This work was supported in part by the European Commission (FP7 Program) through a Career Integration Grant (PCIG09-GA-2011-293604), the Israel Science Foundation (Grant nr. 990/12) and the Technion Center of Excellence in Environmental Health and Exposure Science (TCEEH). Microfabrication of microfluidic chips was conducted at the Micro-Nano Fabrication Unit (MNFU) of the Technion and supported by a seed grant from the Russel Berrie Institute of Nanotechnology (RBNI) at Technion. The authors thank Avshalom Shai for assistance during deep reactive ion etching (DRIE) and Molly Mulligan and Philipp Hofemeier for helpful discussions.

1. Maestro Fabrication <ol><li> Utilizzare profondo etching ioni reattivi (DRIE) di silicio su isolante (SOI) fetta per fabbricare un wafer di silicio maestro come descritto in lavori precedenti 32, 33. NOTA: DRIE si preferisce SU-8 micromachining di serie a causa delle caratteristiche di elevato rapporto di aspetto (40 micron di larghezza e 90 micron trincee profonde). </li></ol> 2. Fusione e di tenuta del dispositivo a microfluidi <ol><li> Mescolare PDMS e catalizzatore in un rapporto di 10: 1 peso all&#39;interno di un piccolo contenitore pulito, come un piatto di plastica di peso. </li><li> Degassare la miscela in un essiccatore sotto vuoto fino a quando tutte le bolle d&#39;aria vengono rimosse. NOTA: Preparare un numero sufficiente PDMS per tutte le fasi successive. Qui di seguito, l&#39;acronimo &quot;PDMS&quot; si riferisce sempre alle degassati 10: 1 PDMS: miscela indurimento-agent, che è stata preparata in passi 2.1 e 2.2. </li><li> Versare il miscuglio-degasata ad una altezza di circa 1 mm sopra il master wafer. Degas, ancora una volta per almeno40 min per rimuovere tutte le bolle d&#39;aria sopra il wafer e minimizzare le bolle sotto il wafer. NOTA: Assicurarsi che il wafer sia il più vicino possibile al fondo della piastra. Se necessario premere il wafer delicatamente verso il basso con 2 bastoni di agitazione e Degas, ancora una volta. </li><li> Cuocere in forno a 65 ° C per 20 minuti in un forno a convezione naturale. NOTA: Dopo 20 minuti il ​​PDMS è indurito e quasi completamente guarito. Mentre un tempo di cottura più lunga è possibile cottura per 20 min risparmiare tempo e migliora l&#39;aderenza del secondo strato PDMS (vedi sotto) per il primo. </li><li> File la sezione canna di una plastica siringa da 2 ml utilizzando una carta abrasiva fine per migliorare l&#39;aderenza al PDMS. Inoltre, utilizzare la carta vetrata per appiattire la base del corpo della siringa posizionando la carta abrasiva su una superficie piana e scorrimento della base del corpo della siringa su di esso. Pulire la siringa con aria pressurizzata. </li><li> Posizionare la sezione cilindro della siringa sopra il primo strato PDMS con laapertura rge affacciata alla superficie delle PDMS, e versare un secondo strato di PDMS sopra il primo ad un&#39;altezza di ~ 5 mm e degassare la PDMS nuovamente in un essiccatore. NOTA: Il secondo strato PDMS deve essere versato dal piccolo contenitore attorno alla canna, e non deve entrare in esso. </li><li> Cuocere la intera configurazione a 65 ° C per almeno 2 ore in un forno a convezione naturale. NOTA: Non è necessario tenere la canna in posizione durante i processi di polimerizzazione in quanto il peso dei PDMS premendo contro la base larga della canna tiene saldamente la canna in posizione. </li><li> Tagliare lo stampo PDMS intorno alla regione fantasia del wafer master utilizzando un bisturi. Durante il taglio, il bisturi dovrebbe debolmente toccare la superficie del wafer. Quindi, inserire delicatamente uno strumento sottile, come pinze wafer nella tacca creato dal bisturi, e staccare il PDMS espressi dal master wafer. </li><li> Posizionare il cast su una superficie morbida coperta con un foglio di alluminio con il lato modellatorivolta verso l&#39;alto (cioè., la canna dovrebbe appendere dal bordo del tavolo), e un buco nel PDMS all&#39;ingresso ingresso e camera di canale utilizzando una biopsia del punzone 1 mm. </li><li> Coat un vetrino pulito con un (degassificati) 10: 1 PDMS: miscela indurimento-agente utilizzando un dispositivo a induzione rotazione programmata a 3.000 rpm per 30 secondi, e cuocere per&gt; 1 ora a 65 ° C. Quindi, pulire la diapositiva e PDMS gettato utilizzando nastro adesivo trasparente. </li><li> Trattare la superficie dello stampo e PDMS rivestita vetrino PDMS con O 2 al plasma (per esempio, utilizzando un portatile corona treater) per 1 min, e quindi premere delicatamente le superfici insieme e cuocere in forno a 65 ° C per una notte (O / N) . </li></ol> 3. riempimento del dispositivo e di azionamento <ol><li> Mescolare particelle di polistirene fluorescenti acqua in sospensione con acqua e glicerolo in una fiala di vetro per ottenere un (v / v) miscela di glicerolo / acqua 64/36 con 0,25% (w / w) particelle .. </li><li> Mettere una goccia della soluzione di glicerolo sopra l&#39;entrata del canale e una goccia di DI water sull&#39;ingresso camera, quindi posizionare l&#39;apparecchio in un essiccatore e vuoto per ~ 5 min. NOTA: Prima di rilasciare il vuoto attesa per le bolle che si formano nelle gocce di soluzione di glicerolo e acqua deionizzata al pop. Al momento del rilascio del vuoto i liquidi vengano risucchiati i vuoti all&#39;interno del dispositivo. Se l&#39;aria residua rimane all&#39;interno dei canali, eliminarla applicando pressione esterna sui fluidi (ad es., Usando una siringa) e consentendo all&#39;aria di diffondere nel PDMS. </li><li> Iniettare ~ 2 ml di acqua deionizzata nella camera superiore (cioè, il corpo della siringa, Fig. 2b) finché non è completamente riempito di acqua. Poi coprire la camera superiore con un 19 calibro punta smussata della siringa, tagliare la punta di un altro 19 a scartamento smussato punta della siringa e inserire questo suggerimento per l&#39;ingresso camera laterale. Collegare entrambe le punte siringa ad una siringa da 1 ml con sottili tubi in Teflon e un connettore a forma di T. NOTA: Assicurarsi che la siringa da 1 ml, tubi in Teflon, connettore a T e camera superiore (siringa da 2 ml barrEL) sono tutti pieni di acqua senza bolle. Ciò può essere ottenuto aprendo punti di connessione, spingendo l&#39;acqua attraverso sezioni vuote di tubi e ricollegare i punti di collegamento. </li><li> Collegare la siringa da 1 ml di una pompa a siringa pre-programmati per simulare, ad esempio una tranquilla ciclo di respirazione di marea (con un periodo di T = 4 sec) costruito con rampe lineari, vale a dire, da zero a 1,8 ml / min in 1 sec, da 1,8 ml / min a -1.8 ml / min a 2 sec e da -1.8 ml / min torna a zero in 1 sec. </li></ol> 4. Flusso di visualizzazione Esperimenti: Micro-Particle Image Velocimetry (μPIV) <ol><li> Mentre il dispositivo viene azionato, ottenere una serie di 9 - 12, immagini doppio telaio ad aggancio di fase del flusso di particelle testa di serie usando un sistema (μPIV) micro-particelle immagine velocimetry costituito ad esempio da un doppio CCD esposizione frame-multipla fotocamera (ad es., 1.600 × 1.200 pixel per ottenere una risoluzione sufficiente), un doppio pulsato laser Nd-YAG (Lunghezza d&#39;onda: 532 nm, energia di uscita: 400 mJ, durata dell&#39;impulso: 4 nsec), e un microscopio invertito. NOTA: Tale sistema è in grado di ottenere coppie telaio con un ritardo di fino a pochi microsecondi tra il primo e secondo telaio. Per ottenere immagini doppio telaio phase-locked, è utile acquisire una serie doppia cornice a es., 10 Hz (coppie telaio sono separati da 0.1 sec l&#39;uno dall&#39;altro). Poi, i dati possono essere riorganizzati in modo che tutte le coppie di frame che sono separati da un tempo di ciclo completo (qui T = 4 sec) formano una nuova serie temporale. Acquisizione immagine deve essere ripetuta più volte durante la modifica il tempo di ritardo tra il primo e il secondo telaio di ciascuna coppia fotogramma (es., 100 msec a 0,1 sec) per risolvere diverse regioni di flusso all&#39;interno della cavità alveolare. Nota: configurazioni alternative per quanto riguarda migliori combinazioni di sistemi di acquisizione di immagini (. Cioè, fotocamera) e illuminazione fonti (ad esempio, laser) a un&#39;immagine cosìmicroflussi Sono disponibili anche 34, 35. </li><li> Utilizzare un algoritmo di somma di correlazione per calcolare mappe vettore velocità del campo di moto risultante phase-locked dalla serie di immagini per ogni intervallo di tempo utilizzato. Ripetere questa operazione più volte con diversi tempi di ritardo tra il primo e secondo telaio in ciascuna coppia cornice per risolvere diverse regioni di flusso all&#39;interno della cavità alveolare. Successivamente, utilizzare un programma di analisi dei dati per cucire insieme le singole mappe di flusso in una mappa completa e dettagliata alta dei modelli di flusso facendo la media sovrapposti punti dati 33. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

<html> Una caratteristica fondamentale della piattaforma acinare microfluidica qui presentata è la sua capacità di riprodurre i movimenti di respirazione fisiologicamente-realistici che danno origine a profili di flusso fisiologico e velocità nei condotti acinar e all&#39;interno di alveoli. Poiché i canali microfluidica sono prodotti con un rapporto relativamente basso aspetto (es., W d / h ≈ 3,9, dove w d è la larghezza del condotto ed <...

Una quantificazione dettagliata delle dinamiche di flusso respiratorio nel distale, regioni alveolati dei polmoni è di primaria importanza per comprendere il flusso d&#39;aria di miscelazione in acini polmonare e predire il destino di aerosol per via inalatoria nel più profondo vie aeree 1-3. Quest&#39;ultimo aspetto è di particolare importanza quando si affronta un lato i rischi di particelle inquinanti inalate o viceversa nel cercare nuove strategie per una migliore e mirata drug delivery di terapie per via inalatoria a siti localizzati polmone 4, 5 e per la consegna sistemica. Fino ad oggi, i flussi respiratori nelle regioni profonde acinari polmonari sono stati generalmente indagato in silico utilizzando fluidodinamica computazionale (CFD) o in alternativa in vitro con modelli sperimentali in scala-up seguenti corrispondenza similitudine idrodinamica. Negli ultimi decenni, i metodi CFD sono stati sempre applicati per studiare i fenomeni di flusso acinare, da single modelli alveolari 6, 7 e alveolati condotti 8-12 al più elaborato modelli in silico che cattura anatomicamente-realistica strutture ad albero acinare con più generazioni di dotti alveolati e fino a diverse centinaia di singoli alveoli 13-15. Insieme, gli sforzi numerici sono stati fondamentale nel mettere in luce il ruolo e l&#39;influenza del movimento della parete durante i movimenti di respirazione sul conseguente modelli acinare flusso d&#39;aria. In assenza di movimento respirazione, statico alveoli funzione ricircolo scorre in loro cavità che presentano alcuno scambio convettivo di aria tra il condotto acinose e l&#39;alveolo 6, 7; in altre parole, flussi alveolari sarebbero completamente isolate dai flussi tra gli alberi acinose e scambio dell&#39;aria comporterebbe esclusivamente da meccanismi diffusivi. Con l&#39;esistenza di espansioni cicliche del dominio alveolari, tuttavia, topologie flusso alveolari sono drasticamente modificati e la resulting modelli di flusso all&#39;interno alveoli sono intimamente legati alla posizione di un alveolo lungo l&#39;albero acinose (ad es., prossimale vs. generazioni distali). In particolare, è stato ipotizzato nelle simulazioni che i modelli di flusso alveolari sono fortemente influenzate dal rapporto tra alveolare duttale portate tali che generazioni prossimale dell&#39;albero acinari polmonare, dove tale rapporto è relativamente grande seguente conservazione della massa attraverso una struttura ad albero, caratteristica ricircolo complesso scorre all&#39;interno delle cavità alveolari con pathlines fluido irreversibili. Con ogni generazione acinare più profondo, il rapporto tra alveolare portate duttale diminuisce gradualmente in modo che le generazioni acinar distali presentano linee di corrente più radiali simili che ricordano inflazioni semplici e deflazione di un palloncino. Con i progressi nelle moderne tecniche di imaging, i dati di imaging del polmone 16, 17 dei roditori, tra ratto e nel topo, hanno dato origine ad alcuni dei primi simul CFDzioni di flussi acinar anatomicamente-ricostruiti in alveoli ricostruiti. Nonostante tali progressi promettenti, questi studi recenti sono ancora limitati ad affrontare fenomeni di flusso d&#39;aria in sacchi alveolari terminali solo il 18, 19 o pochi alveoli che circondano un unico condotto 20. Di conseguenza, state-of-the-art indagini su fenomeni di flusso respiratorio nei acini rimangono dominate da studi incentrati sulla generici geometrie anatomicamente ispirazione dell&#39;ambiente acinare 2. Sul lato sperimentale, varie configurazioni caratterizzano una via aerea con uno o più alveoli sono stati sviluppati negli anni 21-24. Tuttavia, non esiste un modello sperimentale di biforcano vie aeree alveolati che sono in grado di mimare la respirazione fisiologica da espandendosi e contraendosi in modo respirazione simile. Data una mancanza di piattaforme sperimentali interessanti a portata di mano, lo studio dei fenomeni di trasporto acinari rimane limitata per quanto riguarda validating studi computazionali e criticamente, ci rimane una carenza di dati sperimentali disponibili. . Negli ultimi anni, Ma et al (2009) hanno costruito un modello rigido parete scala ingrandita di un acinus costituito da tre generazioni acinose; Tuttavia, la mancanza di movimento della parete in questo modello limitato la sua capacità di catturare realistiche schemi di flusso alveolare in condizioni di respirazione. Altri esperimenti in scala-up, tra cui un modello a parete in movimento sulla base di dati anatomici in ghisa replica sono stati recentemente introdotti 25; tuttavia, dal momento che il modello catturato solo le ultime due generazioni acinar (es., sacche terminali), non è riuscito a catturare i flussi di ricircolo complesse che caratterizzano le generazioni acinari più prossimale. Questi ultimi esempi di esperimenti in scala-up sottolineano ulteriormente le limitazioni in corso con tali approcci. Specificamente, nessun esperimento esistente è finora dimostrato la transizione ipotizzato dal ricircolo di radiale scorre lungoacini e, quindi, confermano le previsioni numeriche di topologie di flusso ipotizzate ad esistere in veri e propri alberi acinar polmonari 7, 15. Forse ancora più critica, esperimenti in scala-up sono estremamente limitate nelle indagini inalato particelle di trasporto e deposito dinamiche 26 a causa di difficoltà di corrispondenza tutto non rilevante parametri -dimensionale (ad es., la diffusione delle particelle, un meccanismo di trasporto critico per particelle sub-micron, è completamente trascurata). Con sfide sperimentali in corso, nuove piattaforme sperimentali che consentono indagini respiratorio flussi d&#39;aria e le dinamiche delle particelle in pareti mobili complesse sono ricercati reti acinar. Qui, un anatomicamente ispirazione nel modello acinare vitro è introdotto. Questo acinare polmonare microfluidica imita piattaforma fluisce direttamente alla scala rappresentante acinare, e amplia la crescente gamma di modelli microfluidica polmonari 27, tra cui bronchiale liquido plug-floWS 28-30 e la barriera alveolo-capillare 31. Vale a dire, la presente disegno presenta un albero vie aeree alveolato cinque generazione semplificata con ciclicamente espansione e contrazione pareti, dove movimenti ciclici sono conseguiti dalla pressione di controllo all&#39;interno di una camera di acqua che circonda le pareti laterali PDMS sottili e dove la parete superiore è deformata da un ulteriore acqua camera seduto direttamente sopra la struttura acinare. A differenza dei dispositivi microfluidici multistrato comuni, tale camera viene semplicemente formata incorporando la sezione canna di una siringa all&#39;interno del dispositivo PDMS, e non richiede la preparazione di uno stampo PDMS aggiuntivo. L&#39;approccio miniaturizzato qui presentata offre un mezzo semplice e versatile per la riproduzione di strutture acinar complesse con pareti in movimento rispetto ai modelli in scala-up durante la cattura le caratteristiche di fondo dell&#39;ambiente flusso acinare. Questa piattaforma può essere utilizzata per flow visualizzazione utilizzando particelle fluide in sospensione all&#39;interno delle vie aeree (vedi Rappresentante dei risultati qui sotto). Nel prossimo futuro, il modello verrà utilizzato con particelle in aria per lo studio delle dinamiche delle particelle acinar per via inalatoria.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Polydimethylsiloxane (PDMS) and curing agent</td>
			<td>Dow Corning</td>
			<td>(240)4019862</td>
			<td>SYLGARD&#174; 184 SILICONE ELASTOMER KIT</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastipak 2 ml syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>300185</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Norm-Ject Luer slip 1 ml syringe</td>
			<td>Henke Sass Wolf </td>
			<td>4010-200V0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1mm Biopsy punch</td>
			<td>Kai Medical</td>
			<td>BP-10F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laboratory Corona Treater</td>
			<td>Electro-Technic Products</td>
			<td>BD-20AC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PHD Ultra Syringe pump</td>
			<td>Harvard apparatus</td>
			<td>703006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dyed red rqueous fluorescent particles</td>
			<td >Thermo-Scientific</td>
			<td ></td>
			<td >Uncatalloged 0.86 &#181;m beads were used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycerin AR</td>
			<td>Gadot</td>
			<td>830131320</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FlowMaster MITAS micro-particle image velocimetry (&#181;PIV) system </td>
			<td>LaVision</td>
			<td>1108630</td>
			<td ></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a microfluidic model of biomimetically breathing pulmonary acinar airways

Quantificare caratteristiche di flusso respiratorio nelle profondità acinar polmonari e come influenzano il trasporto di aerosol per via inalatoria è critico verso l&#39;ottimizzazione delle tecniche di inalazione droga, così come la previsione modelli di deposizione di particelle in aria potenzialmente tossici negli alveoli polmonari. Qui, le tecniche di soft-litografia vengono utilizzati per fabbricare strutture delle vie aeree acinar simili complessi ai veritiere anatomici lunghezza scale che riproducono fenomeni di flusso acinare fisiologici in un sistema otticamente accessibile. Il dispositivo di microfluidica dispone di 5 generazioni di biforcano condotti alveolati con periodicamente in espansione e le pareti contraenti. azionamento parete è ottenuta modificando la pressione all&#39;interno di camere piene d&#39;acqua che circondano le sottili pareti del canale PDMS acinose sia dai lati e la parte superiore del dispositivo. In contrasto con dispositivi microfluidici multistrato comuni, dove è richiesta la sovrapposizione di diversi PDMS stampi, un metodo semplice è presentato per fabbricare la parte superiorecamera incorporando la sezione canna di una siringa nello stampo PDMS. Questo romanzo impostazione microfluidica garantisce movimenti respiratori fisiologici che a loro volta danno origine a caratteristici acinar flussi d&#39;aria. Nel corso di studio, micro particelle immagine velocimetria (μPIV) con liquidi in sospensione particelle è stato utilizzato per quantificare tale aria flussi sulla base di corrispondenza similitudine idrodinamica. Il buon accordo tra μPIV risultati e fenomeni di flusso acinare attesi suggeriscono che la piattaforma microfluidica può servire in un prossimo futuro, come un interessante strumento in vitro per studiare il trasporto di particelle rappresentante direttamente in volo e la deposizione nelle regioni acinari dei polmoni.

Computer-aided design (CAD) e microscopio immagini della piattaforma acinare in vitro sono presentati in Fig. 1. Il modello biomimetico acinare dispone di cinque generazioni di ramificazione canali rettangolari piene di cavità cilindriche alveolari-simile (Fig. 1). Qui, le generazioni di modelli sono numerati da 1 generazione (per la generazione più prossimale) in generazione 5 (per la generazione più distale). Si noti che solo l&#39;imbocco del canale che porta alla generaz...

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A Microfluidic Model of Biomimetically Breathing Pulmonary Acinar Airways

Soft-lithography was utilized to produce a representative true-scale model of pulmonary alveolated airways that expand and contract periodically, mimicking physiological breathing motion. This platform recreates respiratory acinar flows on a chip, and is anticipated to facilitate experimental investigation of inhaled aerosol dynamics and deposition in the pulmonary acinus.

Un modello di Microfluidic Biomimetically respirazione polmonare acinose Airways

Quantifying respiratory flow characteristics in the pulmonary acinar depths and how they influence inhaled aerosol transport is critical towards ...

a-microfluidic-model-biomimetically-breathing-pulmonary-acinar

Research

JoVE Journal

Bioengineering

7.9K Views.  Technion - Israel Institute of Technology. Soft-lithography was utilized to produce a representative true-scale model of pulmonary alveolated airways that expand and contract periodically, mimicking physiological breathing motion. This platform recreates respiratory acinar flows on a chip, and is anticipated to facilitate experimental investigation of inhaled aerosol dynamics and deposition in the pulmonary acinus.

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Microfluidic Mixers for Studying Protein Folding

The process by which a protein folds into its native conformation is highly relevant to biology and human health yet still poorly understood. One reason for this is that folding takes place over a wide range of timescales, from nanoseconds to seconds or longer, depending on the protein1. Conventional stopped-flow mixers have allowed measurement of folding kinetics starting at about 1 ms. We have recently developed a microfluidic mixer that dilutes denaturant ~100-fold in ~8 &mu;s2. Unlike a stopped-flow mixer, this mixer operates in the laminar flow regime in which turbulence does not occur. The absence of turbulence allows precise numeric simulation of all flows within the mixer with excellent agreement to experiment3-4.
Laminar flow is achieved for Reynolds numbers Re &le;100. For aqueous solutions, this requires micron scale geometries. We use a hard substrate, such as silicon or fused silica, to make channels 5-10 &mu;m wide and 10 &mu;m deep (See Figure 1). The smallest dimensions, at the entrance to the mixing region, are on the order of 1 &mu;m in size. The chip is sealed with a thin glass or fused silica coverslip for optical access. Typical total linear flow rates are ~1 m/s, yielding Re~10, but the protein consumption is only ~0.5 nL/s or 1.8 &mu;L/hr. Protein concentration depends on the detection method: For tryptophan fluorescence the typical concentration is 100 &mu;M (for 1 Trp/protein) and for FRET the typical concentration is ~100 nM.
The folding process is initiated by rapid dilution of denaturant from 6 M to 0.06 M guanidine hydrochloride. The protein in high denaturant flows down a central channel and is met on either side at the mixing region by buffer without denaturant moving ~100 times faster (see Figure 2). This geometry causes rapid constriction of the protein flow into a narrow jet ~100 nm wide. Diffusion of the light denaturant molecules is very rapid, while diffusion of the heavy protein molecules is much slower, diffusing less than 1 &mu;m in 1 ms. The difference in diffusion constant of the denaturant and the protein results in rapid dilution of the denaturant from the protein stream, reducing the effective concentration of the denaturant around the protein. The protein jet flows at a constant rate down the observation channel and fluorescence of the protein during folding can be observed using a scanning confocal microscope5.

In this work we explain the fabrication and use of a microfluidic mixer capable of mixing two solutions in ~8 &mu;s. We also demonstrate the use of these mixers with spectroscopic detection using UV fluorescence and fluorescence resonance energy transfer (FRET).

Miscelatori per lo studio microfluidici Protein Folding

The process by which a protein folds into its native conformation is highly relevant to biology and human health yet still poorly understood. One reason ...

Ricerca

Bioingegneria

Microfluidic Fabrication of Polymeric and Biohybrid Fibers with Predesigned Size and Shape

A &#8220;sheath&#8221; fluid passing through a microfluidic channel at low Reynolds number can be directed around another &#8220;core&#8221; stream and used to dictate the shape as well as the diameter of a core stream.&#160;Grooves in the top and bottom of a microfluidic channel were designed to direct the sheath fluid and shape the core fluid.&#160;By matching the viscosity and hydrophilicity of the sheath and core fluids, the interfacial effects are minimized and complex fluid shapes can be formed.&#160;Controlling the relative flow rates of the sheath and core fluids determines the cross-sectional area of the core fluid.&#160;Fibers have been produced with sizes ranging from 300 nm to ~1 mm, and fiber cross-sections can be round, flat, square, or complex as in the case with double anchor fibers. Polymerization of the core fluid downstream from the shaping region solidifies the fibers.&#160;Photoinitiated click chemistries are well suited for rapid polymerization of the core fluid by irradiation with ultraviolet light.&#160;Fibers with a wide variety of shapes have been produced from a list of polymers including liquid crystals, poly(methylmethacrylate), thiol-ene and thiol-yne resins, polyethylene glycol, and hydrogel derivatives. Minimal shear during the shaping process and mild polymerization conditions also makes the fabrication process well suited for encapsulation of cells and other biological components.

Two adjacent fluids passing through a grooved microfluidic channel can be directed to form a sheath around a prepolymer core; thereby&#160;determining both shape and cross-section. Photoinitiated polymerization, such as thiol click chemistry, is well suited for rapidly solidifying the core fluid into a microfiber with predetermined size and shape.

Fabbricazione microfluidica di fibre polimeriche e bioibride con dimensioni e forma predesignate

A &#8220;sheath&#8221; fluid passing through a microfluidic channel at low Reynolds number can be directed around another &#8220;core&#8221; stream and ...

A Microfluidic Technique to Probe Cell Deformability

Here we detail the design, fabrication, and use of a microfluidic device to evaluate the deformability of a large number of individual cells in an efficient manner. Typically, data for ~102 cells can be acquired within a 1 hr experiment. An automated image analysis program enables efficient post-experiment analysis of image data, enabling processing to be complete within a few hours. Our device geometry is unique in that cells must deform through a series of micron-scale constrictions, thereby enabling the initial deformation and time-dependent relaxation of individual cells to be assayed. The applicability of this method to human promyelocytic leukemia (HL-60) cells is demonstrated. Driving cells to deform through micron-scale constrictions using pressure-driven flow, we observe that human promyelocytic (HL-60) cells momentarily occlude the first constriction for a median time of 9.3 msec before passaging more quickly through the subsequent constrictions with a median transit time of 4.0 msec per constriction. By contrast, all-trans retinoic acid-treated (neutrophil-type) HL-60 cells occlude the first constriction for only 4.3 msec before passaging through the subsequent constrictions with a median transit time of 3.3 msec. This method can provide insight into the viscoelastic nature of cells, and ultimately reveal the molecular origins of this behavior.

We demonstrate a microfluidics-based assay to measure the timescale for cells to transit through a sequence of micron-scale constrictions.

Una tecnica Microfluidic per sondare deformabilità cellulare

Here we detail the design, fabrication, and use of a microfluidic device to evaluate the deformability of a large number of individual cells in an ...

Lipid Bilayer Vesicle Generation Using Microfluidic Jetting

Bottom-up synthetic biology presents a novel approach for investigating and reconstituting biochemical systems and, potentially, minimal organisms. This emerging field engages engineers, chemists, biologists, and physicists to design and assemble basic biological components into complex, functioning systems from the bottom up. Such bottom-up systems could lead to the development of artificial cells for fundamental biological inquiries and innovative therapies1,2. Giant unilamellar vesicles (GUVs) can serve as a model platform for synthetic biology due to their cell-like membrane structure and size. Microfluidic jetting, or microjetting, is a technique that allows for the generation of GUVs with controlled size, membrane composition, transmembrane protein incorporation, and encapsulation3. The basic principle of this method is the use of multiple, high-frequency fluid pulses generated by a piezo-actuated inkjet device to deform a suspended lipid bilayer into a GUV. The process is akin to blowing soap bubbles from a soap film. By varying the composition of the jetted solution, the composition of the encompassing solution, and/or the components included in the bilayer, researchers can apply this technique to create customized vesicles. This paper describes the procedure to generate simple vesicles from a droplet interface bilayer by microjetting.

Microfluidic jetting against a droplet interface lipid bilayer provides a reliable way to generate vesicles with control over membrane asymmetry, incorporation of transmembrane proteins, and encapsulation of material. This technique can be applied to study a variety of biological systems where compartmentalized biomolecules are desired.

Doppio strato lipidico delle vescicole Generation Uso Microfluidic getto

Bottom-up synthetic biology presents a novel approach for investigating and reconstituting biochemical systems and, potentially, minimal organisms. This ...

A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma mass spectrometry (ICPMS). The chip produces monodisperse aqueous sample droplets in perfluorohexane (PFH). Size and frequency of the aqueous droplets can be varied in the range of 40 to 60 &#181;m and from 90 to 7,000&#160;Hz, respectively. The droplets are ejected from the chip with a second flow of PFH and remain intact during the ejection. A custom-built desolvation system removes the PFH and transports the droplets into the ICPMS. Here, very stable signals with a narrow intensity distribution can be measured, showing the monodispersity of the droplets. We show that the introduction system can be used to quantitatively determine iron in single bovine red blood cells. In the future, the capabilities of the introduction device can easily be extended by the integration of additional microfluidic modules.

We present a discrete droplet sample introduction system for inductively coupled plasma mass spectrometry (ICPMS). It is based on a cheap and disposable microfluidic chip that generates highly monodisperse droplets in a size range of 40&#8722;60 &#181;m at frequencies from 90 to 7,000 Hz.

Un chip microfluidico per ICPMS introduzione del campione

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma ...

Tunable Hydrogels from Pulmonary Extracellular Matrix for 3D Cell Culture

Here we present a method for establishing multiple component cell culture hydrogels for in vitro lung cell culture. Beginning with healthy en bloc lung tissue from porcine, rat, or mouse, the tissue is perfused and submerged in subsequent chemical detergents to remove the cellular debris. Histological comparison of the tissue before and after processing confirms removal of over 95% of double stranded DNA and alpha galactosidase staining suggests the majority of cellular debris is removed. After decellularization, the tissue is lyophilized and then cryomilled into a powder. The matrix powder is digested for 48 hr in an acidic pepsin digestion solution and then neutralized to form the pregel solution. Gelation of the pregel solution can be induced by incubation at 37 &#176;C and can be used immediately following neutralization or stored at 4 &#176;C for up to two weeks. Coatings can be formed using the pregel solution on a non-treated plate for cell attachment. Cells can be suspended in the pregel prior to self-assembly to achieve a 3D culture, plated on the surface of a formed gel from which the cells can migrate through the scaffold, or plated on the coatings. Alterations to the strategy presented can impact gelation temperature, strength, or protein fragment sizes. Beyond hydrogel formation, the hydrogel stiffness may be increased using genipin.

This is a method to create a 3-dimensional cell culture scaffold from pulmonary extracellular matrix. Intact lung is processed into hydrogels that can support the growth of cells in three-dimensions.

Sintonizzabile idrogel da polmonare matrice extracellulare per colture cellulari 3D

Here we present a method for establishing multiple component cell culture hydrogels for in vitro lung cell culture. Beginning with healthy en bloc lung ...

Image-guided, Laser-based Fabrication of Vascular-derived Microfluidic Networks

This detailed protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation for the fabrication of vascular-derived microfluidic networks embedded in PEGDA hydrogels. Here, we describe the creation of virtual masks that allow for image-guided laser control; the photopolymerization of a micromolded PEGDA hydrogel, suitable for microfluidic network fabrication and pressure head-driven flow; the setup and use of a commercially available laser scanning confocal microscope paired with a femtosecond pulsed Ti:S laser to induce hydrogel degradation; and the imaging of fabricated microfluidic networks using fluorescent species and confocal microscopy. Much of the protocol is focused on the proper setup and implementation of the microscope software and microscope macro, as these are crucial steps in using a commercial microscope for microfluidic fabrication purposes that contain a number of intricacies. The image-guided component of this technique allows for the implementation of 3D image stacks or user-generated 3D models, thereby allowing for creative microfluidic design and for the fabrication of complex microfluidic systems of virtually any configuration. With an expected impact in tissue engineering, the methods outlined in this protocol could aid in the fabrication of advanced biomimetic microtissue constructs for organ- and human-on-a-chip devices. By mimicking the complex architecture, tortuosity, size, and density of in vivo vasculature, essential biological transport processes can be replicated in these constructs, leading to more accurate in vitro modeling of drug pharmacokinetics and disease.

This protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation to fabricate vascular-derived, biomimetic microfluidic networks embedded in poly(ethylene glycol) diacrylate (PEGDA) hydrogels. These biomimetic microfluidic systems may be useful for tissue engineering applications, generation of in vitro disease models, and fabrication of advanced "on-a-chip" devices.

Immagine-guidate, Fabrication laser a base di reti microfluidici vascolare-derivati

This detailed protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation for the fabrication of vascular-derived microfluidic ...

Multi-step Variable Height Photolithography for Valved Multilayer Microfluidic Devices

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to entry for non-specialists who would benefit greatly from the ability to develop their own microfluidic devices to address research questions. Particularly lacking has been the open dissemination of protocols related to photolithography, a key step in the development of a replica mold for the manufacture of polydimethylsiloxane (PDMS) devices. While the fabrication of single height silicon masters has been explored extensively in literature, fabrication steps for more complicated photolithography features necessary for many interesting device functionalities (such as feature rounding to make valve structures, multi-height single-mold patterning, or high aspect ratio definition) are often not explicitly outlined. 
Here, we provide a complete protocol for making multilayer microfluidic devices with valves and complex multi-height geometries, tunable for any application. These fabrication procedures are presented in the context of a microfluidic hydrogel bead synthesizer and demonstrate the production of droplets containing polyethylene glycol (PEG diacrylate) and a photoinitiator that can be polymerized into solid beads. This protocol and accompanying discussion provide a foundation of design principles and fabrication methods that enables development of a wide variety of microfluidic devices. The details included here should allow non-specialists to design and fabricate novel devices, thereby bringing a host of recently developed technologies to their most exciting applications in biological laboratories.

Multilayer microfluidic devices often involve the fabrication of master molds with complex geometries for functionality. This article presents a complete protocol for multi-step photolithography with valves and variable height features tunable to any application. As a demonstration, we fabricate a microfluidic droplet generator capable of producing hydrogel beads.

Multi-step altezza variabile fotolitografia per Valvolati multistrato microfluidici Devices

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to ...

Perfusable Vascular Network with a Tissue Model in a Microfluidic Device

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the spheroid cultures, a perfusable vascular network in the spheroids remains a critical challenge for long-term culture required to maintain and develop their functions, such as protein expressions and morphogenesis. The protocol presents a novel method to integrate a perfusable vascular network within the spheroid in a microfluidic device. To induce a perfusable vascular network in the spheroid, angiogenic sprouts connected to microchannels were guided to the spheroid by utilizing angiogenic factors from human lung fibroblasts cultured in the spheroid. The angiogenic sprouts reached the spheroid, merged with the endothelial cells co-cultured in the spheroid, and formed a continuous vascular network. The vascular network could perfuse the interior of the spheroid without any leakage. The constructed vascular network may be further used as a route for supply of nutrients and removal of waste products, mimicking blood circulation in vivo. The method provides a new platform in spheroid culture toward better recapitulation of living tissues.

The protocol describes how to engineer a perfusable vascular network in a spheroid. The spheroid's surrounding microenvironment is devised to induce angiogenesis and connect the spheroid to the microchannels in a microfluidic device. The method allows the perfusion of the spheroid, which is a long-awaited technique in three-dimensional cultures.

Perfusable rete vascolare con un modello di tessuto in un dispositivo microfluidico

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the ...

Scalable Fabrication of Stretchable, Dual Channel, Microfluidic Organ Chips

A significant number of lead compounds fail in the pharmaceutical pipeline because animal studies often fail to predict clinical responses in human patients. Human Organ-on-a-Chip (Organ Chip) microfluidic cell culture devices, which provide an experimental in vitro platform to assess efficacy, toxicity, and pharmacokinetic (PK) profiles in humans, may be better predictors of therapeutic efficacy and safety in the clinic compared to animal studies. These devices may be used to model the function of virtually any organ type and can be fluidically linked through common endothelium-lined microchannels to perform in vitro studies on human organ-level and whole body-level physiology without having to conduct experiments on people. These Organ Chips consist of two perfused microfluidic channels separated by a permeable elastomeric membrane with organ-specific parenchymal cells on one side and microvascular endothelium on the other, which can be cyclically stretched to provide organ-specific mechanical cues (e.g., breathing motions in lung). This protocol details the fabrication of flexible, dual channel, Organ Chips through casting of parts using 3D printed molds, enabling combination of multiple casting and post-processing steps. Porous poly (dimethyl siloxane) (PDMS) membranes are cast with micrometer sized through-holes using silicon pillar arrays under compression. Fabrication and assembly of Organ Chips involves equipment and steps that can be implemented outside of a traditional cleanroom. This protocol provides researchers with access to Organ Chip technology for in vitro organ- and body-level studies in drug discovery, safety and efficacy testing, as well as mechanistic studies of fundamental biological processes.

Here, we present a protocol that describes the fabrication of stretchable, dual channel, organ chip microfluidic cell culture devices for recapitulating organ-level functionality in vitro.

Fabbricazione scalabile di Stretchable, Dual Channel, organo di Microfluidic chip

A significant number of lead compounds fail in the pharmaceutical pipeline because animal studies often fail to predict clinical responses in human ...