עבודה זו נתמכה על ידי קרנות מהמערב התיכונה אוניברסיטת קולג &#39;למדעי בריאות מחקר הנחיית גרנט זכה לEEH ומשרד אוניברסיטת המערב התיכון של מחקר ותוכניות ממומנים ביצוע העצמי גרנט זכה לKJL.

פרוטוקול זה תואם את עקרונות הרווחה AVMA בעלי החיים לטיפול ולשימוש בחיות מעבדה ואושר על ידי הוועדה המוסדית הטיפול בבעלי חיים והשימוש (IACUC) באוניברסיטה במערב התיכון. 1. הכנת ההרדמה, הציוד, ומדיה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Dechlorinate כ -1.5 ליטר של מים ברז או באמצעות סוכן מסחרי dechlorinating (זמין בחנויות לחיות מחמד) או על ידי ומאפשר עמדת מים למשך 24 שעות. להשיג שלוש 1 כוסות L ולמלא כל אחד עם 500 מיליליטר מים dechlorinated. תווית אחת להחזקת דגים לפני כל הליך ואחד להתאוששות. לכוס השלישית, להוסיף 100 מיקרוגרם / מיליליטר של methanesulfonate tricaine; זה הופך את הכוס שבדגים יהיו בהרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלא מגש רדוד עם קרח, לחמם את מדיום התרבות (1640 RPMI, 10% FBS (בסרום שור עוברי), 50 מיקרוגרם / מיליליטר gentamycin, 100 מיקרוגרם / מיליליטר kanamycin, 25 מ&quot;מ HEPES) לRT, ולאסוף פינצטה של ​​צורף נקי. פינצטה נקייה על ידי immerלשיר הטיפים באתנול 70% ועוברים דרך מבער בונזן, המאפשר אתנול לשרוף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להחליט אם ההליך יבוצע ללא הגדלה, עם זכוכית מגדלת מסחרית, טבלה עליונה מואר עם 2 - 10X הגדלה, או לנתח מיקרוסקופ (תלוי לחלוטין בהעדפה אישית). </li></ol> 2. הקמת תרבויות explant <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתפוס את המספר הרצוי של דגים ומקום בכוס אחזקה. העבר את דג בודד לכוס ההרדמה; עדיף להרדים דגים בנפרד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקוב אחר ההשפעות של הרדמה על ידי התבוננות תנועת שחייה וזימים של הדג. כהרדמה מתקדמת, תנועת זימים מאטה והדגים ישחו בצורה לא יציב ולעתים קרובות במהופך; לשקול דגים הרדימו בהקדם תנועת זימים מפסיקה. אל תשאירו את הדגים לתקופות ארוכות יותר באמבטיה ההרדמה כמו זה עלול לגרום למותם של הדגים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר דגים מכוס ההרדמה וההעברהלקרח, הצבת הדגים אופקי עם הזנב מול מחזיקה פינצטה ביד. אם חווה עם הטכניקה ואם דגים מרובים לשמש כדי להפוך את explants, לשקול הצבת הדגים הבאים בכוס ההרדמה בשלב זה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להסיר קשקשים, פינצטה עמדה במקביל לדג עם קצה בקצה קנה המידה. לדכא צד שטוח של פינצטה מעט לצדו של הדג כדי לגרום לקנה המידה לרומם מהגוף של הדג. אחוז בקנה מידה עם פינצטה, למרוט, ומקום (ללא היפוך) בצלחת תרבית רקמה. חזור על התהליך, הסרת מקסימום של 12 קשקשים ממבוגרים גדולים (6 מכל צד), הימנעות אזור הזימים, קו הרוחב, וסנפירים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את הדגים לתוך כוס ההתאוששות ולפקח כדי להבטיח שהיא מתאוששת מההשפעות של הרדמה. בשלב זה, ניתן להעביר בחזרה לדגי טנק בודד. לאפשר לדגים להתאושש במשך לפחות 21 ימים כדי לאפשר להתחדשות בקנה מידה מלאה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בהתאם לעיצוב ניסיוני, למקם עד 20 סולמות לכל צלחת שטופלה תרבות פלסטיק 35 מ&quot;מ רקמה או 4-6 קשקשים לכל צלחת זכוכית תחתונה. לאפשר קשקשים לדבוק בצלחת לפני הוספה בעדינות תקשורת כדי לא לנתק את הקשקשים מהצלחת. הערה: עם ניסיון, יכולים להיות מעובד דגים מרובים לפני התקשורת מתווספת למנה הראשונה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להוסיף 1.2 מיליליטר של מדיה מלאה (ראה 1.2 לעיל) לכל מנה 35 מ&quot;מ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רצוי דגירה תרבויות explant על ​​28 מעלות צלזיוס ב 5% CO 2 לתקופה הרצויה של זמן, עם או בלי טיפול נוסף. לחלופין, דגירה תרבויות על במה מיקרוסקופ מחוממת או בתוך חדר תרבות תא חי למיקרוסקופיה וידאו. </li></ol> 3. Brightfield ומיקרוסקופי וידאו <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מנות עמדה המכילות גיליונות תא לבמה מיקרוסקופ ותחילה להתמקד באמצעות העדשה האובייקטיבית 4X. ניתן להשתמש בהגדלות גדולות יותר, תלוי בניסוי: הערה. סימון המיקום שלכל גיליון תא ו / או נטייה של המנה על הבמה יקל לקחת תמונות לאורך זמן עם הגיליונות בערך באותו הכיוון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר מנות מהחממה ולצלם בנקודות זמן שונות, על פי כל פרוטוקול ניסוי ואת המקום בחזרה לתוך החממה ולו רק תמונות סטילס נדרשות על מסגרת זמן הניסוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעת ביצוע מיקרוסקופיה וידאו, לשים לב לדברים הבאים: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את קנה המידה / גיליון התא מתפתח בתוך שדה הראייה כך שגיליון התא הנודד נשאר בשדה הראייה למשך הווידאו. הערה: זה עשוי לקחת קצת ניסיון בהתבוננות כיצד תאים להעביר מתחת לקנה המידה. לקטעי וידאו קצרים, זה פחות דאגה מאשר לקטעי וידאו ארוכים יותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למסגרות זמן קצרות יותר, דגירה על RT. למסגרות זמן ארוכות יותר (18 + שעות), להשתמש בבמה מחוממת או תא דגירה כדי לשמור על טמפרטורה, איזון pH, וכדי למזער את האידוי של התרבות מ &#39;edium. </li></ol></li></ol> 4. קיבוע לImmunofluorescence מיקרוסקופית <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן מראש חמים כל הפתרונות לC ° 28. על מנת לצפות בkeratocytes תחת הקרינה, לגדול תרבויות explant כפי שתואר לעיל באמצעות כלים תרבית רקמת 35 מ&quot;מ זכוכית תחתונה. לחלופין, להשתמש בשקופיות קאמריות זכוכית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להוסיף 0.8 מיליליטר של paraformaldehyde 4% ב1.1x PBS לכל מנה. אל תסיר את התקשורת והתרבות ראשונה. לדגור על RT במשך 5 דקות לאחר מכן לשאוב כדי להסיר את הפתרון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להוסיף 0.8 מיליליטר של paraformaldehyde 4% ב1.1x PBS לכל מנה. לדגור על RT במשך 5 דקות לאחר מכן לשאוב כדי להסיר את הפתרון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אלא אם כן משתמש בligands החיצוני או epitopes החיצונית, תאי Permeabilize על ידי הוספת 0.5 מיליליטר של 0.2% Triton X-100 ב 1X PBS. לדגור על RT במשך 5 דקות לאחר מכן לשאוב כדי להסיר את הפתרון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 0.5 מיליליטר BSA של 1% ב1x PBS ו דגירה עבור שעה 1 (ב RT) או O / N (4 ° C). הערה: בהתאם לתנאי ניסוי, PHAlloidin ניתן להוסיף בשלב זה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר דגירה, לשאוב כדי להסיר את הפתרון ולהמשיך במכתים נוגדן. לחלופין, לאחסן את הכלים התרבות על ידי הוספה לפחות 1-2 מיליליטר של BSA 1% ב1x PBS ל3-4 שבועות ב 4 מעלות צלזיוס. </li></ol> פרוטוקול 5. Immunofluorescence <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן פתרונות נוגדן ראשוניים ומשניים לפי המלצות היצרן. הערה: אם המלצות יצרן אינן זמינות, דילול טוב התחלה של נוגדנים ראשוניים (בBSA 1% ב 1x PBS) היא 1: 500 לpolyclonal ו1: 1,000 לנוגדנים חד-שבטיים; דילול התחלה טוב לנוגדנים משני הוא 1: 1,000. התאם דילולים של המניה המקורית שהתקבלה מהיצרן גבוה יותר אלה אם האות חלש, נמוך יותר אם האות חזק ורקע הוא בעיה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשאוב BSA 1% בפתרון 1x PBS. הוסף 0.5 מיליליטר של תמיסת נוגדן ראשונית דגירה עבור שעה 1 (ב RT) או O / N (4 ° C). </li&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את פתרון הנוגדן הראשוני, מקום לתוך נקי ושכותרתו 1.5 מיליליטר צינור microcentrifuge, ולהקפיא ב -20 ° C. הערה: זה מאפשר לשימוש החוזר של הנוגדן הראשוני, במידת צורך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף את הצלחת 3 - 5 פעמים עם PBS 1x, הסרת ושלכת PBS לאחר כל שטיפה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 0.5 מיליליטר של פתרון נוגדנים משני. אם תרצה, להוסיף phalloidin fluorescently שכותרת (להלן הריכוז המומלץ של כל יצרן) בשלב זה. דגירה עבור שעה 1 (ב RT) או O / N (4 ° C). הערה: שימוש בfluorescently שכותרתו phalloidin מאפשרת הדמיה של סיביים אקטין; מצאנו כי phalloidin 488 שכותרתו עובד הכי טוב בkeratocytes דג הזברה שלנו, אבל יכולה לשמש fluorophores אחרת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר וזורקים את פתרון נוגדנים משני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף את הצלחת 3 - 5 פעמים עם PBS 1x, הסרת ושלכת PBS לאחר כל שטיפה. הערה: המנה יכולה להיות מאוחסנת, מכוסה מהאור, ב 4 ° C אם אין אפשרות להתחרותw באופן מיידי; ודא 1x PBS מתווסף לתוך הצלחת לפני האחסון על מנת להבטיח את התאים לא יתייבשו אבל חם לRT (20 - 30 דקות), ולאחר מכן להסיר PBS רק לפני שתמשיך לשלב הבא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר מוכן להתבונן, להוסיף 2-3 טיפות של הרכבה בינונית, עם או בלי DAPI, בהתאם לצרכים הניסיוניים, לתוך הצלחת ולתת לשבת במשך 10 דקות ב RT. הערה: אנו משתמשים במדיום זמין מסחרי, המבוסס על גליצרול הרכבה עם DAPI, אך ניתן להשתמש בי תקשורת הרכבה אחרת. המאפשר 10 דקות להרכבה בינונית לשבת בצלחת מאפשר הסרה קלה של coverslip הזכוכית מתחתית הצלחת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר דגירה, ללחוץ בעדינות על צידי הצלחת כדי לשחרר ולהסיר את coverslip. להוסיף טיפה נוספת של תקשורת הרכבה על גבי זכוכית ולמקם את coverslip, תאים למטה, לשקופית. הערה: שקול איטום coverslip לשקופית באמצעות ציפורניים ברורות אם השקופית צריכה להיות כל הזמן ליותר מ1-2 ימים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שים לב לשקופית תחת מיקרוסקופ פלואורסצנטי. הערה: רוב התמונות שלנו נלקחו באמצעות עדשה אובייקטיבית 40X או 63X תחת טבילת שמן, אבל העדשה האובייקטיבית הספציפית המשמשת יהיו תלויה בפרוטוקול הניסוי. </li></ol>

<ol><li>Burton, K., Park, J. H., Taylor, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Keratocytes+generate+traction+forces+in+two+phases%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Biology+of+the+Cell%22%5BJournal%5D)">Keratocytes generate traction forces in two phases.</a> Molecular Biology of the Cell. 10, 3745-3769 (1999).</li>
<li>Keren, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanism+of+shape+determination+in+motile+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Mechanism of shape determination in motile cells.</a> Nature. 453, 475-480 (2008).</li>
<li>Lacayo, C. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Emergence+of+large-scale+cell+morphology+and+movement+from+local+actin+filament+growth+dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+Biology%22%5BJournal%5D)">Emergence of large-scale cell morphology and movement from local actin filament growth dynamics.</a> PLOS Biology. 5, 233(2007).</li>
<li>Lee, J., Ishihara, A., Theriot, J. A., Jacobson, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Principles+of+locomotion+for+simple-shaped+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Principles of locomotion for simple-shaped cells.</a> Nature. 362, 167-171 (1993).</li>
<li>Kolega, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Movement+of+Cell+Clusters%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">The Movement of Cell Clusters.</a> J. Cell Sci. 49, 15-32 (1981).</li>
<li>Kolega, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+mechanical+tension+on+protrusive+activity+and+microfilament+and+intermediate+filament+organization+in+an+epidermal+epithelium+moving+in+culture%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Effects of mechanical tension on protrusive activity and microfilament and intermediate filament organization in an epidermal epithelium moving in culture.</a> The Journal of Cell Biology. 102, 1400-1411 (1986).</li>
<li>Rapanan, J. L., Cooper, K. E., Leyva, K. J., Hull, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Collective+cell+migration+of+primary+zebrafish+keratocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Cell+Research%22%5BJournal%5D)">Collective cell migration of primary zebrafish keratocytes.</a> Experimental Cell Research. 326, 155-165 (2014).</li>
<li>Richardson, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adult+Zebrafish+as+a+Model+System+for+Cutaneous+Wound-Healing+Research%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Investigative+Dermatology%22%5BJournal%5D)">Adult Zebrafish as a Model System for Cutaneous Wound-Healing Research.</a> Journal of Investigative Dermatology. 133, 1655-1665 (2013).</li>
<li>Cheon, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+expression+of+pro-inflammatory+cytokines+and+metalloproteinase-1+by+TGF-b1+in+synovial+fibroblasts+from+rheumatoid+arthritis+and+normal+individuals%5BTitle%5D)+AND+%22Clinica.%2C+%26+Experimental+Immunology%22%5BJournal%5D)">Increased expression of pro-inflammatory cytokines and metalloproteinase-1 by TGF-b1 in synovial fibroblasts from rheumatoid arthritis and normal individuals.</a> Clinica., & Experimental Immunology. 127, 547-552 (2002).</li>
<li>Sandeman, S. R., Faragher, R. G. A., Allen, M. C. A., Liu, C., Lloyd, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Does+MMP-2+expression+and+secretion+change+with+increasing+serial+passage+of+keratocytes+in+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Mechanisms+of+Ageing+and+Development%22%5BJournal%5D)">Does MMP-2 expression and secretion change with increasing serial passage of keratocytes in culture.</a> Mechanisms of Ageing and Development. 122, 157-167 (2001).</li>
<li>Schnaper, H. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+expression+of+extracellular+matrix+proteins+and+decreased+expression+of+matrix+proteases+after+serial+passage+of+glomerular+mesangial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Science%22%5BJournal%5D)">Increased expression of extracellular matrix proteins and decreased expression of matrix proteases after serial passage of glomerular mesangial cells.</a> Journal of Cell Science. 109, 2521-2528 (1996).</li>
<li>Tondreau, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+study+of+matrix+metalloproteinase%2Ftissue+inhibitor+of+metalloproteinase+production+by+mesenchymal+stromal+cells+in+response+to+inflammatory+cytokines%3A+the+role+of+their+migration+in+injured+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Cytotherapy%22%5BJournal%5D)">In vitro study of matrix metalloproteinase/tissue inhibitor of metalloproteinase production by mesenchymal stromal cells in response to inflammatory cytokines: the role of their migration in injured tissues.</a> Cytotherapy. 11, 559-569 (2009).</li>
<li>Zimmermann, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+characterization+of+rheumatoid+arthritis+synovial+fibroblasts+from+primary+culture+-+primary+culture+cells+markedly+differ+from+fourth-passage+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Arthritis+Research%22%5BJournal%5D)">Isolation and characterization of rheumatoid arthritis synovial fibroblasts from primary culture - primary culture cells markedly differ from fourth-passage cells.</a> Arthritis Research. 3, 72-76 (2001).</li>
<li>McDonald, T. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+keratocyte+explant+cultures+as+a+wound+healing+model+system%3A+differential+gene+expressio.%2C+%26+morphological+changes+support+epithelial%E2%80%93mesenchymal+transition%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Cell+Research%22%5BJournal%5D)">Zebrafish keratocyte explant cultures as a wound healing model system: differential gene expressio., & morphological changes support epithelial–mesenchymal transition.</a> Experimental Cell Research. 319, 1815-1827 (2013).</li>
<li>Tan, B., Pascual, A., de Beus, A., Cooper, K., Hull, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TGFb+%28transforming+growth+factor+b%29+and+keratocyte+motility+in+24-hour+zebrafish+explant+cultures%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Biology+International%22%5BJournal%5D)">TGFb (transforming growth factor b) and keratocyte motility in 24-hour zebrafish explant cultures.</a> Cell Biology International. 35, 1131-1139 (2011).</li>
<li>Barut, B. A., Zon, L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Realizing+the+potential+of+zebrafish+as+a+model+for+human+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Genomics%22%5BJournal%5D)">Realizing the potential of zebrafish as a model for human disease.</a> Physiological Genomics. 2, 49-51 (2000).</li>
<li>Lieschke, G. J., Currie, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+human+disease%3A+zebrafish+swim+into+view%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Genetics%22%5BJournal%5D)">Animal models of human disease: zebrafish swim into view.</a> Nature Reviews Genetics. 8, 353-367 (2007).</li>
<li>Santoriello, C., Zon, L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hooked%21+Modeling+human+disease+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Hooked! Modeling human disease in zebrafish.</a> The Journal of Clinical Investigation. 122, 2337-2343 (2012).</li>
<li>Etchin, J., Kanki, J. P., Look, A. T. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aEtchin%2C+J+%22Methods+in+Cell+Biology%22">Methods in Cell Biology</a>. Westerfield, M., Detric, H. W., Zon, L. I. 105, Academic Press. 309-337 (2011).</li>
<li>Li, P., White, R. M., Zon, L. I. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLi%2C+P+%22Methods+in+Cell+Biology%22">Methods in Cell Biology</a>. Westerfield, M., White, H. W., Zon, L. I. 105, Academic Press. 403-417 (2011).</li>
<li>Yen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+genetic+heterogeneity+and+mutational+burden+of+engineered+melanomas+in+zebrafish+models%5BTitle%5D)+AND+%22Genome+Biology%22%5BJournal%5D)">The genetic heterogeneity and mutational burden of engineered melanomas in zebrafish models.</a> Genome Biology. 14, R113(2013).</li>
<li>Bouzaffour, M., Dufourcq, P., Lecaudey, V., Haas, P., Vriz, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fgf+and+Sdf-1+Pathways+Interact+during+Zebrafish+Fin+Regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Fgf and Sdf-1 Pathways Interact during Zebrafish Fin Regeneration.</a> PLoS One. 4, e5824(2009).</li>
<li>Dufourcq, P., Vriz, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+chemokine+SDF-1+regulates+blastema+formation+during+zebrafish+fin+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Development+Genes+and+Evolution%22%5BJournal%5D)">The chemokine SDF-1 regulates blastema formation during zebrafish fin regeneration.</a> Development Genes and Evolution. 216, 635-639 (2006).</li>
<li>Lee, Y., Grill, S., Sanchez, A., Murphy-Ryan, M., Poss, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fgf+signaling+instructs+position-dependent+growth+rate+during+zebrafish+fin+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Fgf signaling instructs position-dependent growth rate during zebrafish fin regeneration.</a> Development. 132, 5173-5183 (2005).</li>
<li>Hyde, D. R., Godwin, A. R., Thummel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+Electroporation+of+Morpholinos+into+the+Regenerating+Adult+Zebrafish+Tail+Fin%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">In vivo Electroporation of Morpholinos into the Regenerating Adult Zebrafish Tail Fin.</a> Journal of Visualized Experiments. 61, e3632(2012).</li>
<li>Kizil, C., Iltzsche, A., Kaslin, J., Brand, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micromanipulation+of+Gene+Expression+in+the+Adult+Zebrafish+Brain+Using+Cerebroventricular+Microinjection+of+Morpholino+Oligonucleotides%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Micromanipulation of Gene Expression in the Adult Zebrafish Brain Using Cerebroventricular Microinjection of Morpholino Oligonucleotides.</a> Journal of Visualized Experiments. 75, e50415(2013).</li>
<li>Konantz, J., Antos, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reverse+Genetic+Morpholino+Approach+Using+Cardiac+Ventricular+Injection+to+Transfect+Multiple+Difficult-to-target+Tissues+in+the+Zebrafish+Larva%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Reverse Genetic Morpholino Approach Using Cardiac Ventricular Injection to Transfect Multiple Difficult-to-target Tissues in the Zebrafish Larva.</a> Journal of Visualized Experiments. 88, e51595(2014).</li>
<li>Rambabu, K. M., Rao, S. H., Rao, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+expression+of+transgenes+in+adult+zebrafish+by+electroporation%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Efficient expression of transgenes in adult zebrafish by electroporation.</a> BMC Biotechnology. 5, 29(2005).</li>
<li>Rapanan, J. L., Cooper, K. E., Leyva, K. J., Hull, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((During+collective+migration%2C+leader+keratocytes+generate+tension+in+sheet+and+may+become+follower+or+individually+migrating+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Cell+Research%22%5BJournal%5D)">During collective migration, leader keratocytes generate tension in sheet and may become follower or individually migrating cells.</a> Experimental Cell Research. In press, (2014).</li>
<li>Safferling, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wound+healing+revised%3A+A+novel+reepithelialization+mechanism+revealed+by+in+vitro+and+in+silico+models%29%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Wound healing revised: A novel reepithelialization mechanism revealed by in vitro and in silico models).</a> The Journal of Cell Biology. 203, 691-709 (2013).</li>
<li>McDonald, T. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Matrix+metalloproteinases+and+collective+cell+migration+in+24+primary+zebrafish+explant+cultures%3A+MMP13+plays+an+inhibitory+role+and+MMP14+may+respond+to+stretch+during+reepithelialisation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Biology+International+Reports%22%5BJournal%5D)">Matrix metalloproteinases and collective cell migration in 24 primary zebrafish explant cultures: MMP13 plays an inhibitory role and MMP14 may respond to stretch during reepithelialisation.</a> Cell Biology International Reports. 20, 24-36 (2013).</li>
<li>Haage, A., Nam, D. H., Ge, X., Schneider, I. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Matrix+metalloproteinase-14+is+a+mechanically+regulated+activator+of+secreted+MMPs+and+invasion%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemical+and+Biophysical+Research+Communications%22%5BJournal%5D)">Matrix metalloproteinase-14 is a mechanically regulated activator of secreted MMPs and invasion.</a> Biochemical and Biophysical Research Communications. , (2014).</li>
<li>Sire, J. -Y., Girondot, M., Babiar, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Marking+zebrafish%2C+Danio+rerio+%28cyprinidae%29%2C+using+scale+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Experimental+Zoology%22%5BJournal%5D)">Marking zebrafish, Danio rerio (cyprinidae), using scale regeneration.</a> The Journal of Experimental Zoology. 286, 297-304 (2000).</li>
<li>Xu, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Teleost+skin%2C+an+ancient+mucosal+surface+that+elicits+gut-like+immune+responses%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Teleost skin, an ancient mucosal surface that elicits gut-like immune responses.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 110, 13097-13102 (2013).</li>
<li>Keren, K., Yam, P. T., Kinkhabwala, A., Mogilner, A., Theriot, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracellular+fluid+flow+in+rapidly+moving+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Intracellular fluid flow in rapidly moving cells.</a> Nature Cell Biology. 11, 1219-1224 (2009).</li>
<li>Bereiter-Hahn, J., Strohmeier, R., Kunzenbacher, I., Beck, K., Voth, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Locomotion+of+Xenopus+epidermis+cells+in+primary+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Science%22%5BJournal%5D)">Locomotion of Xenopus epidermis cells in primary culture.</a> Journal of Cell Science. 52, 289-311 (1981).</li>
<li>Nishikawa, A., Shimizu-Nishikawa, K., Miller, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation%2C+characterization%2C+and+in+vitro+culture+of+larval+and+adult+epidermal+cells+of+the+frog+Xenopus+laevis%5BTitle%5D)+AND+%22In+Vitro+Cellula.%2C+%26+Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Isolation, characterization, and in vitro culture of larval and adult epidermal cells of the frog Xenopus laevis.</a> In Vitro Cellula., & Developmental Biology. 26, 1128-1134 (1990).</li>
<li>Schober, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Focal+adhesion+kinase+modulates+tension+signaling+to+control+actin+and+focal+adhesion+dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Focal adhesion kinase modulates tension signaling to control actin and focal adhesion dynamics.</a> The Journal of Cell Biology. 176, 667-680 (2007).</li>
</ol>

יש לי המחברים אין לחשוף.

השלב הקריטי ביותר להצלחה של תרבות explant keratocyte מאפשר קנה המידה לדבוק בתרבות הצלחת כ 2-3 דקות לפני תוספת של מדיום התרבות. כ -75% מקשקשים ידבק ולגדול גיליונות (מספר התרבויות שנקבעו לגבי כל ניסוי צריך להיות מותאם בהתאם). גיליונות Keratocyte לא יוצרים סביב כל קנה מידה הוסרה מהדגים ו?...

<html> מחקרים של תנועתיות תא התמקדו בעיקר בתאים בנפרד נודדים. Keratocytes תרבית מדגים ודו-חי explants הוכיח להיות מערכת מודל רבת עוצמה כדי לחקור את המנגנונים של תנועתיות תא באמצעות מודלים מתמטיים והן ניסיוניים גישות 1-6. עבודה ניסויית בתאים בנפרד נודדים נעזר בתנועה המהירה, חלקת הגלישה של התאים, תוך שמירה על צורה, מהירות, וכיוון אחיד. עם זאת, in vivo, תאים לעתים קרובות לעבור באופן קולקטיבי, תוך שמירה על צמתים תא-תא, במיוחד בעובר, ריפוי פצעים, וגרורות. לפיכך, נדידת תאים קולקטיבית הוא אזור גידול והבולט יותר ויותר של מחקר בתחום של נדידת תאים. לאחרונה ההגירה הקולקטיבית של תאים אלה תוארה 7 ויש לו תכונות ייחודיות רבות ההופכות אותו למערכת רבת עוצמה כדי לחקור נדידת תאים קולקטיבית במודל ריפוי פצע. &quot;&gt; כאשר מאזניים קטפו מדג זברה מבוגרת בהרדמה, כמה רקמות אפיתל נשארה מחוברת לחלק התחתון של הסולם. כאשר מדיום תרבית תאים הוא הוסיף, תאי האפיתל אלה, או keratocytes ove_content, להעביר במהירות כיחידה קולקטיבית מהסולם. ניתן לצפות בתרבות explant כמודל ריפוי פצע אפיתל, שבו התאים לנדוד הרחק מexplant כפי שהם היו על פני המטריצה ​​הזמנית של פצע המיטה כדי לבסס מחדש את האפיתל ללא פגע. נתונים אחרונים מצביעים על כך שvivo לשעבר זה מחקה תרבות תכונות רבות של in vivo ריפוי הפצע בדג זברה מבוגרת. שיעורי סגירת פצעים 8 לתרגם למהירות הגירה דומה לזה שנצפה במערכת vivo לשעבר 7. בנוסף, בפצע in vivo ריפוי מודל, הטיפול בקומדין מצביע על כך שיש עצירה דימום אין כל השפעה על שיעור של ריפוי, בעוד שהטיפול בהידרוקורטיזון כדי להקטין את התגובה חיסונית לא לעכב reepithelialization 8 </sup&gt;. כדג הזברה אינה לדמם כאשר קנה המידה היא להסיר את בעלי החיים, עצירת דימום הוא לא שחקן מרכזי. למרות שמצאנו תאים חיסוניים בexplants, יש לנו לא בחנו את ההשפעות שאולי יש להם בנדידת תאים קולקטיבית. הפרוטוקול המובא כאן מתאר כיצד להקים תרבויות explant keratocyte דג הזברה שלהבטיח עקביות ושחזור לשימוש במבחנים רבים ביולוגיים. תרבויות explant אלה הן משכנעים במיוחד במודל חוץ גופית לנדידת תאים קולקטיבית מכמה סיבות. ראשית, keratocytes דג הזברה הם תאים ראשוניים בשימוש בתוך שעות של הקמת תרבויות explant. לכן, תאים אלה לא עברו שינויים מורפולוגיים וביטוי גנים הקשורים למעבר של תאים ראשוניים 9-13. שנית, מערכת זו מהווה מודל לחקר reepithelialization בתגובה לפציעתם 14 ו, כחלק מהתגובה לפציעה, אפיתל לtr mesenchymalansition תהליך (EMT) הוא יזם כפי שמעיד שינויים בביטוי הגנים וארגון מחדש cytoskeletal 14,15. לפיכך, השינויים בביטוי הגנים הרקע ותנועתיות המתרחשים בתאים שלא טופלו כבר מאופיינים ולספק הקשר לפרש שינויים בטיפול. יתר על כן, keratocyte הדגים וkeratinocyte האנושית הן תפקודיות שווי ערך; שניהם תאי האפיתל העיקריים של מיניהם ולשחק תפקיד מפתח בריפוי פצע אפיתל. דג הזברה שלישית, מבוגר זוכה להכרה כמערכת מודל עבור מגוון רחב של מחלות בבני אדם 16-18 כוללים מלנומה וסוגי סרטן אחרים 19-21, פצע cutaneous ריפוי 8,14 ורקמות התחדשות 22-24. יתרונות טכניים של מערכת מודל זה הם פחות משכנעים. מספר הולך וגדל של קווים מוטנטים ומהונדסים זמינים ללא כוונת רווח, מתקנים מרכזיים. באופן ספציפי, דג הזברה מוטצית הפרויקט (ZMP) בWellcome Trust סנגר המכון שואף ליצור אלל נוקאאוט בכל חלבון קידוד גנטי בגנום דג הזברה. נכון לעכשיו, יש להם מוטציה 11,892 גנים, כ -45% מהגנום, עם 24088 אללים מאופיינים. בנוסף, ZMP מקבל הצעות ויפיק לדפוק outs ללא תשלום. השיטות האחרונות במציאת גן בדג זברה זחל והמבוגר 25-28 לספק גמישות ללמוד את הפונקציה של גנים חשובים מבחינה התפתחותית שלגישות מהונדסים הן בעייתיות או לא מעשיות. בשלהם שיעורים מאוד מהירים של תנועתיות ~ 145 מיקרומטר / hr זמן קצר לאחר הקמתה של תרבויות 29, ניתן להשלים במהירות מבחני (בדרך כלל 24 שעות באו פחות). כפי שניתן הושלמו ניסויים במהירות ובתרבויות לגדול גם ב RT, כמה מהמכשולים הטכניים הקשורים למבחני נדידת תאי יונקים מעורבים מיקרוסקופיה וידאו נמנעים. בנוסף, בגיל של הידוק תקציבי מחקר, zebrafish נשמרים בקלות ובזול. המבנה וההתנהגות של explant הוא מורכב. כדגים לא לדמם כאשר קנה המידה מוסר, אין זה סביר כי הרבה יותר משכבות אפידרמיס השטחיות יוסרו עם הסולם. Keratocytes נראה סוג התא הדומיננטי בexplant כאשר קשקשים לראשונה הוסרו מהדגים כמו הרוב המכריע של תאים מופיעים להכתים עם נוגדן אנטי E-cadherin 14. יתר על כן, אין ראיות של fibroblasts בתרבות הראשונית כמו להישפט על ידי העדר כתמי vimentin על ידי immunofluorescence 14. עם זאת, עם הסרת קנה מידה חוזרת ונשנית, נראה שיש מספר רב של נויטרופילים בexplant (ראה וידאו 1). אנו זיהינו תאים אלה כנויטרופילים המבוססים על תצפיות מורפולוגיים לגודל שלהם, במהירות תנועתיות, והגירתם אל מחוץ לגיליון התא בעת החשיפה לLPS (מידע לא מוצג). בנוסף, תאים אלה כתם בהיר שנינותh נוגדנים לגורם cytosolic נויטרופילים, כמו גם עם מגוון רחב של נוגדני IgG משניים, אשר מציין כי יש להם בשפע FcRs על פני השטח שלהם (מידע לא מוצגים). שכבות תאים מרובות נמצאות בתוך explant. מיקרוסקופיה Confocal חושפת את הנוכחות של שכבה אחת ליד הקצה המוביל ליותר משתי שכבות של keratocytes ליד קנה המידה עם נויטרופילים נראים מעל, מתחת, ובין סדיני keratocyte התא. בנקודות זמן מוקדמות, תאים בקצה לקטב explant הרב שכבתי, ייזום הגירה קולקטיבית של keratocytes מexplant בשיעורים ראשוניים של ~ 145 מיקרומטר / hr. האזור המכוסה על ידי explant מגדיל במהירות, מה שמוביל לתא התפשטות, מתח בתוך גיליון, ושיעור ירידה במראש של הקצה קדמי. interconversions המהיר בין תאי מנהיג וחסיד הם נצפו בקצה המוביל במהלך ההיווצרות וסגירת חורים שנוצרו באופן ספונטני בתוך גיליון 7. כתהליך EMT יזם עם explant ממשיך, הברים וכו &#39;וkeratocytes לאבד תנועתיות מיוחדת, המהירה. ביטוי גנים ושינויים מורפולוגיים בקנה אחד עם EMT, ריפוי פצעים, ותגובות דלקתיות להתרחש תוך 7 ימים של תרבות עם explants נשקלים קיימא עבור כ 10 ימים 14.

<table><tbody><tr><td>35 mm Glass Bottom Culture Dishes (Poly-D Lysine Coated)</td><td>MatTek</td><td>P35GC-1.5-14-C</td><td>1.5 mm thickness is best for coverslip removal. 14 mm diameter provides more culture area.</td></tr><tr><td>Swiss Jewelers Style Forceps, Integra, Miltex 17-303</td><td>VWR</td><td>21909-460</td><td>We find that narrow, fine forceps work the best for scale removal.</td></tr></tbody></table>

zebrafish keratocyte explants to study collective cell migration and reepithelialization in cutaneous wound healing

בשל המאפיינים הייחודיים שלהם ניע, keratocytes הדגים ניתק מתרבויות explant כבר מזמן משמשות כדי לחקור את המנגנונים של נדידת תאים בודדת. עם זאת, כאשר explants הוקם, תאים אלה גם לנוע באופן קולקטיבי, שמירה רב של התכונות ההופכות את פרט keratocytes מודל אטרקטיבי ללמוד הגירה: שיעורים מהירים של תנועתיות, lamellae אקטין עשיר נרחב עם כבל אקטין בניצב, ומהירות קבועה יחסית ו כיוון ההגירה. בexplants המוקדם, הדדי המהירה של תאים נודדים באופן אישי עם אלה נודדים באופן קולקטיבי מאפשר הלימוד של התפקיד של הידבקויות תאי תאים בקביעת המצב של הגירה, ומדגיש את הקישורים המולקולריים בין שני המצבים של הגירה. תאים בexplants מאוחר יותר לאבד את היכולת שלהם לנוע במהירות ובאופן קולקטיבי כאפיתל מעבר mesenchymal מתרחש וגנים הקשורים לריפוי פצעים ודלקת באים לידי ביטוי באופן דיפרנציאלי. לפיכך, explants keratocyte יכול לשמש כמודל במבחנה לreepithelialization המתרחש במהלך ריפוי פצע עורי ויכול לייצג את מערכת ייחודית ללמוד מנגנונים של נדידת תאים קולקטיבית בהקשר של תכנית מוגדרת של שינויי ביטוי גנים. מגוון רחב של קווי דג הזברה מוטציה ומהונדסים זמין, המאפשר explants שיוקם מדגים עם רקע גנטי שונה. זה מאפשר את התפקיד של חלבונים שונים בתוך תהליכים אלה יש לטפל באופן ייחודי. הפרוטוקולים המפורטים כאן מתארים שיטה קלה ויעילה להקמת תרבויות explant אלה לשימוש במגוון רחב של מבחני הקשורים לנדידת תאים קולקטיבית.

כפי שמודגם באיור 1, גיליונות של keratocytes ניתן לצפות נודדים החוצה מתחת לקנה המידה בתוך שעות של הקמת תרבות explant. מדי פעם, יכול להיות שנצפה keratocyte בנפרד נודדת שהתנתק מהגיליון הנודד באופן קולקטיבי. בנוסף, כexplant הוקם מדגים שנתלשו בעבר, יש בשפע נויטרופילים הנודדים דרך ג...

Watch this Scientific Journal Video about Zebrafish Keratocyte Explants to Study Collective Cell Migration and Reepithelialization in Cutaneous Wound Healing at JoVE.com

Zebrafish Keratocyte Explants to Study Collective Cell Migration and Reepithelialization in Cutaneous Wound Healing

keratocytes דג הזברה להעביר בגיליונות תא מexplants ולספק מודל במבחנה לחקר המנגנונים של נדידת תאים קולקטיבית בהקשר של ריפוי פצע אפיתל. פרטים אלה פרוטוקולי דרך יעילה להקמת תרבויות explant עיקריות לשימוש במבחני נדידת תאים קולקטיביים.

Explants Keratocyte דג הזברה לחקר הגירה קולקטיבית סלולארי וReepithelialization בריפוי פצע עורית

Due to their unique motile properties, fish keratocytes dissociated from explant cultures have long been used to study the mechanisms of single cell ...

zebrafish-keratocyte-explants-to-study-collective-cell-migration

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

9.9K Views.  Midwestern University.  keratocytes דג הזברה להעביר בגיליונות תא מexplants ולספק מודל במבחנה לחקר המנגנונים של נדידת תאים קולקטיבית בהקשר של ריפוי פצע אפיתל. פרטים אלה פרוטוקולי דרך יעילה להקמת תרבויות explant עיקריות לשימוש במבחני נדידת תאים קולקטיביים. 

Video: Zebrafish Keratocyte Explants to Study Collective Cell Migration and Reepithelialization in Cutaneous Wound Healing

Live Imaging of Innate Immune and Preneoplastic Cell Interactions Using an Inducible Gal4/UAS Expression System in Larval Zebrafish Skin

Here we describe a method to conditionally induce epithelial cell transformation by the use of the 4-Hydroxytamoxifen (4-OHT) inducible KalTA4-ERT2/UAS expression system1 in zebrafish larvae, and the subsequent live imaging of innate immune cell interaction with HRASG12V expressing skin cells. The KalTA4-ERT2/UAS system is both inducible and reversible which allows us to induce cell transformation with precise temporal/spatial resolution in vivo. This provides us with a unique opportunity to live image how individual preneoplastic cells interact with host tissues as soon as they emerge, then follow their progression as well as regression. Recent studies in zebrafish larvae have shown a trophic function of innate immunity in the earliest stages of tumorigenesis2,3. Our inducible system would allow us to live image the onset of cellular transformation and the subsequent host response, which may lead to important insights on the underlying mechanisms for the regulation of oncogenic trophic inflammatory responses. We also discuss how one might adapt our protocol to achieve temporal and spatial control of ectopic gene expression in any tissue of interest.

Studying the earliest events of preneoplastic cell progression and innate immune cell interaction is pivotal to understand and treat cancer. Here we describe a method to conditionally induce epithelial cell transformations and the subsequent live imaging of innate immune cell interaction with HRASG12V expressing skin cells in zebrafish larvae.

הדמיה חיה של אינטראקציות תא של מערכת חיסון המולדת וPreneoplastic שימוש מערכת ביטוי / כטב&quot;מ העין מתנהלת Gal4 בעור הזחל דג הזברה

Here we describe a method to conditionally induce epithelial cell transformation by the use of the 4-Hydroxytamoxifen (4-OHT) inducible KalTA4-ERT2/UAS ...

Mechanical Vessel Injury in Zebrafish Embryos

Zebrafish (Danio rerio) embryos have proven to be a powerful model for studying a variety of developmental and disease processes. External development and optical transparency make these embryos especially amenable to microscopy, and numerous transgenic lines that label specific cell types with fluorescent proteins are available, making the zebrafish embryo an ideal system for visualizing the interaction of vascular, hematopoietic, and other cell types during injury and repair in vivo. Forward and reverse genetics in zebrafish are well developed, and pharmacological manipulation is possible. We describe a mechanical vascular injury model using micromanipulation techniques that exploits several of these features to study responses to vascular injury including hemostasis and blood vessel repair. Using a combination of video and timelapse microscopy, we demonstrate that this method of vascular injury results in measurable and reproducible responses during hemostasis and wound repair. This method provides a system for studying vascular injury and repair in detail in a whole animal model.

This article describes a method for creating a mechanical vessel injury in zebrafish embryos. This injury model provides a platform for studying hemostasis, injury-related inflammation, and wound healing in an organism ideally suited for real-time microscopy.

פגיעה כלי מכאנית בעוברי דג הזברה

Zebrafish (Danio rerio) embryos have proven to be a powerful model for studying a variety of developmental and disease processes.  External development ...

Capturing Tissue Repair in Zebrafish Larvae with Time-lapse Brightfield Stereomicroscopy

The zebrafish larval tail fin is ideal for studying tissue regeneration due to the simple architecture of the larval fin-fold, which comprises of two layers of skin that enclose undifferentiated mesenchyme, and because the larval tail fin regenerates rapidly within 2-3 days. Using this system, we demonstrate a method for capturing the repair dynamics of the amputated tail fin with time-lapse video brightfield stereomicroscopy. We demonstrate that fin amputation triggers a contraction of the amputation wound and extrusion of cells around the wound margin, leading to their subsequent clearance. Fin regeneration proceeds from proximal to distal direction after a short delay. In addition, developmental growth of the larva can be observed during all stages. The presented method provides an opportunity for observing and analyzing whole tissue-scale behaviors such as fin development and growth in a simple microscope setting, which is easily adaptable to any stereomicroscope with time-lapse capabilities.

We present a protocol for capturing the dynamics of zebrafish larval tail fin regeneration on a whole-tissue scale using brightfield-based stereomicroscopy. This technique enables capturing the regeneration dynamics with single cell resolution. This methodology can be adapted to any stereomicroscope equipped with a CCD camera and time-lapse software.

לכידת תיקון רקמות דג הזברה זחלים עם הזמן לשגות Brightfield stereomicroscopy

The zebrafish larval tail fin is ideal for studying tissue regeneration due to the simple architecture of the larval fin-fold, which comprises of two ...

Use of the TetON System to Study Molecular Mechanisms of Zebrafish Regeneration

The zebrafish has become a very important model organism for studying vertebrate development, physiology, disease, and tissue regeneration. A thorough understanding of the molecular and cellular mechanisms involved requires experimental tools that allow for inducible, tissue-specific manipulation of gene expression or signaling pathways. Therefore, we and others have recently adapted the TetON system for use in zebrafish. The TetON system facilitates temporally and spatially-controlled gene expression and we have recently used this tool to probe for tissue-specific functions of Wnt/beta&#8211;catenin signaling during zebrafish tail fin regeneration. Here we describe the workflow for using the TetON system to achieve inducible, tissue-specific gene expression in the adult regenerating zebrafish tail fin. This includes the generation of stable transgenic TetActivator and TetResponder lines, transgene induction and techniques for verification of tissue-specific gene expression in the fin regenerate. Thus, this protocol serves as blueprint for setting up a functional TetON system in zebrafish and its subsequent use, in particular for studying fin regeneration.

Here we outline the workflow for using the TetON system to achieve tissue-specific gene expression in the adult regenerating zebrafish tail fin.

שימוש במערכת טיטון לחקר מולקולרי מנגנוני התחדשות דג הזברה

The zebrafish has become a very important model organism for studying vertebrate development, physiology, disease, and tissue regeneration. A thorough ...

Establishment of a Clinically Relevant Ex Vivo Mock Cataract Surgery Model for Investigating Epithelial Wound Repair in a Native Microenvironment

The major impediment to understanding how an epithelial tissue executes wound repair is the limited availability of models in which it is possible to follow and manipulate the wound response ex vivo in an environment that closely mimics that of epithelial tissue injury in vivo. This issue was addressed by creating a clinically relevant epithelial ex vivo injury-repair model based on cataract surgery. In this culture model, the response of the lens epithelium to wounding can be followed live in the cells&#8217; native microenvironment, and the molecular mediators of wound repair easily manipulated during the repair process. To prepare the cultures, lenses are removed from the eye and a small incision is made in the anterior of the lens from which the inner mass of lens fiber cells is removed. This procedure creates a circular wound on the posterior lens capsule, the thick basement membrane that surrounds the lens. This wound area where the fiber cells were attached is located just adjacent to a continuous monolayer of lens epithelial cells that remains linked to the lens capsule during the surgical procedure. The wounded epithelium, the cell type from which fiber cells are derived during development, responds to the injury of fiber cell removal by moving collectively across the wound area, led by a population of vimentin-rich repair cells whose mesenchymal progenitors are endogenous to the lens1. These properties are typical of a normal epithelial wound healing response. In this model, as in vivo, wound repair is dependent on signals supplied by the endogenous environment that is uniquely maintained in this ex vivo culture system, providing an ideal opportunity for discovery of the mechanisms that regulate repair of an epithelium following wounding.

Establishment of a Clinically Relevant Ex Vivo Mock Cataract Surgery Model for Investigating Epithelial Wound Repair in a Native Microenvironment

Described here is the establishment of a clinically relevant ex vivo mock cataract surgery model that can be used to investigate mechanisms of the injury response of epithelial tissues within their native microenvironment.

הקמת קלינית רלוונטי<em&gt; Ex Vivo</em&gt; דגם ניתוח קטרקט מוק לחקירת תיקון פצע אפיתל במייקרו-סביבה של ילידים

The major impediment to understanding how an epithelial tissue executes wound repair is the limited availability of models in which it is possible to ...

Long-term Live Imaging Device for Improved Experimental Manipulation of Zebrafish Larvae

The zebrafish larva is an important model organism for both developmental biology and wound healing. Further, the zebrafish larva is a valuable system for live high-resolution microscopic imaging of dynamic biological phenomena in space and time with cellular resolution. However, the traditional method of agarose encapsulation for live imaging can impede larval development and tissue regrowth. Therefore, this manuscript describes the zWEDGI (zebrafish Wounding and Entrapment Device for Growth and Imaging), which was designed and fabricated as a functionally compartmentalized device to orient larvae for high-resolution microscopy while permitting caudal fin transection within the device and subsequent unrestrained tail development and re-growth. This device allows for wounding and long-term imaging while maintaining viability. Given that the zWEDGI mold is 3D printed, the customizability of its geometries make it easily modified for diverse zebrafish imaging applications. Furthermore, the zWEDGI offers numerous benefits, such as access to the larva during experimentation for wounding or for the application of reagents, paralleled orientation of multiple larvae for streamlined imaging, and reusability of the device.

This manuscript describes the zWEDGI (zebrafish Wounding and Entrapment Device for Growth and Imaging), which is a compartmentalized device designed to orient and restrain zebrafish larvae. The design permits tail transection and long-term collection of high-resolution fluorescent microscopy images of wound healing and regeneration.

התקן הדמיה חיה לטווח ארוך עבור משופרת מניפולציה ניסויית של הזחלים דג זברה

The zebrafish larva is an important model organism for both developmental biology and wound healing. Further, the zebrafish larva is a valuable system for ...

Bioengineering

Live Imaging of Cell Extrusion from the Epidermis of Developing Zebrafish

Homeostatic maintenance of epithelial tissues requires the continual removal of damaged cells without disrupting barrier function. Our studies have found that dying cells send signals to their live neighbors to form and contract a ring of actin and myosin that ejects it out from the epithelial sheet while closing any gaps that might have resulted from its exit, a process termed cell extrusion1. The optical clarity of developing zebrafish provides an excellent system to visualize extrusion in living epithelia. Here we describe a method to induce and image extrusion in the larval zebrafish epidermis. To visualize extrusion, we inject a red fluorescent protein labeled probe for F-actin into one-cell stage transgenic zebrafish embryos expressing green fluorescent protein in the epidermis and induce apoptosis by addition of G418 to larvae. We then use time-lapse imaging on a spinning disc confocal microscope to observe actin dynamics and epithelial cell behaviors during the process of apoptotic cell extrusion. This approach allows us to investigate the extrusion process in live epithelia and will provide an avenue to study disease states caused by the failure to eliminate apoptotic cells.

Dying cells are extruded from epithelial tissues by concerted contraction of neighboring cells without disrupting barrier function. The optical clarity of developing zebrafish provides an excellent system to visualize extrusion in living epithelia. Here we describe methods to induce and image extrusion in the larval zebrafish epidermis at cellular resolution.

הדמיה חיה של שחול Cell מן האפידרמיס של דג הזברה פיתוח

Homeostatic maintenance of epithelial tissues requires the continual removal of damaged cells without disrupting barrier function.  Our studies have found ...

Biology

<meta charset="utf8"></head><body>השתלת תאי דג זברה חזקה למחקר התחדשות ופיתוח

High-resolution Cell Transplantation in Embryonic and Larval Zebrafish

Development and regeneration occur by a process of genetically encoded spatiotemporally dynamic cellular interactions. The use of cell transplantation between animals to track cell fate and to induce mismatches in the genetic, spatial, or temporal properties of donor and host cells is a powerful means of examining the nature of these interactions. Organisms such as chick and amphibians have made crucial contributions to our understanding of development and regeneration, respectively, in large part because of their amenability to transplantation. The power of these models, however, has been limited by low genetic tractability. Likewise, the major genetic model organisms have lower amenability to transplantation. 
The zebrafish is a major genetic model for development and regeneration, and while cell transplantation is common in zebrafish, it is generally limited to the transfer of undifferentiated cells at the early blastula and gastrula stages of development. In this article, we present a simple and robust method that extends the zebrafish transplantation window to any embryonic or larval stage between at least 1 and 7 days post fertilization. The precision of this approach allows for the transplantation of as little as one cell with near-perfect spatial and temporal resolution in both donor and host animals. While we highlight here the transplantation of embryonic and larval neurons for the study of nerve development and regeneration, respectively, this approach is applicable to a wide range of progenitor and differentiated cell types and research questions.

<meta charset="utf8"></head><body>מחבר זרקור: מיפוי קישוריות תאית במערכת העצבים של דגי זברה במהלך התפתחות והתחדשות

Here we present a protocol to transplant cells with high spatial and temporal resolution in zebrafish embryos and larvae at any stage between at least 1 and 7 days post fertilization.

השתלת תאים ברזולוציה גבוהה בדגי זברה עובריים וזחלים

Development and regeneration occur by a process of genetically encoded spatiotemporally dynamic cellular interactions. The use of cell transplantation ...

Explants Keratocyte דג הזברה לחקר הגירה קולקטיבית סלולארי וReepithelialization בריפוי פצע עורית

Summary

Explore More Videos

הדמיה חיה של אינטראקציות תא של מערכת חיסון המולדת וPreneoplastic שימוש מערכת ביטוי / כטב"מ העין מתנהלת Gal4 בעור הזחל דג הזברה

פגיעה כלי מכאנית בעוברי דג הזברה

לכידת תיקון רקמות דג הזברה זחלים עם הזמן לשגות Brightfield stereomicroscopy

שימוש במערכת טיטון לחקר מולקולרי מנגנוני התחדשות דג הזברה

הקמת קלינית רלוונטי

התקן הדמיה חיה לטווח ארוך עבור משופרת מניפולציה ניסויית של הזחלים דג זברה

הדמיה חיה של שחול Cell מן האפידרמיס של דג הזברה פיתוח

השתלת תאים ברזולוציה גבוהה בדגי זברה עובריים וזחלים

השתלת תאים ברזולוציה גבוהה בדגי זברה עובריים וזחלים

השתלת תאים ברזולוציה גבוהה בדגי זברה עובריים וזחלים