ד&quot;ר קיטינג ממומן על ידי מענק CA100335 DOD והוא הקרן Scholar של סנט Baldrick.

כל ההליכים המתוארים היו נבדקו ואושרו על ידי ועדת הטיפול בבעלי החיים ושימוש המוסדית שלנו. .1 תכנית הניסוי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר תאים להיות מוזרק. תאים ממגוון רחב של מקורות הם מועמדים להזרקה: קווי תרבית תאים חסיד, שיבוטים מהונדסים גנטי, תאי neurosphere, תרבויות עיקריות, או גידולים מפוצלים. הסוג של המודל הרצוי יגדיר את האתר המתאים ביותר להזרקה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקבוע מספר תא להזרקה. מספר התאים הדרושים ליצירת של גידולים משתנה עם שורת תאים, ויש לקבוע באופן אמפירי; שיעור צמיחת גידול תלוי במידה רבה בסוג התא, מספר תא ומספר קטע תרבית רקמה. מספרי תא הנעים בין 1 x 04-02 אוקטובר x 10 5 או יותר לכל זריקה יצרו גידולים של שיעורי צמיחה שונים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להגביל את עוצמת הקול להזרקה. התאים צריכים להיות מושעים בנפח הקטן ביותר של תקשורת חופשית בסרום או של פוספט שנאגרואלין (PBS) המאפשר למעבר חלק, קל באמצעות מחט 26 G. הקטן יותר בנפח אכן נמסר למוח, יותר מדויקים ומוגדר הגידול וכתוצאה מכך; תוצאות אופטימליות מתקבלות על ידי הזרקת כמויות הנעות מ -3 עד 6 μl. מתכנן להכין נפח כולל סופי של לפחות 50 μl של תאים תלויים, ללא קשר למספר הזריקות המתוכננות, על מנת לאפשר מדידה מדויקת, ערבוב ודגימה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר עכברים מתאימים למודל. מודלים עכבריים של גידולים אנושיים בדרך כלל לנצל עכברים שנפרצו חיסוניים צעירים, כדי למנוע דחיית שתל בתיווך חיסונית. אין זה הכרחי לעבודה שתתקיים בארון בטיחות ביולוגי, אם אמצעי זהירות מתאימה נלקח, כולל טיהור, חיטוי, ועיקור של חומרים וציוד. העבודה שמוצגת כאן שנעשתה בעכברים בעירום athymic, זכר ונקבה, בין 6 ל 12 שבועות של גיל. עכברים ששוקלים פחות מ -20 גרם יכול להיות קשה והמיקום כבהמסגרת וtereotaxic עשויה להיות רגישה יותר להיפותרמיה. </li></ol> .2 להרכיב את הציוד <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להשיג ולטהר עכבר מסגרת stereotaxic, קונסולת יישור, ובעל ראש ההרדמה גז עכבר, משאבת microsyringe, כרית חום, מכונת הרדמה, מנורת עבודת סיבים אופטית, ותרגיל סיבובי מהירות משתנה. לנקות ולטהר את כל הציוד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתכנת את הפרמטרים ההזרקה (כולל נפח הזרקה, קצב זרימה, יחידות שיעור, סוג מזרק) ומשתנים אחרים הדרושים להפעלת משאבת המזרק. לייעל את ההגדרות עבור כל דגם מסוים. הערה: בזריקות אלה ההגדרות היו 3,000 דגימות NL בשיעור של 400 / min NL (יחידות שיעור &quot;M&quot;) באמצעות 25 מזרק μl (סוג התקן &quot;E&quot;) בללא מקובצים (&quot;N&quot;) מצב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקה microsyringe דיוק עם 26 מחט G עם כמה שטיפות של מים ללא יונים סטרילי (diH 2 O) ו70% אתנול (EtOH), עושה רי סופיNSE עם diH 2 O. אבל כמה שלא כל הדגמים מעוצבים להיות autoclaved. ודא שתנועת הבוכנה היא חלק וללא תשלום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להשיג ציוד מסירת הרדמה. Isoflurane היא ההרדמה המועדפת כפי שהוא קל לווסת את העומק ומשך זמן של הרדמה. ודא שיחידת stereotaxic מצוידת בקובץ מצורף גז הרדמה עכבר וכי צינורות ומחברים הדרושים נמצאים במקום כדי לספק את תערובת הגז ממכונת ההרדמה לעכבר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כלים החיטוי כירורגית, כוללים מספריים קצה קנס, שני מלקחיים / hemostats (עם שיניים) לתפירה, מספריים בגודל בינוניים, פינצטה בינונית וקנס שקצהו, ולפחות שני מקדחי שיניים 1 מ&quot;מ. שמור מכשירים נקיים במהלך ההליך עם EtOH 70%, חומר חיטוי, או מעקרים את חרוז. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להשיג isoflurane, משכך כאבים, משחה / חומר סיכה עיניים, משחה אנטיביוטית, מלוחים, 30% מי חמצן (H 2 O 2), חיטוי, ושעוות עצם (אם רוצה) מאספקת וטרינרית או רפואית. הכן O סטרילי diH 2 וEtOH 70%. חד פעמים כגון פדה גזה, תחבושות סטריליות, תפרים, מטליות אתנול, צמר גפן הטה, כפפות מנתחים סטרילית, סכין כירורגית ועוד מפורטות ברשימת החומרים. סמן קבע קצה קנס לסימון הגולגולת יש לחטא והקדיש לשימוש כירורגית. </li></ol> .3 הכינו תאים להזרקה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בניסויים המוצגים כאן, בחר שורת תאי GBM הונצחה אנושית. לקבוע את מספר התאים (2 x 10 5) והנפח של השעיה להיות מוזרקים (3 μl) באופן אמפירי; פרטים עשויים להשתנות עם סוג התא. השתמש בנפח של לפחות 50 μl כדי להקל על מדידה, ערבוב, וזריקה מדויקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Trypsinize תאים וגלולים בתקשורת או PBS. בצע את השלבים הבאים רק לפני הזרקת תאים: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את המדיה מהתאים על ידי שאיפה ולשטוף עם 10 מ&quot;ל PBS לכל 100 צלחת מ&quot;מ; להסיר PBS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מודעהד טריפסין 1 מ&quot;ל לכל צלחת מ&quot;מ 100 ולדגור על RT בדיוק מספיק זמן כדי להניב השעיה תא בודדת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להפסיק את פעילות טריפסין עם 5 מ&quot;ל הנשר בינוני השתנה Dulbecco (DMEM) + 10% בסרום שור עוברי (FBS) לכל 100 צלחת מ&quot;מ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תאים גלולה על ידי צנטריפוגה ב450 XG וגלול ב~ 5 מ&quot;ל DMEM החופשי (SF-DMEM) בסרום לכל 100 צלחת מ&quot;מ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ספירת תאי קיימא באמצעות hemacytometer או נגד תא אוטומטי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התאם את צפיפות התא החי ל2 x 10 5 תאים / 3 μl (או כפי שנקבע על ידי ניסויים) על ידי pelleting התאים וresuspending בSF-DMEM. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור את התאים מקוררים בקרח או חבילת צינה (לא לאפשר לתאים להקפיא). מערבבים בעדינות על ידי מצליף אצבע. </li></ol> .4 הרדימי והכן עכבר לכירורגיה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגרום להרדמה באמצעות ~ 5 isoflurane% (זרימה ~ 2 ליטר / דקת חמצן) או על פי הנחיות וטרינר. אינדוקציה צריכה לקחת 2 עד 3 דקות. לשמור על עכבר בעומק מתאיםהרדמה עם isoflurane 3% ~. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק עומק ההרדמה על ידי קמצוץ הבוהן, להתאים isoflurane אם הצביע ותמשיך לעקוב אחר נשימה ובוהן תגובת קמצוץ לאורך כל ההליך. כסה עכבר עם פדה גזה לחום ולפקח על העכבר באופן קבוע לאורך כל ההליך, אשר עשוי להימשך 45 דקות לשעה 1, תלוי בקצב של הזרקה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את העכבר במסגרת stereotaxic ידי הזזה בר החיך בזהירות מעל הלשון ולתוך הפה. הוק החותכות הקדמיות לתוך חור השן. השתמש בארים אוזן על מנת לייצב את הראש, עם משטח אוזן לעין כליד אופקי ככל האפשר. אל תכריחו את הסורגים לתוך תעלת אוזן. זה קריטי כדי למקם את הראש בצורה מאובטחת: לבדוק תנועה מצד לצד ומעלה ומטה בעדינות בקץ אצבעות. השתמש בפקדים להתאמה של יחידת stereotaxic כדי לייעל את הכושר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשמן את העיניים עם משחת עיניים. נקה את העור בין אוזניים ועיניים פעמיים עם יישומים לסירוגין של povidone-iodinדואר חיטוי וEtOH 70%. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק תת עורי נבחר משכך כאבים (SQ) לאגף (או כפי שהורה). </li></ol> .5 בצע הזרקה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קבע את אתר ההזרקה. אתר ההזרקה עשוי להשתנות עם הגודל והזן של עכבר והסוג של תא. תאים המוזרקים קרוב מדי לחדרי הלב עלולים להוביל להתפשטות קרניו-השדרה של מחלה. תאים המוזרקים רדוד מדי עשויים לגדול באמצעות מסלול המחט. הערה: בניסויים המוצגים כאן, היעד הוגדר כאזור הקדמי של קליפת המוח אתר 2.5 מ&quot;מ לרוחב (מימין), 1.5 מ&quot;מ קדמי, ו3.5 מ&quot;מ הגחון ביחס לגבחת נבחר (איור 1), בהפקת גידול המוח התיכון בעכברים הנעים 20-30 גרם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך קטן (באורך 8 מ&quot;מ ~) באמצעות טכניקה סטרילית דרך העור של הראש כדי לחשוף את גבחת ואתר הזרקה. חתך אלכסוני, מנקודה בין ציר קו האמצע ועין ימין לכיוון אוזן ימין ( <strong&gt; איור 2) מאפשר גישה לשני גבחת ואתר ההזרקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחזור בו העור ולהשתמש במטלית כותנה סטרילי לייבש את פני השטח של הגולגולת. למחוק את העצם עם ספוגית אחרת טבולה בH 2 O 2 לדמיין גבחת. H 2 O 2 יפיקו בועות חמצן, ומשאירים קווים דקים של קצף לבן לאורך תפרי העטרה וsagittal שמצטלבים בגבחת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנעול מזרק ריק עם מחט על micropump ולתמרן את קצה המחט ישירות על גבחת; סט קואורדינטות על קונסולת היישור ל0.0 מ&quot;מ, קדמי / אחורי לרוחב 0.0 מ&quot;מ, ו0.0 מ&quot;מ הגחון / גב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להזיז את המחט ל2.5 מ&quot;מ לרוחב (מימין) ומ&quot;מ קדמי 1.5 ביחס לגבחת (או מיקום רצוי) באמצעות כפתורי שליטה על יחידת stereotaxic. הרם את המזרק מעט ולסמן את המיקום המדויק על הגולגולת עם בטוש ייעודי. אם פני השטח החיצוניים של הגולגולת הוא לא על מטוס ברמה עם גבחת (i.דואר., גב / הגחון לתאם כבר לא קורא אפס), לאפס את הגחון / גב קוראים ל0.0 כדי להבטיח שהעומק של ההזרקה לא השתנה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקדוח חור קטן בגולגולת עם מקדח סיבובי כף יד לבוש עם קצה שיניים סטרילי באתר המתאים מסומן בעט בשלב 5.5. החזק את התרגיל בזווית לגולגולת ומאוד לגעת בעדינות את הקצה עד לשד העצמות. חזור על פי צורך. קידוח כמעט אבל לא לגמרי דרך העצם, עוזב את המחט למעשה לחדור שכבה זו של הגולגולת, תוצאות בהזרקה הנקיה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להסיר אבק עצם עם מקלון צמר גפן טבולה בPBS או תמיסת מלח. להחזיר את המזרק למשאבה ולהוריד את המחט ישר למטה לחור בר כדי לוודא את המיקום. אם החור בר לא מרוכז עם המחט, להשתמש בתרגיל להגדלת הפתיחה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות מערבב את ההשעיה התא ולצייר את התאים לתוך המזרק באמצעות בקר המשאבה. למנוע בועות וגושים ולנגב את שנינות המחטh ספוגית אלכוהול כדי להסיר תאי זיהום על פני השטח החיצוניים. אם המזרק / המחט סתומה או קפוא, להסיר ומהירות נקייה עם מים סטריליים וEtOH 70%. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מנמיכים את המחט לרמה של פני השטח הגולגולת (0.0 מ&quot;מ הגחון / גב). אז לאט לאט (מעל כ 1 דק &#39;) להוריד את המחט לחדור מבעד העובי המלא של הגולגולת ולחדור למוח לעומק של ventrall 4 מ&quot;מ. למשוך את המחט לאט ל3.5 מ&quot;מ הגחון. אם ראש העכבר מוחזק באופן מאובטח ביחידת stereotaxic, לא אמור להיות כמעט שום תנועה של הגולגולת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא שהפרמטרים הנכונים הם נכנסו לתוך בקר המשאבה (סעיף 2.2) ולחץ על &quot;Run / STOP&quot; (או כפי שהורה במדריך מוצר) לautoinject תאים. לפקח על העכבר ולהתאים isoflurane אם צוין. צפה במזרק ולוודא כי הבוכנה נעה בחבית. תנועה קפוא או סתום יכולה לגרום לנטיית בוכנה שבורה /. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חכה 1 עד 2 דקות עם המחט בבגשם, אז לאט לאט (מעל 3 עד 4 דקות) לסגת מחט מהרקמה. סה&quot;כ זמן כדי להסיר את המחט לאחר ההזרקה היא מלאה הוא 5 דקות. השתמש במטלית כותנה למחוק סביב החור בר האזור; להשאיר את הקצוות של העור הפתוח על מנת לאפשר את העצם לייבוש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר מזרק מהמשאבה ולשטוף במהירות 3x עם סטרילי H 2 O, 3x עם EtOH 70%, ופי 3 עם סטרילי H 2 O (או על פי הנחיות יצרן). נגב מחט עם EtOH ומניח בצד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל שעוות עצם סטרילי (שווה ערך ל μl 1 או 2) לחור בר ולהשתמש בסופו של הדבר מעץ של מקלון צמר גפן סטרילי כדי לסתום את השעווה על ולתוך העצם. אם פני השטח מיובש כראוי, זה צריך להישאר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מורחים וילון סטרילי מעל אזור עבודת העכבר ומקיף ותפר את החתך; שלושה תפרים צריכים להיות מספיק. לחלופין, ניתן להשתמש בדבק כירורגים. החל אנטיביוטי מקומית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להפחית isoflurane ל -0% ולהסיר את העכבר מיחידת stereotaxic, להיות גareful כדי להגן על שיניים. בדוק אוזניים, פה ולשון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפקח על העכבר לאחר ההזרקה באופן הדוק. מקום עכבר על משטח חום במשך 5 עד 10 דקות; לאחר מכן להעביר לכלוב (על כרית חום) ולבחון עד עכבר מתעורר והוא אמבולטורי. אל תשאיר ללא השגחה העכבר עד שהוא חזר מספיק תודעה כדי לשמור recumbence sternal. אל תחזרו עכבר לחברתם של בעלי חיים אחרים, עד שהתאושש באופן מלא. קחו למשל את השימוש במשככי כאבים נוספים, אם סימנים של כאב הם הבחינו. </li></ol> .6 סיום ושחזור צג והתפתחות גידולים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יש לנקות את כל הכלים והציוד באמצעות 70% EtOH, מעקר את חרוז או חומר חיטוי בין עכברים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפקח על העכברים שהוזרקו במשך יומיים לאחר ההליך לסימנים של כאב, זיהום או סיבוכים אחרים. הזרק במשככי כאבים ב24 ו48 שעה (או שצוין כ) לאחר הליך. הסר תפרים ב7 עד 10 ימים, במידת צורך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להעריך את העכברים לסימנים קליניים של המחלה, paralysiים, ירידה בפעילות, ירידה במשקל, התקפים, או מחלה כללית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפקח על התפתחות גידולים בשיטה המתאימה [הדמיית תהודה מגנטית (MRI), במערכות ההדמיה Vivo (IVIS), וכו &#39;]. </li></ol>

<ol>
	<li>Heyer, J., Kwong, L. N., Lowe, S. W., Chin, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-germline+genetically+engineered+mouse+models+for+translational+cancer+research.">Non-germline genetically engineered mouse models for translational cancer research.</a> Nature reviews. Cancer. 10, 470-480 (2010).</li><li>Yamada, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+to+accurately+inject+tumor+cells+into+the+caudate/putamen+nuclei+of+the+mouse+brain.">A method to accurately inject tumor cells into the caudate/putamen nuclei of the mouse brain.</a> The Tokai journal of experimental and clinical medicine. 29, 167-173 (2004).</li><li>Brooks, A. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reproducible+and+efficient+murine+CNS+gene+delivery+using+a+microprocessor-controlled+injector.">Reproducible and efficient murine CNS gene delivery using a microprocessor-controlled injector.</a> Journal of neuroscience. 80, 137-147 (1998).</li><li>Shankavaram, U. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+profiling+indicates+orthotopic+xenograft+of+glioma+cell+lines+simulate+a+subclass+of+human+glioblastoma.">Molecular profiling indicates orthotopic xenograft of glioma cell lines simulate a subclass of human glioblastoma.</a> Journal of cellular and molecular medicine. 16, 545-554 (2012).</li><li>Giannini, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patient+tumor+EGFR+and+PDGFRA+gene+amplifications+retained+in+an+invasive+intracranial+xenograft+model+of+glioblastoma+multiforme.">Patient tumor EGFR and PDGFRA gene amplifications retained in an invasive intracranial xenograft model of glioblastoma multiforme.</a> Neuro-oncology. 7, 164-176 (2005).</li><li>Yi, D., Hua, T. X., Lin, H. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=EGFR+gene+overexpression+retained+in+an+invasive+xenograft+model+by+solid+orthotopic+transplantation+of+human+glioblastoma+multiforme+into+nude+mice.">EGFR gene overexpression retained in an invasive xenograft model by solid orthotopic transplantation of human glioblastoma multiforme into nude mice.</a> Cancer investigation. 29, 229-239 (2011).</li><li>Carty, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracranial+injection+of+AAV+expressing+NEP+but+not+IDE+reduces+amyloid+pathology+in+APP+PS1+transgenic+mice.">Intracranial injection of AAV expressing NEP but not IDE reduces amyloid pathology in APP+PS1 transgenic mice.</a> PLos ONE. 8, e59626 (2013).</li><li>Thaci, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacokinetic+study+of+neural+stem+cell-based+cell+carrier+for+oncolytic+virotherapy:+targeted+delivery+of+the+therapeutic+payload+in+an+orthotopic+brain+tumor+model.">Pharmacokinetic study of neural stem cell-based cell carrier for oncolytic virotherapy: targeted delivery of the therapeutic payload in an orthotopic brain tumor model.</a> Cancer gene therapy. 19, 431-442 (2012).</li><li>Ozawa, T., James, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishing+intracranial+brain+tumor+xenografts+with+subsequent+analysis+of+tumor+growth+and+response+to+therapy+using+bioluminescence+imaging.">Establishing intracranial brain tumor xenografts with subsequent analysis of tumor growth and response to therapy using bioluminescence imaging.</a> J. Vis. Exp. (41), (2010).</li><li>Valadez, J. G., Sarangi, A., Lundberg, C. J., Cooper, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primary+orthotopic+glioma+xenografts+recapitulate+infiltrative+growth+and+isocitrate+dehydrogenase+I+mutation.">Primary orthotopic glioma xenografts recapitulate infiltrative growth and isocitrate dehydrogenase I mutation.</a> J. Vis. Exp. (83), (2014).</li><li>Baumann, B. C., Dorsey, J. F., Benci, J. L., Joh, D. Y., Kao, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stereotactic+intracranial+implantation+and+in+vivo+bioluminescent+imaging+of+tumor+xenografts+in+a+mouse+model+system+of+glioblastoma+multiforme.">Stereotactic intracranial implantation and in vivo bioluminescent imaging of tumor xenografts in a mouse model system of glioblastoma multiforme.</a> J. Vis. Exp. (67), (2012).</li><li>Iwami, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+of+intracranial+injection+via+the+postglenoid+foramen+for+brain+tumor+mouse+models.">A novel method of intracranial injection via the postglenoid foramen for brain tumor mouse models.</a> Journal of neurosurgery. 116, 630-635 (2012).</li></ol>

יש לי המחברים אין לחשוף.

מודלים עכבר orthotopic של סרטן המוח אנושי יכולים להיות כלי מצוין להערכת היעילות של טיפולים קליניים, אך יש להקפיד כדי לייעל את המיקום של תאים ברקמת המוח. מחקרים הראו כי כמויות מופרזות aliquot, טכניקת הזרקה תת אופטימלית ושיעורי זריקה חפוזים עלולות לגרום לדליפות וההופעה של תאים סרטניים במקומות לא רצויים (חדרי לב, עמוד השדרה, אזורי extradural, וכו &#39;.) וגבוהה וריאציה בגודל גידול 2 (תצפיות אישיות ). ניתוח של אספקה ​​המונע על ידי מעבד זעיר של דגימות noncellular מצא כי השימוש בmicropump מיוצר משלוח focalized יותר, ריפלוקס מדגם פחות ופחות השתנות מאשר שיטות ידניות של הזרקה, שיוחסו למשלוח החלק, אחיד ועקביים לחצים 3. למרות שזה עשוי להיות מאתגר כדי לעבות את המספר הדרוש של תאים בנפח של רק 2 או 4 μl, השימוש בטכניקת מכשיר וקונסולת יישור stereotaxicuipped עם מיקרו משאבה לתכנות יכול להניב גידולים לשחזור ואמינים עם שיעורי צמיחה דומים. מודל xenograft לא יכול באמת לשכפל את microenvironment, הייזום ופיתוח של גידול טבעי, במיוחד עם מארחים חסרים חיסוניים, אבל מודל orthotopic מתוכנן היטב ומיושם הוא החלופה הטובה ביותר, והוא עדיף בהרבה על מודל מחוץ לרחם. היתרון העיקרי של פרוטוקול זה הוא הקמתה של גידולים לזיהוי במסגרת זמן עולה בקנה אחד. התזמון של הופעת גידול תלוי בסוג התא ואת מספר התאים המוזרקים, אבל הוא צפוי למדי, ורוב הגידולים מוקמים בתוך חלון צר, יחסית לתקופת צמיחת גידול (כלומר, הזמן עד נקודת סיום). זה מאפשר לחוקר לזהות נקודות זמן לאיסוף נתונים (כגון MRI או IVIS) או התערבות (כגון טיפול תרופתי). שיעורי צמיחת גידול משתנים עם סוג תא, מספר התאים מוזרקים, וfrעכבר אום לעכבר (כמה שהם עושים בחולים אנושיים), אך עולים בקנה אחד מניסוי לניסוי. ייתכן שבעוד פרוטוקול זה מעסיק טכניקה שדורש יותר מכשור וזמן מאשר שיטות ידניות מדויקות פחות מהזרקה ולא יכול להיות ישים לחקירות בקנה מידה גדולות, טכניקות לזריקות תוך גולגולתי, המאפשרות לתפוקה של מספר רב של בעלי חיים (כגון זה שתואר על ידי איוואמי et al. 12) על ידי הגדרה כרוכה בהזרקה מהירה, בלחץ גבוה, ולעתים קרובות כרוך במכשור שנערך ביד ומדידה ידנית, אשר כפופים לחוסר יציבות וחוסר ודאות. גורמים אלה עשויים להיות קשורים לדליפה ומחוץ יעד משלוח 2,3. הדיוק, שחזור, והתמותה נמוכה של הליך זה יאפשר לחוקר לתכנן את ניסויים של טיפול באמצעות פחות עכברים כדי להשיג תוצאות משמעותיות מבחינה סטטיסטית - חיסכון נקי. צעד אחד הוא קריטי להצלחה של השתלת גידול: המיקום המדויק של ההזרקה. תאים המוזרקים קרוב מדי לחדרי הלב עלולים להוביל לCSF התפשטות המחלה דרך מערכת חדרים או לאזורי extracranial. תאים המוזרקים רדוד מדי עשויים לגדול באמצעות מסלול המחט. קואורדינטות שנקבעו מראש הן בעלי ערך מועט, אם מיקום מחט הוא מרושל. קח את הזמן כדי למקם את ראש העכבר מאובטח ביחידת stereotaxic. השתמש באפשרויות התאמת stereotaxic וברי האוזן כדי להתאים את הציוד לעכבר, ולוודא שהראש ממוקם ביציבות ולא רוק או טוויסט במהלך ההליך. שינויים או וריאציה אם אתר ההזרקה עלול להשפיע על מאפייני גידול, כוללים לקחת גידול, צמיחה, פוטנציאל פולשני, וגישה לאספקת סמים ואספקת חמצן. פרמטרים נוספים שיש להם השפעה עמוקה על הגידול וכתוצאה מכך כוללים את שיעור ההזרקה, מספר תאים ונפח; כולם חייבים להיקבע באופן אמפירי. למזער את עוצמת הקול עבור number של תאים הנדרשים לצמיחת גידול; להשתמש בשיעור ההזרקה האיטי ביותר המעשי. מספר תא ומספר הקטע יש גם השפעות משמעותיות על לקחת גידול וצמיחה. הציוד מיוחד המשמש כאן מציע שליטה מעולה, אבל המושגים של נפח מינימאלי, מיקוד מדויק, שיעור הזרקה מינימאלי ועולה בקנה אחד, ונסיגת מחט איטית ניתן ליישם במגוון רחב של טכניקות (כולל הזרקה ידנית) ומגוון רחב של מכשירים. הליך זה פתוח למגוון של שינויים: אתר ההזרקה עלול להיות מותאם אישית כדי לשחזר סוגים מסוימים של גידולים. תאים חסיד תרבית רקמה, שיבוטים מהונדסים גנטי, neurospheres, גידולי עכבר מפוצלים, או שברי רקמה אנושיים ניתן engrafted לתוך מוח עכבר. טכניקה זו יכולה אפילו להיות מותאמת ללימודי noncellular, כוללים גנטית נגיפי העברה 3. ברגע ששיטה אמינה לייצור גידולים של המאפיינים הרצוי הוקמה, ניסויי השוואת אפיcacy של טיפולים, טיפולים תרופתיים ושילובים, ואפשרויות אחרות כגון העברת גנים ניתן לבצע.

ניסויים במבחנה של תאי גידול במוח הם לא יסולא בפז עבור לנתח מנגנונים מולקולריים המשפיעים על צמיחה, הישרדות, נדידה, ופלישה של תאים סרטניים; ניסויי תאים בתרבית יכולים להגדיר מסלולי איתות, מציעים מטרות טיפוליות אפשריות, ולאפיין את התגובה תאית לטיפול תרופתי. אבל במבחנה מערכות הן הרבה יותר מדי פשטניות לנבא תגובת האורגניזם לתרופות; הם חסרים את התגובות הפיזיולוגיות, תגובות חיסוניות, microenvironment תא, וההטרוגניות כוללת של מערכות חי בעלי חיים. מבחינה גנטית מודלים מהונדסים יכולים להיות יקר, כאשר זמינים, אך הבדלים מולקולריים קיימים בין מינים ותאים עכבריים לא יכול לשחזר אירועים בתהליכים אנושיים, וכתוצאה מכך פערים משמעותיים כאשר משווים מודלים של בעלי חיים לתצפיות קליניות 1. המודלים xenograft עכבר מעורבים הזרקה תת עורית (SQ) של שורות תאי גידול במוח אנושיות מתחת לעור של האגף הם קלים לביצועולמדוד; הם יכולים לשמש כדי לטפל בהשפעות של שינוי גנטי ומתן תרופות / מסירה, חילוף חומרים ורעיל. חסרונות משמעותיים, עם זאת, להגביל את השירות של דגמי SQ. Microenvironment לא לסכם זה של גידול במוח באופן טבעי: האינטראקציות של סוגי תאים שונים ורקמות; כלי הדם המקומיים, וגורמים אחרים מספר עצום ייחודיים למוח לא יכולים להיות משוכפלים. ליותר לשחזר במדויק את הסביבה הייחודית של גידול במוח באופן טבעי ולבדוק את ההשפעות של התערבויות תרופתיות, יש לנצל מודל orthotopic עכבר. יתר על כן, טכניקות orthotopic עשויות לשמש כחלק מגישה מהונדסת גנטי שבו תאים שאינם סרטניים אנושיים עיקריים (הבדיל או אב) הם מהונדסים גנטיים והוחדרו לתוך האתר הרלוונטי של עכבר, עם או בלי תאי סטרומה אנושיים, וכתוצאה מכך יצירת גידולים דומה לזו שנצפתה בבני האדם 1. מאמר זה מתארמתודולוגיה מדויקת וreproducibly ליצור גידולים במוח בעכברים. שימוש בטכניקה זו, המשתמש יכול במדויק להזריק aliquot קטן של תאים מושעים למיקום שצוין באזור fronto-parieto-הזמנית של עכבר קליפת המוח. תמותת העכבר היא נמוכה ביותר; בידיים שלנו, לא עכברים מתו מסיבוכים ניתוחיים לאחר 185 נהלים. מאפיינים של הגידול כתוצאה ניתן להשוות לזה של גידולים קליניים בבני אדם טיפוסיים; לדוגמא: מהירות של צמיחה, תואר של נמק, של פלישת מידה, ההטרוגניות של סוג התא, נוכחות של תאי mitotic, סמנים של שגשוג ואפופטוזיס, וכו &#39;קווים סלולריים או דגימות רקמה או גידול אנושיות מפוצלות אז יכולים להיות מוערכים על סמך היכולת שלהם כדי לדמות מצגת קלינית בפועל. תרופות, שנבחרו על בסיס ביצועיהם בתרבית תאים, ניתן לבדוק בהקשר של חילוף חומרים תפקוד, מערכת דם, ומחסום דם מוח כפי שהם קיימים בשנינות בבעלי חיים עמוסותחה גידול, כל זאת בהקשר אדריכלי רלוונטי. יתר על כן, התאים שנבחרו להזרקה ניתן מהונדסים גנטי כדי לחקור את ההשפעה של knockdowns הספציפי, מחיקות, לדפוק תוספות, מוטציות, וכו &#39;על צמיחת גידול ולהישרדות. מספר הפרסומים לתעד מחקרי גידולים תוך שימוש במגוון רחב של טכניקות תוך גולגולתי. Yamada et al. עשה מחקר מפורט של ההזרקה של צבע ושל תאי U87 ומצא כי צמצום שיעור נפח והזרקה מיוצר הגידול הטוב ביותר 2. . ברוקס et al מצא שחזור מעולה וחיסכון בשימוש במזרק שבשליטת המיקרו ולא בשיטה ידנית כדי לספק וקטורים ויראליים; את מסקנותיהם לגבי פרמטרים הזרקה אופטימליים חלות על תא משלוח 3. Shankavaram et al. הראה כי multiforme גליובלסטומה שורות תאים (GBM) הוזרקו orthotopically (באמצעות שיטה ידנית) לתוך המוח סכם את פרופיל ביטוי גנים של CLגידולי inical באופן הדוק יותר מאשר כל אחד בxenografts מבחנה או SQ, התומך בשימוש במודלים תוך גולגולתי למחקרים פרה 4. אל ג&#39;יאניני et. הזריק תאים מדגימות כירורגית אדם שספגו בצלעות של עכברים בעירום על ידי passaging סדרתי לתוך מוחם של עכברים נוספים, והראה כי גישה זו נשמרה שינויים גנטי גידול מטופל במודל 5. תוצאות דומות דווחו על ידי אל יי et 6. באמצעות התקנת stereotaxic, אתר הזרקה מוגדר בקפידה, ושיעור הזרקה איטי ויציב, הם השיגו גידולים במוח לשחזור עם שיעורי צמיחה עקביים ו( 100%) שיעור גבוה engraftment. תוקפה של טכניקה זו ולכן הוקם גם; חיפוש בספרות מצביע על כך שהיישומים של טכניקה זו הם נרחבים. Carty et al. משמש זריקות תוך גולגולתי, כדי לספק בהצלחה וקטורים ויראליים לבטא גנים טיפוליים לקליפת המוח הקדמית של transgeniמודל ג למחלת אלצהיימר 7. Thaci et al. תאר את השימוש בזריקות תוך גולגולתי, כדי לספק אדנווירוס oncolytic הטיפולי במנשא בתאי גזע עצבי המבוסס לעכברים בעירום כבר נושאים גידולי GBM הזריקו orthotopically 8. ברור, זריקות תוך גולגולתי הן כלי תכליתי ויעיל למחקר פרה קליני. פרסומים קודמים בכתב העת של ניסויים דמיינו לתאר גישות בסיסיות 9-11, אבל אנחנו לוקחים את הרעיון של הזרקת גידול תוך גולגולתי ודוגמנות orthotopic לרמה גבוהה יותר של דיוק תוך שימוש בטכנולוגיה קל להורים.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="866">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td style="width:87px;">Company</td>
			<td style="width:145px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:287px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Equipment</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:349px;">Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console.</td>
			<td style="width:87px;">Kopf</td>
			<td style="width:145px;">Model 940</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Mouse Gas Anesthesia Head Holder</td>
			<td style="width:87px;">Kopf</td>
			<td style="width:145px;">Model 923-B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Mouse Ear Bars</td>
			<td style="width:87px;">Kopf</td>
			<td style="width:145px;">Medel 922</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Fiber Optic Illuminator</td>
			<td style="width:87px;">Fisher</td>
			<td style="width:145px;">12-562-36</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">UltraMicroPump III</td>
			<td style="width:87px;">WPI</td>
			<td style="width:145px;">UMP3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Micro4 microprocessor</td>
			<td style="width:87px;">WPI</td>
			<td style="width:145px;">UMC4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Variable speed hand-held rotary drill</td>
			<td style="width:87px;">Dremel</td>
			<td style="width:145px;">Model 300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Dental drill bit, 1.0 mm</td>
			<td style="width:87px;">Spoelting</td>
			<td style="width:145px;">514554</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Adaptor for dental drill bit: 3/32 inch collet</td>
			<td style="width:87px;">Dremel</td>
			<td style="width:145px;">481</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Heating pad</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>for mice</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Isoflurane vaporizer system</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>for mice</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:349px;">Medical tubing and connectors</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td style="width:287px;">to connect isoflurane vaporizer with stereotaxic frame</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Instruments</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Precision 25 ul micro syringe</td>
			<td style="width:87px;">Hamilton&#160;</td>
			<td style="width:145px;">7636-01</td>
			<td>Model 702, without needle</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Microsyringe needles, 26s gauge&#160;</td>
			<td style="width:87px;">Hamilton&#160;</td>
			<td style="width:145px;">7804-04</td>
			<td>RN, 25 mm point style 2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Fine-tipped scissors (straight, sharp/sharp)</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Medium-sized standard scissors</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Standard serrated forceps</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Serrated hemostats (2)</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Fine-tipped forceps</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Supplies</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sutures 5-0 vicryl P-3 13 mm (Ethicon)</td>
			<td style="width:87px;">MWI</td>
			<td style="width:145px;">J463G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Surgical blades #10, stainless (Feather)</td>
			<td style="width:87px;">Fisher</td>
			<td style="width:145px;">296#10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:349px;">Isoflurane (Fluriso)&#160;</td>
			<td style="width:87px;">VetOne&#160;</td>
			<td style="width:145px;">NDC 13985-528-60</td>
			<td style="width:287px;">Item #502017. Liquid inhalation anesthetic. federal law restricts this drug to use by or on the order of a licensed veterinarian.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Carprofen (Rimadyl Injectable 50 mg/mL)&#160;</td>
			<td style="width:87px;">Pfizer</td>
			<td style="width:145px;">NDC 61106-8507-01</td>
			<td>dilute in saline</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Ophthalmic ointment (artificial tears)</td>
			<td style="width:87px;">Rugby</td>
			<td style="width:145px;">NDC 0536-6550-91</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Topical antibiotic (AK-Poly-Bac )</td>
			<td style="width:87px;">Akorn</td>
			<td style="width:145px;">NDC 17478-238-35</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Povidone-iodine topical antiseptic, 10% (Betadine)</td>
			<td style="width:87px;">Betadine</td>
			<td style="width:145px;">NDC 67618-150-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Hydrogen Peroxide, 30%</td>
			<td style="width:87px;">Fisher&#160;</td>
			<td style="width:145px;">H325-100</td>
			<td>for visualizing skull landmarks</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sterile saline</td>
			<td style="width:87px;">VetOne&#160;&#160;</td>
			<td style="width:145px;">NDC 13985-807-25</td>
			<td>for diluting solutions, cleaning tissue</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Bone wax</td>
			<td style="width:87px;">WPI</td>
			<td style="width:145px;">Item #501771</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sterile drapes</td>
			<td style="width:87px;">McKesson</td>
			<td style="width:145px;">25-517</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sterile surgical gloves</td>
			<td style="width:87px;">McKesson</td>
			<td style="width:145px;">(to fit)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sterile gauze pads, 2 x 2</td>
			<td style="width:87px;">Fisherbrand&#160;</td>
			<td style="width:145px;">22028556</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sterile gauze pads, 4 x 4</td>
			<td style="width:87px;">Fisherbrand&#160;</td>
			<td style="width:145px;">22-415-469</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Alcohol prep pads (medium)</td>
			<td style="width:87px;">PDI</td>
			<td style="width:145px;">B603</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sterile cotton-tipped applicators</td>
			<td style="width:87px;">Fisherbrand&#160;</td>
			<td style="width:145px;">23-400-114</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:349px;">Sterile 0.5 ml screw cap tube with caps for cells</td>
			<td style="width:87px;">USA Scientific</td>
			<td style="width:145px;">1405-4700</td>
			<td>for cells</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Individually wrapped sterile dispo pipettes</td>
			<td style="width:87px;">Fisher</td>
			<td style="width:145px;">BD 357575</td>
			<td>for needle cleaning solutions</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">BD insulin syringes with needles&#160;</td>
			<td style="width:87px;">Fisher</td>
			<td style="width:145px;">329461</td>
			<td>for analgesic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">70% ethanol</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>for cleaning</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:349px;">Sterile di H2O</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>for cleaning</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Microfuge tubes for cleaning solutions</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>for needle cleaning solutions</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Felt tip pen (dedicated)</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>for marking skull</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

creating anatomically accurate and reproducible intracranial xenografts of human brain tumors

מודלים גידול Orthotopic כרגע הדרך הטובה ביותר ללמוד את המאפיינים של סוג גידול, עם ובלי התערבות, בהקשר של בעלי חיים חיים - במיוחד באתרים עם איכויות פיסיולוגיות ואדריכליות ייחודיות כגון המוח במבחנה ומודלים מחוץ לרחם לא יכולים. דין וחשבון על תכונות כגון כלי דם, מחסום דם מוח, חילוף חומרים, אספקת סמים ורעילות, וכן שורה של גורמים רלוונטיים אחרים. דגמי Orthotopic המגבלות שלהם מדי, אבל עם תאי גידול טכניקה נכונים של עניין יכולים להיות engrafted במדויק לרקמה שרוב מקרוב תנאים מחקה במוח האנושי. על ידי שימוש באמצעים המספקים כמויות נמדדו בדיוק למקומות מוגדרים באופן מדויק בקצב עקבי ולחץ, מודלים עכבר של גידולים במוח אנושיים עם שיעורי צמיחה צפויים ניתן ליצור reproducibly ומתאימים לניתוח אמין של התערבויות שונות. הפרוטוקול המתואר כאן מתמקד בteפרטי chnical של תכנון והכנה להזרקה תוך גולגולתי, ביצוע הניתוח, ולהבטיח את צמיחת גידול מוצלחת ושחזור ומספקים מתחילים נקודות עבור מגוון רחב של תנאים הניתנים להתאמה למגוון רחב של דגמי גידול במוח שונים.

ניתן ליצור xenografts תוך גולגולתי אמין עם טכניקה מתוארת זה. זיהוי המבנים הקריטיים של גולגולת העכבר (איור 1) יאפשר להכרה בגבחת ולהנחות את החוקר למיקום מדויק ושחזור הזרקה. במחקרים אלה את הקו של הורי U251, תאי U251 transfected עם לוציפראז (U251 לוק), או U87 הונצחו תאי תרבות אנושיים GBM רקמות הושעו ב4 עד 6 μl של SF-DMEM והזריקו 2.5 מ&quot;מ קדמי לרוחב (מימין), 1.5 מ&quot;מ , ו3.5 מ&quot;מ הגחון ביחס לגבחת (איור 2). יכולים להיות דמיינו גידולים וכתוצאה מכך ונותחו על ידי הדמיה בתהודה מגנטית (MRI, איור 3), in vivo זורח הדמיה (IVIS, איור 4), או טכניקות פתולוגיה ברוטו שגרתיות (צביעת H &amp; E, איור 5). טיפול מסוים יש לנקוט ואופטימיזציה שבוצעה כדי לקבוע את appropriaתאים ומיקום של הזרקת te לייצג תזמון, קצב צמיחה, ומודל גידול רצוי. <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/52017/52017fig1highres.jpg" /> .1 גולגולת איור האנטומיה. התכונות האנטומי של ראש העכבר והגולגולת מומחשת. גבחת, אשר על ציר קו האמצע בין העיניים והאוזניים בצומת של העטרה ותפרי sagittal, משמשת לאיתור reproducibly קואורדינטות ההזרקה. <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/52017/52017fig2highres.jpg" /> איור 2 חתך ומפת ההזרקה. התכונות המשמשות לקביעת חתך בעור ודווקא לאתר את אתר ההזרקה מומחשות. חתך אלכסוני עשוי לאפשר גישה לשני גבחת ואתר ההזרקה. יישום של H 30% 2 O 2<html> על פני השטח של הגולגולת עוזר לדמיין תפרי גולגולת. מקם מזרק עם מחט על micropump ולתמרן את קצה המחט ישירות על גבחת. סט קואורדינטות על קונסולת היישור לאפס; אז כל מדידות הגולגולת עשויות reproducibly ביחס לגבחת. <img alt="איור 3" src="/files/ftp_upload/52017/52017fig3highres.jpg" /> איור 3 גידולי xenograft תוך גולגולתי נציג: תמונות MRI MRI T2 תמונות משוקללת של גידול נובע מ2 x 10 5 תאים () U87 לעומת גידול נובע מ( ב) 2 x 10 5 U251 תאים.. כרכי גידול (C) מחושבים מתמונות MRI של שלושה עכברים בודדים הוזרקו תאי U251 זממו לאורך הזמן מציג חלון לשחזור של התפתחות גידול וצמיחה שעולות בקנה אחד בכל הניסויים. e = &quot;תמיד&quot;&gt; <img alt="איור 4" src="/files/ftp_upload/52017/52017fig4highres.jpg" /> .4 גידולי איור נציג xenograft: תמונות IVIS. תמונת IVIS של U251-לוציפראז- transduced תאי GBM הזריקו intracranially לעכברים בעירום (). העכבר בצד השמאל היה בהצלחה הזריק כפי שתואר בתאי U251 לוק ומראה אות focalized (פוטונים / sec) חזק מאוד במיקום הרצוי. העכבר מהימין מדגים תוצאה לא מוצלחת ממיקום הזרקה לא תקין. בדיקת H &amp; E של עמוד השדרה גילתה צמיחת תאים סרטנית בעמוד השדרה כתוצאה מהזרקה קרובה מדי לקו אמצע עם הפצה של חדר. גודל (ב) גידול מוערך מפעילות בלוציפראז (פוטונים / שני) באזור במוח של עניין, זממו לאורך זמן. הקו הכחול מתאים לעכבר עם הזרקה תוך גולגולתי מוצלחת, ואילו הקו האדום מתאים לעכבר עם עקירת תאים סרטניים בעמוד השדרה.<img alt="איור 5" src="/files/ftp_upload/52017/52017fig5highres.jpg" /> איור 5 H &amp; E של גידולי xenograft תוך גולגולתי. המוח כולו נאסף מעכברים לפרסם הקרבה וקבוע בפורמלין, רכוב בפרפין, מחולק ומוכתם עם H &amp; E. גידול () נגזר מתאי U87 GBM ומדגים על שטח של צמיחה הצפופה של גידול (בפינה עליונה משמאל) ורקמת מוח נורמלית סמוכה עם פלישה מיקרוסקופית של תאים ממאירים (מימין בפינה תחתונה). גידול (B) נלקח מסעיף של מרכז גידול שמקורם בתאי U251 GBM. הסעיף משכפל מאוד הדוק היסטופתולוגיה המוזרה עם תאים ממאירים multinucleated ראו בGBM האנושי הטיפוסי.

Watch this Scientific Journal Video about Creating Anatomically Accurate and Reproducible Intracranial Xenografts of Human Brain Tumors at JoVE.com

Creating Anatomically Accurate and Reproducible Intracranial Xenografts of Human Brain Tumors

המוח הוא אתר ייחודי עם איכויות שאינם מיוצגות היטב על ידי במבחנה או ניתוחים מחוץ לרחם. מודלים עכבר orthotopic עם מאפייני מיקום וצמיחה לשחזור ניתן ליצור באופן אמין עם זריקות תוך גולגולתי באמצעות מכשיר קיבוע stereotaxic ומשאבת מזרק בלחץ נמוך.

יצירה אנטומית מדויק והשחזור תוך גולגולת xenografts של גידולים במוח אדם

Orthotopic tumor models are currently the best way to study the characteristics of a tumor type, with and without intervention, in the context of a live ...

creating-anatomically-accurate-reproducible-intracranial-xenografts

Google

Research

JoVE Journal

Medicine

15.4K Views.  University of Colorado School of Medicine.  המוח הוא אתר ייחודי עם איכויות שאינם מיוצגות היטב על ידי במבחנה או ניתוחים מחוץ לרחם. מודלים עכבר orthotopic עם מאפייני מיקום וצמיחה לשחזור ניתן ליצור באופן אמין עם זריקות תוך גולגולתי באמצעות מכשיר קיבוע stereotaxic ומשאבת מזרק בלחץ נמוך. 

Video: Creating Anatomically Accurate and Reproducible Intracranial Xenografts of Human Brain Tumors

Establishment and Propagation of Human Retinoblastoma Tumors in Immune Deficient Mice

Culturing retinoblastoma tumor cells in defined stem cell media gives rise to primary tumorspheres that can be grown and maintained for only a limited time. These cultured tumorspheres may exhibit markedly different cellular phenotypes when compared to the original tumors. Demonstration that cultured cells have the capability of forming new tumors is important to ensure that cultured cells model the biology of the original tumor. 
Here we present a protocol for propagating human retinoblastoma tumors in vivo using Rag2-/- immune deficient mice. Cultured human retinoblastoma tumorspheres of low passage or cells obtained from freshly harvested human retinoblastoma tumors injected directly into the vitreous cavity of murine eyes form tumors within 2-4 weeks. These tumors can be harvested and either further passaged into murine eyes in vivo or grown as tumorspheres in vitro. Propagation has been successfully carried out for at least three passages thus establishing a continuing source of human retinoblastoma tissue for further experimentation. 
Wesley S. Bond and Lalita Wadhwa are co-first authors.

A method is described to propagate human retinoblastoma tumors in mice. Tumor cells are directly injected into the eyes of immune deficient mice. Secondary tumors have been successfully established using both cells directly harvested from human tumors and cultured tumorspheres.

הקמה התפשטות של גידולים רטינובלסטומה האדם עכברים החיסון לקויה

Culturing retinoblastoma tumor cells in defined stem cell media gives rise to primary tumorspheres that can be grown and maintained for only a limited ...

Automated Midline Shift and Intracranial Pressure Estimation based on Brain CT Images

In this paper we present an automated system based mainly on the computed tomography (CT) images consisting of two main components: the midline shift estimation and intracranial pressure (ICP) pre-screening system. To estimate the midline shift, first an estimation of the ideal midline is performed based on the symmetry of the skull and anatomical features in the brain CT scan. Then, segmentation of the ventricles from the CT scan is performed and used as a guide for the identification of the actual midline through shape matching. These processes mimic the measuring process by physicians and have shown promising results in the evaluation. In the second component, more features are extracted related to ICP, such as the texture information, blood amount from CT scans and other recorded features, such as age, injury severity score to estimate the ICP are also incorporated. Machine learning techniques including feature selection and classification, such as Support Vector Machines (SVMs), are employed to build the prediction model using RapidMiner. The evaluation of the prediction shows potential usefulness of the model. The estimated ideal midline shift and predicted ICP levels may be used as a fast pre-screening step for physicians to make decisions, so as to recommend for or against invasive ICP monitoring.

An automated midline shift estimation and intracranial pressure (ICP) pre-screening system based on computed tomography (CT) images for patients with traumatic brain injury (TBI) is proposed using image processing and machine learning techniques.

Shift אוטומטי קו אמצע והערכה לחץ תוך גולגולתי מבוססת על תמונות CT מוח

In this paper we present an automated system based mainly on the computed tomography (CT) images consisting of two main components: the midline shift ...

Stereotactic Intracranial Implantation and In vivo Bioluminescent Imaging of Tumor Xenografts in a Mouse Model System of Glioblastoma Multiforme

Glioblastoma multiforme (GBM) is a high-grade primary brain cancer with a median survival of only 14.6 months in humans despite standard tri-modality treatment consisting of surgical resection, post-operative radiation therapy and temozolomide chemotherapy 1. New therapeutic approaches are clearly needed to improve patient survival and quality of life. The development of more effective treatment strategies would be aided by animal models of GBM that recapitulate human disease yet allow serial imaging to monitor tumor growth and treatment response. In this paper, we describe our technique for the precise stereotactic implantation of bio-imageable GBM cancer cells into the brains of nude mice resulting in tumor xenografts that recapitulate key clinical features of GBM 2. This method yields tumors that are reproducible and are located in precise anatomic locations while allowing in vivo bioluminescent imaging to serially monitor intracranial xenograft growth and response to treatments 3-5. This method is also well-tolerated by the animals with low perioperative morbidity and mortality.

Stereotactic Intracranial Implantation and In vivo Bioluminescent Imaging of Tumor Xenografts in a Mouse Model System of Glioblastoma Multiforme

We describe an integrated method for the precise, stereotactic implantation of human glioblastoma multiforme cells into the brains of nude mice and subsequent serial in vivo imaging to monitor growth and response to treatment of the resultant xenografts.

השרשה ותוך גולגולת Stereotactic<em&gt; בחי</em&gt; הדמית bioluminescent של xenografts גידול במערכת מודל עכבר של multiforme glioblastoma

Glioblastoma multiforme (GBM) is a high-grade primary brain cancer with a median survival of only 14.6 months in humans despite standard tri-modality ...

A Novel High-resolution In vivo Imaging Technique to Study the Dynamic Response of Intracranial Structures to Tumor Growth and Therapeutics

We have successfully integrated previously established Intracranial window (ICW) technology 1-4 with intravital 2-photon confocal microscopy to develop a novel platform that allows for direct long-term visualization of tissue structure changes intracranially. Imaging at a single cell resolution in a real-time fashion provides supplementary dynamic information beyond that provided by standard end-point histological analysis, which looks solely at 'snap-shot' cross sections of tissue.
Establishing this intravital imaging technique in fluorescent chimeric mice, we are able to image four fluorescent channels simultaneously. By incorporating fluorescently labeled cells, such as GFP+ bone marrow, it is possible to track the fate of these cells studying their long-term migration, integration and differentiation within tissue. Further integration of a secondary reporter cell, such as an mCherry glioma tumor line, allows for characterization of cell:cell interactions. Structural changes in the tissue microenvironment can be highlighted through the addition of intra-vital dyes and antibodies, for example CD31 tagged antibodies and Dextran molecules.
Moreover, we describe the combination of our ICW imaging model with a small animal micro-irradiator that provides stereotactic irradiation, creating a platform through which the dynamic tissue changes that occur following the administration of ionizing irradiation can be assessed.
Current limitations of our model include penetrance of the microscope, which is limited to a depth of up to 900 &mu;m from the sub cortical surface, limiting imaging to the dorsal axis of the brain. The presence of the skull bone makes the ICW a more challenging technical procedure, compared to the more established and utilized chamber models currently used to study mammary tissue and fat pads 5-7. In addition, the ICW provides many challenges when optimizing the imaging.

A Novel High-resolution In vivo Imaging Technique to Study the Dynamic Response of Intracranial Structures to Tumor Growth and Therapeutics

We describe a novel in vivo imaging technique that couples fluorescent chimeric mice with intracranial windows and high-resolution 2-photon microscopy. This imaging platform aids studies of dynamic changes in brain tissue and microvasculature, at a single-cell level, following pathological insults and is adaptable to assess intracranial drug delivery and distribution.

רומן ברזולוציה גבוהה<em&gt; בvivo</em&gt; טכניקת הדמיה כדי לחקור את התגובה דינמית של מבנים תוך גולגולתי לצמיחה גידול וTherapeutics

We have successfully integrated previously established Intracranial window (ICW) technology 1-4 with intravital 2-photon confocal microscopy to develop a ...

Generation of Subcutaneous and Intrahepatic Human Hepatocellular Carcinoma Xenografts in Immunodeficient Mice

In vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate the human disease provide a valuable platform for research into disease pathophysiology and for the preclinical evaluation of novel therapies. We present a variety of methods to generate subcutaneous or orthotopic human HCC xenografts in immunodeficient mice that could be utilized in a variety of research applications. With a focus on the use of primary tumor tissue from patients undergoing surgical resection as a starting point, we describe the preparation of cell suspensions or tumor fragments for xenografting. We describe specific techniques to xenograft these tissues i) subcutaneously; or ii) intrahepatically, either by direct implantation of tumor cells or fragments into the liver, or indirectly by injection of cells into the mouse spleen. We also describe the use of partial resection of the native mouse liver at the time of xenografting as a strategy to induce a state of active liver regeneration in the recipient mouse that may facilitate the intrahepatic engraftment of primary human tumor cells. The expected results of these techniques are illustrated. The protocols described have been validated using primary human HCC samples and xenografts, which typically perform less robustly than the well-established human HCC cell lines that are widely used and frequently cited in the literature. In comparison with cell lines, we discuss factors which may contribute to the relatively low chance of primary HCC engraftment in xenotransplantation models and comment on technical issues that may influence the kinetics of xenograft growth. We also suggest methods that should be applied to ensure that xenografts obtained accurately resemble parent HCC tissues.

Human tumor xenografts in immunodeficient mice are valuable tools to study cancer biology. Specific protocols to generate subcutaneous and intrahepatic xenografts from human hepatocellular carcinoma cells or tumor fragments are described. Liver regeneration induced by partial hepatectomy in recipient mice is presented as a strategy to facilitate intrahepatic engraftment.

דור של תת עורי וintrahepatic אדם xenografts קרצינומה hepatocellular בעכברים עם מערכת חיסון חלשים

In  vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate  the human disease provide a valuable platform for research into disease  ...

Lesion Explorer: A Video-guided, Standardized Protocol for Accurate and Reliable MRI-derived Volumetrics in Alzheimer's Disease and Normal Elderly

Obtaining in vivo human brain tissue volumetrics from MRI is often complicated by various technical and biological issues. These challenges are exacerbated when significant brain atrophy and age-related white matter changes (e.g. Leukoaraiosis) are present. Lesion Explorer (LE) is an accurate and reliable neuroimaging pipeline specifically developed to address such issues commonly observed on MRI of Alzheimer's disease and normal elderly. The pipeline is a complex set of semi-automatic procedures which has been previously validated in a series of internal and external reliability tests1,2. However, LE's accuracy and reliability is highly dependent on properly trained manual operators to execute commands, identify distinct anatomical landmarks, and manually edit/verify various computer-generated segmentation outputs.
LE can be divided into 3 main components, each requiring a set of commands and manual operations: 1) Brain-Sizer, 2) SABRE, and 3) Lesion-Seg. Brain-Sizer's manual operations involve editing of the automatic skull-stripped total intracranial vault (TIV) extraction mask, designation of ventricular cerebrospinal fluid (vCSF), and removal of subtentorial structures. The SABRE component requires checking of image alignment along the anterior and posterior commissure (ACPC) plane, and identification of several anatomical landmarks required for regional parcellation. Finally, the Lesion-Seg component involves manual checking of the automatic lesion segmentation of subcortical hyperintensities (SH) for false positive errors.
While on-site training of the LE pipeline is preferable, readily available visual teaching tools with interactive training images are a viable alternative. Developed to ensure a high degree of accuracy and reliability, the following is a step-by-step, video-guided, standardized protocol for LE's manual procedures.

Lesion Explorer: A Video-guided, Standardized Protocol for Accurate and Reliable MRI-derived Volumetrics in Alzheimer&#039;s Disease and Normal Elderly

Lesion Explorer (LE) is a semi-automatic, image-processing pipeline developed to obtain regional brain tissue and subcortical hyperintensity lesion volumetrics from structural MRI of Alzheimer's disease and normal elderly. To ensure a high level of accuracy and reliability, the following is a video-guided, standardized protocol for LE's manual procedures.

הנגע Explorer: מודרך וידאו, סטנדרטי פרוטוקול Volumetrics מדויק ואמין הנגזר-MRI במחלה אלצהיימר וקשישים רגיל

Obtaining in vivo human brain tissue volumetrics from MRI is often complicated by various technical and biological issues. These challenges are ...

Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable cell lines are inoculated either by intravesical instillation (model of nonmuscle invasive growth) or intramural injection into the bladder wall (model of invasive growth). Both procedures are complex and highly time-consuming. Additionally, the superficial model has its shortcomings due to the lack of cell lines that are tumorigenic following instillation. Intramural injection, on the other hand, is marred by the invasiveness of the procedure and the associated morbidity for the host mouse.
With these shortcomings in mind, we modified previous methods to develop a minimally invasive approach for creating orthotopic bladder cancer xenografts. Using ultrasound guidance we have successfully performed percutaneous inoculation of the bladder cancer cell lines UM-UC1, UM-UC3 and UM-UC13 into 50 athymic nude. We have been able to demonstrate that this approach is time efficient, precise and safe. With this technique, initially a space is created under the bladder mucosa with PBS, and tumor cells are then injected into this space in a second step. Tumor growth is monitored at regular intervals with bioluminescence imaging and ultrasound. The average tumor volumes increased steadily in in all but one of our 50 mice over the study period.
In our institution, this novel approach, which allows bladder cancer xenograft inoculation in a minimally-invasive, rapid and highly precise way, has replaced the traditional model.

The established technique to inoculate primary invasive orthotopic bladder cancer xenografts requires laparotomy and mobilization of the bladder. This procedure inflicts significant morbidity on the mice, is technically challenging and time-consuming. We therefore developed a high-precision, percutaneous approach utilizing ultrasound guidance.

פולשנית הקמת Murine Orthotopic שלפוחית ​​השתן xenografts

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable ...

In Vivo Optical Imaging of Brain Tumors and Arthritis Using Fluorescent SapC-DOPS Nanovesicles

We describe a multi-angle rotational optical imaging (MAROI) system for in vivo monitoring of physiopathological processes labeled with a fluorescent marker. Mouse models (brain tumor and arthritis) were used to evaluate the usefulness of this method. Saposin C (SapC)-dioleoylphosphatidylserine (DOPS) nanovesicles tagged with CellVue Maroon (CVM) fluorophore were administered intravenously. Animals were then placed in the rotational holder (MARS) of the in vivo imaging system. Images were acquired in 10&#176; steps over 380&#176;. A rectangular&#160;region of interest (ROI) was placed across the full image width at the model disease site. Within the ROI, and for every image, mean fluorescence intensity was computed after background subtraction. In the mouse models studied, the labeled nanovesicles were taken up in both the orthotopic and transgenic brain tumors, and in the arthritic sites (toes and ankles). Curve analysis of the multi angle image ROIs determined the angle with the highest signal. Thus, the optimal angle for imaging each disease site was characterized. The MAROI method applied to imaging of fluorescent compounds is a noninvasive, economical, and precise tool for in vivo quantitative analysis of the disease states in the described mouse models.

In Vivo Optical Imaging of Brain Tumors and Arthritis Using Fluorescent SapC-DOPS Nanovesicles

We describe a multi-angle rotational optical imaging (MAROI) system for in vivo quantitation of a fluorescent marker delivered by saposin C (SapC)-dioleoylphosphatidylserine (DOPS) nanovesicles. Employing mouse models of cancer and arthritis, we demonstrate how the MAROI signal curve analysis can be used for the precise mapping and biological characterization of disease processes.

בדימות אופטי Vivo של גידולים במוח ודלקת פרקים באמצעות פלורסנט SapC-DOPS nanovesicles

We describe a multi-angle rotational optical imaging (MAROI) system for in vivo monitoring of physiopathological processes labeled with a fluorescent ...

Fast and Accurate Exhaled Breath Ammonia Measurement

This exhaled breath ammonia method uses a fast and highly sensitive spectroscopic method known as quartz enhanced photoacoustic spectroscopy (QEPAS) that uses a quantum cascade based laser. The monitor is coupled to a sampler that measures mouth pressure and carbon dioxide. The system is temperature controlled and specifically designed to address the reactivity of this compound. The sampler provides immediate feedback to the subject and the technician on the quality of the breath effort. Together with the quick response time of the monitor, this system is capable of accurately measuring exhaled breath ammonia representative of deep lung systemic levels. 
Because the system is easy to use and produces real time results, it has enabled experiments to identify factors that influence measurements. For example, mouth rinse and oral pH reproducibly and significantly affect results and therefore must be controlled. Temperature and mode of breathing are other examples. As our understanding of these factors evolves, error is reduced, and clinical studies become more meaningful. This system is very reliable and individual measurements are inexpensive. 
The sampler is relatively inexpensive and quite portable, but the monitor is neither. This limits options for some clinical studies and provides rational for future innovations.

Ammonia is an important physiologic metabolite relevant to various disease and wellness states. It is also a difficult molecule to measure in breath, which demands particular precautions be taken to obtain accurate results. Not all factors influencing ammonia are known, but progress can be difficult without accounting for these factors.

מדידת אמוניה מהירה ומדויקת נשף נשימה

This exhaled breath ammonia method uses a fast and highly sensitive spectroscopic method known as quartz enhanced photoacoustic spectroscopy (QEPAS) that ...

Depletion of Mouse Cells from Human Tumor Xenografts Significantly Improves Downstream Analysis of Target Cells

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic patient tumors in different assays1. Human tumor xenografts represent the gold standard with respect to tumor biology, drug discovery, and metastasis research 2-4. Tumor xenografts can be derived from different types of material like tumor cell lines, tumor tissue from primary patient tumors4 or serially transplanted tumors. When propagated in vivo, xenografted tissue is infiltrated and vascularized by cells of mouse origin. Multiple factors such as the tumor entity, the origin of xenografted material, growth rate and region of transplantation influence the composition and the amount of mouse cells present in tumor xenografts. However, even when these factors are kept constant, the degree of mouse cell contamination is highly variable.
Contaminating mouse cells significantly impair downstream analyses of human tumor xenografts. As mouse fibroblasts show high plating efficacies and proliferation rates, they tend to overgrow cultures of human tumor cells, especially slowly proliferating subpopulations. Mouse cell derived DNA, mRNA, and protein components can bias downstream gene expression analysis, next-generation sequencing, as well as proteome analysis 5. To overcome these limitations, we have developed a fast and easy method to isolate untouched human tumor cells from xenografted tumor tissue. This procedure is based on the comprehensive depletion of cells of mouse origin by combining automated tissue dissociation with the benchtop tissue dissociator and magnetic cell sorting. Here, we demonstrate that human target cells can be can be obtained with purities higher than 96% within less than 20 min independent of the tumor type.

Human tumor xenografts are vascularized and infiltrated by cells of mouse origin during the growth phase in vivo. To circumvent the bias caused by these contaminating cells during downstream analysis, we developed a method allowing for comprehensive depletion of all mouse cells by magnetic cell sorting.

חסך בתאי עכבר מן xenografts גידול האנושי משפר משמעותי ניתוח במורד זרם של תאי יעד

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic ...