Required+to+Maintain+the+Integrity+of+Axonal+Microtubules+in+Drosophila.">The Microtubule Regulatory Protein Stathmin Is Required to Maintain the Integrity of Axonal Microtubules in Drosophila.</a> 8, e683244 (2013).</li><li>Belmont, L. D., Mitchison, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+protein+that+interacts+with+tubulin+dimers+and+increases+the+catastrophe+rate+of+microtubules.">Identification of a protein that interacts with tubulin dimers and increases the catastrophe rate of microtubules.</a> Cell. 84, 623-631 (1996).</li><li>Cassimeris, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+oncoprotein+18/stathmin+family+of+microtubule+destabilizers.">The oncoprotein 18/stathmin family of microtubule destabilizers.</a> Curr Opin Cell Biol. 14, 18-24 (2002).</li></ol>

המחברים הצהירו שאין אינטרסים מתחרים קיימים.

כוח דרוזופילה של melanogaster כמערכת מודל לחקר תפקוד מערכת עצבים נובע במידה רבה מהשילוב של כלים גנטיים רבי עוצמה זמינה והמגוון הרחב של מבחני התנהגות חזקים פיתח. כאן אנו מציגים טכניקה מיקרוסקופית פשוטה ונגישה לציבור רחב לרכישת וידאו דיגיטלי באיכות גבוהה של מבוגר...

הפירות הנפוצים לטוס melanogaster דרוזופילה הוא מערכת מודל ניסיוני רבת עוצמה ללימוד הפונקציה של מערכת העצבים 1-3. שימור האבולוציוני של מבנה ותפקוד של מערכת עצבים עם בני אדם, כמו גם קלות מניפולציה גנטית ומגוון רחב של כלים גנטיים גורמים דרוזופילה האורגניזם בכורה לדגמן מחלות ניווניות אנושיות 4. מוטציות גנטיות הגורמות לתפקוד לקוי של מערכת העצבים לעתים קרובות לגרום לזחלי מוטציה קיימא ומבוגרי תסיסנית עם תנועה לקויה. פנוטיפים שנצפו במוטציות פגומות מערכת עצבים כוללים ירידה בשיעור של תנועה, תיאום חריג, ותנועות עוויתיות במבוגרים, וכן את גירעונות בהתכווצות נפיחה של קיר שרירי הגוף, ושיתוק חלקי של זחלים. פנוטיפים אלה נוצלו בפיתוח של מסכי גנטיים תפוקה גבוהה ומבחני תנועה של זחלי מוטציה 5, 6 והמבוגר 7-10 דרוזופילה שנועד לכמת את ירידת ערך התנועה וזיהוי גנים חיוניות לתפקוד של מערכת העצבים. בעוד גישות אלה הן מאוד שימושיות לכימות התנהגויות קטר זחל ומבוגרים, הם לא מצליחים להעביר מידע איכותי על כל התנהגות חריגה ספציפית. לדוגמא, בזמן שזחלי instar שלישי מוטציה, עשויים להציג פרמטרים תנועה שינו בassay התנהגות, זה עלול להיות לא ברור אם זו היא התוצאה של שינויים בהתכווצויות peristaltic קצביות במהלך מחזור הזחילה, מחסור כללי בתיאום, או שיתוק חלקי של הגוף האחורי קיר שרירים. כאן אנו מתארים טכניקה מיקרוסקופית פשוטה ונגישה לציבור רחב לרכישת וידאו דיגיטלי באיכות גבוהה של מבוגרים תסיסנית ופנוטיפים קטר זחל מנקודת מבט לרוחב. וידאו דיגיטלי שנרכש מנקודת מבט רוחבית מאפשר תצפית הישירה וניתוח של הבחנות דקות בlocomotivהתנהגויות דואר מנטייה צד להציג יותר אינפורמטיבי.

<table><tbody><tr><td>Trinocular Stereozoom Microscope</td><td>Olympus Corporation</td><td>SZ6145TR</td><td>&amp;frac12; C-mount was removed and replaced with 1X C-mount</td></tr><tr><td>1X C-mount</td><td>Leeds Precision Instruments</td><td>LSZ-1XCMT2</td><td></td></tr><tr><td>Digital Camera Coupler (43 mm thread)</td><td>Qioptiq Imaging Solutions</td><td>25-70-10-02</td><td></td></tr><tr><td>58 mm to 48 mm Step Down Ring</td><td>B&amp;amp;H Video</td><td>GBSDR5848</td><td></td></tr><tr><td>48 mm to 43 mm Step Down Ring</td><td>B&amp;amp;H Video</td><td>GBSDR4843</td><td></td></tr><tr><td>Lensmate Adapter Kit for Canon G10</td><td>LensMateOnline.com</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Canon PowerShot G10 Digital Camera</td><td>Canon U.S.A., Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1.5 ml Spectroscopic Polysterene Cuvette</td><td>Denville Scientific</td><td>U8650-4</td><td></td></tr></tbody></table>

acquisition of high-quality digital video of drosophila larval and adult behaviors from a lateral perspective

תסיסנית היא מערכת מודל ניסיוני רבת עוצמה ללימוד הפונקציה של מערכת העצבים. מוטציות גנטיות הגורמות לתפקוד לקוי של מערכת העצבים לעתים קרובות לייצר זחלים ומבוגרים שיש להם פנוטיפים פגומים תנועה שקשה לתאר במידה מספקת עם טקסט או מייצג לחלוטין עם דימוי הצילומי יחיד קיימא. מצבים הנוכחיים של הוצאה לאור מדעי, לעומת זאת, תומכים בהגשה של מדיה וידאו דיגיטלית כחומר משלים ללוות כתב יד. כאן אנו מתארים טכניקה מיקרוסקופית פשוטה ונגישה לציבור רחב לרכישת וידאו דיגיטלי באיכות גבוהה של שני פנוטיפים זחל והמבוגרים דרוזופילה מנקודת מבט לרוחב. וידאו של תנועת זחל ומבוגר מצדו להציג הוא יתרון משום שהוא מאפשר התבוננות וניתוח של הבחנות ושינויים קלים בהתנהגות קטר חריגה. אנחנו השתמשנו בהצלחה בטכניקה זו כדי לחזות ולכמת aberrant זחילה התנהגויות בזחלי instar שלישיים, בנוסף לפנוטיפים מבוגרים מוטציה והתנהגויות הכוללים טיפוח.

אנחנו השתמשנו בהצלחה בטכניקה זו כדי לרכוש ולכמת את הפנוטיפ ההתנהגותי הזחל הקשורים לאובדן התפקוד של גן stathmin (איור 2) 14. גן stathmin מקודד חלבון רגולטורי microtubule שמחיצות הדימרים טובולין מבריכות של טובולין המסיס, ונקשר microtubules ומקדם פירוקם 15,16. פ?...

Watch this Scientific Journal Video about Acquisition of High-Quality Digital Video of Drosophila Larval and Adult Behaviors from a Lateral Perspective at JoVE.com

Acquisition of High-Quality Digital Video of Drosophila Larval and Adult Behaviors from a Lateral Perspective

כאן אנו מתארים טכניקה מיקרוסקופית פשוטה ונגישה לציבור רחב לרכוש וידאו דיגיטלי באיכות גבוהה של מבוגרים תסיסנית ופנוטיפים מוטציה זחל מנקודת מבט לרוחב.

רכישת באיכות גבוהה וידאו דיגיטלי של<em&gt; דרוזופילה</em&gt; Behaviors הזחל ומבוגרים מנקודת מבט רוחבי

Drosophila melanogaster is a powerful experimental model system for studying the function of the nervous system. Gene mutations that cause dysfunction of ...

acquisition-high-quality-digital-video-drosophila-larval-adult

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Acquisition of High-Quality Digital Video of Drosophila Larval and Adult Behaviors from a Lateral Perspective

8.7K Views.  Willamette University.  כאן אנו מתארים טכניקה מיקרוסקופית פשוטה ונגישה לציבור רחב לרכוש וידאו דיגיטלי באיכות גבוהה של מבוגרים תסיסנית ופנוטיפים מוטציה זחל מנקודת מבט לרוחב. 

Video: Acquisition of High-Quality Digital Video of Drosophila Larval and Adult Behaviors from a Lateral Perspective

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track during live cell imaging. These processes include: retinal rotation, cell growth and organismal movement. Additionally, irregularities in the topology of the epithelium, including subtle bumps and folds often introduced as the pupa is prepared for imaging, make it challenging to acquire in-focus images of more than a few ommatidia in a single focal plane. The workflow outlined here remedies these issues, allowing easy analysis of cellular processes during Drosophila pupal eye development. Appropriately-staged pupae are arranged in an imaging rig that can be easily assembled in most laboratories. Ubiquitin-DE-Cadherin:GFP and GMR-GAL4&#8211;driven UAS-&#945;-catenin:GFP are used to visualize cell boundaries in the eye epithelium 1-3. After deconvolution is applied to fluorescent images captured at multiple focal planes, maximum projection images are generated for each time point and enhanced using image editing software. Alignment algorithms are used to quickly stabilize superfluous motion, making individual cell behavior easier to track.

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

This protocol presents an efficient method for imaging the live Drosophila pupal eye neuroepithelium. This method compensates for tissue movement and uneven topology, enhances visualization of cell boundaries through the use of multiple GFP-tagged junction proteins, and uses an easily-assembled imaging rig.

Live-הדמיה של<em&gt; דרוזופילה</em&gt; גלמי עין

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track ...

Developmental Biology

High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field. Studying locomotor behavior in Drosophila melanogaster relies on the ability to be able to quantify changes in motion during or in response to a given task. For this reason, a high-resolution video tracking system, such as the one we describe in this paper, is a valuable tool for measuring locomotion in real-time. Our protocol involves the use of an initial air pulse to break the flies momentum, followed by a thirty second filming period in a square chamber. A tracking program is then used to calculate the instantaneous speed of each fly within the chamber in 10 msec increments. Analysis software then compiles this data, and outputs a variety of parameters such as average speed, max speed, time spent in motion, acceleration, etc. This protocol will discuss proper feeding and management of flies for behavioral tasks, handling flies without anesthetization or immobilization, setting up a controlled environment, and running the assay from start to finish.

The study of complex locomotor behavior in Drosophila melanogaster is dependent upon the ability to quantify changes in a given fly's movement. This article demonstrates how to do this using a high-resolution tracking system.

וידאו ברזולוציה גבוהה של מעקב אחר תנועה של מבוגרים תסיסנית melanogaster

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field.  Studying ...

Biology

An Adjustable High-Definition Imaging System for Behavioral Studies of Drosophila Adults

Drosophila melanogaster is a very powerful model in biological research, but a bad model for photography or videography. This paper describes a simple but effective method to observe and document the behavior or morphology of flies. Flies were placed in a translucent observation chamber c.a. &#216;15 x 5mm (no food inside) or &#216;15 x 12 mm (with an 8 mm-high piece of food inside). After covering with an ultraviolet (UV)/clear filter with high light transmittance, the chamber was placed under a 5-50x zoom stereo microscope, and mini light-emitting diode (LED) video lights were placed on both sides of the microscope to illuminate the chamber to obtain uniform, soft, bright, and nearly shadow-free light. Then, a compact digital camera with 3-5x optical zoom, which can record 1080 P high-definition or higher resolution video (at a frame rate of &#8805;30 fps), was connected to the eyepiece of microscope through a bracket, and photographs or videos were taken through the eyepiece. By adjusting the zoom knob of the zoom stereo microscope, it was very easy to track the flies and take panoramic or detailed close-up images as needed, while the camera recorded everything under the microscope. Because the flies can stay at any position in the chamber, they can be observed and recorded from all directions. The photographs or videos taken are of good image quality. This method can be used both for scientific research and teaching.

An Adjustable High-Definition Imaging System for Behavioral Studies of Drosophila Adults

This protocol describes how to make a simple adult Drosophila behavior observation chamber, and how to take high-definition photographs/videos of the morphology or behavior of different types of fruit flies in the observation chamber through relatively simple and affordable methods.

מערכת הדמיה מתכווננת בחדות גבוהה למחקרים התנהגותיים של מבוגרים Drosophila

Drosophila melanogaster is a very powerful model in biological research, but a bad model for photography or videography. This paper describes a simple but ...

Behavior

Imaging and Analysis of Tissue Orientation and Growth Dynamics in the Developing Drosophila Epithelia During Pupal Stages

Within multicellular organisms, mature tissues and organs display high degrees of order in the spatial arrangements of their constituent cells. A remarkable example is given by sensory epithelia, where cells of the same or distinct identities are brought together via cell-cell adhesion showing highly organized planar patterns. Cells align to one another in the same direction and display equivalent polarity over large distances. This organization of the mature epithelia is established over the course of morphogenesis. To understand how the planar arrangement of the mature epithelia is achieved, it is crucial to track cell orientation and growth dynamics with high spatiotemporal fidelity during development in vivo. Robust analytical tools are also essential to identify and characterize local-to-global transitions. The Drosophila pupa is an ideal system to evaluate oriented cell shape changes underlying epithelial morphogenesis. The pupal developing epithelium constitutes the external surface of the immobile body, allowing long-term imaging of intact animals. The protocol described here is designed to image and analyze cell behaviors at both global and local levels in the pupal abdominal epidermis as it grows. The methodology described can be easily adapted to the imaging of cell behaviors at other developmental stages, tissues, subcellular structures, or model organisms.

Imaging and Analysis of Tissue Orientation and Growth Dynamics in the Developing Drosophila Epithelia During Pupal Stages

This protocol is designed for the imaging and analysis of the dynamics of cell orientation and tissue growth in the Drosophila abdominal epithelia as the fruit fly undergoes metamorphosis. The methodology described here can be applied to the study of different developmental stages, tissues, and subcellular structures in Drosophila or other model organisms.

הדמיה וניתוח של כיוון רקמות ודינמיקה בפיתוח הדרוזולה אפיתליה במהלך שלבי pupal

Within multicellular organisms, mature tissues and organs display high degrees of order in the spatial arrangements of their constituent cells. A ...

A Simple Technique to Assay Locomotor Activity in Drosophila

Drosophila melanogaster is an ideal model organism for studying various diseases due to its abundance of advanced genetic manipulation techniques and diverse behavioral features. Identifying behavioral deficiency in animal models is a crucial measure of disease severity, for example, in neurodegenerative diseases where patients often experience impairments in motor function. However, with the availability of various systems to track and assess motor deficits in fly models, such as drug-treated or transgenic individuals, an economical and user-friendly system for precise evaluation from multiple angles is still lacking. A method based on the AnimalTracker application programming interface (API) is developed here, which is compatible with the Fiji image processing program, to systematically evaluate the movement activities of both adult and larval individuals from recorded video, thus allowing for the analysis of their tracking behavior. This method requires only a high-definition camera and a computer peripheral hardware integration to record and analyze behavior, making it an affordable and effective approach for screening fly models with transgenic or environmental behavioral deficiencies. Examples of behavioral tests using pharmacologically treated flies are given to show how the techniques can detect behavioral changes in both adult flies and larvae in a highly repeatable manner.

A Simple Technique to Assay Locomotor Activity in Drosophila

The present protocol assesses the locomotor activity of Drosophila by tracking and analyzing the movement of flies in a hand-made arena using open-source software Fiji, compatible with plugins to segment pixels of each frame based on high-definition video recording to calculate parameters of speed, distance, etc.

טכניקה פשוטה להערכת פעילות לוקומוטורית בדרוזופילה

Drosophila melanogaster is an ideal model organism for studying various diseases due to its abundance of advanced genetic manipulation techniques and ...

In vivo Imaging of Intact Drosophila Larvae at Sub-cellular Resolution

Recent improvements in optical imaging, genetically encoded fluorophores and genetic tools allowing efficient establishment of desired transgenic animal lines have enabled biological processes to be studied in the context of a living, and in some instances even behaving, organism. In this protocol we will describe how to anesthetize intact Drosophila larvae, using the volatile anesthetic desflurane, to follow the development and plasticity of synaptic populations at sub-cellular resolution1-3. While other useful methods to anesthetize Drosophila melanogaster larvae have been previously described4,5,6,7,8, the protocol presented herein demonstrates significant improvements due to the following combined key features: (1) A very high degree of anesthetization; even the heart beat is arrested allowing for lateral resolution of up to 150 nm1, (2) a high survival rate of &gt; 90% per anesthetization cycle, permitting the recording of more than five time-points over a period of hours to days2 and (3) a high sensitivity enabling us in 2 instances to study the dynamics of proteins expressed at physiological levels. In detail, we were able to visualize the postsynaptic glutamate receptor subunit GluR-IIA expressed via the endogenous promoter1 in stable transgenic lines and the exon trap line FasII-GFP1. (4) In contrast to other methods4,7 the larvae can be imaged not only alive, but also intact (i.e. non-dissected) allowing observation to occur over a number of days1. The accompanying video details the function of individual parts of the in vivo imaging chamber2,3, the correct mounting of the larvae, the anesthetization procedure, how to re-identify specific positions within a larva and the safe removal of the larvae from the imaging chamber.

In vivo Imaging of Intact Drosophila Larvae at Sub-cellular Resolution

This protocol describes a reliable method for anesthetization and imaging of intact Drosophila melanogaster larvae. We have utilized the volatile anesthetic desflurane to allow for repetitive imaging at sub-cellular resolution and re-identification of structures for up to a few days1.

בתחום ההדמיה vivo של הזחלים תסיסנית אינטקט ברזולוציה משנה הסלולר

Recent improvements in optical imaging, genetically encoded fluorophores and genetic tools allowing efficient establishment of desired transgenic animal ...

<meta charset="utf8"></head><body>הדמיה חיה מורחבת של מורפוגנזה של רגל גולם דרוזופילה ללא פופריום

Long-Term Live Imaging of Drosophila Pupal Leg Development After Puparium Removal

Over the past decades, significant progress has been made in understanding the mechanisms of cell fate determination. However, the process by which fate-determined cells form three-dimensional organismal shapes remains unclear. Recent advances in confocal microscopy have facilitated efforts to observe cell dynamics during development through live imaging. The Drosophila melanogaster pupa is ideal for live imaging due to its immobility, transparent pupal cuticle, and the availability of fluorescent reporter lines. A primary challenge for imaging is the puparium, the cuticle surrounding the pupa, which obstructs optical imaging. While previous methods involved either partial or complete removal of the puparium, maintaining pupal viability for extended periods after this procedure has remained challenging. Here, a simple method is presented for days-long live imaging of the Drosophila leg during the pupal stage, involving complete puparium removal. The method includes removing the puparium from a pupa adhered to double-sided tape, followed by assembling a small chamber on a glass-bottom dish to enclose the pupa and a drop of water. This setup is straightforward, reliable, and supports extended pupal survival by preventing desiccation. Long-term live imaging of the Drosophila pupa has significantly contributed to capturing how the adult leg undergoes dramatic three-dimensional structural changes over 2-3 days. These changes include the transient formation of an intriguing structure (the Parthenon-like structure) by epithelial cells, rapid tissue narrowing, joint formation, and bristle elongation. This method is applicable to the observation of various tissues and can potentially be combined with other techniques, such as optical gene induction, to advance the understanding of cell dynamics during the final shape formation of tissues in the pupal stage.

<meta charset="utf8"></head><body>זרקור המחבר: חשיפת מבנים אפיתל דינמיים במהלך התפתחות דרוזופילה

Here, a protocol is presented for long-term live imaging of the Drosophila leg during the pupal stage, involving complete removal of the puparium. This protocol can also be applied to other tissues.

הדמיה חיה לטווח ארוך של התפתחות רגל גולם דרוזופילה לאחר הסרת פופריום

Over the past decades, significant progress has been made in understanding the mechanisms of cell fate determination. However, the process by which ...

Time-lapse Live Imaging and Quantification of Fast Dendritic Branch Dynamics in Developing Drosophila Neurons

Highly motile dendritic filopodia are widely present in neurons at early developmental stages. These exploratory dynamic branches sample the surrounding environment and initiate contacts with potential synaptic partners. Although the connection between dendritic branch dynamics and synaptogenesis is well established, how developmental and activity-dependent processes regulate dendritic branch dynamics is not well understood. This is partly due to the technical difficulties associated with the live imaging and quantitative analyses of these fine structures using an in vivo system. We established a method to study dendrite dynamics using Drosophila larval ventral lateral neurons (LNvs), which can be individually labeled using genetic approaches and are accessible for live imaging. Taking advantage of this system, we developed protocols to capture branch dynamics of the whole dendritic arbor of a single labeled LNv through time-lapse live imaging. We then performed post-processing to improve image quality through drift correction and deconvolution, followed by analyzing branch dynamics at the single-branch level by annotating spatial positions of all branch terminals. Lastly, we developed R scripts (Supplementary File) and specific parameters to quantify branch dynamics using the coordinate information generated by the terminal tracing. Collectively, this protocol allows us to achieve a detailed quantitative description of branch dynamics of the neuronal dendritic arbor with high temporal and spatial resolution. The methods we developed are generally applicable to sparsely labeled neurons in both in vitro and in vivo conditions.

Time-lapse Live Imaging and Quantification of Fast Dendritic Branch Dynamics in Developing Drosophila Neurons

Here, we describe the method we employed to image highly motile dendritic filopodia in a live preparation of the Drosophila larval brain, and the protocol we developed to quantify time-lapse 3D imaging datasets for quantitative assessments of dendrite dynamics in developing neurons.

זמן פקיעה הדמיה חיה הקוונפיקציה של הענף הדנדריטים המהירה בפיתוח של דרוזופילה נוירונים

Highly motile dendritic filopodia are widely present in neurons at early developmental stages. These exploratory dynamic branches sample the surrounding ...

רכישת באיכות גבוהה וידאו דיגיטלי של

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

Live-הדמיה של

וידאו ברזולוציה גבוהה של מעקב אחר תנועה של מבוגרים תסיסנית melanogaster

מערכת הדמיה מתכווננת בחדות גבוהה למחקרים התנהגותיים של מבוגרים Drosophila

הדמיה וניתוח של כיוון רקמות ודינמיקה בפיתוח הדרוזולה אפיתליה במהלך שלבי pupal

טכניקה פשוטה להערכת פעילות לוקומוטורית בדרוזופילה

בתחום ההדמיה vivo של הזחלים תסיסנית אינטקט ברזולוציה משנה הסלולר

הדמיה חיה לטווח ארוך של התפתחות רגל גולם דרוזופילה לאחר הסרת פופריום

הדמיה חיה לטווח ארוך של התפתחות רגל גולם דרוזופילה לאחר הסרת פופריום

הדמיה חיה לטווח ארוך של התפתחות רגל גולם דרוזופילה לאחר הסרת פופריום

זמן פקיעה הדמיה חיה הקוונפיקציה של הענף הדנדריטים המהירה בפיתוח של דרוזופילה נוירונים