The authors thank Bryan T. Vinyard of the USDA, Agricultural Research Service, Henry A. Wallace Beltsville Agricultural Research Center, Biometrical Consulting Service, Beltsville, MD for statistical analyses. This work was supported in part by a grant to J.C.D. from the Deployed War Fighter Protection (DWFP) Research Program funded by the Department of Defense through the Armed Forces Pest Management Board (AFPMB).

<html> 1. גידול Ae. מבוגרים aegypti <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ביצים בוקעים בכ ¾ אינץ &#39;מים במגש רדוד. צפיפות תקטין את הגודל של מבוגרים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זחלים אחוריים במהירות של 25 ° C (12-HL: 12-HD) ולהאכיל עם מזון לדגי קרקע. הערה: האכלת יתר עלולה להפחית את שיעורי הישרדות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר גלמים בנפרד על ידי פיפטה פסטר היומית ולהעביר לצלחות פלסטיק (9 סנטימטרים × 5.5 סנטימטרים) בתוך דליי בלימה קטנים עם מכסי רשת בסדר, וכך יוצר 24 קבוצות גיל hr. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 10% תמיסת סוכרוז יתושים בוגרים Feed על ידי כדור צמר גפן שהונחה על קירות המסך של דיור כלוב היתושים בתא סביבתי על 27 מעלות צלזיוס ו -70% לחות יחסית באותם photoperiod כזחלים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאלקטרופיזיולוגיה, להשתמש 5-10 ישנים בעלי חיים יום. באופן כללי, בעלי חיים גדולים יותר יפיקו תוצאות טובות יותר. לבידוד RNA, להשתמש בבעלי חיים הנמצאים בקיבוץ גיל 24 שעות בודדות בטווח הישן 5-10 היום. </li></ol>התחת = &quot;jove_title&quot;&gt; 2. הכנת כימיקלים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקבוע ריכוז מתאים של אלקטרוליטים (למשל 1-10 מ&quot;מ) שמעורר פעילות מינימאלית מתאי עצב תחושתיים שנבחרו. 10 מ&quot;מ NaCl או 1 המ&quot;מ KCl הם אלקטרוליטים סבירים כדי לבדוק את הפעילות בסיסית כאשר מתחיל ניסוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ממיסים כל כימי ניסיוני בממס מתאים (אם לא מים, להשתמש באתנול או DMSO) שיש לו השפעה מועטת, אם בכלל, על פעילות ספייק בהשוואה לאלקטרוליט לבד. ריכוזים סופיים של 10% אתנול או DMSO 1% ריכוזים התחלה סבירים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר מתאים (למשל כינין למר או סוכרוז למתוק) כימיקלים שליטה המתוארות היטב הרתעה האכלה או ממריצים בחרקים. </li></ol> 3. אלקטרופיזיולוגיה (הקלטת טיפ 8; איור 1) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אלקטרודות זכוכית טופס מכאני מושך נימי זכוכית. לייעל חום ולמשוך הגדרות למשוך זכוכית כדי ליצור recordi בצורה הולמתאלקטרודות ng. לשבור בזהירות את סוף אלקטרודת זכוכית באמצעות מלקחיים תחת מיקרוסקופ לנתח כדי ליצור קצה האלקטרודה פתיחה שהוא רחב מספיק כדי לעטוף Sensillum היעד, אך קטן מספיק כדי להימנע ממגע עם מבנים שכנים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תחת מיקרוסקופ, מבחינה ויזואלית לזהות על ידי מורפולוגיה ומקם את sensilla / Sensillum היעד כדי להבטיח את דירות של הקלטת קצה. בעלי החיים Prep כדי לאפשר גישה חופשית לsensilla מזווית כניסת האלקטרודה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חרקים קרים מבוגרים להרדים במקפיא ב -20 ° C. למנוע נזק לתאי עצב היקפי על ידי חשיפה לטמפרטורות קרות. חותך רצועות צרות של קלטת צלופן עם סכין גילוח על שקופיות זכוכית. לשתק חרקים שלמים בשקופית זכוכית באמצעות רצועות צרות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס תיל טונגסטן חידד כימי לתוך בית חזה הגב או עין לשמש את האלקטרודה אדישה (קרקע). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלא אלקטרודת זכוכית נעשתה בשלב 3.1 עם פתרון מגרה של עניין. באמצעות מזרק הוכנס, למלא כובעillary מקצה משך להקהות סוף. גרור את כל בועות האוויר, מחזיק סוף הוריד. הכנס חוט כסף (chloriding אופציונאלי) לאלקטרודת הזכוכית נעשתה בשלב 3.1 לשמש הקלטה והאלקטרודה מגרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר אלקטרודות למגבר קדם שנועד להקלטות מsensilla chemoreceptive קשר בחרקים. מגבר קדם זה (300 הרץ-3 מסנן bandpass kHz) יפחית את הזמן להתיישב כדי ללכוד פעילות עצבית קרובה לגירוי הקדמה ככל האפשר. לאסוף, לאחסן ולנתח אותות חשמליים באמצעות מייקרו-מחשב מצויד בתוכנת הקלטת ספייק. הערה: הארקת הגדרת ההקלטה כראוי עשויים לשפר בצורה דרסטית יחס אות לרעש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעורר sensilla עם פתרון שליטה (אלקטרוליט בלבד) כדי להבטיח פונקציונליות. רוזן קוצים מתחילים 200 אלפיות שניים הבאים חפץ הגירוי לכל ההכנות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אופן אקראי את סדר הכימיקלים מבחן עבור כל הניסויים, למעט מחקרי מנה-תגובה,לחסל את ההטיה. ללימודי מנה-תגובה, לחשוף sensilla להגדלת ריכוזים של חומר כימי ניסיוני. לאפשר מינימום של 3 דקות בין גירויים כדי להבטיח התאוששות נאותה. הערה: דרישה זו עשויה להשתנות בהתאם לחרקים וsensilla. סף מוגדר כריכוז שבי שגיאה סטנדרטית אינה חופפת עם שגיאת התקן לריכוז הנמוך ביותר שנבדק. </li></ol> 4. בידוד RNA ורצף (איור 2) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את עלי RNase ללא הדוק שלבש על ידי קירור אותם על קרח יבש לפני עלי RNase ללא ליווי הרקמה disruption.Prepare שמתאימים צינורות כובע הצמד בחוזקה. שמור צינורות איסוף סגורים, אלא אם כן באופן פעיל לנתח כדי למנוע התעבות עודפת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות aspirator המסונן, מקום 30 עד 40 יתושים-הרדים קרים (15 שניות ב-20 ° C במקפיא) על במה קרה ולמיין לפי מין. בעלי חיים מקום מגבים בצד למטה, לתפוס כנפיים לא לפגוע נספחים טעם.</li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השימוש בשני זוגות מלקחיים עדינים, לנתח labella זיווג או טרסי מזכרים או נקבות תחת מיקרוסקופ לנתח ולהגביל את ההכללה של רקמות סמוכות. הערה: 500 labella לזווג תשואה של כ 800-1,000 ננוגרם של mRNA הכולל. 400 טרסי הבודד (5 מגזרים כל אחד) להניב 1,200-1,800 ננוגרם של mRNA הכולל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם זוג אחד של התנשמות-מלקחיים, קל לתפוס חוטם יתושים רק הפרוקסימלי לlabella חושף stylets הפנימי. באמצעות זוג אוסף-מלקחיים אחרים, להסיר labella ולהוסיף רקמה לצד שני של צינור איסוף קר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם זוג אחד של מלקחיים, קל לתפוס רגל יתוש בצומת של עצם השוק ומגזר tarsal הראשון. באמצעות זוג מלקחיים אחר, להסיר טרסי ולהוסיף רקמה לצד שני של צינור איסוף קר. הערה: קח בחשבון את סוגי התאים בממשק של רקמה רצתה ולא רצוי. אמנם חשוב להגביל את הכללת השכנה רקמה, זה חשוב לא פחות לא להשמיט חלקים מרקמה רצויה. Fiמדגם סופי חייב לייצג במדויק את כל האיבר של עניין. צור גבול מדויק עם המלקחיים האחיזה כך שמלקחי אוסף דווקא יכולים לשחרר על ידי גירוד או תופסים רק את הרקמה הרצויה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעת לעת, ספין למטה צינור איסוף בקצרה בצנטריפוגה C ° 0 ב9,000 XG לשמור רקמות בחלק תחתון של צינור. אם לחות מצטברת בצינורות איסוף במהלך נתיחה, להוסיף 50uL של מגיב Trizol הקר לכיסוי רקמה שנאספו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות סמן מעבדה אנטי כתם, באופן ברור לתייג מיליליטר RNase ללא אחד 1.5 להצמיד צינור כובע לכל סוג רקמה לאוסף. שימוש במתלת צינור 1.5 מיליליטר וחנקן נוזלי, להקפיא אז לטחון רקמות לאבקה דקה (חתיכות בסדר אם בTrizol). חזור פעם אחת. תביא נפח כולל של Trizol 1 מיליליטר ו resuspend רקמת קרקע על ידי vortexing. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוספת 200 ul של כלורופורם ומערבבים היטב. אחרי 5 דקות בטמפרטורת חדר, ספין למטה בצנטריפוגות ב 4 ° C ו11,000 XG במשך 15 דקות. זהירותלהוסיף שכבה מימית ישירות לעמודת מסנן הדנ&quot;א הגנומי. ספין למטה ב11,000 x ז במשך 5 דקות. הוספת נפח שווה של אתנול 70% RNase ללא לזרום דרך ומערבבים על ידי pipet. העבר את הנוזל לעמודת אוסף RNA ולהמשיך הפקת RNA להוראות שסופקו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לכמת ולהעריך את טוהר של RNA הכולל על ספקטרופוטומטר דיוק ולהמשיך בכל שיטת רצף RNA סטנדרטית. </li></ol> 5. כמותי RT-PCR אישור של RNA רצף (איור 3) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר גנים רבים ככל האפשר כדי להשוות רמות ביטוי גנים יחסי על פני טווח דינמי, הן בשפע רצף חזה ותפקוד גן chemosensory חזקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זוגות פריימר עיצוב עבור כל גן המטרה להגביר מוצר PCR 100-180 basepair ספציפי. תכלול ההגברה gDNA שאינו ספציפית על ידי הבטחת פריימר אחד לפחות לכל סט משתרע על פני גבול אינטרון. לחלופין, להשתמש בטיפול DNase כדי להפחית זיהום גנטי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אסוףרקמת חרקים כפי שתואר בסעיף קודם. לחשב כמה רקמות נדרש לספק מספיק RNA להשלים את כל תגובות qRT-PCR. הערה: בשלושה עותקים ביולוגיים ותגובות שלושה עותקים טכניים יספק ביטחון מרבי בתוצאות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחשב כימות גן יחסי כיעד X - (CT [היעד] -Ct [התייחסות]) עבור כל גן המטרה וממוצע לכל לשכפל, ביולוגי וטכני. השתמש בגן ​​משק (ים) לנרמל ערכי ה- CT בין משכפל ביולוגי ולעקור את היקף ציר Y בהשוואות של ביטוי יחסי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להעריך את הדמיון של RNA-seq ומערכי נתוני qRT-PCR באמצעות מבוסס רגרסיה, הליך bootstrap שקילות 9, איטרטיבי מיושם, לנתונים מכל רקמה. הערה: הליך זה מזהה את &quot;האזור של דמיון&quot; הקטן ביותר שניתן לבנות סביב נתוני RNA-seq וqRT-PCR שנצפו, ולאפשר ביטוי גנים היחסי כפי שהיא נמדדת על ידי qRT-PCR כדי להיחשב מבחינה סטטיסטית שווה ערך למדידה של ביטוי גנים יחסי על ידי RNA-seq. </li></ol>

<ol>
	<li>Klun, J. A., Khrimian, A., Debboun, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repellent+and+deterrent+effects+of+SS220,+picaridin,+and+DEET+suppress+human+blood+feeding+by+Aedes+aegypti,+Anopheles+stephensi,+and+Phlebotomus+papatasi.">Repellent and deterrent effects of SS220, picaridin, and DEET suppress human blood feeding by Aedes aegypti, Anopheles stephensi, and Phlebotomus papatasi.</a> J. Med. Entomol. 43 (1), 34-39 (2006).</li><li>Dickens, J. C., Bohbot, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mini+review:+Mode+of+action+of+mosquito+repellents.Pestic.">Mini review: Mode of action of mosquito repellents.Pestic.</a> Biochem. Physiol. 106 (3), 149-155 (2013).</li><li>Pitts, R. J., Rinker, D. C., Jones, P. L., Rokas, A., Zwiebel, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcriptome+profiling+of+chemosensory+appendages+in+the+malaria+vector+Anopheles+gambiae+reveals+tissue-+and+sex-specific+signatures+of+odor+coding.">Transcriptome profiling of chemosensory appendages in the malaria vector Anopheles gambiae reveals tissue- and sex-specific signatures of odor coding.</a> BMC Genomics. 12 (271), (2011).</li><li>Zhou, X., Slone, J. D., Rokas, A., Berger, S. L., Liebig, , et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phylogenetic+and+transcriptomic+analysis+of+chemosensory+receptors+in+a+pair+of+divergent+ant+species+reveals+sex-specific+signatures+of+odor+coding.">Phylogenetic and transcriptomic analysis of chemosensory receptors in a pair of divergent ant species reveals sex-specific signatures of odor coding.</a> PLOS Genet. 8 (8), e1002930 (2012).</li><li>Shiao, M., Fan, W., Fang, S., Lu, M. J., Kondo, R., Li, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcriptional+profiling+of+adult+Drosophila+antenna+by+high-throughput+sequencing.">Transcriptional profiling of adult Drosophila antenna by high-throughput sequencing.</a> Zoological Studies. 52 (42), (2013).</li><li>Bohbot, J., Pitts, R. J., Kwon, H. W., R&#252;tzler, M., Robertson, H. M., Zwiebel, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+characterization+of+the+Aedes+aegypti+odorant+receptor+gene+family.">Molecular characterization of the Aedes aegypti odorant receptor gene family.</a> Insect Mol. Biol. 16 (5), 525-537 (2007).</li><li>Kain, P., Boyle, S. M., Tharadra, S. K., Guda, T., Pham, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odour+receptors+and+neurons+for+DEET+and+new+insect+repellents.">Odour receptors and neurons for DEET and new insect repellents.</a> Nature. 502 (7472), 507-512 (2013).</li><li>Hodgson, E. S., Lettvin, J. Y., Roeder, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+physiology+of+a+primary+chemoreceptor+unit.">The physiology of a primary chemoreceptor unit.</a> Science. 122 (3166), 417-418 (1955).</li><li>Robinson, A. P., Duursma, R. A., Marshall, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+regression-based+equivalence+test+for+model+validation:+shifting+the+burden+of+proof.">A regression-based equivalence test for model validation: shifting the burden of proof.</a> Tree Physiol. 25 (7), 903-913 (2005).</li><li>Mortazavi, A., Williams, B. A., McCue, K., Schaeffer, L., Wold, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+and+quantifying+mammalian+transcriptomes+by+RNA-seq.">Mapping and quantifying mammalian transcriptomes by RNA-seq.</a> Nat. Methods. 5 (7), 621-628 (2008).</li><li>Trapnell, C., Williams, B. A., Pertea, G., Mortazavi, A., Kwan, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcript+assembly+and+quantification+by+RNA-seq+reveals+unannotated+transcripts+and+isoform+switching+during+cell+differentiation.">Transcript assembly and quantification by RNA-seq reveals unannotated transcripts and isoform switching during cell differentiation.</a> Nat. Biotechnol. 28 (5), 511-515 (2010).</li><li>Sanford, J. L., Shields, V. D. C., Dickens, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gustatory+receptor+neuron+responds+to+DEET+and+other+insect+repellents+in+the+yellow-fever+mosquito,+Aedes+aegypti.">Gustatory receptor neuron responds to DEET and other insect repellents in the yellow-fever mosquito, Aedes aegypti.</a> Naturwiss. 100 (3), 269-273 (2013).</li><li>Sparks, J. T., Vinyard, B. T., Dickens, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gustatory+receptor+expression+in+the+labella+and+tarsi+of+Aedes+aegypti.">Gustatory receptor expression in the labella and tarsi of Aedes aegypti.</a> Insect Biochem. Mol. Biol. 43 (12), 1161-1171 (2013).</li><li>Kent, L. B., Walden, K. K. O., Robertson, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Gr+family+of+candidate+gustatory+and+olfactory+receptors+in+the+yellow-fever+mosquito+Aedes+aegypti.">The Gr family of candidate gustatory and olfactory receptors in the yellow-fever mosquito Aedes aegypti.</a> Chem. Senses. 33 (1), 79-93 (2008).</li><li>Ramsk&#246;ld, D., Wang, E. T., Burge, C. B., Sandberg, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+abundance+of+ubiquitously+expressed+genes+revealed+by+tissue+transcriptome+sequence+data.">An abundance of ubiquitously expressed genes revealed by tissue transcriptome sequence data.</a> PLoS Comput. Biol. 5 (12), e1000598 (2009).</li><li>Wagner, G. P., Kin, K., Lynch, V. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+model+based+criterion+for+gene+expression+calls+using+RNA-seq+data.">A model based criterion for gene expression calls using RNA-seq data.</a> Theory Biosci. 132 (3), 159-164 (2013).</li><li>Hart, T., Komori, H. K., LaMere, S., Podshivalova, K., Salomon, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Finding+active+genes+in+deep+RNA-seq+gene+expression+studies.">Finding active genes in deep RNA-seq gene expression studies.</a> BMC Genomics. 14 (778), (2013).</li><li>Isono, K., Morita, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+and+cellular+designs+of+insect+taste+receptor+system.">Molecular and cellular designs of insect taste receptor system.</a> Front. Cellu. Neurosci. 4 (20), 1-16 (2010).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

ההיבט המאתגר ביותר של פוטנציאל פעולת הקלטה מsensilla התעורר אצל הוא להחליט איזה תגובות הם &quot;נורמלים&quot;. כאשר העסקת קצה Sensillum התעורר אצל אחת הקלטה בפעם הראשונה לניתנו מיני חרקים, מספר הכולל ורגישויות של תאי עצב קולט התעורר אצל (GRNs) הם סביר להניח לא ידוע. הקלטות ראשוניות ר?...

תרכובות כמו DEET, Picaridin, Citronellal וIR3535 הוכחו ביעילות להדוף יתושים, כולל Aedes וקטור מחלה החשוב aegypti 1,2. אנו רושמים פוטנציאל פעולה מתא עצב תחושתי הקשורים sensilla התעורר אצל ספציפי כדי לקבוע את התאים מעורבים עם דחיית יתושים. בשילוב עם רצף במורד הזרם של גנים המתבטאים ברקמות אלה, אנו עשויים לזהות את הגנים סביר להניח תיווך התגובות של תאים אלה כדי להקרין תרכובות חדשות ליכולות דחייה השתפרו. RNA-seq הוא כלי רב עוצמה, הופך סטנדרטי למעקב אחר שינויים של זמן ומרחב בביטוי גנים במהירות. RNA-seq ניתוחים של איברים chemosensory חרקים ואיברים שימשו לחשוף קולטנים מולקולריים בכמה מיני חרקים 3-5, שיפור משמעותי בגן מבוסס PCR קונבנציונלי חיפושים על ידי גן 6. חרקים מייצגים את מעמד בעלי החיים המגוון ביותר, מראשsenting הזדמנויות רבות ללמוד את הקשר בין גנים ופנוטיפים ייחודיים. טכנולוגית RNA-seq יכולה להיות מועסק על כל רקמת חרקים חיים. כמו כן, הקלטת אלקטרו מתאי חישה בתוך sensilla התעורר אצל uniporous ניתן להשיג במינים חרקים רבים ושונים. הזיווג של שתי הטכניקות הללו מאפשר לחוקרים כדי לצמצם גני הסט מעורבים בפנוטיפ chemosensory נצפה. מינים שונים יציגו אתגרים ספציפיים, אך עשוי להודיע ​​על הקשר בין גני קולט chemosensory והסתגלות chemosensory. הגודל והמורפולוגיה של sensilla chemosensory משתנה ועשוי לדרוש פתרון בעיות נרחבות בעת הקלטת פוטנציאל פעולה כדי להפחית את הרעש ולזהות אותות הדיר. ניתוחים של איברי chemosensory עשויים להיות טריוויאלי או עדין וזמן רב, בהתאם למורפולוגיה וגודל של החרק. שחזור של RNA באיכות גבוהה עשוי לדרוש כמה פתרון בעיות, כמו גם, כגון הימנעות פיגמנטים מסוימים במהלךאוסף רקמות. תוך שהם מפגינים את ההשפעות של תרכובות דוחה באמצעות ניסויים התנהגותיים הוא ישיר ואינפורמטיבי, גישה זו היא זמן אינטנסיבי ורחב ביחס למנגנון פעולה. אלקטרופיזיולוגיה בשילוב עם RNA-seq מאפשרת לניתוחים ספציפיים יותר של מה שמניע את התנהגויות הימנעות בחרקים. ברגע ש&quot; ארגז הכלים &quot;של אפליה כימית זוהה במיני חרקים, ניסיונות ספציפיים יותר על מנת לשפר את דוחי ידועים הם אפשריים. קולטנים וחלבונים הקשורים בתאי חישה אחראים להתנהגויות אלה עשויים לבוא לידי ביטוי heterologously להקרנה כימית ישירה. יתר על כן, הדמיה מולקולרית יכולה לנבא איזה כימיקלים יהיו לעורר תגובה חזקה מקולטנים אלה 7. תמונת המצב של כל הגנים הפעילים בקבוצה צרה של רקמות chemosensory יכול להיות גם שימושית בזיהוי גנים דומים במינים אחרים. באמצעות הומולוגיה ברצף וsi הביטויmilarities, חוקרים עלולים להיווצר סטים של קולטנים מולקולריים סביר להניח תיווך תגובות לדוחים שהם רחב אפקטיביים על חרקים. אנו מציגים את הפרוטוקול הבא כדי לעזור לחוקרים בפירוק מסלולי chemosensory חרקים ולשכנע יותר להתעמק neuroethology של אי-מודל וחרקים חשובים מבחינה כלכלית.

<table><tbody><tr><td>Glass capillary</td><td>A-M Systems</td><td>628000</td><td>Standard, 1.5 mm X 0.86 mm, 4&quot;</td></tr><tr><td>Silver wire</td><td>A-M Systems</td><td>7875</td><td>.015&quot; bare</td></tr><tr><td>Tungsten wire</td><td>Alfa Products</td><td>369</td><td>0.127 mm diameter</td></tr><tr><td>Fine forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252</td><td>#5SF Inox</td></tr><tr><td>Refridgerated stage</td><td>BioQuip Products</td><td>1429</td><td>Chill Table</td></tr><tr><td>Preamplifier</td><td>Syntech</td><td>Taste Probe</td><td>preamplifier</td></tr><tr><td>Software for electrophysiology</td><td>Syntech</td><td>Autospike</td><td>software for electrophysiology</td></tr><tr><td>TetraMin fish food</td><td>Tetra</td><td>Tropical fish food granules</td><td>fish food ground to fine powder</td></tr><tr><td>TRIzol</td><td>Life Technologies</td><td>15596-026</td><td>RNA isolation reagent</td></tr><tr><td>RNeasy Plus Mini Kit</td><td>Qiagen</td><td>74136</td><td>includes gDNA eliminator and RNeasy spin columns</td></tr><tr><td>Nanodrop spectrophotometer</td><td>Nano Drop Products</td><td>ND-1000</td><td>tabletop spectrometer</td></tr><tr><td>R statistics</td><td>freeware (created by Robert Gentleman and Ross Ihaka)</td><td>www.r-project.org</td><td>Use the lm function of the stats package and the equiv.boot function of the equivalence package in the R computing environment.</td></tr><tr><td>1.5 ml tube rack</td><td>Evergreen</td><td>240-6388-030</td><td>Pour liquid nitrogen into a few empty wells to freeze and grind tissue.</td></tr><tr><td>1.5 ml collection tubes with pestle</td><td>Grainger</td><td>6HAX6</td><td>RNase free</td></tr><tr><td>Centrifuge</td><td>Thermo Scientific</td><td>11178160</td><td>Spin down frozen tissue to keep at bottom of 1.5 ml tube.</td></tr><tr><td>Primer-BLAST Primer Designing tool</td><td>NCBI</td><td>n/a</td><td></td></tr></tbody></table>

physiological recordings and rna sequencing of the gustatory appendages of the yellow-fever mosquito aedes aegypti

Electrophysiological recording of action potentials from sensory neurons of mosquitoes provides investigators a glimpse into the chemical perception of these disease vectors. We have recently identified a bitter sensing neuron in the labellum of female Aedes aegypti that responds to DEET and other repellents, as well as bitter quinine, through direct electrophysiological investigation. These gustatory receptor neuron responses prompted our sequencing of total mRNA from both male and female labella and tarsi samples to elucidate the putative chemoreception genes expressed in these contact chemoreception tissues. Samples of tarsi were divided into pro-, meso- and metathoracic subtypes for both sexes. We then validated our dataset by conducting qRT-PCR on the same tissue samples and used statistical methods to compare results between the two methods. Studies addressing molecular function may now target specific genes to determine those involved in repellent perception by mosquitoes. These receptor pathways may be used to screen novel repellents towards disruption of host-seeking behavior to curb the spread of harmful viruses.

הקלטות שמץ של פוטנציאל פעולה מAe. sensilla התעורר אצל aegypti (איור 1) להדגים את היעילות של גירוי ישיר עם מגוון רחב של כימיקלים. טכניקה זו יכולה לשמש כדי לכמת את תגובות לכל גירוי כימי על ידי ספירת קוצים של משרעת ומשך נתון על פני טווח זמן סביר (בדרך כלל פחות מ -500...

Watch this Scientific Journal Video about Physiological Recordings and RNA Sequencing of the Gustatory Appendages of the Yellow-fever Mosquito Aedes aegypti at JoVE.com

Physiological Recordings and RNA Sequencing of the Gustatory Appendages of the Yellow-fever Mosquito Aedes aegypti

באמצעות שתי שיטות להערכת ביטוי גנים בנספחים התעוררו אצל הגדולים של Aedes aegypti, זיהינו הקבוצה של גני putatively בסיס התגובות עצביות לתרכובות מרות ודוחות, כפי שנקבע על ידי בדיקת אלקטרו.

הקלטות פיסיולוגיות וRNA רצף של האיברים התעוררו אצל של יתוש הקדחת הצהובה<em&gt; Aedes aegypti</em

Electrophysiological recording of action potentials from sensory neurons of mosquitoes provides investigators a glimpse into the chemical perception of ...

physiological-recordings-rna-sequencing-gustatory-appendages-yellow

Research

JoVE Journal

Biology

Physiological Recordings and RNA Sequencing of the Gustatory Appendages of the Yellow-fever Mosquito Aedes aegypti

8.0K Views.  United States Department of Agriculture.  באמצעות שתי שיטות להערכת ביטוי גנים בנספחים התעוררו אצל הגדולים של Aedes aegypti, זיהינו הקבוצה של גני putatively בסיס התגובות עצביות לתרכובות מרות ודוחות, כפי שנקבע על ידי בדיקת אלקטרו. 

Video: Physiological Recordings and RNA Sequencing of the Gustatory Appendages of the Yellow-fever Mosquito Aedes aegypti

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Sensillum הקלטות סינגל חרקים תסיסנית melanogaster ו אנופלס gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Neuroscience

Dissection of Midgut and Salivary Glands from Ae. aegypti Mosquitoes

The mosquito midgut and salivary glands are key entry and exit points for pathogens such as Plasmodium parasites and Dengue viruses. This video protocol demonstrates dissection techniques for removal of the midgut and salivary glands from Aedes aegypti mosquitoes. 



The mosquito midgut and salivary glands are key entry and exit points for vector pathogens like Plasmodium falciparum and the dengue virus. This video demonstrates the dissection techniques for removing the midgut and salivary glands from Aedes aegypti mosquitoes.

Dissection של בלוטות הרוק midgut ו מ AE. aegypti יתושים

The mosquito midgut and salivary glands are key entry and exit points for pathogens such as Plasmodium parasites and Dengue viruses. This video protocol ...

Using the GAL4-UAS System for Functional Genetics in Anopheles gambiae

The bipartite GAL4-UAS system is a versatile and powerful tool for functional genetic analysis. The essence of the system is to cross transgenic 'driver' lines that express the yeast transcription factor GAL4 in a tissue specific manner, with transgenic 'responder' lines carrying a candidate gene/RNA interference construct whose expression is controlled by Upstream Activation Sequences (UAS) that bind GAL4. In the ensuing progeny, the gene or silencing construct is thus expressed in a prescribed spatiotemporal manner, enabling the resultant phenotypes to be assayed and gene function inferred. The binary system enables flexibility in experimental approaches to screen phenotypes generated by transgene expression in multiple tissue-specific patterns, even if severe fitness costs are induced. We have adapted this system for Anopheles gambiae, the principal malaria vector in Africa.
In this article, we provide some of the common procedures used during GAL4-UAS analysis. We describe the An. gambiae GAL4-UAS lines already generated, as well as the cloning of new responder constructs for upregulation and RNAi knockdown. We specify a step by step guide for sexing of mosquito pupae to establish genetic crosses, that also includes screening progeny to follow inheritance of fluorescent gene markers that tag the driver and responder insertions. We also present a protocol for clearing An. gambiae embryos to study embryonic development. Finally, we introduce potential adaptions of the method to generate driver lines through CRISPR/Cas9 insertion of GAL4 downstream of target genes.

Using the GAL4-UAS System for Functional Genetics in Anopheles gambiae

The bipartite GAL4-UAS system is a versatile tool for modification of gene expression in a controlled spatiotemporal manner which permits functional genetic analysis in Anopheles gambiae. The procedures described for using this system are a semi-standardized cloning strategy, sexing and screening of pupae for fluorescent protein markers and embryo fixation.

שימוש במערכת GAL4-UAS לגנטיקה תפקודית בגמביה אנופלס

The bipartite GAL4-UAS system is a versatile and powerful tool for functional genetic analysis. The essence of the system is to cross transgenic 'driver' ...

Genetics

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the researcher to measure gustatory responses directly and quantitatively, reflecting the sensory input that the insect nervous system receives from taste stimuli in its environment. This protocol outlines all key steps in performing this technique. The critical steps in assembling an electrophysiology rig, such as selection of necessary equipment and a suitable environment for recording, are delineated. We also describe how to prepare for recording by making appropriate reference and recording electrodes, and tastant solutions. We describe in detail the method used for preparing the insect by insertion of a glass reference electrode into the fly in order to immobilize the proboscis. We show traces of the electrical impulses fired by taste neurons in response to a sugar and a bitter compound. Aspects of the protocol are technically challenging and we include an extensive description of some common technical challenges that may be encountered, such as lack of signal or excessive noise in the system, and potential solutions. The technique has limitations, such as the inability to deliver temporally complex stimuli, observe background firing immediately prior to stimulus delivery, or use water-insoluble taste compounds conveniently. Despite these limitations, this technique (including minor variations referenced in the protocol) is a standard, broadly accepted procedure for recording Drosophila neuronal responses to taste compounds.

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

This protocol describes extracellular recording of the action potential responses fired by labellar taste neurons in Drosophila.

הקלטת אלקטרו מ<em&gt; דרוזופילה</em&gt; Labellar טעם Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

New Methods to Study Gustatory Coding

The sense of taste allows animals to detect chemicals in the environment, giving rise to behaviors critical for survival. When Gustatory Receptor Neurons (GRNs) detect tastant molecules, they encode information about the identity and concentration of the tastant as patterns of electrical activity that then propagate to follower neurons in the brain. These patterns constitute internal representations of the tastant, which then allow the animal to select actions and form memories. The use of relatively simple animal models has been a powerful tool to study basic principles in sensory coding. Here, we propose three new methods to study gustatory coding using the moth Manduca sexta. First, we present a dissection procedure for exposing the maxillary nerves and the subesophageal zone (SEZ), allowing recording of the activity of GRNs from their axons. Second, we describe the use of extracellular electrodes to record the activity of multiple GRNs by placing tetrode wires directly into the maxillary nerve. Third, we present a new system for delivering and monitoring, with high temporal precision, pulses of different tastants. These methods allow the characterization of neuronal responses in vivo directly from GRNs before, during and after tastants are delivered. We provide examples of voltage traces recorded from multiple GRNs, and present an example of how a spike sorting technique can be applied to the data to identify the responses of individual neurons. Finally, to validate our recording approach, we compare extracellular recordings obtained from GRNs with tetrodes to intracellular recordings obtained with sharp glass electrodes.

We present three new methods to study gustatory coding. Using a simple animal, the moth Manduca sexta (Manduca), we describe a dissection protocol, the use of extracellular tetrodes to record the activity of multiple gustatory receptor neurons, and a system for delivering and monitoring precisely timed pulses of tastants.

שיטות חדשות לחקר קידוד גוסטוריאלי

The sense of taste allows animals to detect chemicals in the environment, giving rise to behaviors critical for survival. When Gustatory Receptor Neurons ...

Feeding and Quantifying Animal-Derived Blood and Artificial Meals in Aedes aegypti Mosquitoes

Females of certain mosquito species can spread diseases while biting vertebrate hosts to obtain protein-rich blood meals required for egg development. In the laboratory, researchers can deliver animal-derived and artificial blood meals to mosquitoes via membrane feeders, which allow for manipulation of meal composition. Here, we present methods for feeding blood and artificial blood meals to Aedes aegypti mosquitoes and quantifying the volume consumed by individual females.
Targeted feeding and quantification of artificial/blood meals have broad uses, including testing the effects of meal components on mosquito behavior and physiology, delivering pharmacological compounds without injection, and infecting mosquitoes with specific pathogens. Adding fluorescein dye to the meal prior to feeding allows for subsequent meal size quantification. The meal volume consumed by mosquitoes can be measured either by weight, if the females are to be used later for behavioral experiments, or by homogenizing individual females in 96-well plates and measuring fluorescence levels using a plate reader as an endpoint assay. Meal size quantification can be used to determine whether changing the meal components alters the meal volume ingested or if meal consumption differs between mosquito strains. Precise meal size quantification is also critical for downstream assays, such as those measuring effects on host attraction or fecundity. The methods presented here can be further adapted to track meal digestion over the course of days or to include multiple distinguishable markers added to different meals (like nectar and blood) to quantify the consumption of each meal by a single mosquito.
These methods allow researchers to singlehandedly perform high-throughput measurements to compare the meal volume consumed by hundreds of individual mosquitoes. These tools will therefore be broadly useful to the community of mosquito researchers for answering diverse biological questions.

Feeding and Quantifying Animal-Derived Blood and Artificial Meals in Aedes aegypti Mosquitoes

The goal of this protocol is to deliver animal-derived and artificial blood meals to Aedes aegypti mosquitoes through an artificial membrane feeder and precisely quantify the volume of meal ingested.

האכלה וכימות של דם שמקורו בבעלי חיים וארוחות מלאכותיות יתושים Aedes aegypti

Females of certain mosquito species can spread diseases while biting vertebrate hosts to obtain protein-rich blood meals required for egg development. In ...

Immunology and Infection

Heterologous Expression and Functional Analysis of Aedes aegypti Odorant Receptors to Human Odors in Xenopus Oocytes

The mosquito Aedes aegypti (Linnaeus), a vector of many important human diseases including yellow fever, dengue fever and Zika fever, shows a strong preference for human hosts over other warm-blooded animals for blood meals. Olfactory cues play a critical role for mosquitoes as they explore their environment and seek a human host to obtain blood meals, thus transmitting human diseases. Odorant receptors (ORs) expressed in the olfactory sensory neurons are known to be responsible for the interaction of mosquito vectors with human odors. To gain deeper insights into Ae. aegypti&#8217;s olfactory physiology and investigate their interactions with humans at the molecular level, we used an optimized protocol of Xenopus Oocytes heterologous expression to functionally analyze Ae. aegypti odorant receptors in response to human odors. Three example experiments are presented: 1) Cloning and synthesizing cRNAs of ORs and odorant receptor co-receptor&#160;(Orco) from four to six days old Ae. aegypti antennae; 2) Microinjection and expression of ORs and Orco in Xenopus oocytes; and 3) Whole-cell current recording from Xenopus oocytes expressing mosquito ORs/Orco with a two-electrode voltage-clamp. These optimized procedures provide a new way for researchers to investigate human odor reception in Aedes mosquitoes and reveal the underlying mechanisms governing their host-seeking activity at a molecular level.

<meta charset="utf8"></head><body>ביטוי הטרולוגי וניתוח פונקציונלי של קולטני ריח Aedes aegypti לריחות אנושיים בביציות Xenopus

A protocol is presented that functionally characterizes mosquito ORs in response to human odors using a Xenopus oocyte expression system coupled with a two-electrode voltage clamp, providing a powerful new technique for exploring the responses of mosquitoes ORs to exposure to human odors.

ביטוי הטרולוגי וניתוח פונקציונלי של קולטני ריח Aedes aegypti לריחות אנושיים בביציות Xenopus

The mosquito Aedes aegypti (Linnaeus), a vector of many important human diseases including yellow fever, dengue fever and Zika fever, shows a strong ...

An Experimental and Bioinformatics Protocol for RNA-seq Analyses of Photoperiodic Diapause in the Asian Tiger Mosquito, Aedes albopictus

Photoperiodic diapause is an important adaptation that allows individuals to escape harsh seasonal environments via a series of physiological changes, most notably developmental arrest and reduced metabolism. Global gene expression profiling via RNA-Seq can provide important insights into the transcriptional mechanisms of photoperiodic diapause. The Asian tiger mosquito, Aedes albopictus, is an outstanding organism for studying the transcriptional bases of diapause due to its ease of rearing, easily induced diapause, and the genomic resources available. This manuscript presents a general experimental workflow for identifying diapause-induced transcriptional differences in A. albopictus. Rearing techniques, conditions necessary to induce diapause and non-diapause development, methods to estimate percent diapause in a population, and RNA extraction and integrity assessment for mosquitoes are documented. A workflow to process RNA-Seq data from Illumina sequencers culminates in a list of differentially expressed genes. The representative results demonstrate that this protocol can be used to effectively identify genes differentially regulated at the transcriptional level in A. albopictus due to photoperiodic differences. With modest adjustments, this workflow can be readily adapted to study the transcriptional bases of diapause or other important life history traits in other mosquitoes.

An Experimental and Bioinformatics Protocol for RNA-seq Analyses of Photoperiodic Diapause in the Asian Tiger Mosquito, Aedes albopictus

RNA-Seq analyses are becoming increasingly important for identifying the molecular underpinnings of adaptive traits in non-model organisms. Here, a protocol to identify differentially expressed genes between diapause and non-diapause Aedes albopictus mosquitoes is described, from mosquito rearing, to RNA sequencing and bioinformatics analyses of RNA-Seq data.

ניסיוני וביואינפורמטיקה פרוטוקול לניתוח RNA-seq של Photoperiodic דיאפאוזה באסיה טייגר נגד יתושים,<em&gt; אדס המפוספס</em

Photoperiodic diapause is an important adaptation that allows individuals to escape harsh seasonal environments via a series of physiological changes, ...

A Step-by-Step Guide to Mosquito Electroantennography

Female mosquitoes are the deadliest animals on earth, claiming the lives of more than 1 million people every year due to pathogens they transmit when acquiring a blood-meal. To locate a host to feed on, mosquitoes rely on a wide range of sensory cues, including visual, mechanical, thermal, and olfactory. The study details a technique, electroantennography (EAG), that allows researchers to assess whether the mosquitoes can detect individual chemicals and blends of chemicals in a concentration-dependent manner. When coupled with gas-chromatography (GC-EAG), this technique allows to expose the antennae to a full headspace/complex mixture and determines which chemicals present in the sample of interest, the mosquito can detect. This is applicable to host body odors as well as plant floral bouquets or other ecologically relevant odors (e.g., oviposition sites odorants). Here, we described a protocol that permits long durations of preparation responsiveness time and is applicable to both female and male mosquitoes from multiple genera, including Aedes, Culex, Anopheles, and Toxorhynchites mosquitoes. As olfaction plays a major part in mosquito-host interactions and mosquito biology in general, EAGs and GC-EAG can reveal compounds of interest for the development of new disease vector control strategies (e.g., baits). Complemented with behavioral assays, the valence (e.g., attractant, repellent) of each chemical can be determined.

The present article details a step-by-step protocol for successful and low noise electroantennograms in several genera of mosquitoes, including both females and males.

מדריך שלב אחר שלב לאלקטרואנטנוגרפיה של יתושים

Female mosquitoes are the deadliest animals on earth, claiming the lives of more than 1 million people every year due to pathogens they transmit when ...

הקלטות פיסיולוגיות וRNA רצף של האיברים התעוררו אצל של יתוש הקדחת הצהובה

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

Sensillum הקלטות סינגל חרקים תסיסנית melanogaster ו אנופלס gambiae

Dissection של בלוטות הרוק midgut ו מ AE. aegypti יתושים

שימוש במערכת GAL4-UAS לגנטיקה תפקודית בגמביה אנופלס

הקלטת אלקטרו מ

שיטות חדשות לחקר קידוד גוסטוריאלי

האכלה וכימות של דם שמקורו בבעלי חיים וארוחות מלאכותיות יתושים Aedes aegypti

ביטוי הטרולוגי וניתוח פונקציונלי של קולטני ריח Aedes aegypti לריחות אנושיים בביציות Xenopus

ביטוי הטרולוגי וניתוח פונקציונלי של קולטני ריח Aedes aegypti לריחות אנושיים בביציות Xenopus

ניסיוני וביואינפורמטיקה פרוטוקול לניתוח RNA-seq של Photoperiodic דיאפאוזה באסיה טייגר נגד יתושים,

מדריך שלב אחר שלב לאלקטרואנטנוגרפיה של יתושים