This work was supported by NIH R01 EY020533, WSU Startup Fund, and RPB grants.

הצהרת אתיקה: נהלים כרוכים בנושאי בעלי חיים אושרו על ידי הוועדה המוסדית הטיפול בבעלי חיים והשימוש (IACUC) באוניברסיטה וויין סטייט. 1. הכנת פתרון ניסויי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את הפתרון לנתח 1 יום 1 בשבוע שלפני הניסוי בפועל. השתמש בפתרון חיץ HEPES לנתיחה רשתית בגלל יכולת החציצה החזקה שלה בטמפרטורות נמוכות יותר 16. מערבבים את כל החומרים הכימיים כדלקמן (מ&quot;מ): 115 NaCl, 2.5 KCl, 2.5 CaCl 2, 1.0 MgCl 2, 10 HEPES, גלוקוז 28. התאם ל- pH 7.4 עם NaOH. שמור את הפתרון במקרר עד השבוע 1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתרון ההקלטה הוא המדיום &#39;איימס, שהוא נוזל מוחי מלאכותי השדרה (aCSF) המיועד להכנות רשתית 17. מהיום ליום של הניסוי, לשקול את האבקה &quot;איימס (4.4 גר &#39;לפתרון 500 מיליליטר) בצינור. כמו כן, לשקול את NaHCO 3 (0.95 גר &#39;ל -500 מיליליטר פתרון) ומערבבים עםהאבקה &#39;mes. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את פתרון פיפטה תאית עבור הקלטות מהדק תיקון מהיום ליום של הניסוי. מערבבים את כל החומרים הכימיים כדלקמן (מ&quot;מ): 111 K-גלוקונאט, 1.0 CaCl 2, 10 HEPES, 1.1 EGTA, 10 NaCl, 1.0 MgCl 2, 5 ATP-Mg, ו1.0 GTP-Na. התאם ל- pH 7.2 עם KOH. סנן את פתרון פיפטה עם מסנן מזרק קונבנציונלי. הפוך ~ 500 aliquots μl ולאחסן אותם במקפיא או במקפיא עמוק. </li></ol> 2. הכנה ליום של ניסוי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בלילה שלפני הניסוי, למקם את עכבר בכלוב (C57BL / 6J או רקע דומה, 4-8 שבועות, זכר) בחלל חשוך לO / N הסתגלות כהה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנה לנתיחה: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלא לנתח פתרון (100 - 200 מיליליטר) בכוס זכוכית, מניח אותו על קרח, ואת הבועה עם חמצן במשך לפחות 10 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התחל חמצון של התיבה הכהה לאחסון הכנת רשתית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן coverslips פלסטיק עם פסי שומן מחדשהכנות פרוסה tinal ולמקם כל אחד מהם בצלחת פלסטיק 35 מ&quot;מ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף סכין גילוח חדש למסוק (מבצעה רקמה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותך קרום מסנן לשני חצאים. זה מיועד לחיתוך ברשתית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יישר את הכלים לנתח וטפטפות העברה ליד מיקרוסקופ לנתח. אזור העבודה חייב להיות מאורגן היטב, כך שכל כלי ניתן לגשת בקלות בחושך. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנה להקלטות מהדק תיקון: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפזר האבקה &#39;איימס וNaHCO 3 במים מזוקקים (איימס 4.4 g וNaHCO 3 0.95g / 500 מיליליטר DDH 2 O). בינוני הבועה &#39;איימס מעורב חמצן (O 95% CO 2 ו- 5% 2) לפחות 30 דקות בזמן חימום לרמת טמפרטורת הקלטה (~ 35 ° C). התאם את ה- pH 7.4 עם NaHCO 3 ועדיין מבעבעים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להפשיר את פתרון פיפטה הפנימי במהלך הניתוח. לאחר שהפשיר, להוסיף 0.01% sulforhodamine B עבור מכתים תאיים. </li></ol></li></ol> 3. הרשתית Dissection <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחדר חשוך, להרדים את העכבר באמצעות פחמן דו חמצני וחזה אוויר דו-צדדי. לאחר 2-3 דקות של שימוש בפחמן דו חמצני, העכבר יאבד את הכרתו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר סמן העכבר כבר לא מגיב לקמצוץ זנב, enucleate במהירות את העיניים ומניחים אותם בפתרון לנתח קר בצלחת פלסטיק. בצע את pneumothorax דו-צדדי, כדי להבטיח את מותו של בעל החיים. מהירות לאחסן את העיניים בצלחת בתיבה הכהה. השתמש בצופת אינפרא אדום לנהל את ההליך בחושך. הערה: לחלופין, isoflurane, עריפת ראש, או נקע בצוואר הרחם יכולה לשמש להמתת חסד. השיטה של ​​המתת חסד צריכה לעקוב אחר ההנחיות של המכון הלאומי לבריאות (NIH) ו / או ועדת הטיפול ושימוש בבעלי חיים המוסדיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחדר חשוך, להתאים את מיקרוסקופ לנתח ותאורת אינפרא אדום. מתחת למיקרוסקופ, להעביר עין מהמנה שלה לתוך צלחת פלסטיק 10 סנטימטרים wה- i הפתרון לנתח המקורר. ברציפות חמצן בועה דרך צינורות שהונח על החלק התחתון של צלחת הפלסטיק. התאם את נפח הזרימה כך שזה לא נמוך מדי, אבל לוודא שהוא לא גבוה מספיק כדי להפריע לנתיחה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קרנית ועדשת ההסרה: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עושה חתך בחלק העליון של הקרנית עם סכין מיקרו-כירורגית. מחזיק את עצב הראייה בקצה השני של גלגל העין מונע את העין לנוע. להאריך את החתך באמצעות מספריים כירורגית. חותך את הקרנית עם כמה לובן העין סביבו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפוס את העדשה עם מלקחיים עדינים ולשלוף את העדשה באיטיות. אם הזגוגית דביקה מדי כדי להסיר את העדשה, לחתוך את הזגוגית עם זוג מספריים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שעיני הכוס הוא עשה, בעדינות לשפוך פתרון קר, חומץ לנתח לעיינית עם טפטפת העברה קטן. הערה: גלגל העין מתפחסת במהירות לאחר מבצעים חתך בקרנית. חשוב לשמור על הצורה של עין כעיוות עין במהלך פרו זהcedure יפגע הרשתית ולגרום להיפרדות רשתית. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זיהוי הצדדים גב וגחון של הרשתית: הערה: בגלל חלוקה לא שווה של ירוק והסגול (UV) קונוסים 18, זיהוי אזור ברשתית ספציפי חשוב להקלטות תגובת אור. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את הקו הולך על פני כוס עין הרשתית עוברת ליד ראש עצב הראייה. קו זה עובר ברובו מעבר לצד הגחוני של עצב הראייה; הצד כולל את עצב הראייה הוא צד הגב, ואילו השני הוא הגחון 19. ראה אתר זה בבירור תחת צופים אינפרא אדום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בהתאם לצורך הניסוי, לעשות חתך בצד המיותר. זה יהיה שימושי לאחר שבודד הרשתית מכוס עין. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסרת זגוגית: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחלופין, דגירה עין-הכוס עם hyaluronidase (0.5 מ&quot;ג / מיליליטר) במשך 15 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את הזגוגית עם מלקחיים נוספים-בסדר. הזגוגית היא בעיקרמצורף בתחתית והקצה החיצוני של העין-הכוס. בעדינות להסיר אותו בלי לגעת או דוקרים את הרשתית. כזגוגית עשויה להיות קשורה באופן הדוק לעיינית, להסיר בעדינות כדי למנוע היפרדות רשתית מהעין-הכוס. תמשיך למשוך עד אין מתח מורגש. הערה: שלב זה הוא חשוב במיוחד עבור לנתח רשתית העכבר; עם זאת, זה לא בעיה עבור הרשתיות של מינים אחרים כגון עכברים או סלמנדרה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבודד את הרשתית מהעין-הכוס. תפוס את לובן העין ובעדינות לקלף את הרשתית באמצעות הישבן של מלקחיים. הערה: Whole-Mount הכנות רשתית יכולה להיות עשויה מהרשתית המבודדת. הפוך 03:57 קיצוצים בקצוות ולשטח את הרשתית, או לחתוך את הרשתית למספר חלקים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חתוך את הרשתית וזורקים את המחצית המיותרת של הרשתית (שלב 3.5). באותה צלחת פלסטיק, לחתוך את הרשתית שנותרה לשני חלקים. לכל פיסה של הרשתית, לחתוך את הקצוות כדי להפוך אתלוח רשתית, וחתוך את הקצוות מתקפלים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבר את לוח רשתית על צלחת זכוכית בעזרת פיפטה גדולה העברה (~ 2 מיליליטר). להתחנף הפתרון העודף עם טפטפת קטן, להשתמש בפיסת נייר סינון כדי לשטח את הלוח, ולאחר מכן למקם במהירות חתיכת קרום המסנן על גבי הרקמה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת פיפטה העברה קטנה, במקום ירידה של ביתור פתרון בקרום המסנן. חכה ~ 15 שניות עד הפתרון משתרע על פני הקרום. במהלך תקופה זו, רקמת הרשתית תדבק קרום המסנן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יוצקים פתרון לנתח קר יותר מתחת ומסביב למסנן. רקמת הרשתית עם קרום המסנן תצוף. תפוס את הקרום המסנן עם מלקחיים ומניח אותו בתא החיתוך. יוצקים לנתח פתרון על הרקמה, ולאחסן את ההכנה בתיבה הכהה. הערה: ההליך המתואר כאן הוא קריטי. חשוב לבצע את הפעולות הבאות במהירות על מנת להבטיח כי מקלות רקמת רשתית לmem המסנן<html> brane ולא להתייבש. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות מסוק, לחתוך את רקמת הרשתית לפרוסות. סביב 200 מיקרומטר עובי אפשרי ללימודי מהדק תיקון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים coverslip פלסטיק עם פסי שומן בתא החיתוך. העבר את פרוסת רשתית על גבי מסילות השומן על coverslip פלסטיק. סובב את הפרוסה 90 מעלות כך שהסעיף הרוחבי גלוי. לחץ על קרום המסנן כלפי מטה על coverslip, אז, לכסות את הצדדים של נייר הסינון עם גריז. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחרי פרוסה היא משותקת על coverslip פלסטיק, לתפוס את coverslip ולהעביר אותו לצלחת פלסטיק 35 מ&quot;מ. יוצקים פתרון לנתח קר על הכנת הרשתית ולהטביע את ההכנה. אחסן כל מנה בתיבה הכהה, שאמור להיות מחומצן ברציפות. הערה: כל ההליך צריך להיעשות בזהירות, כדי שקרום הסינון אינו מעוות. אחרת, פרוסת הרשתית בקלות מפרידה מן קרום המסנן. </li></ol></li></ol>ss = &quot;jove_title&quot;&gt; 4. הצמד תיקון הקלטות מרשתית Slice הכנה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הקלטת הכנה: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ראש צינורות זלוף עם המדיום &#39;איימס. לאפשר לכל הבועות כדי לעבור בעת מילוי צינורות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך טפטפות הקלטת מהדק תיקון עם חולץ. כדי למלא את פיפטה עם פתרון פיפטה, לטבול בישבן של פיפטה דקות 1 עד קצה פיפטה backfilled. בשלב הבא, למלא ~ 1/3 של פיפטה באמצעות מילוי מיקרו-פיפטה. אחסן כל פיפטה בתיבת פיפטה לחה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את הציוד להקלטות מהדק תיקון; כולל מחשב, מגבר, מצלמת CCD, ומיקרוסקופ. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לכבות את האור בחדר. הנח הכנת פרוסה רשתית על תא הבמה מיקרוסקופ באמצעות צופה אינפרא אדום. אחרי זה הוא משותק, להתחיל זלוף הרציף. הגדר את טמפרטורת זלוף ב33-37 מעלות צלזיוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הצג את פני השטח הפרוסה עם מצלמת CCD. להתמקד במיקום היעד שבו ce היעדסוגי ll מתגוררים. בחר תא בריא למראה להקלטת מהדק תיקון (כלומר, זה צריך להיות משטח מראה חלק וצורת תא טובה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח פיפטה הקלטה במחזיק פיפטה. לקדם את פיפטה להכנת פרוסה. כשהיא קרובה להכנת פרוסה (~ 2 מ&quot;מ מעל), למצוא את הקצה של פיפטה עם מיקרוסקופ. ברגע שקצה פיפטה גלוי מתחת למיקרוסקופ, להזיז את הקצה מטה לכיוון תא המטרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את המגבר. התאם את פיפטה ב0 mV / 0 הרשות הפלסטינית (איפוס) ולהתחיל דופק חשמלי רציף של ~ 5 mV ב ~ 10 Hz. בדוק את התנגדות פיפטה; התנגדות אידיאלית היא בין 5 ל 10 MΩ עבור רוב נוירונים ברשתית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התחל נשיפה מהקצה. השתמש בשופר, או להשתמש במזרק, להפעיל לחץ חיובי כאשר פיפטה טובלת לתוך פתרון האמבטיה. ברציפות לכבות את הפתרון הפנימי עד הקצה הוא על פני השטח של תא המטרה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר הלחץ החיובי עושה גומה קטנה על הפני תא דואר, לקדם את הקצה מעט ולהפסיק נשיפה. בדוק את התנגדות פיפטה, אשר אמור להגדיל. אם הוא עולה בהתמדה, להשאיר אותו ולפקח על ההתנגדות עד שהוא מגיע&gt; GΩ 1 (gigaseal). אם ההתנגדות אינה מעלה באופן ספונטני, בעדינות להפעיל לחץ שלילי עד שהוא הופך gigaseal. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר gigaseal מושגת, לשנות את פוטנציאל החזקה ל-70 mV. לאחר מכן, לסירוגין להפעיל לחץ שלילי להתפקע הקרום בתוך קצה פיפטה. כאשר התצורה כל התא מורכב, התנגדות פיפטה יכולה להיות בין 500 MΩ וGΩ 1, ונוכחי קיבולי נראה. לפעמים ניתן לראות זרמי postsynaptic ספונטניים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשום את מערכת היחסים IV מ-80 ל+40 mV. סוגים שונים של ערוצי מתח מגודרת מופעלים בהתאם לסוג התא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שיא אור עורר זרמים או מתחים הסינפטי. </li></ol>

<ol>
	<li>Werblin, F. S., Dowling, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization+of+the+retina+of+the+mudpuppy,+Necturus+maculosus+II.+Intracellular+recording.">Organization of the retina of the mudpuppy, Necturus maculosus II. Intracellular recording.</a> J Neurophysiol. 32 (3), 339-355 (1969).</li><li>Sakmann, B., Neher, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patch+clamp+techniques+for+studying+ionic+channels+in+excitable+membranes.">Patch clamp techniques for studying ionic channels in excitable membranes.</a> Annu Rev Physiol. 46, 455-472 (1984).</li><li>Lukasiewicz, P., Werblin, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+slowly+inactivating+potassium+current+truncates+spike+activity+in+ganglion+cells+of+the+tiger+salamander+retina.">A slowly inactivating potassium current truncates spike activity in ganglion cells of the tiger salamander retina.</a> J Neurosci. 8 (12), 4470-4481 (1988).</li><li>Kaneko, A., Tachibana, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+L-glutamate+on+the+anomalous+rectifier+potassium+current+in+horizontal+cells+of+Carassius+auratus+retina.">Effects of L-glutamate on the anomalous rectifier potassium current in horizontal cells of Carassius auratus retina.</a> J Physiol. 358, 169-182 (1985).</li><li>Kamermans, M., Werblin, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GABA-mediated+positive+autofeedback+loop+controls+horizontal+cell+kinetics+in+tiger+salamander+retina.">GABA-mediated positive autofeedback loop controls horizontal cell kinetics in tiger salamander retina.</a> J Neurosci. 12 (7), 2451-2463 (1992).</li><li>Cook, P. B., McReynolds, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lateral+inhibition+in+the+inner+retina+is+important+for+spatial+tuning+of+ganglion+cells.">Lateral inhibition in the inner retina is important for spatial tuning of ganglion cells.</a> Nat Neurosci. 1 (8), 714-719 (1998).</li><li>Pang, J. J., Gao, F., Wu , J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light-evoked+current+responses+in+rod+bipolar+cells,+cone+depolarizing+bipolar+cells+and+AII+amacrine+cells+in+dark-adapted+mouse+retina.">Light-evoked current responses in rod bipolar cells, cone depolarizing bipolar cells and AII amacrine cells in dark-adapted mouse retina.</a> J Physiol. 558 (Pt. 558 (Pt 3), 897-912 (2004).</li><li>Euler, T., Masland , R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light-evoked+responses+of+bipolar+cells+in+a+mammalian+retina).">Light-evoked responses of bipolar cells in a mammalian retina).</a> J Neurophysiol. 83 (4), 1817-1829 (2000).</li><li>Berntson, A., Taylor , W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Response+characteristics+and+receptive+field+widths+of+on-bipolar+cells+in+the+mouse+retina.">Response characteristics and receptive field widths of on-bipolar cells in the mouse retina.</a> J Physiol. 524 Pt. 524 (Pt 3), 879-889 (2000).</li><li>Sterling, P., Smith, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Design+for+a+binary+synapse.">Design for a binary synapse.</a> Neuron. 41 (3), 313-315 (2004).</li><li>Borghuis, B. G., Marvin, J. S., Looger, L. L., Demb, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+imaging+of+nonlinear+glutamate+release+dynamics+at+bipolar+cell+synapses+in+the+mouse+retina.">Two-photon imaging of nonlinear glutamate release dynamics at bipolar cell synapses in the mouse retina.</a> J Neurosci. 33 (27), 10972-10985 (2013).</li><li>Dowling, J. E., Sidman, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inherited+retinal+dystrophy+in+the+rat.">Inherited retinal dystrophy in the rat.</a> J Cell Biol. 14, 73-109 (1962).</li><li>Eggers, E. D., Lukasiewicz, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GABA(A),+GABA(C)+and+glycine+receptor-mediated+inhibition+differentially+affects+light-evoked+signalling+from+mouse+retinal+rod+bipolar+cells.">GABA(A), GABA(C) and glycine receptor-mediated inhibition differentially affects light-evoked signalling from mouse retinal rod bipolar cells.</a> J Physiol. 572 (Pt 1), 215-225 (2006).</li><li>Ichinose, T., Lukasiewicz, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+mode+of+retinal+presynaptic+inhibition+switches+with+light+intensity).">The mode of retinal presynaptic inhibition switches with light intensity).</a> J Neurosci. 32 (13), 4360-4371 (2012).</li><li>Ichinose, T., Fyk-Kolodziej, B., Cohn, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Roles+of+ON+cone+bipolar+cell+subtypes+in+temporal+coding+in+the+mouse+retina.">Roles of ON cone bipolar cell subtypes in temporal coding in the mouse retina.</a> J Neurosci. 34 (26), 8761-8771 (2014).</li><li>Baicu, S. C., Taylor, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acid-base+buffering+in+organ+preservation+solutions+as+a+function+of+temperature:+new+parameters+for+comparing+buffer+capacity+and+efficiency.">Acid-base buffering in organ preservation solutions as a function of temperature: new parameters for comparing buffer capacity and efficiency.</a> Cryobiology. 45 (1), 33-48 (2002).</li><li>Ames, A., Nesbett, F. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+retina+as+an+experimental+model+of+the+central+nervous+system.">In vitro retina as an experimental model of the central nervous system.</a> J Neurochem. 37 (4), 867-877 (1981).</li><li>Haverkamp, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+primordial,+blue-cone+color+system+of+the+mouse+retina.">The primordial, blue-cone color system of the mouse retina.</a> J Neurosci. 25 (22), 5438-5445 (2005).</li><li>Wei, W., Elstrott, J., Feller, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+targeted+recording+of+GFP-expressing+neurons+for+light+responses+and+live-cell+imaging+in+the+mouse+retina.">Two-photon targeted recording of GFP-expressing neurons for light responses and live-cell imaging in the mouse retina.</a> Nat Protoc. 5 (7), 1347-1352 (2010).</li><li>Farre, C. G., M Bruggemann, A., Fertig, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ion+channel+screening+-+automated+patch+clamp+on+the+rise.">Ion channel screening - automated patch clamp on the rise.</a> Drug discovery today. Technologies. 5 (1), e1-e34 (2008).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Good recordings can only be achieved with good retinal preparations and well-designed patch clamp setups. Although all the steps described above are important, the discussion highlights some critical steps both for the dissection and recordings. 
For dissection, two things are especially important: cooling and oxygenation. After enucleating the eye, quickly remove the front part of the eye in a dissecting chamber with oxygen-bubbled, cooled dissecting solution, and pour cold solution into the ...

The retina is one of the unique parts of the nervous system. As an accessible part of the brain, its synaptic architecture has been well characterized. In addition, the functions of this neural network can be examined with a physiological stimulus: light. If the retinal tissue is isolated in a dark room with appropriate procedures, neurons in the tissue will respond to light. This preparation has been used to study visual signal processing and elucidate various synaptic mechanisms and neural network functions, as well as disease mechanisms. 
Light responses in retinal neurons have been recorded for decades. Early studies used sharp electrodes to make intracellular recordings from mudpuppy retinal neurons1. In the 1980s, the patch clamp technique was invented2, and soon became a popular method among vision researchers3,4. Single cell recordings from lower vertebrates, including mudpuppy and fish retinal neurons, were popular methods that contributed to the elucidation of visual signal processing mechanisms5,6. 
After genetic mutation techniques were developed, the mouse retina became a more popular model for vision researchers7-9. The mammalian retina is more attractive than that of lower vertebrates because it is evolutionarily closer to the human retina, and there is an opportunity to use disease models. However, mouse retinal cells are small and fragile10, and making retinal preparations and conducting patch clamp recordings in a dark room is challenging. As technology has improved, diverse approaches have become available to study visual signaling mechanisms such as imaging studies11 and the electroretinogram (ERG)12. Nevertheless, single cell recording with the patch clamp method is still important because it is highly temporally and spatially sensitive compared to other methods. Therefore, we have continuously conducted patch clamp recordings and improved our methods to investigate visual signal processing in mouse retinal slice preparations13-15.
In this video tutorial, the protocols are presented with important tips. Good recordings can only be achieved with good preparation. Practicing animal dissection and building a sturdy patch clamp rig will enable most researchers to achieve successful recordings.

<table><tbody><tr><td>Mice (28-60 days old, male)</td><td>Jackson laboratory</td><td>C57BL/6J strain</td><td></td></tr><tr><td>Ames&#039; medium powder</td><td>Sigma</td><td>A1420</td><td>excellent</td></tr><tr><td>Stereo microscope</td><td>Nikon</td><td>SMZ745</td><td>excellent</td></tr><tr><td>Dissecting tool: forceps</td><td>Dumont</td><td>#4, #5, #55</td><td>excellent</td></tr><tr><td>Dissecting tool: scissors</td><td>Roboz</td><td>RS-5605</td><td>excellent</td></tr><tr><td>Dissecting tool: surgery knife</td><td>Surgistar</td><td>7514</td><td>excellent</td></tr><tr><td>Razor blade (for chopper)</td><td>EMS</td><td>71970</td><td>excellent</td></tr><tr><td>Chopper</td><td>handmade</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Infrared viewer</td><td>Night Owl Optics</td><td>NOBG1</td><td>It shows bright view. Focusing small objects is an issue.</td></tr><tr><td>Puller</td><td>Sutter</td><td>P-1000</td><td>excellent; makes consistent size pipettes.</td></tr><tr><td>Dark box</td><td>Pelican</td><td>dark box</td><td>excellent</td></tr><tr><td>Patch clamp system</td><td>Scientifica</td><td>slice scope 2000</td><td>Excellent setup. Most key components are included in one package. Micromanipulators are excellent.</td></tr><tr><td>Amplifier</td><td>Molecular Devices</td><td>multiclamp 700B</td><td>Excellent and easy control.</td></tr><tr><td>Acquiring software</td><td>Molecular Devices</td><td>pClamp software</td><td>Excellent and easy control.</td></tr><tr><td>Light source (LED)</td><td>Cool LED</td><td>pE-2 4 channel system</td><td>Excellent</td></tr><tr><td>CCD camera</td><td>Q-imaging</td><td>Retiga 2000</td><td>Excellent</td></tr><tr><td>Faraday cage</td><td>handmade</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

recording light-evoked postsynaptic responses in neurons in dark-adapted, mouse retinal slice preparations using patch clamp techniques

הרשתית היא השער למערכת הראייה. כדי להבין את מנגנוני עיבוד אותות חזותיים, אנו חוקרים פונקציות רשת עצביות ברשתית. נוירונים ברשתית ברשת מהווים של תת סוגים רבים. יותר מ -10 תת-סוגים של תאים דו קוטביים, תאי הגנגליון ותאי amacrine זוהו על ידי מחקרים מורפולוגיים. תת מרובה של תאי עצב ברשתית הם חשבו לקודד תכונות מובהקות של איתות חזותית, כגון תנועה וצבע, ויוצרים מספר רב של מסלולים עצביים. עם זאת, התפקידים הפונקציונליים של כל נוירון בעיבוד אותות חזותי אינם מובנים במלואם. שיטת מהדק התיקון היא שימושית כדי לטפל בשאלה יסודית זו. כאן, פרוטוקול להקליט תגובות הסינפטי אור עורר בנוירונים ברשתית עכבר באמצעות הקלטות מהדק תיקון בתנאים כהים מותאם מסופק. עיני העכבר הן כהות מותאם O / N, והכנות פרוסת רשתית הם גזורים בחדר חשוך באמצעות תאורה וצופים אינפרא אדום. אור אינפרא אדום לאלהפעיל קולטני אור בעכבר ובכך שומר על היענות האור שלהם. מהדק תיקון משמש להקלטת תגובות אור עורר בנוירונים ברשתית. צבע ניאון מוזרק במהלך הקלטות לאפיין תת מורפולוגיות עצביות. הליך זה מאפשר לנו לקבוע את הפונקציות הפיזיולוגיות של כל נוירון ברשתית העכבר.

הכנת פרוסה נציג מוצגת באיור 1. הכנת פרוסה נמצאת בעמדה ישרה, מראה קולטניים אור לתאי הגנגליון במשטח שטוח, ולא ניתוק מנייר הסינון. אם הפרוסה מוטה, רק חלק מההכנה הוא בפוקוס, מה שהופך את זה קשה לזהות תא מתאים להידוק תיקון. להקלטות, חשוב לבחור סומה טובה, אשר בדרך כלל י...

Watch this Scientific Journal Video about Recording Light-evoked Postsynaptic Responses in Neurons in Dark-adapted, Mouse Retinal Slice Preparations Using Patch Clamp Techniques at JoVE.com

Recording Light-evoked Postsynaptic Responses in Neurons in Dark-adapted, Mouse Retinal Slice Preparations Using Patch Clamp Techniques

We will demonstrate how to prepare retinal slices from the mouse eye and record light responses in retinal neurons. The entire procedure is conducted in dark-adapted conditions.

הקלטת אור עורר תגובות Postsynaptic בנוירונים מותאמים-Dark, תכשירי עכבר רשתית Slice באמצעות טכניקות הצמד התיקון

The retina is the gateway to the visual system. To understand visual signal processing mechanisms, we investigate retinal neural network functions. ...

recording-light-evoked-postsynaptic-responses-neurons-dark-adapted

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.4K Views.  Wayne State University School of Medicine. We will demonstrate how to prepare retinal slices from the mouse eye and record light responses in retinal neurons. The entire procedure is conducted in dark-adapted conditions.

Video: Recording Light-evoked Postsynaptic Responses in Neurons in Dark-adapted, Mouse Retinal Slice Preparations Using Patch Clamp Techniques

Patch Clamp Recordings from Mouse Retinal Neurons in a Dark-adapted Slice Preparation

Our visual experience is initiated when the visual pigment in our retinal photoreceptors absorbs photons of light energy and initiates a cascade of intracellular events that lead to closure of cyclic-nucleotide-gated channels in the cell membrane. The resulting change in membrane potential leads in turn to reductions in the amount of neurotransmitter release from both rod and cone synaptic terminals. To measure how the light-evoked change in photoreceptor membrane potential leads to downstream activity in the retina, scientists have made electrophysiological recordings from retinal slice preparations for decades1,2. In the past these slices have been cut manually with a razor blade on retinal tissue that is attached to filter paper; in recent years another method of slicing has been developed whereby retinal tissue is embedded in low gelling temperature agar and sliced in cool solution with a vibrating microtome3,4. This preparation produces retinal slices with less surface damage and very robust light-evoked responses. Here we document how this procedure can be done under infrared light to avoid bleaching the visual pigment.

Here we describe a procedure for generating dark-adapted slices of the mouse retina for electrophysiological recordings.

הצמד תיקון הקלטות מתא עצב עכבר רשתית בהכנת Dark המותאמות פרוסה

Our visual experience is initiated when the visual pigment in our retinal photoreceptors absorbs photons of light energy and initiates a cascade of ...

An Isolated Retinal Preparation to Record Light Response from Genetically Labeled Retinal Ganglion Cells

The first steps in vertebrate vision take place when light stimulates the rod and cone photoreceptors of the retina 1. This information is then segregated into what are known as the ON and OFF pathways. The photoreceptors signal light information to the bipolar cells (BCs), which depolarize in response to increases (On BCs) or decreases (Off BCs) in light intensity. This segregation of light information is maintained at the level of the retinal ganglion cells (RGCs), which have dendrites stratifying in either the Off sublamina of the inner plexiform layer (IPL), where they receive direct excitatory input from Off BCs, or stratifying in the On sublamina of the IPL, where they receive direct excitatory input from On BCs. This segregation of information regarding increases or decreases in illumination (the On and Off pathways) is conserved and signaled to the brain in parallel.
The RGCs are the output cells of the retina, and are thus an important cell to study in order to understand how light information is signaled to visual nuclei in the brain. Advances in mouse genetics over recent decades have resulted in a variety of fluorescent reporter mouse lines where specific RGC populations are labeled with a fluorescent protein to allow for identification of RGC subtypes 2 3 4 and specific targeting for electrophysiological recording. Here, we present a method for recording light responses from fluorescently labeled ganglion cells in an intact, isolated retinal preparation. This isolated retinal preparation allows for recordings from RGCs where the dendritic arbor is intact and the inputs across the entire RGC dendritic arbor are preserved. This method is applicable across a variety of ganglion cell subtypes and is amenable to a wide variety of single-cell physiological techniques.

This article provides a description of how to dissect and record from the isolated retinal preparation in mouse. In particular, we describe how to record light responses from a fluorescently labeled ganglion cell population and subsequently identify and analyze its morphology.

הכנה רשתית מבודד להקליט תגובה האור תווית גנטית לתאי הגנגליון ברשתית

The first steps in vertebrate vision take place when light stimulates the rod and cone photoreceptors of the retina 1.  This information is then ...

Whole-cell Recordings of Light Evoked Excitatory Synaptic Currents in the Retinal Slice

We use the whole-cell patch clamp technique to study the synaptic circuitry that underlies visual information processing in the retina. In this video, we will guide you through the process of performing whole-cell recordings of light evoked currents of individual cells in the retinal slice preparation. We use the aquatic tiger salamander as an animal model. We begin by describing the dissection of the eye and show how slices are mounted for electrophysiological recordings. Once the slice is placed in the recording chamber, we demonstrate how to perform whole-cell voltage clamp recordings. We then project visual stimuli onto the photoreceptors in the slice to elicit light-evoked current responses. During the recording we perfuse the slice with pharmacological agents, whereby an 8-channel perfusion system allows us to quickly switch between different agents.  The retinal slice preparation is widely used for patch clamp recordings in the retina, in particular to study amacrine or bipolar cells, which are not accessible in a whole-mount preparation.

This video shows the process of whole-cell voltage clamp recordings in the retinal slice of the aquatic tiger salamander. We demonstrate the preparation of the slice as well as how to perform patch clamp recordings during visual stimulation of the retina.

שלמות התא הקלטות של אור עורר זרמים Synaptic מעוררים פורסים את רשתית

We use the whole-cell patch clamp technique to study the synaptic circuitry that underlies visual information processing in the retina. In this video, we ...

Biology

Simultaneous Whole-cell Recordings from Photoreceptors and Second-order Neurons in an Amphibian Retinal Slice Preparation

One of the central tasks in retinal neuroscience is to understand the circuitry of retinal neurons and how those connections are responsible for shaping the signals transmitted to the brain. Photons are detected in the retina by rod and cone photoreceptors, which convert that energy into an electrical signal, transmitting it to other retinal neurons, where it is processed and communicated to central targets in the brain via the optic nerve. Important early insights into retinal circuitry and visual processing came from the histological studies of Cajal1,2 and, later, from electrophysiological recordings of the spiking activity of retinal ganglion cells - the output cells of the retina3,4.
A detailed understanding of visual processing in the retina requires an understanding of the signaling at each step in the pathway from photoreceptor to retinal ganglion cell. However, many retinal cell types are buried deep in the tissue and therefore relatively inaccessible for electrophysiological recording. This limitation can be overcome by working with vertical slices, in which cells residing within each of the retinal layers are clearly visible and accessible for electrophysiological recording.
Here, we describe a method for making vertical sections of retinas from larval tiger salamanders (Ambystoma tigrinum). While this preparation was originally developed for recordings with sharp microelectrodes5,6, we describe a method for dual whole-cell voltage clamp recordings from photoreceptors and second-order horizontal and bipolar cells in which we manipulate the photoreceptor's membrane potential while simultaneously recording post-synaptic responses in horizontal or bipolar cells. The photoreceptors of the tiger salamander are considerably larger than those of mammalian species, making this an ideal preparation in which to undertake this technically challenging experimental approach. These experiments are described with an eye toward probing the signaling properties of the synaptic ribbon - a specialized synaptic structure found in a only a handful of neurons, including rod and cone photoreceptors, that is well suited for maintaining a high rate of tonic neurotransmitter release7,8 - and how it contributes to the unique signaling properties of this first retinal synapse.

We describe the preparation of thin retinal slices from aquatic tiger salamanders (Ambystoma tigrinum) and explain how we use these slices to study synaptic processing in the retina by obtaining dual whole-cell voltage clamp recordings from photoreceptors and second-order horizontal and bipolar cells.

כל תא הקלטות בו זמנית מקולטני אור ועל נוירונים מסדר שני בהכנה פורסים רשתית אמפיבי

One of the central tasks in retinal neuroscience  is to understand the circuitry of retinal neurons and how those connections are  responsible for shaping ...

Patch Clamp Recording of Starburst Amacrine Cells in a Flat-mount Preparation of Deafferentated Mouse Retina

The mammalian retina is a layered tissue composed of multiple neuronal types. To understand how visual signals are processed within its intricate synaptic network, electrophysiological recordings are frequently used to study connections among individual neurons. We have optimized a flat-mount preparation for patch clamp recording of genetically marked neurons in both GCL (ganglion cell layer) and INL (inner nuclear layer) of mouse retinas. Recording INL neurons in flat-mounts is favored over slices because both vertical and lateral connections are preserved in the former configuration, allowing retinal circuits with large lateral components to be studied. We have used this procedure to compare responses of mirror-partnered neurons in retinas such as the cholinergic starburst amacrine cells (SACs).

This protocol demonstrates how to perform whole-cell patch clamp recording on retinal neurons from a flat-mount preparation.

צמד תיקון הקלטה של ​​תאי הקרנות amacrine בתוך הכנת שטוח הר Deafferentated רשתית העכבר

The mammalian retina is a layered tissue composed of multiple neuronal types. To understand how visual signals are processed within its intricate synaptic ...

Preparation of Horizontal Slices of Adult Mouse Retina for Electrophysiological Studies

Vertical slice preparations are well established to study circuitry and signal transmission in the adult mammalian retina. The plane of sectioning in these preparations is perpendicular to the retinal surface, making it ideal for the study of radially oriented neurons like photoreceptors and bipolar cells. However, the large dendritic arbors of horizontal cells, wide-field amacrine cells, and ganglion cells are mostly truncated, leaving markedly reduced synaptic activity in these cells. Whereas ganglion cells and displaced amacrine cells can be studied in a whole-mounted preparation of the retina, horizontal cells and amacrine cells located in the inner nuclear layer are only poorly accessible for electrodes in whole retina tissue.
To achieve maximum accessibility and synaptic integrity, we developed a horizontal slice preparation of the mouse retina, and studied signal transmission at the synapse between photoreceptors and horizontal cells. Horizontal sectioning allows&#160;(1) easy and unambiguous visual identification of horizontal cell bodies for electrode targeting, and (2) preservation of the extended horizontal cell dendritic fields, as a prerequisite for intact and functional cone synaptic input to horizontal cell dendrites.
Horizontal cells from horizontal slices exhibited tonic synaptic activity in the dark, and they responded to brief flashes of light with a reduction of inward current and diminished synaptic activity. Immunocytochemical evidence indicates that almost all cones within the dendritic field of a horizontal cell establish synapses with its peripheral dendrites. The horizontal slice preparation is therefore well suited to study the physiological properties of horizontally extended retinal neurons as well as sensory signal transmission and integration across selected synapses.

We developed a horizontal slice preparation of the adult mammalian retina with the plane of sectioning parallel to the retinal surface. Dendritic fields of nonradially oriented retinal neurons were not truncated, allowing the study of signal processing with patch-clamp and imaging techniques.

הכנת פרוסות אופקיות של רשתית למבוגרים עכבר עבור אלקטרו מחקרים

Vertical slice preparations are well established to study circuitry and signal transmission in the adult mammalian retina. The plane of sectioning in ...

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic tectum, is a popular model to study how neural circuits self-assemble. The ability to carry out whole cell patch clamp recordings from tectal neurons and to record RGC-evoked responses, either in vivo or using a whole brain preparation, has generated a large body of high-resolution data about the mechanisms underlying normal, and abnormal, circuit formation and function. Here we describe how to perform the in vivo preparation, the original whole brain preparation, and a more recently developed horizontal brain slice preparation for obtaining whole cell patch clamp recordings from tectal neurons. Each preparation has unique experimental advantages. The in vivo preparation enables the recording of the direct response of tectal neurons to visual stimuli projected onto the eye. The whole brain preparation allows for the RGC axons to be activated in a highly controlled manner, and the horizontal brain slice preparation allows recording from across all layers of the tectum.

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

In this paper, we discuss three brain preparations used for whole cell patch clamp recording to study the retinotectal circuit of Xenopus laevis tadpoles. Each preparation, with its own specific advantages, contributes to the experimental tractability of the Xenopus tadpole as a model to study neural circuit function.

ההכנות ופרוטוקולים עבור כל תא, תיקון קלאמפ הקלטה של נוירונים Tectal צפרדע רפואית זריזה

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic ...

Light-Evoked Postsynaptic Responses in Neurons of Mouse Retinal Slices

Source: Hellmer, C. B., et al. <a href="https://app.jove.com/v/52422">Recording Light-evoked Postsynaptic Responses in Neurons in Dark-adapted, Mouse Retinal Slice Preparations Using Patch Clamp Techniques.</a> J. Vis. Exp. (2015).
This video demonstrates the recording of light-evoked post-synaptic responses in a dark-adapted mouse retinal tissue slice preparation. The retinal slice is placed in a recording chamber, and a recording pipette is used to establish electrical continuity with a retinal ganglion cell. Light pulses are applied to generate excitatory post-synaptic potentials in the ganglion cells, which are recorded by the pipette.

תגובות פוסט-סינפטיות מעוררות אור בתאי עצב של פרוסות רשתית עכבר

All procedures involving sample collection have been performed in accordance with the institute&#39;s IRB guidelines.
1. Preparation of Experimental ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neurophysiology

Imaging and Optical Techniques

Photostimulation and Whole-Cell Patch Clamp Recordings of Neurons in Mouse Hippocampal Slices

Source: Richevaux, L., et al. <a href="https://app.jove.com/v/59534">In Vivo Intracerebral Stereotaxic Injections for Optogenetic Stimulation of Long-Range Inputs in Mouse Brain Slices.</a> J. Vis. Exp. (2019)
The video demonstrates a protocol to study synaptic interactions and neuronal responses in a transfected mouse hippocampal brain slice. It involves illuminating long-range sensory neurons to trigger action potentials and recording the resulting excitatory post-synaptic potentials in the recorded neuron using the whole-cell patch-clamp technique.

פוטו-טימולציה והקלטות מהדק טלאי של תא שלם של תאי עצב בפרוסות היפוקמפוס עכבר

All procedures involving animal samples have been reviewed and approved by the appropriate animal ethical review committee.
1. Solutions for acute slice ...

Electrophysiology Techniques

Optogenetic Stimulation and Electrophysiological Recording of Synaptic Events in Rat Brain Slices

Source: Kinnavane, L., et al. <a href="https://app.jove.com/v/63077">Ex Vivo Optogenetic Interrogation of Long-Range Synaptic Transmission and Plasticity from Medial Prefrontal Cortex to Lateral Entorhinal Cortex.</a> J. Vis. Exp. (2022)
This video demonstrates the procedure for studying synaptic efficiency in the lateral entorhinal cortex (LEC) by optogenetically stimulating medial prefrontal cortex (mPFC) axons and recording the responses of pyramidal neurons in the LEC. This method combines patch-clamp recordings with synaptic activation by light stimulation to study synaptic plasticity.

גירוי אופטוגנטי ורישום אלקטרופיזיולוגי של אירועים סינפטיים בפרוסות מוח של חולדות

All procedures involving animal samples have been reviewed and approved by the appropriate animal ethical review committee.
1. Electrophysiology and ...

הקלטת אור עורר תגובות Postsynaptic בנוירונים מותאמים-Dark, תכשירי עכבר רשתית Slice באמצעות טכניקות הצמד התיקון

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

הצמד תיקון הקלטות מתא עצב עכבר רשתית בהכנת Dark המותאמות פרוסה

הכנה רשתית מבודד להקליט תגובה האור תווית גנטית לתאי הגנגליון ברשתית

שלמות התא הקלטות של אור עורר זרמים Synaptic מעוררים פורסים את רשתית

כל תא הקלטות בו זמנית מקולטני אור ועל נוירונים מסדר שני בהכנה פורסים רשתית אמפיבי

צמד תיקון הקלטה של תאי הקרנות amacrine בתוך הכנת שטוח הר Deafferentated רשתית העכבר

הכנת פרוסות אופקיות של רשתית למבוגרים עכבר עבור אלקטרו מחקרים

ההכנות ופרוטוקולים עבור כל תא, תיקון קלאמפ הקלטה של נוירונים Tectal צפרדע רפואית זריזה

תגובות פוסט-סינפטיות מעוררות אור בתאי עצב של פרוסות רשתית עכבר

פוטו-טימולציה והקלטות מהדק טלאי של תא שלם של תאי עצב בפרוסות היפוקמפוס עכבר

גירוי אופטוגנטי ורישום אלקטרופיזיולוגי של אירועים סינפטיים בפרוסות מוח של חולדות

הקלטת אור עורר תגובות Postsynaptic בנוירונים מותאמים-Dark, תכשירי עכבר רשתית Slice באמצעות טכניקות הצמד התיקון

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

הצמד תיקון הקלטות מתא עצב עכבר רשתית בהכנת Dark המותאמות פרוסה

הכנה רשתית מבודד להקליט תגובה האור תווית גנטית לתאי הגנגליון ברשתית

שלמות התא הקלטות של אור עורר זרמים Synaptic מעוררים פורסים את רשתית

כל תא הקלטות בו זמנית מקולטני אור ועל נוירונים מסדר שני בהכנה פורסים רשתית אמפיבי

צמד תיקון הקלטה של ​​תאי הקרנות amacrine בתוך הכנת שטוח הר Deafferentated רשתית העכבר

הכנת פרוסות אופקיות של רשתית למבוגרים עכבר עבור אלקטרו מחקרים

ההכנות ופרוטוקולים עבור כל תא, תיקון קלאמפ הקלטה של נוירונים Tectal צפרדע רפואית זריזה

תגובות פוסט-סינפטיות מעוררות אור בתאי עצב של פרוסות רשתית עכבר

פוטו-טימולציה והקלטות מהדק טלאי של תא שלם של תאי עצב בפרוסות היפוקמפוס עכבר

גירוי אופטוגנטי ורישום אלקטרופיזיולוגי של אירועים סינפטיים בפרוסות מוח של חולדות

צמד תיקון הקלטה של תאי הקרנות amacrine בתוך הכנת שטוח הר Deafferentated רשתית העכבר