Este trabajo fue apoyado por fondos de Midwestern University College de Ciencias de la Salud Investigación Facilitación subvención concedida a EEH y medio oeste de Oficina Universitario de Investigación y Programas Patrocinados Intramural subvención concedida a KJL.

Este protocolo se ajusta a los principios de bienestar AVMA animales para el cuidado y uso de animales de laboratorio y ha sido aprobado por el Cuidado y Uso de Animales Comité Institucional (IACUC) de la Universidad del Medio Oeste. 1. Preparación de anestesia, equipos, y medios de comunicación <ol><li> Declorar aproximadamente 1,5 L de agua del grifo usando un agente comercial declorinadora (disponible en tiendas de mascotas) o dejando reposar el agua durante 24 horas. Obtener tres vasos de 1 L y rellenar cada una con 500 ml de agua sin cloro. Marque uno para la celebración de los peces antes de cualquier procedimiento y otro para la recuperación. Para el tercer vaso de precipitados, añadir 100 g / ml de metanosulfonato de tricaína; esto se convierte en el vaso de precipitados en el cual se anestesiaron pescado. </li><li> Llenar una bandeja poco profunda con hielo, calentar el medio de cultivo (RPMI 1640, 10% de FBS (suero fetal bovino), 50 mg / ml de gentamicina, 100 mg / ml de kanamicina, 25 mM HEPES) a RT, y reunir las pinzas de joyero limpio. Pinzas limpias por immercantar los consejos de etanol al 70% y pasar a través de un mechero Bunsen, permitiendo que el etanol se consuma. </li><li> Decidir si el procedimiento se realiza sin aumento, con un tablero iluminado lupa comercial con 2 - 10 aumentos, o microscopio de disección (depende por completo de la preferencia personal). </li></ol> 2. Establecer cultivos de explantes <ol><li> Coger el número deseado de pescado y colóquelo en un vaso de precipitados de retención. Transferencia de un solo pez en el vaso la anestesia; lo mejor es anestesiar pescado individualmente. </li><li> Monitorear los efectos de la anestesia mediante la observación de la natación y de enmalle movimiento de los peces. Como anestesia progresa, el movimiento de enmalle se ralentiza y los peces nadar de forma errática y con frecuencia al revés; considerar peces anestesiados tan pronto como el movimiento de enmalle cesa. No deje el pescado durante más tiempo en el baño de la anestesia, ya que esto puede resultar en la muerte de los peces. </li><li> Retire el pescado del vaso y la transferencia de la anestesiade hielo, colocar el pescado en posición horizontal con la cola hacia la mano que sostiene las pinzas. Si experimentado con la técnica y si varios peces se van a utilizar para hacer explantes, considerar la colocación de la siguiente peces en el vaso de precipitados de la anestesia en este momento. </li><li> Para eliminar escamas, pinzas posición paralela a los peces con punta en el borde de la escala. Presione lado plano de las pinzas ligeramente en el lado del pescado para causar la escala para elevar desde el cuerpo de los peces. Sujete escala con pinzas, desplume, y lugar (sin inversión) en placa de cultivo de tejidos. Repita el procedimiento, la eliminación de un máximo de 12 escalas de un adulto grande (6 de cada lado), evitando la región branquial, la línea lateral, y las aletas. </li><li> Coloque el pescado en el vaso de recuperación y seguimiento para asegurar que se recupera de los efectos de la anestesia. En este momento, los peces pueden ser transferidos a un tanque individual. Deje que el pescado para recuperar por lo menos durante 21 días para permitir la regeneración completa escala. </li><li> Dependiendo de ladiseño experimental, colocar hasta 20 escalas por plástico 35 mm placa de cultivo de tejidos tratados o 4 - 6 escalas por vaso plato de fondo. Permitir escalas a que se adhieran a la placa antes de añadir suavemente los medios de comunicación a fin de no separar escalas, desde el plato. NOTA: Con la experiencia, varios peces pueden ser procesados ​​antes de añadir medios de comunicación para el primer plato. </li><li> Añadir 1,2 ml de medio completo (ver 1.2) en cada placa de 35 mm. </li><li> Preferiblemente cultivos de explantes se incuban a 28 ° C en 5% de CO 2 durante el periodo de tiempo deseado con o sin tratamiento adicional. Alternativamente, se incuban las culturas en una platina del microscopio calentado o dentro de una cámara de cultivo de células vivas para la microscopía de vídeo. </li></ol> 3. Campo claro y microscopía de vídeo <ol><li> Platos de posición que contienen láminas de células en la platina del microscopio y se centran inicialmente utilizando la lente del objetivo 4X. NOTA: aumentos superiores, se pueden utilizar, dependiendo del experimento. Marcar la ubicación decada hoja y / o la orientación del plato en la etapa de célula facilitarán la toma de imágenes en el tiempo con las hojas en aproximadamente la misma orientación. </li><li> Sacar los recipientes de la incubadora y la fotografía en diversos puntos temporales, de acuerdo con cada protocolo experimental y colocar de nuevo en la incubadora si se necesitan sólo imágenes fijas sobre el marco de tiempo experimental. </li><li> Durante la realización de la microscopía de vídeo, preste atención a lo siguiente: <ol><li> Coloque la escala / lámina de células emergente dentro del campo de visión de tal manera que la lámina de células migrar permanece en el campo de vista de la duración del vídeo. NOTA: Esto puede tomar un poco de experiencia en la observación de cómo las células migran de debajo de la escala. Para vídeos cortos, esto es una preocupación menor que para vídeos más largos. </li><li> Para plazos más cortos, se incuba a RT. Para plazos más largos (18 + hr), utilice una etapa climatizada o una cámara de incubación para mantener la temperatura, el equilibrio del pH, y para minimizar la evaporación de la cultura medio. </li></ol></li></ol> 4. Fijación para microscopía de inmunofluorescencia <ol><li> Preparar y pre-caliente todas las soluciones a 28 ° C. Con el fin de ver los queratocitos bajo de fluorescencia, crecer cultivos de explantes como se ha descrito anteriormente usando 35 mm platos de cultivo de tejidos con fondo de vidrio. También puede utilizar la cámara de diapositivas de vidrio. </li><li> Añadir 0,8 ml de paraformaldehído al 4% en PBS 1,1x a cada plato. No retire el medio de cultivo primera. Incubar a temperatura ambiente durante 5 min y aspirar para eliminar la solución. </li><li> Añadir 0,8 ml de paraformaldehído al 4% en PBS 1,1x a cada plato. Incubar a temperatura ambiente durante 5 min y aspirar para eliminar la solución. </li><li> A menos que el uso de ligandos externos o epítopos externos, permeabilizar las células mediante la adición de 0,5 ml de 0,2% Triton X-100 en PBS 1X. Incubar a temperatura ambiente durante 5 min y aspirar para eliminar la solución. </li><li> Añadir 0,5 ml de 1% de BSA en PBS 1x y se incuba durante 1 hr (a temperatura ambiente) o O / N (a 4 ° C). NOTA: Dependiendo de las condiciones experimentales, phalloidin se puede añadir en este paso. </li><li> Después de la incubación, aspirado para eliminar la solución y proceder con la tinción de anticuerpos. Alternativamente, almacenar las placas de cultivo mediante la adición de al menos 1 - 2 ml de 1% de BSA en PBS 1x por 3 - 4 semanas a 4 ° C. </li></ol> Protocolo 5. Inmunofluorescencia <ol><li> Preparar soluciones de anticuerpos primarios y secundarios de acuerdo con las recomendaciones del fabricante. NOTA: Si las recomendaciones del fabricante no están disponibles, una buena dilución de partida de anticuerpos primarios (en 1% de BSA en PBS 1x) es de 1: 500 para policlonales y 1: 1000 de anticuerpos monoclonales; una buena dilución de partida para anticuerpos secundarios es 1: 1000. Ajuste estas diluciones de la población original obtenido del fabricante más alto si la señal es débil, inferior si la señal es fuerte y el fondo es un problema. </li><li> Aspirar el BSA 1% en solución 1x PBS. Añadir 0,5 ml de solución de anticuerpo primario y se incuba durante 1 hr (a temperatura ambiente) o O / N (a 4 ° C). </li&gt; <li> Eliminar la solución de anticuerpo primario, coloque en un lugar limpio y etiquetado 1,5 ml tubo de microcentrífuga, y congelar a -20 ° C. NOTA: Esto permite la reutilización de la primaria de anticuerpos, si es necesario. </li><li> Lavar el plato de 3 - 5 veces con PBS 1x, retirar y desechar el PBS después de cada lavado. </li><li> Añadir 0,5 ml de solución de anticuerpo secundario. Si lo desea, agregue phalloidin fluorescente marcada con (siguiendo concentración recomendada de cualquier fabricante) durante este paso. Incubar durante 1 h (a temperatura ambiente) o O / N (a 4 ° C). NOTA: El uso de phalloidin fluorescente marcado permite la visualización de los filamentos de actina; hemos encontrado que faloidina 488 marcado funciona mejor en nuestros queratocitos pez cebra, pero otros fluoróforos se pueden utilizar. </li><li> Retire y deseche la solución de anticuerpo secundario. </li><li> Lavar el plato de 3 - 5 veces con PBS 1x, retirar y desechar el PBS después de cada lavado. NOTA: El plato se puede almacenar, protegido de la luz, a 4 ° C si no puede competirw inmediatamente; asegúrese 1x PBS se añade en el plato antes de guardarla para asegurar que las células no se sequen, pero cálido a RT (20 - 30 min), luego retire la PBS justo antes de pasar al siguiente paso. </li><li> Cuando esté listo para observar, añadir 2-3 gotas de medio de montaje, con o sin DAPI, dependiendo de las necesidades experimentales, en el plato y dejar reposar durante 10 minutos a temperatura ambiente. NOTA: Utilizamos un medio de montaje disponible en el mercado, basado en glicerol con DAPI, pero otros medios de montaje se puede utilizar. Permitir 10 min para el medio de montaje para sentarse en el plato facilita la eliminación fácil de la cubreobjetos de vidrio desde el fondo del plato. </li><li> Después de la incubación, apretar suavemente en los lados del plato para aflojar y retirar el cubreobjetos. Añadir una caída adicional de los medios de montaje en un portaobjetos de vidrio y colocar el cubreobjetos, las células hacia abajo, sobre el portaobjetos. NOTA: Considere sellar el cubreobjetos al portaobjetos usando esmalte de uñas transparente si la diapositiva debe mantenerse durante más de 1-2 días. </li><li> Observe el portaobjetos bajo un microscopio de fluorescencia. NOTA: La mayoría de nuestras imágenes fueron tomadas usando un lente objetivo de 40X o 63X con aceite de inmersión, pero el lente objetivo específico utilizado dependerá del protocolo experimental. </li></ol>

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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracellular+fluid+flow+in+rapidly+moving+cells.">Intracellular fluid flow in rapidly moving cells.</a> Nature Cell Biology. 11, 1219-1224 (2009).</li><li>Bereiter-Hahn, J., Strohmeier, R., Kunzenbacher, I., Beck, K., Voth, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Locomotion+of+Xenopus+epidermis+cells+in+primary+culture.">Locomotion of Xenopus epidermis cells in primary culture.</a> Journal of Cell Science. 52, 289-311 (1981).</li><li>Nishikawa, A., Shimizu-Nishikawa, K., Miller, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation,+characterization,+and+in+vitro+culture+of+larval+and+adult+epidermal+cells+of+the+frog+Xenopus+laevis.">Isolation, characterization, and in vitro culture of larval and adult epidermal cells of the frog Xenopus laevis.</a> In Vitro Cellula., &amp; Developmental Biology. 26, 1128-1134 (1990).</li><li>Schober, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Focal+adhesion+kinase+modulates+tension+signaling+to+control+actin+and+focal+adhesion+dynamics.">Focal adhesion kinase modulates tension signaling to control actin and focal adhesion dynamics.</a> The Journal of Cell Biology. 176, 667-680 (2007).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

El paso más crítico para el éxito del cultivo de explantes de queratocitos está permitiendo que la escala se adhiera a la placa de cultivo durante aproximadamente 2 - 3 minutos antes de la adición del medio de cultivo. Aproximadamente el 75% de las escalas se adherirá y crecer hojas (necesitará el número de cultivos establecidos para cada experimento que ajustarse en consecuencia). Hojas de queratocitos no forman alrededor de cada escala extraerán de los peces y se colocan en cultivo durante varias razones. En ...

<html> Estudios de la motilidad celular se han centrado tradicionalmente en la migración de las células de forma individual. Queratocitos cultivados de pescado y explantes de anfibios han demostrado ser un poderoso sistema modelo para estudiar los mecanismos de la motilidad celular utilizando modelos experimentales y matemáticos enfoques 1-6. El trabajo experimental en células que migran de forma individual es ayudado por el movimiento de deslizamiento rápida, suave de las células, mientras que mantiene una forma uniforme, la velocidad y dirección. Sin embargo, in vivo, las células se mueven frecuentemente colectivamente manteniendo al mismo tiempo las uniones célula-célula, en particular durante la embriogénesis, la cicatrización de heridas, y la metástasis. Por lo tanto, la migración celular colectiva es un área en crecimiento y cada vez más importante de la investigación en el campo de la migración celular. La migración colectiva de estas células ha sido recientemente descrito 7 y tiene muchas características únicas que lo hacen un potente sistema para estudiar la migración celular colectiva en un modelo de cicatrización de la herida. ove_content &quot;&gt; Cuando escalas son arrancadas de un pez cebra adultos anestesiados, algo de tejido epitelial permanece unido a la parte inferior de la escala. Cuando se añade medio de cultivo celular, estas células epiteliales, o queratocitos, migran rápidamente como una unidad colectiva de la escala. La cultivo de explantes puede ser visto como un modelo de curación de heridas epiteliales, en la que las células migran desde el explante como lo harían a través de la matriz provisional de un lecho de la herida para restablecer un epitelio intacto. Los datos recientes sugieren que este cultivo ex vivo imita muchas características de in vivo la cicatrización de heridas en adultos de pez cebra. tasas de cierre de la herida 8 se traducen a una velocidad de migración similar a la observada en el sistema ex vivo 7. Además, en una herida in vivo modelo de curación, el tratamiento con warfarina sugiere que la hemostasia no tiene ningún efecto sobre la tasa de de la curación, mientras que el tratamiento con hidrocortisona para reducir la respuesta inmune no retrasa reepitelización 8 </sup&gt;. A medida que el pez cebra no sangra cuando se retira la escala del animal, la hemostasis no es un jugador importante. Aunque hemos encontrado células inmunes en explantes, no hemos estudiado los efectos que puedan tener sobre la migración celular colectiva. El protocolo presentado aquí describe cómo establecer cultivos de explantes de queratocitos de pez cebra que garanticen la coherencia y reproducibilidad para su uso en muchos ensayos biológicos. Estos cultivos de explantes son particularmente convincente un modelo in vitro para la migración celular colectiva por varias razones. En primer lugar, los queratocitos de pez cebra son células primarias usadas dentro de los horarios de establecer cultivos de explantes. Por lo tanto, estas células no se han sometido a los cambios morfológicos y de expresión de genes asociados con el paso de las células primarias 9-13. En segundo lugar, este sistema representa un modelo para el estudio de la reepitelización en respuesta a heridas y 14, como parte de la respuesta a heridas, una epitelial a mesenquimal trproceso ansition (EMT) se inicia como se evidencia por los cambios en la expresión génica y reordenamientos del citoesqueleto 14,15. Por lo tanto, los cambios de fondo en la expresión génica y la motilidad que se producen en las células no tratadas se han caracterizado y proporcionar un contexto para interpretar los cambios con el tratamiento. Además, la queratocitos pescado y el queratinocito humano son funcionalmente equivalentes; ambas son las células epiteliales primarias de sus respectivos especies y juegan un papel clave en la cicatrización de la herida epitelial. En tercer lugar, el pez cebra adultos están ganando reconocimiento como un sistema modelo para una variedad de enfermedades humanas 16-18 incluyendo el melanoma y otros cánceres 19-21, la curación de heridas cutáneas 8,14 y el tejido de regeneración 22-24. Las ventajas técnicas de este modelo de sistema son igualmente convincente. Un creciente número de líneas mutantes y transgénicos están disponibles sin fines de lucro, instalaciones centralizadas. En concreto, el Proyecto Mutación pez cebra (ZMP) En el Wellcome Trust Sanger Institute tiene como objetivo crear un alelo nocaut en cada proteína del gen de codificación en el genoma del pez cebra. Actualmente, se han mutado 11.892 genes, aproximadamente el 45% del genoma, con 24.088 alelos caracterizados. Además, ZMP acepta propuestas y generará de forma gratuita knock-outs. Métodos recientes en caída gen en larvas y adultos de pez cebra 25-28 proporcionan flexibilidad para estudiar la función de genes de desarrollo importantes para las que los enfoques transgénicos son problemáticos o poco práctico. Debido a sus muy rápidas tasas de la motilidad de ~ 145 micras / hr poco después de establecimiento de cultivos 29, los ensayos se pueden completar rápidamente (normalmente en 24 horas o menos). Como experimentos se pueden completar rápidamente y culturas crecen bien a TA, varios de los obstáculos técnicos asociados con la que se evitan los ensayos de migración de células de mamíferos que implican la microscopía de video. Además, en la edad de apriete presupuestos de investigación, zebrafish se mantienen fácilmente ya bajo costo. La estructura y el comportamiento del explante es compleja. Como los peces no sangran cuando se retira la escala, es poco probable que mucho más que las capas epidérmicas superficiales se eliminan con la escala. Queratocitos parecen ser el tipo celular predominante en el explante, cuando las escalas se eliminan inicialmente a partir de los peces como la gran mayoría de las células parece teñir con un anticuerpo anti-E-cadherina 14. Además, no hay evidencia de fibroblastos en el cultivo inicial a juzgar por la ausencia de tinción por inmunofluorescencia 14 vimentina. Sin embargo, con extracción repetida escala, parece que hay numerosos neutrófilos en el explante (ver video 1). Hemos identificado estas células como los neutrófilos basadas en las observaciones morfológicas de su tamaño, rápidamente la motilidad, y su migración fuera de la lámina de células cuando se exponen a LPS (datos no mostrados). Además, estas células se tiñen ingenio brillantesh un anticuerpo para el factor citosólico de neutrófilos, así como con una variedad de anticuerpos IgG secundarias, lo que indica que tienen abundantes FcRs en su superficie (datos no mostrados). Múltiples capas de células están presentes en el explante. La microscopía confocal revela la presencia de una sola capa cerca del borde que conduce a más de dos capas de queratocitos cerca de la escala con neutrófilos visibles por encima, por debajo y entre las hojas de queratocitos celular. En los puntos de tiempo tempranos, las células en el borde del explante polarize multi-capa, iniciando la migración colectiva de los queratocitos del explante a tasas iniciales de ~ 145 micras / hr. El área cubierta por el explante aumenta rápidamente, dando lugar a la propagación de células, la tensión dentro de la lámina, y una disminución de la tasa de avance del borde de ataque. Interconversiones rápidos entre las células líder y seguidora se observan en el borde de ataque durante la formación y el cierre de los agujeros formados espontáneamente dentro de la hoja 7. Como elEMT proceso iniciado con el explante continúa, los fragmentos de hoja y los queratocitos pierden su motilidad rápida especializada. La expresión de genes y cambios morfológicos consistentes con EMT, cicatrización de heridas y las respuestas inflamatorias se producen dentro de los 7 días de cultivo con explantes se consideran viables durante aproximadamente 10 días 14.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="777">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:267px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:71px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:320px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:267px;">35 mm Glass Bottom Culture Dishes (Poly-D Lysine Coated)&#160;</td>
			<td style="width:71px;">MatTek</td>
			<td style="width:119px;">P35GC-1.5-14-C</td>
			<td style="width:320px;">1.5 mm&#160; thickness is best for coverslip removal.&#160; 14 mm diameter provides more culture area.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:267px;">Swiss Jewelers Style Forceps, Integra, Miltex 17-303</td>
			<td style="width:71px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">21909-460</td>
			<td style="width:320px;">We find that narrow, fine forceps work the best for scale removal.&#160;&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

zebrafish keratocyte explants to study collective cell migration and reepithelialization in cutaneous wound healing

Debido a sus propiedades únicas móviles, queratocitos de pescado disociarse de largo se han utilizado cultivos de explantes para estudiar los mecanismos de la migración de células individuales. Sin embargo, cuando se establecen los explantes, estas células también se mueven en conjunto, manteniendo muchas de las características que hacen individuo queratocitos un modelo atractivo para estudiar la migración: las tasas rápidas de la motilidad, extensa laminillas actina-ricos con un cable de actina perpendicular y velocidad relativamente constante y dirección de la migración. En los primeros explantes, la rápida interconversión de células que migran de forma individual con aquellos que migran colectivamente permite el estudio del papel de las adherencias célula-célula en la determinación del modo de la migración, y hace hincapié en los enlaces moleculares entre los dos modos de migración. Las células en explantes posteriores pierden su capacidad de migrar rápidamente y colectivamente como un epitelial a mesenquimal se produce y genes asociados con la curación de heridas y la inflamación se expresan diferencialmente. Por lo tanto, los explantes de queratocitos pueden servir como un modelo in vitro para la reepitelización que se produce durante la curación de heridas cutáneas y puede representar un sistema único para estudiar los mecanismos de la migración celular colectiva en el contexto de un programa definido de cambios de expresión génica. Una variedad de líneas de pez cebra mutantes y transgénicos están disponibles, lo que permite explantes que se establecerán a partir de peces con diferentes antecedentes genéticos. Esto permite que el papel de las diferentes proteínas dentro de estos procesos que debe abordarse de forma única. Los protocolos descritos aquí describen un método fácil y eficaz para el establecimiento de estos cultivos de explantes para su uso en una variedad de ensayos relacionados con la migración celular colectiva.

Como se ilustra en la Figura 1, hojas de queratocitos se pueden observar la migración hacia fuera de debajo de la escala dentro de hora de establecer el cultivo de explantes. De vez en cuando, un queratocitos migración individual que se ha desprendido de la hoja colectivamente migración se puede observar. Además, como el explante se estableció a partir de un pescado que habían sido hechas anteriormente, existen abundantes neutrófilos que migran a través de la hoja. En períodos de cultivo más l...

Watch this Scientific Journal Video about Zebrafish Keratocyte Explants to Study Collective Cell Migration and Reepithelialization in Cutaneous Wound Healing at JoVE.com

Zebrafish Keratocyte Explants to Study Collective Cell Migration and Reepithelialization in Cutaneous Wound Healing

Queratocitos de pez cebra migran en láminas de células a partir de explantes y proporcionan un modelo in vitro para el estudio de los mecanismos de migración celular colectiva en el contexto de la cicatrización de la herida epitelial. Estos protocolos detalle una forma efectiva para establecer cultivos de explantes primarios para su uso en ensayos de migración celular colectivos.

Pez cebra queratocitos explantes para estudiar la migración celular colectiva y reepitelización en Curación de Heridas cutáneas

Due to their unique motile properties, fish keratocytes dissociated from explant cultures have long been used to study the mechanisms of single cell ...

zebrafish-keratocyte-explants-to-study-collective-cell-migration

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

9.9K vistas.  Midwestern University.  Queratocitos de pez cebra migran en láminas de células a partir de explantes y proporcionan un modelo in vitro para el estudio de los mecanismos de migración celular colectiva en el contexto de la cicatrización de la herida epitelial. Estos protocolos detalle una forma efectiva para establecer cultivos de explantes primarios para su uso en ensayos de migración celular colectivos. 

Video: Zebrafish Keratocyte Explants to Study Collective Cell Migration and Reepithelialization in Cutaneous Wound Healing

Optimization of the Wound Scratch Assay to Detect Changes in Murine Mesenchymal Stromal Cell Migration After Damage by Soluble Cigarette Smoke Extract

Cell migration is vital to many physiological and pathological processes including tissue development, repair, and regeneration, cancer metastasis, and inflammatory responses. Given the current interest in the role of mesenchymal stromal cells in mediating tissue repair, we are interested in quantifying the migratory capacity of these cells, and understanding how migratory capacity may be altered after damage. Optimization of a rigorously quantitative migration assay that is both easy to customize and cost-effective to perform is key to answering questions concerning alterations in cell migration in response to various stimuli. Current methods for quantifying cell migration, including scratch assays, trans-well migration assays (Boyden chambers), micropillar arrays, and cell exclusion zone assays, possess a range of limitations in reproducibility, customizability, quantification, and cost-effectiveness. Despite its prominent use, the scratch assay is confounded by issues with reproducibility related to damage of the cell microenvironment, impediments to cell migration, influence of neighboring senescent cells, and cell proliferation, as well as lack of rigorous quantification. The optimized scratch assay described here demonstrates robust outcomes, quantifiable and image-based analysis capabilities, cost-effectiveness, and adaptability to other applications.

The capacity to migrate is a key function of many different cell types, including mesenchymal stromal cells (MSCs). However, quantifying alterations in migratory capacity after damage is challenging. This protocol describes an easily adaptable migration assay that uses rigorous statistics to quantify changes in MSC migratory capacity after damage.

Optimización del ensayo arañazos herida para detectar cambios en Murino mesenquimales estromales migración de células después de daño por Soluble Extracto humo del cigarrillo

Cell migration is vital to many physiological and pathological processes including tissue development, repair, and regeneration, cancer metastasis, and ...

Investigación

Biología del Desarrollo

Stem cell-like Xenopus Embryonic Explants to Study Early Neural Developmental Features In Vitro and In Vivo

Understanding the genetic programs underlying neural development is an important goal of developmental and stem cell biology. In the amphibian blastula, cells from the roof of the blastocoel are pluripotent. These cells can be isolated, and programmed to generate various tissues through manipulation of genes expression or induction by morphogens. In this manuscript protocols are described for the use of Xenopus laevis blastocoel roof explants as an assay system to investigate key in vivo and in vitro features of early neural development. These protocols allow the investigation of fate acquisition, cell migration behaviors, and cell autonomous and non-autonomous properties. The blastocoel roof explants can be cultured in a serum-free defined medium and grafted into host embryos. This transplantation into an embryo allows the investigation of the long-term lineage commitment, the inductive properties, and the behavior of transplanted cells in vivo. These assays can be exploited to investigate molecular mechanisms, cellular processes and gene regulatory networks underlying neural development. In the context of regenerative medicine, these assays provide a means to generate neural-derived cell types in vitro that could be used in drug screening.

Stem cell-like Xenopus Embryonic Explants to Study Early Neural Developmental Features In Vitro and In Vivo

In Xenopus embryos, cells from the roof of the blastocoel are pluripotent and can be programmed to generate various tissues. Here, we describe protocols to use amphibian blastocoel roof explants as an assay system to investigate key in vivo and in vitro features of early neural development.

Celular-como Stem<em&gt; Xenopus</em&gt; Embrionarias explantes para Estudiar Características Temprana del Desarrollo Neural<em&gt; In Vitro</em&gt; Y<em&gt; En Vivo</em

Understanding the genetic programs underlying neural development is an important goal of developmental and stem cell biology. In the amphibian blastula, ...

Analyzing In Vivo Cell Migration using Cell Transplantations and Time-lapse Imaging in Zebrafish Embryos

Cell migration is key to many physiological and pathological conditions, including cancer metastasis. The cellular and molecular bases of cell migration have been thoroughly analyzed in vitro. However, in vivo cell migration somehow differs from in vitro migration, and has proven more difficult to analyze, being less accessible to direct observation and manipulation. This protocol uses the migration of the prospective prechordal plate in the early zebrafish embryo as a model system to study the function of candidate genes in cell migration. Prechordal plate progenitors form a group of cells which, during gastrulation, undergoes a directed migration from the embryonic organizer to the animal pole of the embryo. The proposed protocol uses cell transplantation to create mosaic embryos. This offers the combined advantages of labeling isolated cells, which is key to good imaging, and of limiting gain/loss of function effects to the observed cells, hence ensuring cell-autonomous effects. We describe here how we assessed the function of the TORC2 component Sin1 in cell migration, but the protocol can be used to analyze the function of any candidate gene in controlling cell migration in vivo.

Analyzing In Vivo Cell Migration using Cell Transplantations and Time-lapse Imaging in Zebrafish Embryos

Combining cell transplantation, cytoskeletal labeling and loss/gain of function approaches, this protocol describes how the migrating zebrafish prospective prechordal plate can be used to analyze the function of a candidate gene in in vivo cell migration.

analizando<em&gt; En Vivo</em&gt; Migración de células usando trasplantes de células y time-lapse en embriones de pez cebra

Cell migration is key to many physiological and pathological conditions, including cancer metastasis. The cellular and molecular bases of cell migration ...

Development of an Ethanol-induced Fibrotic Liver Model in Zebrafish to Study Progenitor Cell-mediated Hepatocyte Regeneration

Sustained liver fibrosis with continuation of extracellular matrix (ECM) protein build-up results in the loss of cellular competency of the liver, leading to cirrhosis with hepatocellular dysfunction. Among multiple hepatic insults, alcohol abuse can lead to significant health problems including liver failure and hepatocellular carcinoma. Nonetheless, the identity of endogenous cellular sources that regenerate hepatocytes in response to alcohol has not been properly investigated. Moreover, few studies have effectively modeled hepatocyte regeneration upon alcohol-induced injury. We recently reported on establishing an ethanol (EtOH)-induced fibrotic liver model in zebrafish in which hepatic progenitor cells (HPCs) gave rise to hepatocytes upon near-complete hepatocyte loss in the presence of fibrogenic stimulus. Furthermore, through chemical screens using this model, we identified multiple small molecules that enhance hepatocyte regeneration. Here we describe in detail the procedures to develop an EtOH-induced fibrotic liver model and to perform chemical screens using this model in zebrafish. This protocol will be a critical tool to delineate the molecular and cellular mechanisms of how hepatocyte regenerates in the fibrotic liver. Furthermore, these methods will facilitate potential discovery of novel therapeutic strategies for chronic liver disease in vivo.

Sustained fibrosis with deposition of excessive extracellular matrix proteins leads to cirrhosis. Alcohol abuse is one of the main causes of severe liver disease. We established an ethanol-induced zebrafish fibrotic liver model to study the mechanisms and strategies of promoting hepatocyte regeneration upon alcohol-induced injury.

Desarrollo de un Modelo de hígado fibrótico inducida por etanol en el pez cebra para el Estudio de células progenitoras mediada por la regeneración de hepatocitos

Sustained liver fibrosis with continuation of extracellular matrix (ECM) protein build-up results in the loss of cellular competency of the liver, leading ...

Adenoviral Gene Therapy for Diabetic Keratopathy: Effects on Wound Healing and Stem Cell Marker Expression in Human Organ-cultured Corneas and Limbal Epithelial Cells

The goal of this protocol is to describe molecular alterations in human diabetic corneas and demonstrate how they can be alleviated by adenoviral gene therapy in organ-cultured corneas. The diabetic corneal disease is a complication of diabetes with frequent abnormalities of corneal nerves and epithelial wound healing. We have also documented significantly altered expression of several putative epithelial stem cell markers in human diabetic corneas. To alleviate these changes, adenoviral gene therapy was successfully implemented using the upregulation of c-met proto-oncogene expression and/or the downregulation of proteinases matrix metalloproteinase-10 (MMP-10) and cathepsin F. This therapy accelerated wound healing in diabetic corneas even when only the limbal stem cell compartment was transduced. The best results were obtained with combined treatment. For possible patient transplantation of normalized stem cells, an example is also presented of the optimization of gene transduction in stem cell-enriched cultures using polycationic enhancers. This approach may be useful not only for the selected genes but also for the other mediators of corneal epithelial wound healing and stem cell function.

An example of adenoviral gene therapy in the human diabetic organ-cultured corneas is presented towards the normalization of delayed wound healing and markedly reduced epithelial stem cell marker expression in these corneas. It also describes the optimization of this process in stem cell-enriched limbal epithelial cultures.

Terapia génica adenoviral para Diabetic Queratopatía: Efectos en la curación de heridas y Stem Cell expresión del marcador en córneas de órganos cultivados humanos y células epiteliales Limbal

The goal of this protocol is to describe molecular alterations in human diabetic corneas and demonstrate how they can be alleviated by adenoviral gene ...

Culture of Adult Transgenic Zebrafish Retinal Explants for Live-cell Imaging by Multiphoton Microscopy

An endogenous regeneration program is initiated by M&#252;ller glia in the adult zebrafish (Danio rerio) retina following neuronal damage and death. The M&#252;ller glia re-enter the cell cycle and produce neuronal progenitor cells that undergo subsequent rounds of cell divisions and differentiate into the lost neuronal cell types. Both M&#252;ller glia and neuronal progenitor cell nuclei replicate their DNA and undergo mitosis in distinct locations of the retina, i.e. they migrate between the basal Inner Nuclear Layer (INL) and the Outer Nuclear Layer (ONL), respectively, in a process described as Interkinetic Nuclear Migration (INM). INM has predominantly been studied in the developing retina. To examine the dynamics of INM in the adult regenerating zebrafish retina in detail, live-cell imaging of fluorescently-labeled M&#252;ller glia/neuronal progenitor cells is required. Here, we provide the conditions to isolate and culture dorsal retinas from Tg[gfap:nGFP]mi2004 zebrafish that were exposed to constant intense light for 35 h. We also show that these retinal cultures are viable to perform live-cell imaging experiments, continuously acquiring z-stack images throughout the thickness of the retinal explant for up to 8 h using multiphoton microscopy to monitor the migratory behavior of gfap:nGFP-positive cells. In addition, we describe the details to perform post-imaging analysis to determine the velocity of apical and basal INM. To summarize, we established conditions to study the dynamics of INM in an adult model of neuronal regeneration. This will advance our understanding of this crucial cellular process and allow us to determine the mechanisms that control INM.

Zebrafish retinal regeneration has mostly been studied using fixed retinas. However, dynamic processes such as interkinetic nuclear migration occur during the regenerative response and require live-cell imaging to investigate the underlying mechanisms. Here, we describe culture and imaging conditions to monitor Interkinetic Nuclear Migration (INM) in real-time using multiphoton microscopy.

Cultura de adulto pez cebra transgénico de retina explantes de Células vivas imágenes de microscopía multifotónica

An endogenous regeneration program is initiated by M&#252;ller glia in the adult zebrafish (Danio rerio) retina following neuronal damage and death. The ...

A Device for Performing Cell Migration/Wound Healing in a 96-Well Plate

The cell migration/wounding assay is a commonly used method to study cell migration and other biological processes, such as angiogenesis and tumor metastasis. In this assay, cells are grown to form a confluent monolayer and a mechanical wound is created by scratching with a device. Then the migration rate of the cells towards the denuded area can be monitored by imaging. Our 8-channel mechanical wounder is designed to tackle most of the problems associated with the cell migration assay. Firstly, our wounder can be easily sterilized by autoclaving or with common disinfectants. Secondly, the individual adjustable pins allow even contact with the cell culture plate so that sharp and reproducible wounds can be created. Thirdly, the guiding bars on both sides of the wounder ensure consistent wounding position in each well. The use of disposable plastic pipette tips for wounding can further provide better handling of the wounder as well as to minimize cross-contamination. In conclusion, our cell wounder can provide researchers with a user friendly and reproducible device for performing the cell migration assay using the standard 96-well culture plate.

Here, we present a protocol to perform a semi-high throughput cell migration assay on a 96-well cell culture plate. This protocol is a fast, simple and economical method to create consistent scratch wounds on a cell monolayer.

Un dispositivo para realizar la migración de células / Curación de Heridas en una placa de 96 pocillos

The cell migration/wounding assay is a commonly used method to study cell migration and other biological processes, such as angiogenesis and tumor ...

Whole-Mount In Situ Hybridization in Zebrafish Embryos and Tube Formation Assay in iPSC-ECs to Study the Role of Endoglin in Vascular Development

Vascular development is determined by the sequential expression of specific genes, which can be studied by performing in situ hybridization assays in zebrafish during different developmental stages. To investigate the role of endoglin(eng) in vessel formation during the development of hereditary hemorrhagic telangiectasia&#160;(HHT), morpholino-mediated targeted knockdown of eng in zebrafish are used to study its temporal expression and associated functions. Here, whole-mount in situ RNA hybridization (WISH) is employed for the analysis of eng and its downstream genes in zebrafish embryos. Also, tube formation assays are performed in HHT patient-derived induced pluripotent stem cell-differentiated&#160;endothelial cells (iPSC-ECs; with eng mutations). A specific signal amplifying system using the whole amount In Situ Hybridization &#8211; WISH provides higher resolution and lower background results compared to traditional methods. To obtain a better signal, the post-fixation time is adjusted to 30 min after probe hybridization. Because fluorescence staining is not sensitive in zebrafish embryos, it is replaced with diaminobezidine (DAB) staining here. In this protocol, HHT&#160;patient-derived iPSC lines containing an eng mutation are differentiated into endothelial cells. After coating a plate with basement membrane matrix for 30 min at 37 &#176;C, iPSC-ECs are seeded as a monolayer into wells and kept at 37 &#176;C for 3 h. Then, the tube length and number of branches are calculated using microscopic images. Thus, with this improved WISH protocol, it is shown that reduced eng expression affects endothelial progenitor formation in zebrafish embryos. This is further confirmed by tube formation assays using iPSC-ECs derived from a patient with HHT. These assays confirm the role for eng in early vascular development.

Presented here is a protocol for whole-mount in situ RNA hybridization analysis in zebrafish and tube formation assay in patient-derived induced pluripotent stem cell-derived endothelial cells to study the role of endoglin in vascular formation.

Hibridación en situ de montaje completo en embriones de pez cebra y ensayo de formación de tubos en iPSC-CE para estudiar el papel de la endoglina en el desarrollo vascular

Vascular development is determined by the sequential expression of specific genes, which can be studied by performing in situ hybridization assays in ...

A Drosophila Model to Study Wound-induced Polyploidization

Polyploidy is a frequent phenomenon whose impact on organismal health and disease is still poorly understood. A cell is defined as polyploid if it contains more than the diploid copy of its chromosomes, which is a result of endoreplication or cell fusion. In tissue repair, wound-induced polyploidization (WIP) has been found to be a conserved healing strategy from fruit flies to vertebrates. WIP has several advantages over cell proliferation, including resistance to oncogenic growth and genotoxic stress. The challenge has been to identify why polyploid cells arise and how these unique cells function. Provided is a detailed protocol to study WIP in the adult fruit fly epithelium where polyploid cells are generated within 2 days after a puncture wound. Taking advantage of D. melanogaster&#39;s extensive genetic tool kit, the genes required to initiate and regulate WIP, including Myc, have begun to be identified. Continued studies using this method can reveal how other genetic and physiological variables including sex, diet, and age regulate and influence WIP&#39;s function.

A Drosophila Model to Study Wound-induced Polyploidization

Wound-induced polyploidization is a conserved tissue repair strategy where cells grow in size instead of dividing to compensate for cell loss. Here is a detailed protocol on how to use the fruit fly as a model to measure ploidy and its genetic regulation in epithelial wound repair.

Un modelo de Drosophila para estudiar la poliploidización inducida por heridas

Polyploidy is a frequent phenomenon whose impact on organismal health and disease is still poorly understood. A cell is defined as polyploid if it ...

Murine Excisional Wound Healing Model and Histological Morphometric Wound Analysis

The murine excisional wound model has been used extensively to study each of the sequentially overlapping phases of wound healing: inflammation, proliferation and remodeling. Murine wounds have a histologically well-defined and easily recognizable wound bed over which these different phases of the healing process are measurable. Within the field, it is common to use an arbitrarily defined &#8220;middle&#8221; of the wound for histological analyses. However, wounds are a three-dimensional entity and often not histologically symmetrical, supporting the need for a well-defined and robust method of quantification to detect morphometric defects with a small effect size. In this protocol, we describe the procedure for creating bilateral, full-thickness excisional wounds in mice as well as a detailed instruction on how to measure morphometric parameters using an image processing program on select serial sections. The two-dimension measurements of wound length, epidermal length, epidermal area, and wound area are used in combination with the known distance between sections to extrapolate the three-dimension epidermal area covering the wound, overall wound area, epidermal volume and wound volume. Although this detailed histological analysis is more time and resource consuming than conventional analyses, its rigor increases the likelihood of detecting novel phenotypes in an inherently complex wound healing process.

This protocol describes how to generate bilateral, full-thickness excisional wounds in mice and how to subsequently monitor, harvest, and prepare the wounds for morphometric analysis. Included is an in-depth description of how to use serial histological sections to define, precisely quantify and detect morphometric defects.