This work was supported in part by the European Commission (FP7 Program) through a Career Integration Grant (PCIG09-GA-2011-293604), the Israel Science Foundation (Grant nr. 990/12) and the Technion Center of Excellence in Environmental Health and Exposure Science (TCEEH). Microfabrication of microfluidic chips was conducted at the Micro-Nano Fabrication Unit (MNFU) of the Technion and supported by a seed grant from the Russel Berrie Institute of Nanotechnology (RBNI) at Technion. The authors thank Avshalom Shai for assistance during deep reactive ion etching (DRIE) and Molly Mulligan and Philipp Hofemeier for helpful discussions.

ייצור מאסטר 1. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש תחריט יון תגובתי עמוק (DRIE) של סיליקון על מבודד רקיק (SOI) לפברק פרוסות סיליקון מאסטר כמתואר עבודות לשעבר 32, 33. הערה: DRIE הוא העדיף micromachining SU-8 תקן בשל היבט הגבוה תכונות היחס (40 מיקרומטר הרחב ו 90 מיקרומטר תעלות עמוקות). </li></ol> יציקת איטום 2. של מכשיר microfluidic <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערבבי PDMS וסוכן ריפוי בכל 10: 1 יחס משקל בתוך מכולה נקיה קטנה כזה כמנה במשקל פלסטיק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דג את התערובת בתוך תא ייבוש תחת ואקום עד שכל בועות האוויר יוסרו. הערה: הכינו מספיק PDMS את כל הצעדים הבאים. כאן למטה, ראשי התיבות &quot;PDMS&quot; מתייחס תמיד אל 10 degassed: 1 PDMS: תערובת סוכן ריפוי שהוכן צעדי 2.1 ו -2.2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יוצקים את התערובת-degassed עד לגובה של כ 1 מ&quot;מ מעל פרוסות מאסטר. דגה שוב לפחות40 דקות כדי להסיר את כל בועות האוויר מעל הפרוסות ולמזער את הבועות מתחת הרקיק. הערה: ודא כי רקיק הוא קרוב ככל האפשר אל תחתית הצלחת. אם העיתונות צורך רקיק בעדינות לתחתית באמצעות 2 בחישה מקלות דגה שוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אופים בחום של 65 מעלות צלזיוס במשך 20 דקות בתנור הסעה טבעית. הערה: אחרי 20 דקות את PDMS הוא התקשה וכמעט לחלוטין נרפא. בעוד זמן אפייה ארוכה יותר היא אפייה אפשרית עבור 20 דקות חוסכות זמן ומשפרות את הדבקות של שכבת PDMS השנייה (ראה להלן) הראשון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קובץ החבית קטע מזרק פלסטיק 2 מ&quot;ל להשתמש בנייר חול חצץ דק לשפר דבקות PDMS. בנוסף, השתמש בנייר חול לשטח את הבסיס של חבית מזרק על ידי הנחת נייר חול על משטח שטוח ומחליקים בבסיס חבית מזרק על גבי זה. נקה את המזרק באמצעות אוויר דחוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניח את החבית קטעה את המזרק על גבי שכבת PDMS הראשונה עם large הפתיחה מול פני השטח של PDMS, ויוצקים שכבה שנייה של PDMS על גבי הראשון עד לגובה של ~ 5 מ&quot;מ, ודגה את PDMS שוב ייבוש. הערה: שכבת PDMS השנייה צריכה להיות שפך מן המכל הקטן מסביב לחבית, ולא צריך להיכנס בתוכו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אופים את ההתקנה כולה על 65 מעלות צלזיוס לפחות 2 שעות בתנור הסעה טבעית. הערה: אין צורך להחזיק את הקנה במקום במהלך תהליכי הריפוי מאז המשקל של PDMS שלחץ את הבסיס הרחב של החבית מחזיק בחבית במקומו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים דרך עובש PDMS רחבי האזור בדוגמת של פרוסות סיליקון מאסטר באמצעות אזמל. בעוד חיתוך, אזמל צריך לגעת במשטח בחולשה של פרוסות סיליקון. לאחר מכן, הכנס בעדינות כלי רזה כגון מלקחי רקיק החריץ שנוצר על ידי האזמל, לקלף את PDMS שנוצק רקיק האמן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את הגבס על משטח רך מכוסה בנייר אלומיניום עם הצד בדוגמתפונה כלפי מעלה (כלומר., הקנה צריך לתלות מקצה השולחן), ולהכות את חור PDMS על כניסת כניסת ערוץ קאמרית באמצעות אגרוף ביופסיה 1 מ&quot;מ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעיל זכוכית שקופית נקי עם (degassed) 10: 1 PDMS: תערובת סוכן ריפוי באמצעות coater ספין מתוכנת בסל&quot;ד 3000 למשך 30 שניות, ואופים&gt; שעה 1 ב 65 מעלות צלזיוס. לאחר מכן, לנקות את השקופית PDMS יצוק באמצעות קלטת ברורה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פנקו את פני השטח של שקופיות זכוכית מצופה עובש PDMS PDMS עם פלזמה O 2 (למשל, באמצעות treater קורונה כף יד) 1 דקות, ולאחר מכן לחץ בעדינות על משטחים יחד ואופים ב 65 מעלות צלזיוס למשך הלילה (O / N) . </li></ol> מילוי Device 3. Actuation <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערבבים מושעה מים חלקיקי פוליסטירן פלורסנט במים גליצרול בבקבוקון זכוכית כדי לקבל תערובת 64/36 (v / v) גליצרול / מים עם 0.25% (w / w) חלקיקים .. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים ירידה של הפתרון גליצרול על גבי כניסת ערוץ וירידה של DI וואטאה על צינור הכניסה לתא, ואז למקם את המנגנון בתוך תא ייבוש ואקום עבור ~ 5 דקות. הערה: לפני שחרור ואקום לחכות הבועות כי הטופס טיפות של תמיסת גליצרול ומים DI פופ. עם ואקום שחרור הנוזלים נשאבים לתוך החללים בתוך המכשיר. אם אוויר שיורית נשאר בתוך הערוצים, לחסל אותו על ידי הפעלת לחץ חיצוני על הנוזלים (למשל., באמצעות מזרק) ומאפשר באוויר כדי לפזר את PDMS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להזריק ~ 2 מיליליטר מי DI לתוך התא העליון (כלומר, את קנה המזרק, איור. 2b) עד שהוא מתמלא באופן מלא עם מים. ואז לכסות את התא העליון עם קצה מזרק 19 מד בוטה, לחתוך את הקצה עוד טיפ 19 מד מזרק בוטה וכנס הטיפ הזה אל צינור הכניסה לתא בצד. חבר את שני טיפים מזרק מזרק 1 מ&quot;ל דרך צינורות טפלון דק מחבר בצורת האות T. הערה: ודא כי מזרק 1 מ&quot;ל, צינורות טפלון, מחבר בצורת T קאמרית העליון (Barr מזרק 2 מ&quot;לאל) הם כל מלא מים ללא בועות. זה עשוי להיות מושגת על ידי פתיחת נקודות חיבור, דוחפים מים דרך חלקים ריקים של צינורות וחיבור מחדש עם נקודות חיבור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את מזרק 1 מ&quot;ל ל משאבת מזרק מראש מתוכנת לחקות למשל מחזור הנשימה גאות שקט (עם תקופה של T = 4 שניות) בנוי רמפות ליניארי, כלומר, מאפס עד 1.8 מ&quot;ל / דקה ב 1 שניות, מ 1.8 מ&quot;ל / דקה כדי -1.8 מ&quot;ל / דקה ב 2 שניות ו מ -1.8 מ&quot;ל / דקה חזרה לאפס ב 1 שניות. </li></ol> 4. ניסויים ויזואליזציה זרימה: velocimetry תמונה מיקרו-חלקיקים (μPIV) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר המכשיר נמצא ומונעת, להשיג סדרה של 9 - 12 שלב נעול, כפל תמונה מסגרת של זרימת החלקיקים זרע באמצעות velocimetry תמונה מיקרו-חלקיקים (μPIV) מערכת המורכבת למשל של CCD חשיפה מסגרת מספר כפול המצלמה (למשל., 1,600 × 1,200 פיקסלים כדי להשיג רזולוציה מספיק), לייזר פעמו Nd-YAG כפול (גל: 532 ננומטר, אנרגית פלט: 400 MJ, משך דופק: 4 NSEC), ו מיקרוסקופ הפוכה. הערה: מערכת כזו היא מסוגלת להשיג זוגות מסגרת עם זמן שהייה של עד כמה מייקרו שני בין המסגרות הראשונות ושניות. כדי להשיג תמונות מסגרת נעל פעמיים שלב, כדאי לרכוש סדרה מסגרת כפולה למשל., 10 הרץ (זוגות מסגרת מופרדים ב -0.1 שניות זה מזה). לאחר מכן, הנתונים עשויים להיות מחדש כך שכל זוגות המסגרת כי הם מופרדים על ידי זמן מחזור מלא (כאן T = 4 שניות) יוצרים סדרת זמן חדשה. תמונת רכישה יש לחזור מספר פעמים תוך שינוי זמן ההשהיה בין המסגרות הראשונות ושניות בכל זוג מסגרת (כלומר., 100 μsec ל -0.1 שניות) לפתרון אזורי זרימה שונים בתוך חלל המכתשית. הערה: הגדרות חלופיות לגבי שילובים הטובים ביותר של מערכות רכישת תמונה (. כלומר, מצלמה) ומקורות תאורה (כלומר, לייזרים) לדימוי כזהmicroflows זמין גם 34, 35. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש באלגוריתם של סכום קורלציה לחשב מפות וקטור מהירות שלב נעולה של שדה זרימת נובעות הסדרת התמונה עבור כל בפיגור זמן בשימוש. חזור על תהליך זה מספר פעמים עם משתנה פעמים בפיגור בין המסגרות הראשונות ושניות בכל זוג מסגרת לפתרון אזורי זרימה שונים בתוך חלל המכתשית. לאחר מכן, להשתמש בתוכנית ניתוח נתונים לאחות את מפות זרימה בודדות לתוך מפה מושלמת גבוהה מפורט של תבניות זרימה על ידי חישוב ממוצע נקודות נתונים חופפים 33. </li></ol>

<ol>
	<li>Kleinstreuer, C., Zhang, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Airflow+and+Particle+Transport+in+the+Human+Respiratory+System.">Airflow and Particle Transport in the Human Respiratory System.</a> Annu. Rev. Fluid Mech. 42 (1), 301-334 (2010).</li><li>Sznitman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Respiratory+microflows+in+the+pulmonary+acinus.">Respiratory microflows in the pulmonary acinus.</a> J. Biomech. 46 (2), 284-298 (2013).</li><li>Tsuda, A., Henry, F. S., Butler, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gas+and+aerosol+mixing+in+the+acinus.">Gas and aerosol mixing in the acinus.</a> Respir. Physiol. Neurobiol. 163 (1-3), 139-149 (2008).</li><li>Kleinstreuer, C., Zhang, Z., Donohue, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+Drug-Aerosol+Delivery+in+the+Human+Respiratory+System.">Targeted Drug-Aerosol Delivery in the Human Respiratory System.</a> Annu. Rev. Biomed. Eng. 10 (1), 195-220 (2008).</li><li>Semmler-Behnke, M., Kreyling, W. G., Schulz, H., Takenaka, S., Butler, J. P., Henry, F. S., Tsuda, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nanoparticle+delivery+in+infant+lungs.">Nanoparticle delivery in infant lungs.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 109 (13), 5092-5097 (2012).</li><li>Sznitman, J., Heimsch, F., Heimsch, T., Rusch, D., Rosgen, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-Dimensional+Convective+Alveolar+Flow+Induced+by+Rhythmic+Breathing+Motion+of+the+Pulmonary+Acinus.">Three-Dimensional Convective Alveolar Flow Induced by Rhythmic Breathing Motion of the Pulmonary Acinus.</a> J. Biomech. Eng. 129 (5), 658-665 (2007).</li><li>Tsuda, A., Henry, F. S., Butler, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chaotic+mixing+of+alveolated+duct+flow+in+rhythmically+expanding+pulmonary+acinus.">Chaotic mixing of alveolated duct flow in rhythmically expanding pulmonary acinus.</a> J. Appl. Physiol. 79 (3), 1055-1063 (1995).</li><li>Henry, F. S., Butler, J. P., Tsuda, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinematically+irreversible+acinar+flow:+a+departure+from+classical+dispersive+aerosol+transport+theories.">Kinematically irreversible acinar flow: a departure from classical dispersive aerosol transport theories.</a> J. Appl. Physiol. 92 (2), 835-845 (2002).</li><li>Kumar, H., Tawhai, M. H., Hoffman, E. A., Lin, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+geometry+on+airflow+in+the+acinar+region+of+the+human+lung.">The effects of geometry on airflow in the acinar region of the human lung.</a> J. Biomech. 42 (11), 1635-1642 (2009).</li><li>Lee, D. Y., Lee, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characteristics+of+particle+transport+in+an+expanding+or+contracting+alveolated+tube.">Characteristics of particle transport in an expanding or contracting alveolated tube.</a> J. Aerosol Sci. 34 (9), 1193-1215 (2003).</li><li>Tsuda, A., Butler, J. P., Fredberg, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+alveolated+duct+structure+on+aerosol+kinetics.+I.+Diffusional+deposition+in+the+absence+of+gravity.">Effects of alveolated duct structure on aerosol kinetics. I. Diffusional deposition in the absence of gravity.</a> J. Appl. Physiol. 76 (6), 2497-2509 (1994).</li><li>Tsuda, A., Butler, J. P., Fredberg, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+alveolated+duct+structure+on+aerosol+kinetics.+II.+Gravitational+sedimentation+and+inertial+impaction.">Effects of alveolated duct structure on aerosol kinetics. II. Gravitational sedimentation and inertial impaction.</a> J. Appl. Physiol. 76 (76), 2510-2516 (1994).</li><li>Ma, B., Darquenne, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aerosol+bolus+dispersion+in+acinar+airways&#8212;influence+of+gravity+and+airway+asymmetry.">Aerosol bolus dispersion in acinar airways&#8212;influence of gravity and airway asymmetry.</a> J. Appl. Physiol. 113 (3), 442-450 (2012).</li><li>Ma, B., Darquenne, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aerosol+deposition+characteristics+in+distal+acinar+airways+under+cyclic+breathing+conditions.">Aerosol deposition characteristics in distal acinar airways under cyclic breathing conditions.</a> J. Appl. Physiol. 110 (5), 1271-1282 (2011).</li><li>Heimsch, J., Sznitman, T., Wildhaber, J. H., Tsuda, A., R&#246;sgen, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Respiratory+Flow+Phenomena+and+Gravitational+Deposition+in+a+Three-Dimensional+Space-Filling+Model+of+the+Pulmonary+Acinar+Tree.">Respiratory Flow Phenomena and Gravitational Deposition in a Three-Dimensional Space-Filling Model of the Pulmonary Acinar Tree.</a> J. Biomech. Eng. 131 (3), 031010 (2009).</li><li>Litzlbauer, H. D., Korbel, K., Kline, T. L., Jorgensen, S. M., Eaker, D. R., Bohle, R. M., Ritman, E. L., Langheinrich, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synchrotron-Based+Micro-CT+Imaging+of+the+Human+Lung+Acinus.">Synchrotron-Based Micro-CT Imaging of the Human Lung Acinus.</a> Anat. Rec. Adv. Integr. Anat. Evol. Biol. 293 (9), 1607-1614 (2010).</li><li>Tsuda, A., Filipovic, N., Haberth&#252;r, D., Dickie, R., Matsui, Y., Stampanoni, M., Schittny, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Finite+element+3D+reconstruction+of+the+pulmonary+acinus+imaged+by+synchrotron+X-ray+tomography.">Finite element 3D reconstruction of the pulmonary acinus imaged by synchrotron X-ray tomography.</a> J. Appl. Physiol. 105 (3), 964-976 (2008).</li><li>Berg, E. J., Weisman, J. L., Oldham, M. J., Robinson, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flow+field+analysis+in+a+compliant+acinus+replica+model+using+particle+image+velocimetry+(PIV).">Flow field analysis in a compliant acinus replica model using particle image velocimetry (PIV).</a> J. Biomech. 43 (6), 1039-1047 (2010).</li><li>Sznitman, J., Sutter, R., Altorfer, D., Stampanoni, M., R&#246;sgen, T., Schittny, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+respiratory+flows+from+3D+reconstructed+alveolar+airspaces+using+X-ray+tomographic+microscopy.">Visualization of respiratory flows from 3D reconstructed alveolar airspaces using X-ray tomographic microscopy.</a> J. Vis. 13 (4), 337-345 (2010).</li><li>Henry, F. S., Haber, S., Haberth&#252;r, D., Filipovic, N., Milasinovic, D., Schittny, J. C., Tsuda, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Simultaneous+Role+of+an+Alveolus+as+Flow+Mixer+and+Flow+Feeder+for+the+Deposition+of+Inhaled+Submicron+Particles.">The Simultaneous Role of an Alveolus as Flow Mixer and Flow Feeder for the Deposition of Inhaled Submicron Particles.</a> J. Biomech. Eng. 134 (12), 121001 (2012).</li><li>Chhabra, S., Prasad, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flow+and+Particle+Dispersion+in+Lung+Acini:+Effect+of+Geometric+and+Dynamic+Parameters+During+Synchronous+Ventilation.">Flow and Particle Dispersion in Lung Acini: Effect of Geometric and Dynamic Parameters During Synchronous Ventilation.</a> J. Fluids Eng. 133 (7), 071001 (2011).</li><li>Cinkotai, F. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluid+flow+in+a+model+alveolar+sac.">Fluid flow in a model alveolar sac.</a> J. Appl. Physiol. 37 (2), 249-251 (1974).</li><li>Karl, A., Henry, F. S., Tsuda, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Low+reynolds+number+viscous+flow+in+an+alveolated+duct.">Low reynolds number viscous flow in an alveolated duct.</a> J. Biomech. Eng. 126 (4), 420-429 (2004).</li><li>Tippe, A., Tsuda, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=recirculating+flow+in+an+expanding+alveolar+model:+experimental+evidence+of+flow-induced+mixing+of+aerosols+in+the+pulmonary+acinus.">recirculating flow in an expanding alveolar model: experimental evidence of flow-induced mixing of aerosols in the pulmonary acinus.</a> J. Aerosol Sci. 31 (8), 979-986 (2000).</li><li>Berg, E. J., Robinson, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stereoscopic+particle+image+velocimetry+analysis+of+healthy+and+emphysemic+alveolar+sac+models.">Stereoscopic particle image velocimetry analysis of healthy and emphysemic alveolar sac models.</a> J. Biomech. Eng. 133 (6), 061004 (2011).</li><li>Ma, B., Ruwet, V., Corieri, P., Theunissen, R., Riethmuller, M., Darquenne, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CFD+simulation+and+experimental+validation+of+fluid+flow+and+particle+transport+in+a+model+of+alveolated+airways.">CFD simulation and experimental validation of fluid flow and particle transport in a model of alveolated airways.</a> J. Aerosol Sci. 40 (5), 403-414 (2009).</li><li>Kumar Mahto, S., Tenenbaum-Katan, J., Sznitman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Respiratory+Physiology+on+a+Chip.">Respiratory Physiology on a Chip.</a> Scientifica. 2012, e364054 (2012).</li><li>Huh, D., Fujioka, H., Tung, Y. C., Futai, N., Paine, R., Grotberg, J. B., Takayama, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acoustically+detectable+cellular-level+lung+injury+induced+by+fluid+mechanical+stresses+in+microfluidic+airway+systems.">Acoustically detectable cellular-level lung injury induced by fluid mechanical stresses in microfluidic airway systems.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 104 (48), 18886-18891 (2007).</li><li>Song, Y., Baudoin, M., Manneville, P., Baroud, C. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+air&#8211;liquid+flow+in+a+microfluidic+airway+tree.">The air&#8211;liquid flow in a microfluidic airway tree.</a> Med. Eng. Phys. 33 (7), 849-856 (2011).</li><li>Tavana, H., Huh, D., Grotberg, J. B., Takayama, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidics,+Lung+Surfactant,+and+Respiratory+Disorders.">Microfluidics, Lung Surfactant, and Respiratory Disorders.</a> Lab Med. 40 (4), 203-209 (2009).</li><li>Huh, D., Matthews, B. D., Mammoto, A., Montoya-Zavala, M., Hsin, H. Y., Ingber, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reconstituting+Organ-Level+Lung+Functions+on+a+Chip.">Reconstituting Organ-Level Lung Functions on a Chip.</a> Science. 328 (5986), 1662-1668 (2010).</li><li>Pihl, J., Sinclair, J., Sahlin, E., Karlsson, M., Petterson, F., J, O. l. o. f. s. s. o. n., Orwar, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+Gradient-Generating+Device+for+Pharmacological+Profiling.">Microfluidic Gradient-Generating Device for Pharmacological Profiling.</a> Anal. Chem. 77 (13), 3897-3903 (2005).</li><li>Fishler, R., Mulligan, M. K., Sznitman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acinus-on-a-chip:+A+microfluidic+platform+for+pulmonary+acinar+flows.">Acinus-on-a-chip: A microfluidic platform for pulmonary acinar flows.</a> J. Biomech. 46 (16), 2817-2823 (2013).</li><li>Lindken, R., Rossi, M., Grosse, S., Westerweel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-Particle+Image+Velocimetry+(microPIV):+recent+developments,+applications,+and+guidelines.">Micro-Particle Image Velocimetry (microPIV): recent developments, applications, and guidelines.</a> Lab. Chip. 9 (17), 2551-2567 (2009).</li><li>Wereley, S. T., Meinhart, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recent+Advances+in+Micro-Particle+Image+Velocimetry.">Recent Advances in Micro-Particle Image Velocimetry.</a> Annu. Rev. Fluid Mech. 42 (1), 557-576 (2010).</li><li>Bruus, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Theoretical+Microfluidics.">Theoretical Microfluidics.</a> Oxford Master Series in Condensed Matter Physics. , (2008).</li><li>Haefeli-Bleuer, B., Weibel, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphometry+of+the+human+pulmonary+acinus.">Morphometry of the human pulmonary acinus.</a> Anat. Rec. 220 (4), 401-414 (1988).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

<html> תכונה קריטית של פלטפורמת acinar microfluidic המוצגת כאן היא יכולתו להתרבות תנועות נשימה מציאותיות פיסיולוגי שיוצרות פרופילי זרימה פיסיולוגיים מהירויות בתוך צינוריות acinar ובתוך alveoli. מאז ערוצי microfluidic מיוצרים עם יחס רוחב-גובה נמוך יחסית (כלומר., W ד / h</...

כימותים מפורטים של דינמיקת זרימת נשימת דיסטלי, אזורי כוורת של הריאות הם בעל חשיבות עליונה להבנת ערבוב זרימת אוויר בתוך acinus ריאתי וחיזוי גורלם של אירוסולים בשאיפת 1-3 דרכי הנשימה העמוקה. ההיבט השני הזה הוא מדאיג במיוחד כאשר פונים מצד אחד המפגעים של חלקיקים מזהמים בשאיפה או לחילופין בחיפוש אסטרטגיות חדשניות משלוח סמי שיפור הממוקד של תרופות בשאיפה לאתרי ריאות מקומיות 4, 5, כמו גם עבור משלוח מערכתי. נכון להיום, תזרים נשימה באזורי acinar העמוקים ריאתי נחקר בדרך כלל סיליקון באמצעות דינמיקה של נוזלים חישובית (CFD) או לחלופין במבחנה עם דגמים ניסיוניים מדורגים ומעקב אחר התאמת דמיון הידרודינמית. בעשורים האחרונים, שיטות CFD יושמו ויותר ללמוד תופעות זרימת acinar, מן Singlדואר מודלים המכתשית 6, 7 ו כוורת צינוריות 8-12 ליותר משוכללים במודלי סיליקון הלוכדים אנטומית מציאותי מבני עץ acinar עם מספר דורות של צינוריות כוורת ועד כמה מאה alveoli פרט 13-15. יחד, מאמצים מספריים היו מרכזיים ושופך אור על התפקיד ומידת ההשפעה של תנועת קיר במהלך נשימת תנועות על שהתפתח דפוסי זרימת אוויר acinar. בהעדר תנועת נשימה, הסירקולציה מחודשת תכונת alveoli סטטי זורמת בתוך החללים שלהם כי התערוכה לא חליפי הסעה של אוויר בין צינור acinar ואת נֹאדִית 6, 7; במילות אחרות, יהיה מבודד תזרים המכתשית טהרת תזרים בתוך עצי acinar וחילופי האוויר יגרמו שיהיו שונים מזה של מנגנונים מתרחבים. עם קיומה של רחבות המחזורית של תחום המכתשית, לעומת זאת, טופולוגיות זרימת המכתשית הם שונים באופן דרסטי ואת resulting תבניות זרימה בתוך alveoli קשורות באופן הדוק למיקום של נֹאדִית לאורך עץ acinar (למשל., הפרוקסימלי לעומת דורות הדיסטלית). בפרט, זה כבר שער בסימולציות כי תבניות זרימה המכתשית מושפעות במידה רבה על ידי היחס בין מכתשים כדי ductal ספיקות כאלה שדורות הפרוקסימלי של עץ acinar ריאתי, שבו יחס זה הוא גדול יחסית באי שימור מסה על פני מבנה עץ, תכונה הסירקולציה מחודשת מורכבת זורמת בתוך החללים המכתשית עם pathlines נוזל בלתי הפיך. עם כל דור acinar עמוק, היחס בין מכתשים כדי ספיקות ductal הולך ופוחת כזה שדורות acinar דיסטלי להפגין יותר רדיאלי דמוי מייעלים שמזכירים inflations ו deflations פשוט של בלון. עם התקדמות שיטות הדמיה מודרניות, נתוני הדמית ריאות 16, 17 של מכרסמים, כולל חולדה ועכבר, עוררו חלק מכשירי כושר CFD הראשוןations תזרים acinar אנטומית-משוחזר alveoli המשוחזר. למרות התקדמות מבטיחה כזה, המחקרים האחרונים אלה עדיין מוגבלים לטיפול תופעות זרימת אוויר בתוך צקי המכתשית מסוף רק 18, 19 או כמה alveoli סביב צינור יחיד 20. כתוצאה מכך, המדינה- of-the-art חקירות של תופעות זרימה נשימתיות של acinus להישאר בשליטתה של מחקרים התמקדות הגיאומטריות בהשראת אנטומית הגנרית של הסביבה acinar 2. בצד הניסיון, setups השונה שמציע דרכי נשימה עם alveoli אחד או כמה פותח במשך שנתי 21-24. עם זאת, אין בנמצא דגמים ניסיוניים של מתפצל איירווייז כוורת המסוגלים מחקו נשימה פיזיולוגית ידי ההרחבה מתקשרת באופן נשימה דמוית. בהינתן חוסר פלטפורמות ניסיוני אטרקטיביים בהישג היד, חקר תופעות מעבר acinar נותר מוגבל לגבי validaטינג מחקרים חישובית ובביקורתיות נותר מחסור של נתוני הניסוי זמין. . בשנים האחרונות, מא ואח &#39;(2009) יש לבנות מודל שעבר גדלה, נוקשה-קיר של acinus המורכב משלושה דורות acinar; עם זאת, חוסר תנועת קיר במודל זה מוגבל ביכולת שלו כדי ללכוד תבניות זרימה המכתשית מציאותיות בתנאי נשימה. ניסויים שעברו גדלה, אחרים כוללים דגם קיר נע המבוסס על נתונים אנטומיים מן ההעתק יצוק הוכנסו לאחרונה 25; עם זאת, מאז המודל היחיד שנתפס הדורות שני acinar האחרון (כלומר., שקי מסוף), היא לא הצליחה ללכוד את תזרימי הסירקולציה המחודשת מורכבות המאפיינות דורות acinar הפרוקסימלי יותר. דוגמאות אלה אחרונים של ניסויים בקנה מידה-אפ נוספת להדגיש את המגבלות המתמשכות עם גישות כאלה. באופן ספציפי, לא ניסוי קיים עד כה הדגים את מעבר שיערותיו מן הסירקולציה מחודשת כדי רדיאלי תזרים יחדacinus ובכך לאשר תחזיות מספריות של טופולוגיות זרימת שיערותיו להתקיים עצי acinar ריאתי אמיתיים 7, 15. אולי הכי קריטי, ניסויים שעברו גדלה, מוגבלים מאוד בחקירה בשאיפת דינמיקת תחבורה בתצהיר חלקיקי 26 בשל קשיים בהתאמה כל הלא הרלוונטיים פרמטרי ממדים (למשל., דיפוזיה של חלקיקים, מנגנון תחבורה קריטי עבור חלקיקים תת-מיקרון, מוזנחת לחלוטין). עם אתגרים הניסיונות מתמשכים, פלטפורמות ניסיוני חדשות המתירות חקירות של נשימת תזרימי אוויר חלקיקי דינמיקה בקירות מרגשים מורכבי רשתות acinar הם בקשו. הנה, בהשראת אנטומית במודל acinar במבחנה הוא הציג. מחק פלטפורמת microfluidic זה acinar ריאתי זורם ישירות בקנה מידת acinar הנציג, ומרחיב את המגוון הולך וגדל של דגמי microfluidic ריאתי 27, כוללים-פלה תקע נוזלי סימפונותWS 28-30 ואת מחסום-נימי המכתשית 31. כלומר, העיצוב הנוכחי כולל עץ דרכי נשימת כוורת פשוטה חמישה דור עם הרחבת מחזור והתקשרות קירות, שבו תנועות מחזוריות מושגות על ידי לחץ שליטה בתוך חדר מים המקיף את הקירות הדק PDMS לרוחב והיכן הקיר העליון מעווה על ידי מים נוספים תא יושב ישירות מעל מבנה acinar. שלא כמו במכשירים microfluidic multilayer משותפים, תא זה נוצר פשוט על ידי טבעת סעיף חבית מזרק בתוך מכשיר PDMS, ואינו דורש הכנה של עובש PDMS נוסף. גישת מיניאטורי שהוצגה כאן מציעה באמצעים פשוטים צדדיים לשחזור מבני acinar מסובכים עם הזזת קירות לעומת דגמים שעברו גדלה, בעת לכידה את תכונות יסוד של סביבת זרימת acinar. פלטפורמה זו יכולה לשמש עבור פלוw להדמיה באמצעות חלקיקים-מושעה נוזל בתוך דרכי הנשימה (ראה תוצאות נציג להלן). בעתיד הקרוב, המודל ישמש עם חלקיקים הנישאים באוויר ללימוד דינמיקת חלקיקי acinar בשאיפה.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Polydimethylsiloxane (PDMS) and curing agent</td>
			<td>Dow Corning</td>
			<td>(240)4019862</td>
			<td>SYLGARD&#174; 184 SILICONE ELASTOMER KIT</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastipak 2 ml syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>300185</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Norm-Ject Luer slip 1 ml syringe</td>
			<td>Henke Sass Wolf </td>
			<td>4010-200V0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1mm Biopsy punch</td>
			<td>Kai Medical</td>
			<td>BP-10F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laboratory Corona Treater</td>
			<td>Electro-Technic Products</td>
			<td>BD-20AC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PHD Ultra Syringe pump</td>
			<td>Harvard apparatus</td>
			<td>703006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dyed red rqueous fluorescent particles</td>
			<td >Thermo-Scientific</td>
			<td ></td>
			<td >Uncatalloged 0.86 &#181;m beads were used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycerin AR</td>
			<td>Gadot</td>
			<td>830131320</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FlowMaster MITAS micro-particle image velocimetry (&#181;PIV) system </td>
			<td>LaVision</td>
			<td>1108630</td>
			<td ></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a microfluidic model of biomimetically breathing pulmonary acinar airways

כימות מאפייני תזרים נשימה במעמקי acinar ריאתי וכיצד הם משפיעים תחבורת אירוסול בשאיפה היא קריטית לקראת אופטימיזציה טכניקות שאיפת תרופה וכן לניבוי דפוסים בתצהיר של חלקיקים הנישאים באוויר רעיל בתוך alveoli ריאתי. כאן, שיטות-ליתוגרפיה רך משמשות לפברק מבנים דרך הנשימה acinar הדמוי מורכבים על אורך-הקשקשים אנטומיים האמת שמתרבים תופעות זרימת acinar פיסיולוגיות במערכת נגישה אופטי. המכשיר microfluidic כולל 5 דורות של מתפצל צינוריות כוורת עם הרחבת מעת לעת וקירות קבלנות. להפעלה ללא קיר מושגת על ידי לשנות את הלחץ בתוך תאים מלאי מים הסובבים חומות ערוץ acinar הדקות PDMS היא מן הצדדים וחלקו העליון של המכשיר. בניגוד מכשירי microfluidic multilayer משותפים, שבו הערמה של תבניות מספר PDMS נדרשה, שיטה פשוטה מוצגת לפברק העליוןקאמרי על ידי טבעת סעיף חבית מזרק לתוך תבנית PDMS. ההתקנה microfluidic הרומן הזה מספק תנועות נשימה פיזיולוגיות אשר בתורו להצמיח אוויר-תזרימי acinar מאפיין. במחקר הנוכחי, velocimetry תמונה החלקיקים מיקרו (μPIV) עם חלקיקי הנוזל מושעה שימש לכמת אוויר כזה תזרימי על פי התאמת דמיון הידרודינמית. ההסכם הטוב בין תוצאות μPIV ותופעות זרימת acinar צפויות מראה כי פלטפורמת microfluidic עשויה לשמש בעתיד הקרוב כמו אטרקטיביים כלי במבחנה לחקור תחבורת חלקיקי נציג מוטסת ישירות בתצהיר באזורי acinar של הריאות.

תמונות תכנון בעזרת מחשב (CAD) ומיקרוסקופ של פלטפורמת acinar במבחנה מוצגות באיור. 1. מודל acinar biomimetic כולל חמישה דורות של הסתעפות ערוצים מלבניים מצופה חללים גליליים דמוי המכתשית (איור. 1). הנה, דורות המודל ממוספרים מדור 1 (עבור הדור הפרוקסימלי ביותר) לדור ...

Watch this Scientific Journal Video about A Microfluidic Model of Biomimetically Breathing Pulmonary Acinar Airways at JoVE.com

A Microfluidic Model of Biomimetically Breathing Pulmonary Acinar Airways

Soft-lithography was utilized to produce a representative true-scale model of pulmonary alveolated airways that expand and contract periodically, mimicking physiological breathing motion. This platform recreates respiratory acinar flows on a chip, and is anticipated to facilitate experimental investigation of inhaled aerosol dynamics and deposition in the pulmonary acinus.

מודל Microfluidic של Biomimetically נשימה ריאתי acinar איירווייס

Quantifying respiratory flow characteristics in the pulmonary acinar depths and how they influence inhaled aerosol transport is critical towards ...

a-microfluidic-model-biomimetically-breathing-pulmonary-acinar

Research

JoVE Journal

Bioengineering

7.9K Views.  Technion - Israel Institute of Technology. Soft-lithography was utilized to produce a representative true-scale model of pulmonary alveolated airways that expand and contract periodically, mimicking physiological breathing motion. This platform recreates respiratory acinar flows on a chip, and is anticipated to facilitate experimental investigation of inhaled aerosol dynamics and deposition in the pulmonary acinus.

Video: A Microfluidic Model of Biomimetically Breathing Pulmonary Acinar Airways

Microfluidic Mixers for Studying Protein Folding

The process by which a protein folds into its native conformation is highly relevant to biology and human health yet still poorly understood. One reason for this is that folding takes place over a wide range of timescales, from nanoseconds to seconds or longer, depending on the protein1. Conventional stopped-flow mixers have allowed measurement of folding kinetics starting at about 1 ms. We have recently developed a microfluidic mixer that dilutes denaturant ~100-fold in ~8 &mu;s2. Unlike a stopped-flow mixer, this mixer operates in the laminar flow regime in which turbulence does not occur. The absence of turbulence allows precise numeric simulation of all flows within the mixer with excellent agreement to experiment3-4.
Laminar flow is achieved for Reynolds numbers Re &le;100. For aqueous solutions, this requires micron scale geometries. We use a hard substrate, such as silicon or fused silica, to make channels 5-10 &mu;m wide and 10 &mu;m deep (See Figure 1). The smallest dimensions, at the entrance to the mixing region, are on the order of 1 &mu;m in size. The chip is sealed with a thin glass or fused silica coverslip for optical access. Typical total linear flow rates are ~1 m/s, yielding Re~10, but the protein consumption is only ~0.5 nL/s or 1.8 &mu;L/hr. Protein concentration depends on the detection method: For tryptophan fluorescence the typical concentration is 100 &mu;M (for 1 Trp/protein) and for FRET the typical concentration is ~100 nM.
The folding process is initiated by rapid dilution of denaturant from 6 M to 0.06 M guanidine hydrochloride. The protein in high denaturant flows down a central channel and is met on either side at the mixing region by buffer without denaturant moving ~100 times faster (see Figure 2). This geometry causes rapid constriction of the protein flow into a narrow jet ~100 nm wide. Diffusion of the light denaturant molecules is very rapid, while diffusion of the heavy protein molecules is much slower, diffusing less than 1 &mu;m in 1 ms. The difference in diffusion constant of the denaturant and the protein results in rapid dilution of the denaturant from the protein stream, reducing the effective concentration of the denaturant around the protein. The protein jet flows at a constant rate down the observation channel and fluorescence of the protein during folding can be observed using a scanning confocal microscope5.

In this work we explain the fabrication and use of a microfluidic mixer capable of mixing two solutions in ~8 &mu;s. We also demonstrate the use of these mixers with spectroscopic detection using UV fluorescence and fluorescence resonance energy transfer (FRET).

מערבלים microfluidic ללימוד קיפול חלבונים

The process by which a protein folds into its native conformation is highly relevant to biology and human health yet still poorly understood. One reason ...

Microfluidic Fabrication of Polymeric and Biohybrid Fibers with Predesigned Size and Shape

A &#8220;sheath&#8221; fluid passing through a microfluidic channel at low Reynolds number can be directed around another &#8220;core&#8221; stream and used to dictate the shape as well as the diameter of a core stream.&#160;Grooves in the top and bottom of a microfluidic channel were designed to direct the sheath fluid and shape the core fluid.&#160;By matching the viscosity and hydrophilicity of the sheath and core fluids, the interfacial effects are minimized and complex fluid shapes can be formed.&#160;Controlling the relative flow rates of the sheath and core fluids determines the cross-sectional area of the core fluid.&#160;Fibers have been produced with sizes ranging from 300 nm to ~1 mm, and fiber cross-sections can be round, flat, square, or complex as in the case with double anchor fibers. Polymerization of the core fluid downstream from the shaping region solidifies the fibers.&#160;Photoinitiated click chemistries are well suited for rapid polymerization of the core fluid by irradiation with ultraviolet light.&#160;Fibers with a wide variety of shapes have been produced from a list of polymers including liquid crystals, poly(methylmethacrylate), thiol-ene and thiol-yne resins, polyethylene glycol, and hydrogel derivatives. Minimal shear during the shaping process and mild polymerization conditions also makes the fabrication process well suited for encapsulation of cells and other biological components.

Two adjacent fluids passing through a grooved microfluidic channel can be directed to form a sheath around a prepolymer core; thereby&#160;determining both shape and cross-section. Photoinitiated polymerization, such as thiol click chemistry, is well suited for rapidly solidifying the core fluid into a microfiber with predetermined size and shape.

ייצור מיקרופלואידי של סיבים פולימריים וביוהיברידים עם גודל וצורה מעוצבים מראש

A &#8220;sheath&#8221; fluid passing through a microfluidic channel at low Reynolds number can be directed around another &#8220;core&#8221; stream and ...

A Microfluidic Technique to Probe Cell Deformability

Here we detail the design, fabrication, and use of a microfluidic device to evaluate the deformability of a large number of individual cells in an efficient manner. Typically, data for ~102 cells can be acquired within a 1 hr experiment. An automated image analysis program enables efficient post-experiment analysis of image data, enabling processing to be complete within a few hours. Our device geometry is unique in that cells must deform through a series of micron-scale constrictions, thereby enabling the initial deformation and time-dependent relaxation of individual cells to be assayed. The applicability of this method to human promyelocytic leukemia (HL-60) cells is demonstrated. Driving cells to deform through micron-scale constrictions using pressure-driven flow, we observe that human promyelocytic (HL-60) cells momentarily occlude the first constriction for a median time of 9.3 msec before passaging more quickly through the subsequent constrictions with a median transit time of 4.0 msec per constriction. By contrast, all-trans retinoic acid-treated (neutrophil-type) HL-60 cells occlude the first constriction for only 4.3 msec before passaging through the subsequent constrictions with a median transit time of 3.3 msec. This method can provide insight into the viscoelastic nature of cells, and ultimately reveal the molecular origins of this behavior.

We demonstrate a microfluidics-based assay to measure the timescale for cells to transit through a sequence of micron-scale constrictions.

טכניקת Microfluidic לחקור deformability הסלולרי

Here we detail the design, fabrication, and use of a microfluidic device to evaluate the deformability of a large number of individual cells in an ...

Lipid Bilayer Vesicle Generation Using Microfluidic Jetting

Bottom-up synthetic biology presents a novel approach for investigating and reconstituting biochemical systems and, potentially, minimal organisms. This emerging field engages engineers, chemists, biologists, and physicists to design and assemble basic biological components into complex, functioning systems from the bottom up. Such bottom-up systems could lead to the development of artificial cells for fundamental biological inquiries and innovative therapies1,2. Giant unilamellar vesicles (GUVs) can serve as a model platform for synthetic biology due to their cell-like membrane structure and size. Microfluidic jetting, or microjetting, is a technique that allows for the generation of GUVs with controlled size, membrane composition, transmembrane protein incorporation, and encapsulation3. The basic principle of this method is the use of multiple, high-frequency fluid pulses generated by a piezo-actuated inkjet device to deform a suspended lipid bilayer into a GUV. The process is akin to blowing soap bubbles from a soap film. By varying the composition of the jetted solution, the composition of the encompassing solution, and/or the components included in the bilayer, researchers can apply this technique to create customized vesicles. This paper describes the procedure to generate simple vesicles from a droplet interface bilayer by microjetting.

Microfluidic jetting against a droplet interface lipid bilayer provides a reliable way to generate vesicles with control over membrane asymmetry, incorporation of transmembrane proteins, and encapsulation of material. This technique can be applied to study a variety of biological systems where compartmentalized biomolecules are desired.

השומנים bilayer שלפוחיות דור שימוש Microfluidic jetting

Bottom-up synthetic biology presents a novel approach for investigating and reconstituting biochemical systems and, potentially, minimal organisms. This ...

A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma mass spectrometry (ICPMS). The chip produces monodisperse aqueous sample droplets in perfluorohexane (PFH). Size and frequency of the aqueous droplets can be varied in the range of 40 to 60 &#181;m and from 90 to 7,000&#160;Hz, respectively. The droplets are ejected from the chip with a second flow of PFH and remain intact during the ejection. A custom-built desolvation system removes the PFH and transports the droplets into the ICPMS. Here, very stable signals with a narrow intensity distribution can be measured, showing the monodispersity of the droplets. We show that the introduction system can be used to quantitatively determine iron in single bovine red blood cells. In the future, the capabilities of the introduction device can easily be extended by the integration of additional microfluidic modules.

We present a discrete droplet sample introduction system for inductively coupled plasma mass spectrometry (ICPMS). It is based on a cheap and disposable microfluidic chip that generates highly monodisperse droplets in a size range of 40&#8722;60 &#181;m at frequencies from 90 to 7,000 Hz.

שבב microfluidic למבוא לדוגמא ICPMS

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma ...

Tunable Hydrogels from Pulmonary Extracellular Matrix for 3D Cell Culture

Here we present a method for establishing multiple component cell culture hydrogels for in vitro lung cell culture. Beginning with healthy en bloc lung tissue from porcine, rat, or mouse, the tissue is perfused and submerged in subsequent chemical detergents to remove the cellular debris. Histological comparison of the tissue before and after processing confirms removal of over 95% of double stranded DNA and alpha galactosidase staining suggests the majority of cellular debris is removed. After decellularization, the tissue is lyophilized and then cryomilled into a powder. The matrix powder is digested for 48 hr in an acidic pepsin digestion solution and then neutralized to form the pregel solution. Gelation of the pregel solution can be induced by incubation at 37 &#176;C and can be used immediately following neutralization or stored at 4 &#176;C for up to two weeks. Coatings can be formed using the pregel solution on a non-treated plate for cell attachment. Cells can be suspended in the pregel prior to self-assembly to achieve a 3D culture, plated on the surface of a formed gel from which the cells can migrate through the scaffold, or plated on the coatings. Alterations to the strategy presented can impact gelation temperature, strength, or protein fragment sizes. Beyond hydrogel formation, the hydrogel stiffness may be increased using genipin.

This is a method to create a 3-dimensional cell culture scaffold from pulmonary extracellular matrix. Intact lung is processed into hydrogels that can support the growth of cells in three-dimensions.

הידרוג מתכוונן מ מטריקס ריאתי עבור תרבית תאים 3D

Here we present a method for establishing multiple component cell culture hydrogels for in vitro lung cell culture. Beginning with healthy en bloc lung ...

Image-guided, Laser-based Fabrication of Vascular-derived Microfluidic Networks

This detailed protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation for the fabrication of vascular-derived microfluidic networks embedded in PEGDA hydrogels. Here, we describe the creation of virtual masks that allow for image-guided laser control; the photopolymerization of a micromolded PEGDA hydrogel, suitable for microfluidic network fabrication and pressure head-driven flow; the setup and use of a commercially available laser scanning confocal microscope paired with a femtosecond pulsed Ti:S laser to induce hydrogel degradation; and the imaging of fabricated microfluidic networks using fluorescent species and confocal microscopy. Much of the protocol is focused on the proper setup and implementation of the microscope software and microscope macro, as these are crucial steps in using a commercial microscope for microfluidic fabrication purposes that contain a number of intricacies. The image-guided component of this technique allows for the implementation of 3D image stacks or user-generated 3D models, thereby allowing for creative microfluidic design and for the fabrication of complex microfluidic systems of virtually any configuration. With an expected impact in tissue engineering, the methods outlined in this protocol could aid in the fabrication of advanced biomimetic microtissue constructs for organ- and human-on-a-chip devices. By mimicking the complex architecture, tortuosity, size, and density of in vivo vasculature, essential biological transport processes can be replicated in these constructs, leading to more accurate in vitro modeling of drug pharmacokinetics and disease.

This protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation to fabricate vascular-derived, biomimetic microfluidic networks embedded in poly(ethylene glycol) diacrylate (PEGDA) hydrogels. These biomimetic microfluidic systems may be useful for tissue engineering applications, generation of in vitro disease models, and fabrication of advanced "on-a-chip" devices.

תמונה מונחה, ייצור מבוסס-לייזר של רשתות Microfluidic הנגזרות דם

This detailed protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation for the fabrication of vascular-derived microfluidic ...

Multi-step Variable Height Photolithography for Valved Multilayer Microfluidic Devices

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to entry for non-specialists who would benefit greatly from the ability to develop their own microfluidic devices to address research questions. Particularly lacking has been the open dissemination of protocols related to photolithography, a key step in the development of a replica mold for the manufacture of polydimethylsiloxane (PDMS) devices. While the fabrication of single height silicon masters has been explored extensively in literature, fabrication steps for more complicated photolithography features necessary for many interesting device functionalities (such as feature rounding to make valve structures, multi-height single-mold patterning, or high aspect ratio definition) are often not explicitly outlined. 
Here, we provide a complete protocol for making multilayer microfluidic devices with valves and complex multi-height geometries, tunable for any application. These fabrication procedures are presented in the context of a microfluidic hydrogel bead synthesizer and demonstrate the production of droplets containing polyethylene glycol (PEG diacrylate) and a photoinitiator that can be polymerized into solid beads. This protocol and accompanying discussion provide a foundation of design principles and fabrication methods that enables development of a wide variety of microfluidic devices. The details included here should allow non-specialists to design and fabricate novel devices, thereby bringing a host of recently developed technologies to their most exciting applications in biological laboratories.

Multilayer microfluidic devices often involve the fabrication of master molds with complex geometries for functionality. This article presents a complete protocol for multi-step photolithography with valves and variable height features tunable to any application. As a demonstration, we fabricate a microfluidic droplet generator capable of producing hydrogel beads.

פוטו-ליתוגרפיה גובה רב שלבי משתנה עבור Valved רב שכבתי מכשירים microfluidic

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to ...

Perfusable Vascular Network with a Tissue Model in a Microfluidic Device

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the spheroid cultures, a perfusable vascular network in the spheroids remains a critical challenge for long-term culture required to maintain and develop their functions, such as protein expressions and morphogenesis. The protocol presents a novel method to integrate a perfusable vascular network within the spheroid in a microfluidic device. To induce a perfusable vascular network in the spheroid, angiogenic sprouts connected to microchannels were guided to the spheroid by utilizing angiogenic factors from human lung fibroblasts cultured in the spheroid. The angiogenic sprouts reached the spheroid, merged with the endothelial cells co-cultured in the spheroid, and formed a continuous vascular network. The vascular network could perfuse the interior of the spheroid without any leakage. The constructed vascular network may be further used as a route for supply of nutrients and removal of waste products, mimicking blood circulation in vivo. The method provides a new platform in spheroid culture toward better recapitulation of living tissues.

The protocol describes how to engineer a perfusable vascular network in a spheroid. The spheroid's surrounding microenvironment is devised to induce angiogenesis and connect the spheroid to the microchannels in a microfluidic device. The method allows the perfusion of the spheroid, which is a long-awaited technique in three-dimensional cultures.

רשת כלי הדם perfusable עם דגם רקמה במכשיר Microfluidic

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the ...

Scalable Fabrication of Stretchable, Dual Channel, Microfluidic Organ Chips

A significant number of lead compounds fail in the pharmaceutical pipeline because animal studies often fail to predict clinical responses in human patients. Human Organ-on-a-Chip (Organ Chip) microfluidic cell culture devices, which provide an experimental in vitro platform to assess efficacy, toxicity, and pharmacokinetic (PK) profiles in humans, may be better predictors of therapeutic efficacy and safety in the clinic compared to animal studies. These devices may be used to model the function of virtually any organ type and can be fluidically linked through common endothelium-lined microchannels to perform in vitro studies on human organ-level and whole body-level physiology without having to conduct experiments on people. These Organ Chips consist of two perfused microfluidic channels separated by a permeable elastomeric membrane with organ-specific parenchymal cells on one side and microvascular endothelium on the other, which can be cyclically stretched to provide organ-specific mechanical cues (e.g., breathing motions in lung). This protocol details the fabrication of flexible, dual channel, Organ Chips through casting of parts using 3D printed molds, enabling combination of multiple casting and post-processing steps. Porous poly (dimethyl siloxane) (PDMS) membranes are cast with micrometer sized through-holes using silicon pillar arrays under compression. Fabrication and assembly of Organ Chips involves equipment and steps that can be implemented outside of a traditional cleanroom. This protocol provides researchers with access to Organ Chip technology for in vitro organ- and body-level studies in drug discovery, safety and efficacy testing, as well as mechanistic studies of fundamental biological processes.

Here, we present a protocol that describes the fabrication of stretchable, dual channel, organ chip microfluidic cell culture devices for recapitulating organ-level functionality in vitro.

ייצור מדרגי של הערוץ מתיחה, כפול, צ'יפס Microfluidic איברים

A significant number of lead compounds fail in the pharmaceutical pipeline because animal studies often fail to predict clinical responses in human ...