This study was supported by a grant from the Dutch Kidney Foundation (KJPB 08.0003). 
Carolien Rothuizen is acknowledged for her contribution to the study. Hoang Pham is acknowledged for his assistance with the pathology work-up.

כל הניסויים אושרו על ידי הוועדה על רווחת בעלי החיים של המרכז הרפואי של אוניברסיטת ליידן. 1. הכנת בעלי חיים אלחוש <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את העכבר (גיל 1-3 חודשים) בתא אינדוקציה רציף הרדמה מלאה isoflurane 3-4%. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגלח את הצד הגחוני של הצוואר והחלק הפנימי של הרגל השמאלית העליונה באמצעות מכונת גילוח חשמלית ולהשתמש חתיכת סרט כדי להסיר את השיער. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל משחת עיניים על שתי עיניים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את חיה על שמיכת החימום שעליו מסכת אוורור האף הוא קבועה. לקבע את הראש כדי להסוות את האף באמצעות נייר דבק. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לספק isoflurane בריכוז של 1.5-2.0% באמצעות סט אוויר מועשר בחמצן בבית הזרימה הבא: אוויר 0.3 ליטר / דקה, 100% חמצן 0.2 ליטר / דקה. לצבוט את העור בין האצבעות כדי להעריך את עומק ההרדמה ולהתאים את ריכוז isoflurane במידת הצורך. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקבע את בעל החייםשמיכה חימום עם סרט דביק על כל האיברים, כי הוא נקבע על כ 37 מעלות צלזיוס במצב שכיבה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להזריק עצירות מומס נתרן כלורי (NaCl) 0.9% במינון של 0.1 מ&quot;ג / ק&quot;ג יחד עם 0.5 מ&quot;ל של תת-עורית NaCl 0.9% סטרילי ב בכנף של החיה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל כלורהקסידין תמיסה 0.5% לאזור המוכן. </li></ol> חתך בעור 2. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את החיה תחת מיקרוסקופ עם הראש כלפי המנתח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ביצוע חתך אורכי של כ 1.5 ס&quot;מ קו האמצע של הצוואר הגחון באמצעות מספריים מיקרו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפוס את בלוטות הרוק עם מלקחיים לעקור את בלוטת רוק התקינה cranially עד שהוא בחלקו מחוץ הפצע. </li></ol> 3. ביתור, הכנת הווריד <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לזהות באופן בוטה לנתח את הסניף dorsomedial של וריד הצוואר חיצוני תקין לחלוטין מרקמות perivascular שלה על ידי הפצת רקlongside ובכיוון של כלי הדם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים לולאה (10.0 תפר) סביב הוריד גזור ולהחיל בקשר אחד מבלי לנעול אותו. </li></ol> 4. הסרת שרירי sternocleidomastoid <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מלקחיים, לנתח את שריר sternocleidomastoid התקין בבוטות מסביבתה על ידי הפצה לאורך גבולה. מניח זוג מלקחיים פתוח מתחת לשריר המבודד ולקשור אותו proximally ו distally עם התפר 6.0. בהמשך לכך, שיחתוך את השריר באמצעות cauterizer. </li></ol> 5. לנתח הכנת עורק Common הראש <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה לנתח את עורק התרדמה המשותף הנכון באמצעות מלקחיים. מניחים חוט 6.0 תפר סביב עורק לסייע המניפולציה של העורק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל מלחציים וסקולרית כמו distally ו proximally ככל האפשר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ביצוע חתך אורכי באמצע העורק של כ 1 מ&quot;מ באמצעות מספריים מיקרו מיוחדים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שוטפים אתעורק עם פתרון הפרין [100 IU / ml] עד הספינה ברור של דם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מדוד ולהתאים את אורך החתך במידת הצורך כדי להתאים את רוחב מהדק כלי הדם [1.1 מ&quot;מ]. </li></ol> 6. קשירת הווריד <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל מלחציים וסקולרית proximally של וריד כבר מוכן ומקום חוט תפר סביב הווריד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל מתיחת זנב עדינה אל וריד באמצעות haemostat כי מושם על חוט התפר ולקשור את הווריד כמו distally ככל האפשר באמצעות התפר 10.0 שהונח קודם לכן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותך את הווריד באמצעות מספריים רק proximally אל הקשירה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מלקחי כלי דם, בעדינות לפתוח את לומן של עורק ולשטוף אותו עם פתרון הפרין [100 IU / ml]. </li></ol> 7. יצירת השקת חלק 1 <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את הווריד אל עורק עם תפר שהופסק (10.0) באמצעות 2 קשרים מרובעים בבית בעמדה מספר שתים-עשרה השעה ואחריו תפר בשש o &#39;עמדת שעון. הקפד לחבר את הווריד אל העורק ללא שמאפשר לו לסובב סביב צירו. סובב את החיה על מנת לשפר את החשיפה כירורגית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם חוט תפר סביב הווריד ולהחיל מתיחה לרוחב עדינה באמצעות haemostat. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השימוש באותה תפרי הקטע, להשלים ההשקה ידי צבת כ 3-4 תפרים נוספים בצד הגחון הגלוי של השקה. </li></ol> 8. מינהל הפרין <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חימום סובב שמיכה 180 ° ולמקד את המיקרוסקופ על הרגל השמאלית העליונה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את צרור וריד / עורק / עצב הירך ידי מחפש מבנה כלי הדם שיוצא אורכי בחלק המדיאלי של הרגל העליונה וניתן לראות דרך העור. עושים חתך עם מספריים מיקרו של כ 1 ס&quot;מ ישירות מעל וריד הירך באופן לאורכו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בזהירות לנתח את רקמת perivascular של וריד הירך ו להזריק הפרין בכל o מנהf 0.2 משקל גוף IU / g ב וריד הירך. </li></ol> 9. יצירת השקת חלק 2 <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור אל אזור הצוואר ולהסיר את חוט תפירה שהונח סביב הוריד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים חוט תפירה (6.0) שעובר ובהמשך מתחת העורק הראשי, על הווריד ושוב מתחת העורק הראשי. (איור 1 ליטר) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את מהדק כלי הדם מוריד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר מכן, לסובב את פיסטולה arteriovenous השלימה מחצית 180 ° לאורך ציר של עורק התרדמה באופן כיוון השעון על ידי סיבוב בו זמנית הן את מלחציים וסקולרית ולהחיל המתיחה המדיאלי אל קצות חוט תפירה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השלם את ההשקה באותו אופן כפי שמתואר בשלב 7.2. </li></ol> הסרת דם קלאמפ 10. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את חוט תפירה וסובב את כלי הדם מלחציים 180 ° נגד כיוון השעון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את מהדק כלי הדם דיסטלי ואחריו מהדק כלי הדם הפרוקסימלי. </li> &lt;li&gt; הערך את patency של השקה ידי גורם לחסימה בדרכי יצוא הוורידים בעדינות עם מלקחי כלי הדם. במקרה של השקת פטנט, בסעיף ורידי מראש הגורם לחסימה ירחיב באופן pulsatile. מקם מחדש את בלוטת רוק הזכות באמצעות מלקחי עמדת אנטומיים מקוריים. </li></ol> 11. עור סגר לאחר ניתוח טיפול <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סגור את העור של הרגל העליונה עם תפר ללא הפרעה (6.0). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סגור את העור של הצוואר עם תפר ללא הפרעה (6.0). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את החיה מן השמיכה חימום ולהזריק 0.5 מ&quot;ל NaCl 0.9% מתחת לעור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניח את החיה בכלוב חשוך כי הוא מחומם עם מנורת חימום ולתת לו להחלים לחלוטין. כאשר בעל חיים לא להחלים לחלוטין, לוודא שהוא לא סובל מהלם המודינמי עקב דימום באזור כירורגית. חפש סימנים כגון צוואר נפוחות דליפת הדם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר כ -6 שעות לאחר הזריקה הראשונה של buprenorphine, להזריק מנה בודדת של ניסוח מתמשך-ההפצה של תת עורי עצירות במינון מומלץ על-ידי היצרן, על מנת לספק שיכוך כאבים הולם עבור שעות 72 נוספות. </li></ol> קציר רקמות 12. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את החיה עם הרדמה-תערובת המכילה midazolam (5 מ&quot;ג / ק&quot;ג), medetomidine (0.5 מ&quot;ג / ק&quot;ג) ו פנטניל (0.05 מ&quot;ג / ק&quot;ג) מנוהל intraperitoneally. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקבע את החיה שכיבה על ידי החדרת מחטים דרך הכפות והלחיים שלה לתוך מחצלת סיליקון שאינו מחומם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עושים חתך של כ 1.5-2.0 ס&quot;מ מעל הצלקת בצוואר עם מספריים מיקרו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנתח את AVF, ומניח אשכולות תפר (6.0) ברחבי proximal-, עורק דיסטלי ודרכי יצוא ורידים לצורך זיהוי קל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להעריך את patency של AVF כמתואר בסעיף 10.3 של הפרוטוקול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את חלל הצפק על ידי ביצוע פיום בטן המדיאלי uלשיר את מספרי מייקרו. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים דרך כלוב הצלעות הגחון שמאלה וימינה בעזרת זוג מספריים החל caudally בקו midclavicular. באמצעות מספרי מייקרו, transect הסרעפת מחוברת בחלקו האמצעי של כלוב צלעות גחון ובהמשך לעקור את החלק הזה cranially באמצעות מלקחיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אתר את וריד caval הנחות transect זה עם מספרי מייקרו. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס מחט מחט מד 23 בחדר השמאלי ו perfuse עם PBS בלחץ של כ 100 מ&quot;מ כספית עד שהנוזל intravasal הוא כמעט ברור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מבלי להסיר את המחט, עכשיו perfuse עם פורמלין 4% במשך 10 דקות בלחץ של כ 100 מ&quot;מ כספית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> והבלו AVF ידי חוצים שני עורקי וריד עם מספריים מיקרו לצלול אותו O פתרון פורמלין 4% / N. </li></ol> רקמות 13. טבעת ואת חתך <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעבד את רקמת פרפין פי של protoco הייצורl. הפרוטוקול הוחל כלל את הפעולות הבאות: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לטבול 70% אתנול עבור שעה 1 ב RT. חזור 2x. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לטבול ב 96% אתנול עבור שעה 1 ב RT. חזור 2x. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לטבול 99.5% אתנול עבור שעה 1 ב RT. חזור פעם אחת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לטבול 99.5% אתנול עבור 1.5 שעות ב RT. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לטבול קסילן 100% במשך שעה 1 ב RT. חזור פעם אחת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לטבול parafin עבור שעה 1 ב 62 מעלות צלזיוס. חזור 2x. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שבץ AVF פרפין כך בדרכי יצוא הוורידים הוא מכוון בניצב קלטת ההטבעה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות microtome, ליצור 12 קטעים סדרתי כל אחת בהיקף של 30 חלקים עם עובי 5 מיקרומטר. אז של כל מקטע סדרתי, למקם קטע אחד על כוס הרכבת יחיד החל עמדה אחת עד שתים עשר בצורה מסודרת החל באזור הקרוב ההשקה. </li></ol>

<ol>
	<li>Rotmans, J. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+Models+for+Studying+Pathophysiology+of+Hemodialysis+Access.">Animal Models for Studying Pathophysiology of Hemodialysis Access.</a> The Open Urology &amp; Nephrology Journal. 7, 14-21 (2014).</li><li>Kwei, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+adaptive+responses+of+the+vascular+wall+during+venous+arterialization+in+mice.">Early adaptive responses of the vascular wall during venous arterialization in mice.</a> Am.J.Pathol. 164 (1), 81-89 (2004).</li><li>Castier, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+neointima+lesions+associated+with+arteriovenous+fistulas+in+a+mouse+model.">Characterization of neointima lesions associated with arteriovenous fistulas in a mouse model.</a> Kidney Int. 70 (2), 315-320 (2006).</li><li>Krishnamoorthy, M. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemodynamic+wall+shear+stress+profiles+influence+the+magnitude+and+pattern+of+stenosis+in+a+pig+AV+fistula.">Hemodynamic wall shear stress profiles influence the magnitude and pattern of stenosis in a pig AV fistula.</a> Kidney Int. 74 (11), 1410-1419 (2008).</li><li>Ene-Iordache, B., Cattaneo, L., Dubini, G., Remuzzi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+anastomosis+angle+on+the+localization+of+disturbed+flow+in+'side-to-end'+fistulae+for+haemodialysis+access.">Effect of anastomosis angle on the localization of disturbed flow in 'side-to-end' fistulae for haemodialysis access.</a> Nephrol. Dial. Transplant. 28 (4), 997-1005 (2013).</li><li>Wong, C. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascular+remodeling+and+intimal+hyperplasia+in+a+novel+murine+model+of+arteriovenous+fistula+failure.">Vascular remodeling and intimal hyperplasia in a novel murine model of arteriovenous fistula failure.</a> J.Vasc.Surg. 59 (1), 192-201 (2014).</li><li>Rekhter, M., Nicholls, S., Ferguson, M., Gordon, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+proliferation+in+human+arteriovenous+fistulas+used+for+hemodialysis.">Cell proliferation in human arteriovenous fistulas used for hemodialysis.</a> Arterioscler. Thromb. 13 (4), 609-617 (1993).</li><li>Falk, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maintenance+and+salvage+of+arteriovenous+fistulas.">Maintenance and salvage of arteriovenous fistulas.</a> J. Vasc. Interv. Radiol. 17 (5), 807-813 (2006).</li><li>Tordoir, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prospective+evaluation+of+failure+modes+in+autogenous+radiocephalic+wrist+access+for+haemodialysis.">Prospective evaluation of failure modes in autogenous radiocephalic wrist access for haemodialysis.</a> Nephrol. Dial. Transplant. 18 (2), 378-383 (2003).</li><li>Dixon, B. S., Novak, L., Fangman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemodialysis+vascular+access+survival:+upper-arm+native+arteriovenous+fistula.">Hemodialysis vascular access survival: upper-arm native arteriovenous fistula.</a> Am. J. Kidney Dis. 39 (1), 92-101 (2002).</li><li>Yang, B., Shergill, U., Fu, A. A., Knudsen, B., Misra, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+mouse+arteriovenous+fistula+model.">The mouse arteriovenous fistula model.</a> J. Vasc. Interv. Radiol. 20 (7), 946-950 (2009).</li><li>Kang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regional+and+systemic+hemodynamic+responses+following+the+creation+of+a+murine+arteriovenous+fistula.">Regional and systemic hemodynamic responses following the creation of a murine arteriovenous fistula.</a> Am. J. Physiol Renal Physiol. 301 (4), F845-F851 (2011).</li><li>Wong, C. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elastin+is+a+key+regulator+of+outward+remodeling+in+arteriovenous+fistulas.">Elastin is a key regulator of outward remodeling in arteriovenous fistulas.</a> Eur. J. Vasc. Endovasc. Surg. 49 (4), 480-486 (2015).</li><li>Kennedy, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Does+renal+failure+cause+an+atherosclerotic+milieu+in+patients+with+end-stage+renal+disease.">Does renal failure cause an atherosclerotic milieu in patients with end-stage renal disease.</a> Am. J. Med. 110 (3), 198-204 (2001).</li><li>Cheung, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Atherosclerotic+cardiovascular+disease+risks+in+chronic+hemodialysis+patients.">Atherosclerotic cardiovascular disease risks in chronic hemodialysis patients.</a> Kidney Int. 58 (1), 353-362 (2000).</li><li>Lee, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Severe+venous+neointimal+hyperplasia+prior+to+dialysis+access+surgery.">Severe venous neointimal hyperplasia prior to dialysis access surgery.</a> Nephrol. Dial. Transplant. 26 (7), 2264-2270 (2011).</li><li>Kokubo, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CKD+accelerates+development+of+neointimal+hyperplasia+in+arteriovenous+fistulas.">CKD accelerates development of neointimal hyperplasia in arteriovenous fistulas.</a> J. Am. Soc. Nephrol. 20 (6), 1236-1245 (2009).</li></ol>

החוקרים אין לי מה לחשוף.

AVF נחשב לעקב אכילס בטיפול המודיאליזה. למרבה הצער, AVF עדיין סובל ממספר גבוה של כישלון 8-10. למרות שנערכו מחקרים מקיפים על המנגנונים, פתופיזיולוגיה המדויק אינו ידוע. מודלים בעכברים רבים לכישלון AVF כבר תוארו בספרות 2,3,11,12. עם זאת, אף אחד מן המודלים האלה לשלב למבוי ...

צינור גישה וסקולרית פונקציונלי הוא בעל חשיבות רבה עבור חולים עם אי ספיקת כליות שתלויות המודיאליזה כרוני להישאר בחיים. • הקמת פיסטולה arteriovenous (AVF) היא כיום הבחירה המועדפת עבור גישה וסקולרית. עם זאת, סיבוכים הקשורים AVF מהווים אחד הגורמים העיקריים לתחלואה לחולים על המודיאליזה כרונית. למרות מאמצים מדעיים נרחבים, אף אחד רומן גישות להפחית סיבוכי גישה הקשורות AVF לא לגרום לשיפור משמעותי של עמידות AVF. חלק התקדמות מאכזבת מתייחס הבנה החלקית של הפתופיזיולוגיה הבסיסית של כישלון גישה המודיאליזה. כדי לפענח את הפתופיזיולוגיה של כישלון גישת AV, במודלים של בעלי חיים כי מחק הפתולוגיה אנושית הם בעלי חשיבות עליונה. מבחינה זו, לא רק את בעלי החיים, אלא גם את האתר anastomotic, הטיפול האנטי-coagulatory הנדרש ואת משך מעקב אחרי גלר&quot;י צריך להילקח בחשבון 1. בעוד בעלי חיים גדולים הם המתאימים ביותר עבור מחקרי התערבות מכוונת לפתח אסטרטגיות טיפוליות חדשות, יש מודלים בעכברים הפוטנציאל הגדול ביותר להשיג תובנה יותר את המנגנונים המולקולריים שבבסיס כישלון גישה AV בשל הזמינות של עכברים טרנסגניים. בנוסף, מספר רב של עכברים יכול לשמש למטרה זו ובעלויות נמוכות יותר לעומת שימוש בבעלי חיים גדולים יותר. המודל murine הראשון של כישלון AVF תוארה בשנת 2004 על ידי Kwei ואל et. 2 במודל זה, AVFs נבנו באמצעות העורק הראשי ואת וריד הצוואר בצורה מקצה לקצה באמצעות קטטר intravascular. המודל זה יכול להיות שימושי כדי ללמוד הסתגלות ורידים מוקדם AVFs למרות תצורת מקצה לקצה ואת הנוכחות של קטטר תוך-להגביל את תוקפו של המודל הזה עבור AVFs אדם. מודל AVF משופר הוצג על ידי Castier ו et al. 3 שבו סוףעורק התרדמה מחובר בצד של וריד הצוואר. עם זאת, AVFs במטופלי המודיאליזה בנוי בדרך כלל על ידי ניתח סוף הווריד לצד עורק. התצורה המדויקת של AVF היא מאפיין חיוני של מודל גישת AV שכן הוא קובע את הפרופיל המודינמי בתוך הצינור 4. האחרון הוא תורם חשוב אנדותל תפקוד והפיתוח הבא של היפרפלזיה intimal (IH) 5. מודל בעכברים חדשני שפותח לאחרונה עם תצורת אנטומי זהה מנוצל בבני אדם 6. במודל זה, AVF נוצרות בעכברים C57BL / 6 על ידי anastomosing סוף סניף של וריד הצוואר חיצוני לצד של עורק התרדמה המשותף עם התפרים שהופסק. בעבודה הנוכחית, אנו מתמקדים ההליך מיקרו של מודל זה על מנת להקל על השימוש הנרחב של מודל בעכברים, מתוך מטרה לחשוף את פתופיזיולוגיה מורכביםכישלון גישה המודיאליזה.

<table><tbody><tr><td>Dissecting microsocpe</td><td>Leica</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Medicon</td><td>07.61.25</td><td></td></tr><tr><td>Vascular forceps</td><td>S&amp;amp;T</td><td>JFL-3D.2</td><td></td></tr><tr><td>Vascular forceps</td><td>S&amp;amp;T</td><td>D-5a.2</td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Roboz</td><td>SS/45</td><td></td></tr><tr><td>Micro scissor 5 mm blade</td><td>Fine science tools</td><td>15000-08</td><td></td></tr><tr><td>Micro scissor 2 mm blade</td><td>Fine science tools</td><td>15000-03</td><td></td></tr><tr><td>Scissor</td><td>Medicon</td><td>05.12.21</td><td></td></tr><tr><td>Clip applier 1</td><td>S&amp;amp;T</td><td>CAF-4</td><td></td></tr><tr><td>Vascular clamp 1</td><td>S&amp;amp;T</td><td>B-1V</td><td></td></tr><tr><td>Clip applier 2</td><td>BBraun</td><td>FE572K</td><td></td></tr><tr><td>Vascular clamp 2</td><td>BBraun</td><td>FE740K</td><td></td></tr><tr><td>Hemostatic forceps</td><td>BBraun</td><td>BH110</td><td></td></tr><tr><td>10.0 sutures</td><td>BBraun</td><td>G1117041</td><td></td></tr><tr><td>6.0 sutures</td><td>BBraun</td><td>768464</td><td></td></tr><tr><td>Cauterizer</td><td>Fine science tools</td><td>18010-00</td><td></td></tr><tr><td>Needle holder</td><td>Medicon</td><td>11.82.18</td><td></td></tr><tr><td>Ocular ointment</td><td>Pharmachemie</td><td>41821101</td><td></td></tr><tr><td>Chlorhexidine tincture 0,5%</td><td>Leiden University Medical Center</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Leo Pharma</td><td>012866-08</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphin</td><td>RB Pharmaceuticals&amp;nbsp;</td><td>283732</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Pharmachemie</td><td>45,112,110</td><td></td></tr><tr><td>Anesthesia mask</td><td>Maastricht university</td><td>custom made</td><td></td></tr><tr><td>Midazolam</td><td>Actavis</td><td>AAAC6877</td><td></td></tr><tr><td>Dexmedetomidine</td><td>Orion</td><td>141-267</td><td></td></tr><tr><td>Fentanyl</td><td>Bipharma</td><td>15923002</td><td></td></tr><tr><td>Continuous anaesthetic induction chamber</td><td>Vet-tech solutions</td><td>AN010R</td><td></td></tr></tbody></table>

a novel murine model of arteriovenous fistula failure: the surgical procedure in detail

The arteriovenous fistula (AVF) still suffers from a high number of failures caused by insufficient remodeling and intimal hyperplasia from which the exact pathophysiology remains unknown. In order to unravel the pathophysiology a murine model of AVF-failure was developed in which the configuration of the anastomosis resembles the preferred situation in the clinical setting. A model was described in which an AVF is created by connecting the venous end of the branch of the external jugular vein to the side of the common carotid artery using interrupted sutures. At a histological level, we observed progressive stenotic intimal lesions in the venous outflow tract that is also seen in failed human AVFs. Although this procedure can be technically challenging due to the small dimensions of the animal, we were able to achieve a surgical success rate of 97% after sufficient training. The key advantage of a murine model is the availability of transgenic animals. In view of the different proposed mechanisms that are responsible for AVF failure, disabling genes that might play a role in vascular remodeling can help us to unravel the complex pathophysiology of AVF failure.

לאחר הקמתה של ההשקה (איור 1), patency יש לבחון בקרוב על ידי גורם לחסימה בדרכי יצוא הוורידים עם מלקחי כלי דם. כאשר השקה הוא פטנט, הפרוקסימלי בדרך וסקולרית על חסימה צריך להרחיב בבירור באופן pulsatile. בנוסף, patency אושר על ידי שימוש ליד fluoroscopy אינפרא אדום (NIRF) שמתפקד ביעילות ...

Watch this Scientific Journal Video about A Novel Murine Model of Arteriovenous Fistula Failure: The Surgical Procedure in Detail at JoVE.com

A Novel Murine Model of Arteriovenous Fistula Failure: The Surgical Procedure in Detail

Here we present a murine model of arteriovenous fistula (AVF) failure in which a clinically relevant anastomotic configuration is incorporated. This model can be used to study the pathophysiology and to test possible therapeutic interventions.

מודל Murine רומן של אי מורסה arteriovenous: ההליך הכירורגי בהרחבה

The arteriovenous fistula (AVF) still suffers from a high number of failures caused by insufficient remodeling and intimal hyperplasia from which the ...

a-novel-murine-model-arteriovenous-fistula-failure-surgical-procedure

Research

JoVE Journal

Medicine

12.9K Views.  Leiden University Medical Center. Here we present a murine model of arteriovenous fistula (AVF) failure in which a clinically relevant anastomotic configuration is incorporated. This model can be used to study the pathophysiology and to test possible therapeutic interventions.

Video: A Novel Murine Model of Arteriovenous Fistula Failure: The Surgical Procedure in Detail

Microsurgical Venous Pouch Arterial-Bifurcation Aneurysms in the Rabbit Model: Technical Aspects

For ruptured human cerebral aneurysms endovascular embolization has become an equivalent alternative to aneurysm clipping.1 However, large clinical trials have shown disappointing long-term results with unacceptable high rates of aneurysm recanalization and delayed aneurysm rupture.2 To overcome these problems, animal experimental studies are crucial for the development of better endovascular devices.3-5
Several animal models in rats, rabbits, canines and swine are available.6-8 Comparisons of the different animal models showed the superiority of the rabbit model with regard to hemodynamics and comparability of the coagulation system and cost-effectiveness.9-11 
The venous pouch arterial bifurcation model in rabbits is formed by a venous pouch sutured into an artificially created true bifurcation of both common carotid arteries (CCA). The main advantage of this model are true bifurcational hemodynamics.12 The major drawbacks are the sofar high microsurgical technical demands and high morbidity and mortality rates of up to 50%.13 These limitations have resulted in less frequent use of this aneurysm model in the recent years. These shortcomings could be overcome with improved surgical procedures and modified peri- and postoperative analgetic management and anticoagulation.14-16 Our techniques reported in this paper demonstrate this optimized technique for microsurgical creation of arterial bifurcation aneurysms.

An optimized technique for the microsurgical creation of arterial bifurcation aneurysms mimicking bifurcation human cerebral aneurysms is described. A venous pouch is sutured into an artificially created true bifurcation of both common carotid arteries. Facilitated microsurgical techniques and aggressive postoperative anticoagulation and analgesia lead to minimized morbidity rates and high aneurysm patency rates.

Microsurgical ורידי עורקי פאוץ-הסתעפות מפרצת במודל הארנב: היבטים טכניים

For ruptured human cerebral aneurysms endovascular embolization has become an equivalent alternative to aneurysm clipping.1 However, large clinical trials ...

Technical Aspects of the Mouse Aortocaval Fistula

Technical aspects of creating an arteriovenous fistula in the mouse are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made, and the aorta and inferior vena cava (IVC) are exposed. The proximal infrarenal aorta and the distal aorta are dissected for clamp placement and needle puncture, respectively. Special attention is paid to avoid dissection between the aorta and the IVC. After clamping the aorta, a 25 G needle is used to puncture both walls of the aorta into the IVC. The surrounding connective tissue is used for hemostatic compression. Successful creation of the AVF will show pulsatile arterial blood flow in the IVC. Further confirmation of successful AVF can be achieved by post-operative Doppler ultrasound.

The goal is to produce an arteriovenous fistula that is simple and reproducible. This method does not use sutures or glue adhesive. Therefore the samples can be used with the least amount of foreign materials for analysis.

היבטים טכניים של מורסת Aortocaval מאוס

Technical aspects of creating an arteriovenous fistula in the mouse are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made, and the aorta ...

Adult Mouse Venous Hypertension Model: Common Carotid Artery to External Jugular Vein Anastomosis.

The understanding of the pathophysiology of brain arteriovenous malformations and arteriovenous fistulas has improved thanks to animal models. A rat model creating an artificial fistula between the common carotid artery (CCA) and the external jugular vein (EJV) has been widely described and proved technically feasible. This construct provokes a consistent cerebral venous hypertension (CVH), and therefore has helped studying the contribution of venous hypertension to formation, clinical symptoms, and prognosis of brain AVMs and dural AVFs. Equivalent mice models have been only scarcely described and have shown trouble with stenosis of the fistula. An established murine model would allow the study of not only pathophysiology but also potential genetic therapies for these cerebrovascular diseases.
We present a model of arteriovenous fistula that produces a durable intracranial venous hypertension in the mouse. Microsurgical anastomosis of the murine CCA and EJV can be difficult due to diminutive anatomy and frequently result in a non-patent fistula. In this step-by-step protocol we address all the important challenges encountered during this procedure. Avoiding excessive retraction of the vein during the exposure, using 11-0 sutures instead of 10-0, and making a carefully planned end-to-side anastomosis are some of the critical steps. Although this method requires advanced microsurgical skills and a longer learning curve that the equivalent in the rat, it can be consistently developed.
This novel model has been designed to integrate transgenic mouse techniques with a previously well-established experimental system that has proved useful to study brain AVMs and dural AVFs. By opening the possibility of using transgenic mice, a broader spectrum of valid models can be achieved and genetic treatments can also be tested. The experimental construct could also be further adapted to the study of other cerebrovascular diseases related with venous hypertension such as migraine, transient global amnesia, transient monocular blindness, etc.

We describe a method for creating a reliable model of cerebral venous hypertension in the adult mouse. This model has been widely described and tested in the rat. This new counterpart in the mice opens the possibility of using genetic modified animals and thereby broadens the applications of the model.

למבוגרים עכבר ורידי יתר לחץ דם דגם: עורק תרדמה משותף לחיצוני הצוואר וריד השקה.

The understanding of the pathophysiology of brain arteriovenous malformations and arteriovenous fistulas has improved thanks to animal models. A rat model ...

A New Murine Model of Endovascular Aortic Aneurysm Repair

Endovascular aneurysm exclusion is a validated technique to prevent aneurysm rupture. Long-term results highlight technique limitations and new aspects of Abdominal aortic aneurysm (AAA) pathophysiology. There is no abdominal aortic aneurysm endograft exclusion model cheap and reproducible, which would allow deep investigations of AAA before and after treatment. We hereby describe how to induce, and then to exclude with a covered coronary stentgraft an abdominal aortic aneurysm in a rat. The well known elastase induced AAA model was first reported in 19901 in a rat, then described in mice2. Elastin degradation leads to dilation of the aorta with inflammatory infiltration of the abdominal wall and intra luminal thrombus, matching with human AAA. Endovascular exclusion with small covered stentgraft is then performed, excluding any interactions between circulating blood and the aneurysm thrombus. Appropriate exclusion and stentgraft patency is confirmed before euthanasia by an angiography thought the left carotid artery. Partial control of elastase diffusion makes aneurysm shape different for each animal. It is difficult to create an aneurysm, which will allow an appropriate length of aorta below the aneurysm for an easy stentgraft introduction, and with adequate proximal and distal neck to prevent endoleaks. Lots of failure can result to stentgraft introduction which sometimes lead to aorta tear with pain and troubles to stitch it, and endothelial damage with post op aorta thrombosis. Giving aspirin to rats before stentgraft implantation decreases failure rate without major hemorrhage. Clamping time activates neutrophils, endothelium and platelets, and may interfere with biological analysis.

Histological and biochemical modifications after aneurysm endograft exclusion are still unclear. We describe a new model of endograft implantation on a murine aneurysm. Through thrombus analysis with and without persistant circulating blood stream interface, and new endovascular biomaterials evaluation, this model will help to better understand endovascular aneurysm exclusion pathobiology.

דגם Murine חדש של מפרצת אבי העורקים תיקון Endovascular

Endovascular aneurysm exclusion is a validated technique to prevent aneurysm rupture. Long-term results highlight technique limitations and new aspects of ...

Murine Model of Femoral Artery Wire Injury with Implantation of a Perivascular Drug Delivery Patch

Percutaneous interventions including balloon angioplasty and stenting have been used to restore blood flow in vessels with occlusive vascular disease. While these therapies lead to the rapid restoration of blood flow, these technologies remain limited by restenosis in the case of bare metal stents and angioplasty, or reduced healing and possibly enhanced risk of thrombosis in the case of drug eluting stents. A key pathophysiological mechanism in the formation of restenosis is intimal hyperplasia caused by the activation of vascular smooth muscle cells and inflammation due to arterial stretch and injury. Surgeries that induce arterial injury in genetically modified mice are useful for the mechanistic study of the vascular response to injury but are often technically challenging to perform in mouse models due to the their small size and lack of appropriate sized devices. We describe two approaches for a surgical technique that induces endothelial denudation and arterial stretch in the femoral artery of mice to produce robust neointimal hyperplasia. The first approach creates an arteriotomy in the muscular branch of the femoral artery to obtain vascular access. Following wire injury this arterial branch is ligated to close the arteriotomy. A second approach creates an arteriotomy in the main femoral artery that is later closed through localized cautery. This method allows for vascular access through a larger vessel and, consequently, provides a less technically demanding procedure that can be used in smaller mice. Following either method of arterial injury, a degradable drug delivery patch can be placed over or around the injured artery to deliver therapeutic agents.

We describe a surgical technique that produces wire injury in the femoral artery of mice to induce neointimal hyperplasia to serve as a model testing system for the perivascular delivery of therapeutic compounds for the inhibition of restenosis.

דגם Murine של עורק הירך חוט פגיעה בהשרשה של perivascular החדרת תרופות תיקון

Percutaneous interventions including balloon angioplasty and stenting have been used to restore blood flow in vessels with occlusive vascular disease. ...

Intraluminal Drug Delivery to the Mouse Arteriovenous Fistula Endothelium

Delivery of therapeutic agents to enhance arteriovenous fistula (AVF) maturation can be administered either via intraluminal or external routes. The simple murine AVF model was combined with intraluminal administration of drug solution to the venous endothelium at the same time as fistula creation. Technical aspects of this model are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made and the aorta and inferior vena cava (IVC) are exposed. The infra-renal aorta and IVC are dissected for clamping. After proximal and distal clamping, the puncture site is exposed and a 25 G needle is used to puncture both walls of the aorta and into the IVC. Immediately after the puncture, a reporter gene-expressing viral vector was infused in the IVC via the same needle, followed by 15 min of incubation. The intraluminal administration method enabled more robust viral gene delivery to the venous endothelium compared to administration by the external route. This novel method of delivery will facilitate studies that explore the role of the endothelium in AVF maturation and enable intraluminal drug delivery at the time of surgical operation.

After puncturing the aorta through the inferior vena cava (IVC) to create an aorto-caval fistula in the mouse, solution containing a drug is infused into the IVC via the same needle, followed by incubation. This method enables more robust drug delivery to the venous endothelium compared to the external route.

החדרת תרופות Intraluminal אל האנדותל מורסה arteriovenous עכבר

Delivery of therapeutic agents to enhance arteriovenous fistula (AVF) maturation can be administered either via intraluminal or external routes. The ...

Murine Model of Central Venous Stenosis using Aortocaval Fistula with an Outflow Stenosis

Central venous stenosis is an important entity contributing to arteriovenous fistula (AVF) failure. A murine AVF model was modified to create a partial ligation of the inferior vena cava (IVC) in the outflow of the fistula, mimicking central venous stenosis. Technical aspects of this model are introduced. The aorta and IVC are exposed, following an abdominal incision. The infra-renal aorta and IVC are dissected for proximal clamping, and the distal aorta is exposed for puncture. The IVC at the midpoint between the left renal vein and the aortic bifurcation is carefully dissected to place an 8-0 suture beneath the IVC. After clamping the aorta and IVC, an AVF is created by puncturing the infra-renal aorta through both walls into the IVC with a 25 G needle, followed by ligating a 22 G intra-venous (IV) catheter and IVC together. The catheter is then removed, creating a reproducible venous stenosis without occlusion. The aorta and IVC are unclamped after confirming primary hemostasis. This novel model of central vein stenosis is easy to perform, reproducible, and will facilitate studies on AVF failure.

An aortocaval fistula was created by puncturing the murine infra-renal aorta through both walls into the inferior vena cava and was followed by creation of a stenosis in its outflow via partial ligation of the inferior vena cava. This reproducible model can be used to study central venous stenosis.

מודל מורנה של היצרות הורידים המרכזית באמצעות Aortocaval פיסטולה עם היצרות זרימה יוצאת

Central venous stenosis is an important entity contributing to arteriovenous fistula (AVF) failure. A murine AVF model was modified to create a partial ...

A Murine Model of Hemodialysis Access-Related Hand Dysfunction

Chronic kidney disease is a major public health problem, and the prevalence of end-stage renal disease (ESRD) requiring chronic renal replacement therapies such as hemodialysis continues to increase. Autogenous arteriovenous fistula (AVF) placement remains a primary vascular access option for ESRD patients. Unfortunately, approximately half of the hemodialysis patients experience dialysis access-related hand dysfunction (ARHD), ranging from subtle paresthesia to digital gangrene. Notably, the underlying biologic drivers responsible for ARHD are poorly understood, and no adequate animal model exists to elucidate the mechanisms and/or develop novel therapeutics for the prevention/treatment of ARHD. Herein, we describe a new mouse model in which an AVF is created between the left common iliac artery and vein, thereby facilitating the assessment of limb pathophysiology. The microsurgery includes vessel isolation, longitudinal venotomy, creation of arteriovenous anastomosis, and venous reconstruction. Sham surgeries include all the critical steps except for AVF creation. Iliac AVF placement results in clinically relevant alterations in central hemodynamics, peripheral ischemia, and impairments in hindlimb neuromotor performance. This novel preclinical AVF model provides a useful platform that recapitulates common neuromotor perturbations reported by hemodialysis patients, allowing researchers to investigate the mechanisms of ARHD pathophysiology and test potential therapeutics.

This protocol details the surgical steps of murine common iliac arteriovenous fistula creation. We developed this model to study hemodialysis access-related limb pathophysiology.

מודל מורין של המודיאליזה גישה לתפקוד לקוי של היד

Chronic kidney disease is a major public health problem, and the prevalence of end-stage renal disease (ESRD) requiring chronic renal replacement ...

A Modified Technique for Arteriovenous Fistula Construction in Rabbits

Juxta-anastomotic stenosis is a challenging problem that often causes non-maturation and decreases the patency of an arteriovenous fistula (AVF). Injury to the veins and arteries during the operation and hemodynamic changes can lead to intimal hyperplasia, leading to juxta-anastomotic stenosis. To reduce injury to the veins and arteries during the operation, this study proposes a new modified no-touch technique (MNTT) for AVF construction that can decrease the rate of juxta-anastomotic stenosis and improve the AVF patency. To unravel the hemodynamic changes and mechanisms of the MNTT, this study presented an AVF procedure using this technique. Although this procedure is technically challenging, 94.4% procedural success was achieved after adequate training. Ultimately, 13 out of 34 rabbits had a functional AVF 4 weeks after the surgery, leading to a 38.2% AVF patency rate. However, at 4 weeks, the survival rate was 86.1%. Ultrasonography showed active blood flow through AVF anastomosis. Furthermore, the spiral laminar flow was observed in the vein and artery near the anastomosis, suggesting that this technique may improve the hemodynamics of the AVF. On histological observation, significant venous intimal hyperplasia was observed at the AVF anastomosis, whereas no significant intimal hyperplasia was observed at the proximal external jugular vein (EJV) of the anastomosis. This technique will improve the understanding of the mechanisms underlying the use of MNTT for AVF construction and provide technical support for the further optimization of the surgical approach in AVF construction.

The present protocol proposes the creation of an arteriovenous fistula in rabbits using a modified no-touch technique. The technique involves the side-to-side anastomosis of the common carotid artery and external jugular vein without the dissection of the perivenous tissues or cutting off the artery.

טכניקה שונה לבניית פיסטולה עורקית בארנבות

Juxta-anastomotic stenosis is a challenging problem that often causes non-maturation and decreases the patency of an arteriovenous fistula (AVF). Injury ...

ניתוח פיסטולה עורקית שונה כדי לקבוע את מודל עכבר עומס יתר של נפח RV

Establishment and Confirmation of a Postnatal Right Ventricular Volume Overload Mouse Model

Right ventricular (RV) volume overload (VO) is common in children with congenital heart disease. In view of distinct developmental stages,the RV myocardium may respond differently to VO in children compared to adults. The present study aims to establish a postnatal RV VO model in mice using a modified abdominal arteriovenous fistula. To confirm the creation of VO and the following morphological and hemodynamic changes of the RV, abdominal ultrasound, echocardiography, and histochemical staining were performed for 3 months. As a result, the procedure in postnatal mice showed an acceptable survival and fistula success rate. In VO mice, the RV cavity was enlarged with a thickened free wall, and the stroke volume was increased by about 30%-40% within 2 months after surgery. Thereafter, the RV systolic pressure increased, corresponding pulmonary valve regurgitation was observed, and small pulmonary artery remodeling appeared. In conclusion, modified arteriovenous fistula (AVF) surgery is feasible to establish the RV VO model in postnatal mice. Considering the probability of fistula closure and elevated pulmonary artery resistance, abdominal ultrasound and echocardiography must be performed to confirm the model status before application.

מחבר זרקור: הקמה ואישור של מודל עכבר עומס נפח חדר ימין לאחר הלידה  

This protocol presents the establishment and confirmation of a postnatal right ventricular volume overload (VO) model in mice with abdominal arteriovenous fistula (AVF), which can be applied to investigate how VO contributes to postnatal heart development.