Name: a microfluidic model of biomimetically breathing pulmonary acinar airways
Uploaded: 2016-05-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 39 s
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This work was supported in part by the European Commission (FP7 Program) through a Career Integration Grant (PCIG09-GA-2011-293604), the Israel Science Foundation (Grant nr. 990/12) and the Technion Center of Excellence in Environmental Health and Exposure Science (TCEEH). Microfabrication of microfluidic chips was conducted at the Micro-Nano Fabrication Unit (MNFU) of the Technion and supported by a seed grant from the Russel Berrie Institute of Nanotechnology (RBNI) at Technion. The authors thank Avshalom Shai for assistance during deep reactive ion etching (DRIE) and Molly Mulligan and Philipp Hofemeier for helpful discussions.

1. Master Fabrication <ol><li> Verwenden Deep Reactive Ion Etching (DRIE) eines Silizium - auf - Isolator (SOI) -Wafer ein Master - Silizium - Wafer herzustellen , wie in früheren Arbeiten beschrieben 32, 33. HINWEIS: DRIE wird bevorzugt auf Standard SU-8-Mikrobearbeitung aufgrund der hohen Seitenverhältnis Merkmale (40 &amp; mgr; m breit und 90 &amp; mgr; m tiefen Gräben). </li></ol> 2. Gießen und Abdichtung der Mikrofluidik-Vorrichtung <ol><li> Mischungs PDMS und Härter bei einem 10: 1-Gewichtsverhältnis in einem sauberen kleinen Behälter wie beispielsweise einem Kunststoff Wägeschale. </li><li> Entgasen das Gemisch in einem Exsikkator unter Vakuum, bis alle Luftblasen entfernt werden. HINWEIS: Bereiten Sie genügend PDMS für alle folgenden Schritte. Hier unten, die Abkürzung &quot;PDMS&quot; bezieht sich immer auf die entgaste 10: 1 PDMS: Härtermischung, die in den Schritten 2.1 und 2.2 hergestellt. </li><li> Gießen entgast-Mischung auf eine Höhe von ungefähr 1 mm über dem Master-Wafers. Entgasen erneut für mindestens40 min alle Luftblasen oberhalb des Wafers zu entfernen und um die Blasen unter dem Wafer zu minimieren. HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass der Wafer so nah wie möglich an der Unterseite der Platte. Wenn nötig, drücken Sie die Wafer sanft auf den Boden unter Verwendung von 2 Rühren Sticks und Entgasen wieder. </li><li> Backen bei 65 ° C für 20 min in einem natürlichen Umluftofen. HINWEIS: Nach 20 Minuten das PDMS ausgehärtet ist und fast vollständig ausgehärtet. Während eine längere Backzeit möglich baking wird 20 min Zeit und verbessert die Haftung der zweiten PDMS-Schicht (siehe unten) auf die erste spart. </li><li> Datei den Zylinderabschnitt aus einem Kunststoff 2 ml Spritze mit einer feinen Körnung Sand Papier Einhaltung PDMS zu verbessern. Darüber hinaus verwenden die Sandpapier die Basis des Spritzenzylinders zu glätten, indem Sie das Sandpapier auf eine ebene Fläche legen und die Basis des Spritzenzylinders oben drauf schieben. Reinigen Sie die Spritze unter Verwendung von Druckluft. </li><li> Setzen Sie den Trommelabschnitt der Spritze auf der Oberseite der ersten PDMS-Schicht mit der laRGE Öffnung die Oberfläche der PDMS zugewandt ist, und gieße eine zweite Schicht aus PDMS auf der Oberseite der ersten zu einer Höhe von ca. 5 mm und entgasen PDMS nochmals im Exsikkator. HINWEIS: Die zweite PDMS-Schicht aus dem kleinen Behälter um den Lauf gegossen werden soll, und in ihm nicht geben sollte. </li><li> Backen Sie die gesamte Einrichtung bei 65 ° C für mindestens 2 Stunden in einer natürlichen Konvektion Ofen. HINWEIS: Es gibt keine Notwendigkeit, den Lauf in die während der Aushärteprozesse zu halten, da das Gewicht der Press PDMS gegen die breite Basis des Laufes an Ort und Stelle fest den Lauf hält. </li><li> Schneiden durch die PDMS-Form um den gemusterten Bereich des Master-Wafer mit einem Skalpell. Während des Schneidens sollte das Skalpell schwach um die Oberfläche des Wafers zu berühren. Dann legen Sie vorsichtig mit einem dünnen Werkzeug wie Wafer-Pinzette in die Kerbe durch das Skalpell geschaffen, und ziehen Sie die Guss PDMS aus dem Master-Wafer. </li><li> Legen Sie die Guss auf eine weiche Oberfläche mit Aluminiumfolie bedeckt mit der gemusterten Seitenach oben (dh., sollte der Lauf von der Kante des Tisches hängen), und ein Loch in den PDMS an der Kammereinlass und Kanaleinlass stanzen eine 1 mm Biopsie Punch verwenden. </li><li> Mantel ein sauberer Glasobjektträger mit einer (entgast) 10: 1 PDMS: Härtermischung eine Schleuderbeschichtungsvorrichtung programmiert bei 3000 Upm für 30 sec, und backen&gt; 1 h bei 65 ° C verwendet wird. Dann reinigen Sie die Folie und PDMS gegossen klar Klebeband. </li><li> Behandeln Sie die Oberfläche der PDMS - Form und PDMS beschichteten Glasobjektträger mit O 2 Plasma ( zum Beispiel eine Hand Corona Anlage verwendet wird ) für 1 min, und drücken Sie dann vorsichtig die Oberflächen zusammen und backen bei 65 ° C über Nacht (O / N) . </li></ol> 3. Vorrichtung Abfüll- und Betätigung <ol><li> Mischungs Wasser suspendiert fluoreszierende Polystyrolpartikel mit Wasser und Glycerin in einem Glasfläschchen ein 64/36 (v / v) Glycerin / Wasser-Gemisch mit 0,25% (w / w) Partikel zu erhalten .. </li><li> Geben Sie einen Tropfen der Glycerinlösung auf der Oberseite des Kanaleinlass und einen Tropfen DI water an der Kammereinlass, legen Sie dann die Vorrichtung in einem Exsikkator und Vakuum für ca. 5 min. HINWEIS: Vor dem Vakuum warten, bis die Blasen freisetzt, die zu Pop in den Tropfen von Glycerin-Lösung und DI-Wasser bilden. Bei Vakuum Freisetzung werden die Flüssigkeiten in die Hohlräume im Inneren des Gerätes angesaugt wird. Wenn Restluft innerhalb der Kanäle bleibt, eliminieren sie durch Anwendung äußeren Drucks auf den Flüssigkeiten (z. B. unter Verwendung einer Spritze) und so dass die Luft in die PDMS zu diffundieren. </li><li> Injizieren ~ 2 ml DI - Wasser in die obere Kammer (dh dem Spritzenzylinder, Fig. 2b) , bis es vollständig mit Wasser gefüllt. Dann decken Sie die obere Kammer mit einer 19 Gauge stumpfen Spritzenspitze, schneiden Sie die Spitze eines anderen stumpfen 19 Gauge-Spritze Spitze und legen Sie diese Spitze an der Seite Kammereinlass. Verbinden Sie die beiden Kanülen zu einer 1 ml Spritze über dünne Teflonschlauch und einem T-förmigen Anschluss. HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die 1-ml-Spritze, Teflonschlauch, T-förmige Verbindungs ​​und obere Kammer (2 ml Spritze barrel) sind alle mit Wasser ohne Blasen gefüllt. Dies kann durch das Öffnen Anschlusspunkte erreicht werden, das Wasser durch Leerrohrabschnitten schieben und die Verbindungspunkte wieder anschließen. </li><li> Schließen Sie die 1 - ml - Spritze mit einem Spritzenpumpe vorprogrammiert zum Beispiel einen ruhigen Tidenatmung Zyklus (mit einer Periode von T = 4 sec) , die aus linearen Rampen zu imitieren, dh von Null bis 1,8 ml / min in 1 sec, von 1,8 ml / min auf -1,8 ml / min in 2 sec und -1,8 ml / min in 1 sec auf Null zurück. </li></ol> 4. Strömungsvisualisierung Experimente: Micro-Partikel Image Velocimetry (μPIV) <ol><li> Während die Vorrichtung betätigt wird, zu erhalten, eine Reihe von 9 bis 12 phasenverriegelt, Doppelrahmenbilder der Teilchen-seeded Strömung unter Verwendung eines Mikro Particle Image Velocimetry (μPIV) System, bestehend beispielsweise aus einem Doppelrahmen-Mehrfachbelichtungs CCD Kamera, ein Doppel gepulsten Nd-YAG - Laser (z. B. 1.600 × 1.200 Pixel eine ausreichende Auflösung zu erzielen) (Wellenlänge: 532 nm, Ausgangsenergie: 400 mJ, Impulsdauer: 4 ns) und ein inverses Mikroskop. HINWEIS: Ein solches System ist in der Lage Rahmenpaare mit einer Zeitverzögerung von bis zu einigen Mikrosekunden zwischen den ersten und zweiten Rahmen zu erhalten. Zu phasenverriegelten Doppelrahmenbilder erreichen, ist es sinnvoll , einen Doppelrahmen - Serie bei beispielsweise zu erwerben., 10 Hz (Bildpaare von 0,1 sec voneinander getrennt sind). Dann können die Daten neu geordnet werden , so daß alle Rahmenpaare , die durch eine volle Zykluszeit getrennt sind (hier T = 4 sec) , um eine neue Zeitreihe bilden. Bildaufnahme sollte mehrere Male wiederholt werden , während die Verzögerungszeit zwischen den ersten und zweiten Rahmen in jedem Rahmenpaar Modifizieren (dh., 100 &amp; mgr; sec bis 0,1 sec) für die im Inneren des alveolären Hohlraum unterschiedliche Strömungsbereiche zu lösen. Hinweis: an alternativen Einstellungen in Bezug auf die besten Kombinationen von Bildaufnahmesystemen (. Dh Kamera) und Beleuchtungsquellen (dh Laser) zum Bild , wieMikroflüsse sind auch 34, 35 zur Verfügung. </li><li> Verwenden Sie eine Sum-of-Korrelationsalgorithmus verwendet Phasenregelgeschwindigkeit Vektorkarten des resultierenden Strömungsfeld aus der Bildserie für jede Zeitverzögerung zu berechnen. Wiederholen Sie diesen Vorgang mehrmals mit unterschiedlichen Verzögerungszeiten zwischen den ersten und zweiten Rahmen in jedem Rahmenpaar für die Lösung unterschiedliche Strömungsbereiche innerhalb der Alveole. Als nächstes ein Datenanalyseprogramm verwenden , indem Sie im Durchschnitt überlappende Datenpunkte 33 zusammen , um die einzelnen Strömungskarten zu einem vollständigen und High-detaillierte Karte von Strömungsmuster zu nähen. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

<html> Ein kritisches Merkmal der mikrofluidischen acinar Plattform hier präsentiert ist seine Fähigkeit, physiologisch realistische Atembewegungen zu reproduzieren, die Anlass geben zu physiologischen Strömungsprofile und Geschwindigkeiten innerhalb acinar Kanäle und innerhalb Alveolen. Da die mikrofluidische Kanäle mit einem relativ niedrigen Seitenverhältnis erzeugt werden (dh., W d / h ≈ 3,9, wobei w d die Kanalbreite ist und h</e...

Eine detaillierte Quantifizierung der Atemflussdynamik im distalen, Waben - Regionen der Lunge ist von größter Bedeutung in Richtung Luftdurchmischung in den Lungen acinus Verständnis und das Schicksal von inhalierten Aerosolen in der tiefsten Atemwege 1-3 vorherzusagen. Dieser letztgenannte Aspekt ist von besonderer Bedeutung , wenn auf der einen Seite die Gefahren von inhalativen Schadstoffpartikel oder umgekehrt bei der Suche nach neuen Strategien für eine verbesserte und gezielte Arzneimittelabgabe von inhalativen Therapie zu lokalisierten Lungenauskultationspunkte 4, 5 sowie für die systemische Verabreichung Adressierung. Mit Computational Fluid Dynamics (CFD) oder alternativ in vitro mit verkleinerten bis experimentellen Modellen folgende hydrodynamischen Ähnlichkeit Anpassung Bisher wurden Atemströme in den tiefen Lungen acinar Regionen typischerweise in silico untersucht. In den letzten Jahrzehnten haben CFD-Methoden wurden zunehmend angewendet acinar Strömungsphänomene zu untersuchen, von single alveolar Modelle 6, 7 und Waben - Kanäle 8-12 aufwändigere in silico Modelle , die Erfassung anatomisch realistischen Strukturen Baum acinar mit mehreren Generationen von Waben - Kanälen und bis zu mehreren hundert einzelnen Alveolen 13-15. Gemeinsam haben numerische Anstrengungen entscheidende gewesen Licht auf die Rolle und den Einfluss der Wandbewegung in vergießen während der Atmung Bewegungen auf acinar Luftzirkulationsmuster nachfolgenden. In Abwesenheit von Atembewegung, statische Alveolen Funktion Umwälzströmungen innerhalb ihrer Hohlräume , die keine konvektiven Luftaustausch zwischen dem acinar Kanal aufweisen und die Alveole 6, 7; Mit anderen Worten würde alveolar Ströme vollständig aus Strömungen innerhalb der acinar Bäume isoliert und den Austausch von Luft würde eindeutig aus diffusive Mechanismen führen. Mit der Existenz von zyklischen Erweiterungen des alveolären Domäne sind jedoch alveolar Strömungstopologien drastisch verändert und die resulting Strömungsmuster innerhalb Alveolen sind eng mit dem Standort einer Alveolen entlang der acinar Baum gebunden (z. B. proximal gegen distale Generationen). Insbesondere hat es sich durch das Verhältnis von alveolärer bei Simulationen, die alveoläre Strömungsmuster angenommen, stark beeinflusst werden Flussraten zu duktalen so dass proximale Generationen des Lungen acinar Baum, wo dieses Verhältnis folgende Massenerhaltung in einer Baumstruktur relativ groß ist, feature komplexe Umlauf fließt in den Alveolen mit irreversiblen Flüssigkeit Bahnlinien. Mit jeder tieferen acinar Generation, nimmt das Verhältnis von alveolärer zu duktalen Flussraten allmählich, so dass distale acinar Generationen mehr Radial wie rationalisiert aufweisen, die von einfachen Inflationen und Deflationen eines Ballons erinnern. Mit den Fortschritten in der modernen Bildgebungsverfahren, Lunge Bilddaten 16, 17 von Nagetieren, einschließlich Ratte und Maus, haben zu einigen der ersten CFD Simultan gegebentionen von anatomisch rekonstruiert acinar fließt in rekonstruierten Alveolen. Trotz dieser vielversprechenden Fortschritte sind diese neueren Studien noch begrenzt Luftphänomene in Terminal Alveolarsäckchen zu Adressierung nur 18, 19 oder ein paar Alveolen einen einzigen Kanal 20 umgibt. Als Ergebnis, state-of-the-art Untersuchungen der Atemströmungsphänomene in den acinus bleiben Studien dominiert auf generische anatomisch inspirierten Geometrien der acinar Umgebung konzentriert 2. Auf der experimentellen Seite, um eine Fluglinie mit einem oder mehreren Alveolen verschiedene Setups wurden im Laufe der Jahre entwickelt , mit 21-24. Dennoch gibt es keine experimentellen Modellen der Waben Atemwege abzweigen, die durch Ausdehnen und Zusammenziehen physiologischen Atmung der Lage sind, in einer Atemartig von nachahmt. Bei einem Mangel an attraktiven experimentellen Plattformen Seits bleibt das Studium der acinar Transportphänomene begrenzt in Bezug auf validating Computerstudien und kritisch, bleibt ein Mangel an experimentellen Daten zur Verfügung. . In den letzten Jahren, Ma et al (2009) haben eine skalierte-up starren Wandmodell eines acinus aufgebaut , bestehend aus drei acinar Generationen; jedoch begrenzt, der Mangel an Wandbewegung in diesem Modell seine Fähigkeit, realistisch alveolar Strömungsmuster unter Atembedingungen zu erfassen. Andere skalierte-up - Experimente mit einem sich bewegenden Wandmodell auf anatomischen Daten aus Guss Replik Basis wurden kürzlich 25 eingeführt; Da jedoch nur das Modell die letzten zwei acinar Generationen erfasst (dh., Klemmen sacs), ist es nicht gelungen , die komplexe Umlaufströme zu erfassen , die mehr proximal acinar Generationen charakterisieren. Diese letzteren Beispiele für skalierte-up-Experimente unterstreichen weiter die laufenden Einschränkungen mit solchen Ansätzen. Insbesondere wurde bisher kein existierendes Experiment die Hypothese aufgestellt, Übergang von rezirkulierenden nachgewiesen radial entlang Strömedie acinus und damit numerische Vorhersage von Strömungstopologien bestätigen die Hypothese in realen Lungen acinar Bäume existieren 7, 15. Vielleicht am kritischsten, skaliert-up - Experimente sind extrem begrenzt in passender alle sachdienlichen nicht Partikel Transport und Ablagerung Dynamik 26 aufgrund von Schwierigkeiten inhaliert Investigating -dimensionalen Parameter (z. B. Partikeldiffusion, eine kritische Transportmechanismus für Submikron-Partikel vollständig vernachlässigt). Mit laufenden experimentellen Herausforderungen, neue experimentelle Plattformen, die Untersuchungen der Atemluftströmungen und Partikeldynamik in komplexen sich bewegenden Wände acinar Netzwerke ermöglichen gesucht. Hier wird eine anatomisch-inspirierten in vitro acinar Modell eingeführt. Diese mikrofluidischen Plattform ahmt Lungen acinar fließt direkt an dem repräsentativen acinar Skala, und erweitert den wachsenden Bereich der pulmonalen mikrofluidischen Modelle 27, einschließlich bronchiale Flüssigkeit Plug-flows 28-30 und der alveoläre-Kapillarbarriere 31. Das heißt, verfügt die vorliegende Konstruktion eine vereinfachte fünf Generation Waben Atemwegbaums mit zyklisch Ausdehnen und Zusammenziehen Wände, in denen zyklische Bewegungen durch Steuern des Drucks in einer Wasserkammer erreicht werden, die die dünne PDMS Seitenwände umgibt und wo die obere Wand durch ein zusätzliches Wasser verformt wird Kammer direkt über dem acinar Struktur sitzt. Anders als bei herkömmlichen mehrschichtigen mikrofluidischen Vorrichtungen wird diese Kammer durch einfaches Einbetten der Zylinderabschnitt einer Spritze innerhalb des PDMS Vorrichtung gebildet, und erfordert keine Herstellung eines zusätzlichen PDMS-Form. Der miniaturisierte hier vorgestellte Ansatz bietet eine einfache und vielseitige Mittel für komplizierte acinar Strukturen reproduzieren Wände bewegen, im Vergleich zu skalierte-up-Modelle, während die zugrunde liegenden Eigenschaften des acinar Fließumgebung zu erfassen. Diese Plattform kann für flo verwendet werdenw Visualisierung mit flüssigkeits Schwebeteilchen im Inneren der Atemwege (Repräsentative Ergebnisse siehe unten). In naher Zukunft wird das Modell für die Untersuchung inhaliert acinar Teilchendynamik mit Schwebeteilchen verwendet werden.

<table><tbody><tr><td>Polydimethylsiloxane (PDMS) and curing agent</td><td>Dow Corning</td><td>(240)4019862</td><td>Sylgard&amp;reg; 184 Silicone Elastomer Kit</td></tr><tr><td>Plastipak 2 ml syringe</td><td>BD</td><td>300185</td><td></td></tr><tr><td>Norm-Ject Luer slip 1 ml syringe</td><td>Henke Sass Wolf </td><td>4010-200V0</td><td></td></tr><tr><td>1 mm Biopsy punch</td><td>Kai Medical</td><td>BP-10F</td><td></td></tr><tr><td>Laboratory Corona Treater</td><td>Electro-Technic Products</td><td>BD-20AC</td><td></td></tr><tr><td>PHD Ultra Syringe pump</td><td>Harvard apparatus</td><td>703006</td><td></td></tr><tr><td>Dyed red rqueous fluorescent particles</td><td>Thermo-Scientific</td><td></td><td>Uncatalloged 0.86 &amp;micro;m beads were used</td></tr><tr><td>Glycerin AR</td><td>Gadot</td><td>830131320</td><td></td></tr><tr><td>FlowMaster MITAS micro-particle image velocimetry (&amp;micro;PIV) system </td><td>LaVision</td><td>1108630</td><td></td></tr></tbody></table>

a microfluidic model of biomimetically breathing pulmonary acinar airways

Quantifizieren Atmungsströmungseigenschaften in den Lungen acinar Tiefen und wie sie beeinflussen inhalierten Aerosoltransport zur Optimierung Medikamenteninhalationstechniken sowie die Vorhersage Ablagerungsmuster von potentiell toxischen Schwebeteilchen in den Lungenalveolen kritisch ist. Hier werden Soft-Lithographietechniken verwendet, um komplexe acinar ähnlichen Atemwegsstrukturen an den truthful anatomischen Längenskalen herzustellen, die physiologischen acinar Strömungsphänomene in einem optisch zugänglichen System reproduzieren. Die Mikrofluidik-Gerät verfügt über fünf Generationen von Waben-Kanäle abzweigen mit periodisch Expansions- und Kontraktions Wände. Wandbetätigung durch Änderung des Drucks im Inneren mit Wasser gefüllten Kammern rund um die dünne PDMS acinar Kanalwände sowohl von den Seiten und der Oberseite der Vorrichtung erreicht. Im Gegensatz zu herkömmlichen Mehrschicht Mikrofluidik-Vorrichtungen, in denen die Stapelung mehrerer PDMS Formen erforderlich ist, ist eine einfache Methode vorgestellt, die oben zur HerstellungKammer durch den Zylinderabschnitt einer Spritze in die PDMS-Form einzubetten. Diese neuartige Mikrofluidik-Setup liefert physiologische Atembewegungen, die wiederum zu charakteristischen acinar Luftströme geben. In der aktuellen Studie, Mikro-Particle Image Velocimetry (μPIV) mit Flüssigkeit suspendierten Teilchen verwendet wurde, so Luft zu quantifizieren Ströme auf Basis von hydrodynamischen Ähnlichkeit Anpassung. Die gute Übereinstimmung zwischen μPIV Ergebnissen verglichen und erwartete acinar Strömungsphänomene deuten darauf hin , dass die mikrofluidische Plattform in naher Zukunft als attraktiven In - vitro - Werkzeug dienen kann direkt der Luft repräsentative Partikel Transport und Ablagerung in den acinar Regionen der Lunge zu untersuchen.

Computer Aided Design (CAD) und Mikroskopbilder der in - vitro - acinar Plattform sind in Fig. 1. Die biomimetische acinar Modell verfügt über fünf Generationen mit alveolären artigen zylindrischen Hohlräumen (Abb. 1) ausgekleidet rechteckigen Kanäle verzweigen. Hier werden die Modellgenerationen von Generation 1 (für die meisten proximalen Generation) nummeriert zu Generation 5 (für die am weitesten entfernten Generation). Beachten Sie, dass nur der Kanaleinla...

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A Microfluidic Model of Biomimetically Breathing Pulmonary Acinar Airways

Soft-lithography was utilized to produce a representative true-scale model of pulmonary alveolated airways that expand and contract periodically, mimicking physiological breathing motion. This platform recreates respiratory acinar flows on a chip, and is anticipated to facilitate experimental investigation of inhaled aerosol dynamics and deposition in the pulmonary acinus.

Ein Mikrofluidik-Modell bionisch Atem Pulmonary acinar Airways

Quantifying respiratory flow characteristics in the pulmonary acinar depths and how they influence inhaled aerosol transport is critical towards ...

a-microfluidic-model-biomimetically-breathing-pulmonary-acinar

Research

JoVE Journal

Bioengineering

7.9K Aufrufe.  Technion - Israel Institute of Technology. Soft-lithography was utilized to produce a representative true-scale model of pulmonary alveolated airways that expand and contract periodically, mimicking physiological breathing motion. This platform recreates respiratory acinar flows on a chip, and is anticipated to facilitate experimental investigation of inhaled aerosol dynamics and deposition in the pulmonary acinus.

Serie: A Microfluidic Model of Biomimetically Breathing Pulmonary Acinar Airways

The WinCF Model - An Inexpensive and Tractable Microcosm of a Mucus Plugged Bronchiole to Study the Microbiology of Lung Infections

Many chronic airway diseases result in mucus plugging of the airways. Lungs of an individual with cystic fibrosis are an exemplary case where their mucus-plugged bronchioles create a favorable habitat for microbial colonization. Various pathogens thrive in this environment interacting with each other and driving many of the symptoms associated with CF disease. Like any microbial community, the chemical conditions of their habitat have a significant impact on the community structure and dynamics. For example, different microorganisms thrive in differing levels of oxygen or other solute concentrations. This is also true in the CF lung, where oxygen concentrations are believed to drive community physiology and structure. The methods described here are designed to mimic the lung environment and grow pathogens in a manner more similar to that from which they cause disease. Manipulation of the chemical surroundings of these microbes is then used to study how the chemistry of lung infections governs its microbial ecology. The method, called the WinCF system, is based on artificial sputum medium and narrow capillary tubes meant to provide an oxygen gradient similar to that which exists in mucus-plugged bronchioles. Manipulating chemical conditions, such as the media pH of the sputum or antibiotics pressure, allows for visualization of the microbiological differences in those samples using colored indicators, watching for gas or biofilm production, or extracting and sequencing the nucleic acid contents of each sample.

The mucus plugged airways of cystic fibrosis (CF) patients are an ideal environment for microbial pathogens to thrive. The manuscript describes a novel method for studying the CF lung microbiome in an environment that mimics where they cause disease and how alterations of chemical conditions can drive microbial dynamics.

Das WinCF-Modell - Ein preiswerter und tragbarer Mikrokosmos eines Schleims verstopfte Bronchiole zur Untersuchung der Mikrobiologie von Lungeninfektionen

Many chronic airway diseases result in mucus plugging of the airways. Lungs of an individual with cystic fibrosis are an exemplary case where their ...

Forschung

Immunologie und Infektion

Label-free Neutrophil Enrichment from Patient-derived Airway Secretion Using Closed-loop Inertial Microfluidics

Airway secretions contain a large number of immune-related cells, e.g., neutrophils, macrophages, and lymphocytes, which can be used as a major resource to evaluate a variety of pulmonary diseases, both for research and clinical purposes. However, due to the heterogeneous and viscous nature of patient mucus, there is currently no reliable dissociation method that does not damage the host immune cells in the patient airway secretion. In this research, we introduce a sample preparation method that uses inertial microfluidics for the patient&#39;s immune assessment. Regardless of the heterogeneous fluidic properties of the clinical samples, the proposed method recovers more than 95% of neutrophils from airway secretion samples that are diluted 1,000-fold with milliliters of clean saline. By recirculating the concentrated output stream to the initial sample reservoir, a high concentration, recovery, and purity of the immune cells are provided; recirculation is considered a trade-off to the single-run syringe-based operation of inertial microfluidics. The closed-loop operation of spiral microfluidics provides leukocytes without physical or chemical disturbance, as demonstrated by the phorbol 12-myristate 13-acetate (PMA)-induced elastase release of sorted neutrophils.

In this research, we demonstrate a label-free neutrophil separation method from clinical airway secretions using closed-loop operation of spiral inertial microfluidics. The proposed method would expand the clinical in vitro assays for various respiratory diseases.

Markierungsfreie Neutrophilenzahl Anreicherung von Patienten abgeleitet Airway-Sekretion mit Closed-Loop Inertial Mikrofluidik

Airway secretions contain a large number of immune-related cells, e.g., neutrophils, macrophages, and lymphocytes, which can be used as a major resource ...

Evaluating Regional Pulmonary Deposition using Patient-Specific 3D Printed Lung Models

Development of targeted therapies for pulmonary diseases is limited by the availability of preclinical testing methods with the ability to predict regional aerosol delivery. Leveraging 3D printing to generate patient-specific lung models, we outline the design of a high-throughput, in vitro experimental setup for quantifying lobular pulmonary deposition. This system is made with a combination of commercially available and 3D printed components and allows the flow rate through each lobe of the lung to be independently controlled. Delivery of fluorescent aerosols to each lobe is measured using fluorescence microscopy. This protocol has the potential to promote the growth of personalized medicine for respiratory diseases through its ability to model a wide range of patient demographics and disease states. Both the geometry of the 3D printed lung model and the air flow profile setting can be easily modulated to reflect clinical data for patients with varying age, race, and gender. Clinically relevant drug delivery devices, such as the endotracheal tube shown here, can be incorporated into the testing setup to more accurately predict a device&#8217;s capacity to target therapeutic delivery to a diseased region of the lung. The versatility of this experimental setup allows it to be customized to reflect a multitude of inhalation conditions, enhancing the rigor of preclinical therapeutic testing.

We present a high-throughput, in vitro method for quantifying regional pulmonary deposition at the lobe level using CT scan-derived, 3D printed lung models with tunable air flow profiles.

Bewertung der regionalen Lungenabscheidung mit patientenspezifischen 3D-gedruckten Lungenmodellen

Development of targeted therapies for pulmonary diseases is limited by the availability of preclinical testing methods with the ability to predict ...

Biotechnik

Microfluidic Model to Mimic Initial Event of Neovascularization

Neovascularization is usually initialized from an existing normal vasculature and the biomechanical microenvironment of endothelial cells (ECs) in the initial stage varies dramatically from the following process of neovascularization. Although there are plenty of models to simulate different stages of neovascularization, an in vitro 3D model that capitulates the initial process of neovascularization under the corresponding stimulations of normal vasculature microenvironments is still lacking. Here, we reconstructed an in vitro 3D model that mimics the initial event of neovascularization (MIEN). The MIEN model contains a microfluidic sprouting chip and an automatic control, highly efficient circulation system. A functional, perfusable microchannel coated with endothelium was formed and the process of sprouting was simulated in the microfluidic sprouting chip. The initially physiological microenvironment of neovascularization was recapitulated with the microfluidic control system, by which ECs would be exposed to high luminal shear stress, physiological transendothelial flow, and various vascular endothelial growth factor (VEGF) distributions simultaneously. The MIEN model can be readily applied to the study of neovascularization mechanism and holds a potential promise as a low-cost platform for drug screening and toxicology applications.

Here, we provide a microfluidic chip and an automatically controlled, highly efficient circulation microfluidic system that recapitulates the initial microenvironment of neovascularization, allowing endothelial cells (ECs) to be stimulated by high luminal shear stress, physiological level of transendothelial flow, and various vascular endothelial growth factor (VEGF) distribution simultaneously.

Mikrofluidisches Modell zur Nachahmung des ersten Ereignisses der Neovaskularisation

Neovascularization is usually initialized from an existing normal vasculature and the biomechanical microenvironment of endothelial cells (ECs) in the ...

A Microphysiological System to Study Leukocyte-Endothelial Cell Interaction during Inflammation

Leukocyte-endothelial cell interactions play an important role in inflammatory diseases such as sepsis. During inflammation, excessive migration of activated leukocytes across the vascular endothelium into key organs can lead to organ failure. A physiologically relevant biomimetic microfluidic assay (bMFA) has been developed and validated using several experimental and computational techniques, which can reproduce the entire leukocyte rolling/adhesion/migration cascade to study leukocyte-endothelial cell interactions. Microvascular networks obtained from in vivo images in rodents were digitized using a Geographic Information System (GIS) approach and microfabricated with polydimethylsiloxane (PDMS) on a microscope slide. To study the effect of shear rate and vascular topology on leukocyte-endothelial cell interactions, a Computational Fluid Dynamics (CFD) model was developed to generate a corresponding map of shear rates and velocities throughout the network. The bMFA enables the quantification of leukocyte-endothelial cells interactions, including rolling velocity, number of adhered leukocytes in response to different shear rates, number of migrated leukocytes, endothelial cell permeability, adhesion molecule expression and other important variables. Furthermore, by using human-related samples, such as human endothelial cells and leukocytes, bMFA provides a tool for rapid screening of potential therapeutics to increase their clinical translatability.

In this protocol, a biomimetic microfluid assay, which can reproduce a physiologically relevant microvascular environment and reproduce the entire leukocyte adhesion/migration cascade, is employed to study leukocyte-endothelial cell interactions in inflammatory disease.

Ein mikrophysiologisches System zur Untersuchung der Leukozyten-Endothelzell-Interaktion während einer Entzündung

Leukocyte-endothelial cell interactions play an important role in inflammatory diseases such as sepsis. During inflammation, excessive migration of ...

Imaging-Guided Bioreactor for Generating Bioengineered Airway Tissue

Repeated injury to airway tissue can impair lung function and cause chronic lung disease, such as chronic obstructive pulmonary disease. Advances in regenerative medicine and bioreactor technologies offer opportunities to produce lab-grown functional tissue and organ constructs that can be used to screen drugs, model disease, and engineer tissue replacements. Here, a miniaturized bioreactor coupled with an imaging modality that allows in situ visualization of the inner lumen of explanted rat trachea during in vitro tissue manipulation and&#160;culture is described. Using this bioreactor, the protocol demonstrates imaging-guided selective removal of endogenous cellular components while preserving the intrinsic biochemical features and ultrastructure of the airway tissue matrix. Furthermore, the delivery, uniform distribution, and subsequent prolonged culture of exogenous cells on the decellularized airway lumen with optical monitoring in situ are shown. The results highlight that the imaging-guided bioreactor can potentially be used to facilitate the generation of functional in vitro airway tissues.

The protocol describes an imaging-enabled bioreactor that allows the selective removal of the endogenous epithelium from the rat trachea and homogenous distribution of exogenous cells on the lumen surface, followed by long-term in vitro culture of the cell-tissue construct.

Imaging-geführter Bioreaktor zur Erzeugung von biotechnologisch hergestelltem Atemwegsgewebe

Repeated injury to airway tissue can impair lung function and cause chronic lung disease, such as chronic obstructive pulmonary disease. Advances in ...

Preparation and Structural Evaluation of Epithelial Cell Monolayers in a Physiologically Sized Microfluidic Culture Device

In vitro microfluidic experimentation holds great potential to reveal many insights into the microphysiological phenomena occurring in conditions such as acute respiratory distress syndrome (ARDS) and ventilator-induced lung injury (VILI). However, studies in microfluidic channels with dimensions physiologically relevant to the terminal bronchioles of the human lung currently face several challenges, especially due to difficulties in establishing appropriate cell culture conditions, including media flow rates, within a given culture environment. The presented protocol describes an image-based approach to evaluate the structure of NCI-H441 human lung epithelial cells cultured in an oxygen-impermeable microfluidic channel with dimensions physiologically relevant to the terminal bronchioles of the human lung. Using phalloidin-based filamentous-actin staining, the cytoskeletal structures of the cells are revealed by confocal laser scanning microscopy, allowing for the visualization of individual as well as layered cells. Subsequent quantification determines whether the cell culture conditions being employed are producing uniform monolayers suitable for further experimentation. The protocol describes cell culture and layer evaluation methods in microfluidic channels and traditional fixed-well environments. This includes channel construction, cell culture and requisite conditions, fixation, permeabilization and staining, confocal microscopic imaging, image processing, and data analysis.

The presented protocol describes the development and use of a phalloidin-based filamentous-actin staining technique with confocal laser scanning microscopy (CLSM) to visualize adherent cell layer structure in microfluidic dynamic-culture channels and traditional fixed-well static-culture chambers. This approach aids in evaluating cell layer confluency, monolayer formation, and layer-thickness uniformity.

Präparation und strukturelle Bewertung von Epithelzell-Monoschichten in einer physiologisch dimensionierten mikrofluidischen Kulturanlage

In vitro microfluidic experimentation holds great potential to reveal many insights into the microphysiological phenomena occurring in conditions such as ...

Etablierung eines Lung-on-Chip-Modells für Studien zu Atemwegsinfektionen

Immunocompetent Alveolus-on-Chip Model for Studying Alveolar Mucosal Immune Responses

We introduce an advanced immunocompetent lung-on-chip model designed to replicate the human alveolar structure and function. This innovative model employs a microfluidic-perfused biochip that supports an air-liquid interface mimicking the environment in the human alveoli. Tissue engineering is used to integrate key cellular components, including endothelial cells, macrophages, and epithelial cells, to create a representative tissue model of the alveolus. The model facilitates in-depth examinations of the mucosal immune responses to various pathogens, including viruses, bacteria, and fungi, thereby advancing our understanding of lung immunity. The primary goal of this protocol is to provide details for establishing this alveolus-on-chip model as a robust in vitro platform for infection studies, enabling researchers to closely observe and analyze the complex interactions between pathogens and the host's immune system within the pulmonary environment. This is achieved through the application of microfluidic-based techniques to simulate key physiological conditions of the human alveoli, including blood flow and biomechanical stimulation of endothelial cells, alongside maintaining an air-liquid interface crucial for the realistic exposure of epithelial cells to air. The model system is compatible with a range of standardized assays, such as immunofluorescence staining, cytokine profiling, and colony-forming unit (CFU)/plaque analysis, allowing for comprehensive insights into immune dynamics during infection. The Alveolus-on-chip is composed of essential cell types, including human distal lung epithelial cells (H441) and human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) separated by porous polyethylene terephthalate (PET) membranes, with primary monocyte-derived macrophages strategically positioned between the epithelial and endothelial layers. The tissue model enhances the ability to dissect and analyze the nuanced factors involved in pulmonary immune responses in vitro. As a valuable tool, it should contribute to the advancement of lung research, providing a more accurate and dynamic in vitro model for studying the pathogenesis of respiratory infections and testing potential therapeutic interventions.

Autor im Rampenlicht: Entwicklung eines mikrofluidischen Lung-on-Chip-Modells für eine eingehende Untersuchung der menschlichen Immunantwort und Infektionsmechanismen

Lung-on-chip models surpass traditional 2D cultures by mimicking the air-liquid interface and endothelial cell perfusion, simulating blood flow and nutrient exchange crucial for lung physiology studies. This enhances lung research relevance, offering a dynamic, physiologically accurate environment to advance the understanding and treatment of respiratory infections.

Immunkompetentes Alveolen-on-Chip-Modell zur Untersuchung der Immunantworten der Alveolarschleimhaut

We introduce an advanced immunocompetent lung-on-chip model designed to replicate the human alveolar structure and function. This innovative model employs ...

Ein Mikrofluidik-Modell bionisch Atem Pulmonary acinar Airways

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Das WinCF-Modell - Ein preiswerter und tragbarer Mikrokosmos eines Schleims verstopfte Bronchiole zur Untersuchung der Mikrobiologie von Lungeninfektionen

Markierungsfreie Neutrophilenzahl Anreicherung von Patienten abgeleitet Airway-Sekretion mit Closed-Loop Inertial Mikrofluidik

Bewertung der regionalen Lungenabscheidung mit patientenspezifischen 3D-gedruckten Lungenmodellen

Mikrofluidisches Modell zur Nachahmung des ersten Ereignisses der Neovaskularisation

Ein mikrophysiologisches System zur Untersuchung der Leukozyten-Endothelzell-Interaktion während einer Entzündung

Imaging-geführter Bioreaktor zur Erzeugung von biotechnologisch hergestelltem Atemwegsgewebe

Präparation und strukturelle Bewertung von Epithelzell-Monoschichten in einer physiologisch dimensionierten mikrofluidischen Kulturanlage

Immunkompetentes Alveolen-on-Chip-Modell zur Untersuchung der Immunantworten der Alveolarschleimhaut

Immunkompetentes Alveolen-on-Chip-Modell zur Untersuchung der Immunantworten der Alveolarschleimhaut

Immunkompetentes Alveolen-on-Chip-Modell zur Untersuchung der Immunantworten der Alveolarschleimhaut