Name: a method to target and isolate airway-innervating sensory neurons in mice
Uploaded: 2016-04-19T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 8 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Method to Target and Isolate Airway-innervating Sensory Neurons in Mice at JoVE.com

נתמך על ידי NIH מענק R01HL105635 כדי Sej. המחברים מבקשים להודות דייגו V. Bohórquez עבור ייעוץ טכני. אנו מודים גם ר &#39;איאן קאמינג לקבלת סיוע טכני וביצוע cytometry הזרימה במתקן המשאב המשותף cytometry זרימת מכון מחקר אדם חיסון Duke (Durham, NC). Cytometry זרימה בוצעה במעבדת Biocontainment האזורית באוניברסיטת דיוק שקיבלה תמיכה חלקית לבנייה מן המכונים הלאומיים לבריאות, המכון הלאומי לאלרגיה ומחלות זיהומיות (UC6-AI058607).

הנהלים הקשורים בנושאים בעלי חיים אושרו על ידי ועדת טיפול בבעלי חיים מוסדיים השתמש (IACUC) מאוניברסיטת דיוק. 1. מינהל אפי של כחול מהיר עבור כחול מהיר, לנהל את צבען לפחות 2 ימים לפני והרדמת חסד העכבר. לצבוע יימשך עד שמונה שבועות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את העכבר עם הרדמה משאיפת אור (sevoflurane 2.5%) עד הנשימה מתחיל להאט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש פיפטה 200 μl עם טיפים מסוננים להחדיר לאט 40 μl של פתרון צבע (0.4 מ&quot;מ כחול מהיר, sulfoxide דימתיל 1%, DMSO, פוספט בופר, PBS) לתוך הנחיר, עוצר מדי פעם כדי להבטיח את העכבר aspirating הפתרון (איור 1 א). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזק את העכבר אנכי, בראש מורם, ובעדינות לעסות את החזה על מנת להבטיח את הצבע מתפשט ברחבי הריאות. </li></ol> תכשירים 2. על פירוק וניתוח יום <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן 10 מ&quot;ל0; פתרון דיסוציאציה הגרעינים (GADS) על ידי שילוב של מרכיבים כמפורט בטבלה 1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע מיצוי RNA באזור מעבדה ייעודי. לפני תחילת הניסוי, משטחים נקיים עם 70% אתנול, 10% אקונומיקה, ו מגיבים טיהור RNase. זה כולל את צנטריפוגות RNA, כל מתלי צינור, טפטפות. ודא יש תיבות הפילטר ייעודיות לשימוש RNA בלבד. אין להשתמש בציוד זה ואזור להכנת דנ&quot;א, כמו זה יהיה לזהם את הדגימות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערבבים טריים 70%, ו -80% אתנול עם מי RNase חינם. כן 1 מיליליטר לדגימה לשמש להפקת RNA. </li></ol><table fo:keep-together.within-page="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> מַרכִּיב </td><td> כמות </td></tr><tr><td> מתקדם DMEM / F12 </td><td> 9.5 מ&quot;ל </td></tr><tr><td> גלוטמין </td><td> 100 μl </td></tr><tr><td> HEPES (10 מ&quot;מ) </td><td> 100 μl </td></tr><tr><td> תוספת N2 </td><td> 100 μl </td></tr><tr><td> B27 (ללא ויטמין A) </td><td> 200 μl </td></tr><tr><td> NGF (50 מיקרוגרם / מ&quot;ל) </td><td> 10 μl </td></tr></tbody></table> תערובת מגיב 1. טבלת הגרעינים דיסוציאציה פתרון (GADS). 3. הליך לנתיחה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלאו צינורות 1.5 מ&quot;ל עם 500 μl GADS, אחד עבור כל דגימה הניסוי, אחד עבור פקד מיון חיובי, ואחד עבור פקד מיון שלילי. צינורות חנות על הקרח ברחבי לנתיחה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנתח את גנגליון nodose ולעשות שני חתכים חלקית כדי להקל דיסוציאציה, ואז לשים אותו בצינור המדגם הניסיון. עיין פרוטוקול יופיטר הבא לנתיחה של גרעיני nodose 16 DRG 17. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנתח באופן חלקי לחתוך גרעינים שאינם שכותרתו, כגון גרעיני שורש הגבה (DRG), עבור פקדי המיון. השתמש בשני גרעינים עבור השליטה החיובית ושני ganglia אם הביקורת השלילית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להשיג מספיק נוירונים nodose למיון מוצלח, לשלב גרעינים מ -5 עכברים לתוך GADS המכיל צינור דגימה אחת ניסיוני. </li></ol> 4. חושי גרעיני דיסוציאציה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פיפטה מתוך 500 GADS μl, עוזב הגרעינים בצינור. לשטוף הגרעינים פעם על ידי הוספת 1 מ&quot;ל PBS, לחכות הגרעינים להתיישב אל החלק התחתון של הצינור, אז פיפטה את PBS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 1 מ&quot;ל GADS ו -22 μl של אנזים עיכול (collagenase I / II ותמהיל פרוטאז, 2.5 מ&quot;ג / מ&quot;ל ב H 2 O) על צינור אחד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 20 μl Fast כחולים (5.26 מ&quot;מ) אל צינור הבקרה החיובי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שים את הצינורות בתוך גוש אמבטיה או חימום מים להגדיר כבר על 37 מעלות צלזיוס. שים לב: בפעם עיכול גרעינים תלוי בגילו של אנזים העיכול. בתוך חודש 1 של המסת אנזים עיכול, לעיכול למשך 30 דקות, תוך 2 - 6 חודשים לעכל במשך 45 דקות. אם האנזים הוא מעל 6 חודשים, לעכל גרעיני fאו 60 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כל 15 דק &#39;צינורות שייק בקצרה הקפיצי להם להבטיח גרעינים מכוסים על ידי הפתרון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעוד גרעינים נמצאים מתעכלים, להכין הדרגתיים צפיפות באמצעות פתרון חלקיקים (חלקיקי סיליקה colloidal מצופים polyvinylpyrrolidone). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערבבים 12 פתרון החלקיקים% ב GADS, 500 μl לדגימה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערבבים 28 פתרון החלקיקים% ב GADS, 500 μl לדגימה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאט ובזהירות להוסיף פתרון צפיפות 400 μl 12% על גבי 400 μl 28 פתרון צפיפות% בתוך שפופרת 1.5 מיליליטר טרי עבור כל דגימה. אל תאפשר את שתי השכבות לערבב. שתי שכבות נפרדות צריכות להיות גלויות בצינור; אחד כהה יותר מהאחר. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעוד גרעינים נמצאים מתעכלים, תווית צינורות 1.5 מיליליטר אוסף חדשים למיון (אחד חיובי כחול מהיר ואחד צינור שלילי כחול מהיר לדגימת מיון). בהתאם לדרישות מתקן המיון, צינורות אלה חייבים להיות מכסים פריקים כדי לא interferדואר עם סדרן התא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר זמן העיכול המתאים, להסיר GADS עם אנזים עיכול ולשטוף גרעינים פעמים עם 1 המ&quot;ל PBS. הוסף 200 μl של GADS הטרי על צינור אחד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש פיפטה 200 μl, נקבע על 100 נפח μl, ואת הגרעינים פיפטה מעלה ומטה מספר פעמים כדי לשבור תאים בנפרד. חזור על פעולה עד לא חלק שלם של רקמות נתפסת. הימנע מיצירת בועות הפתרון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Pass תאים ניתקו דרך מסננת תא 70 מיקרומטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להוסיף עוד 100 μl GADS אל צינור דיסוציאציה המקורי להרים את כל תאים תועים נותרים עזבו ולהעביר את הפתרון הנוסף דרך מסננת התא. בעזרת קצה פיפטה חדש, לאסוף כל נוזל נותרים המכילים תאים שחלף הדרך המסננת ונצמד אל הרשת. ההיקף הסופי של תאי מרחפי GADS הוא 300 μl. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בזהירות שכבת 300 μl של תאים על גבי שיפוע הצפיפות שנעשה בעבר. הימנע בועות ערבוב של גאמות עם שכבות הצפיפות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צנטריפוגות במשך 10 דקות ב 2,900 XG ב RT. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעוד התאים הם בצנטריפוגה, לערבב חיץ תמוגה (1 מ&quot;ל לכל מדגם ניסיוני) כדלקמן: 10 μl 2-mercaptoethanol ב 1 מ&quot;ל הצפת RLT (מ ערכת חילוץ RNA). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוספת 300 חיץ תמוגה μl כדי צינור איסוף חיובי כחול מהיר 600 μl כדי צינור איסוף שלילי כחול מהיר (צינורות שכותרתו משלב 4.7). כרך זה תלוי במספר התאים צפוי להיות שנאספו. עבור &lt;2,000 תאים, להוסיף 300 μl עבור&gt; 7,000 תאים להוסיף 600 μl. פעולה זו תבטיח את נוזל נדן המיון לא לדלל למאגר תמוגה משמעותי. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר צנטריפוגה תושלם, להסיר בזהירות וזורקים את שכבת μl 700 העליונים. שכבה זו מכילה את רוב פסולת התא כי יפריע אחרת עם מיון התא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 700 GADS טריים μl אל תא הנותרים המכיל פתרון pipette מעלה פעמים למטה כמה לערבב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צנטריפוגה במשך 15 דקות ב 2,900 XG כדי גלולת תאים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעוד התאים הם בצנטריפוגה, לערבב מיון GADS (500 μl לדגימה) על ידי הוספת 5 DNase μl (10 מ&quot;ג / מ&quot;ל) ל 1 מ&quot;ל GADS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר צנטריפוגה נעשה, להסיר בזהירות וזורקים supernatant, עוזב את התא גלולה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Re- להשעות תא גלולה ב 200 - 300 GADS מיון μl ידי pipetting מעלה ומטה עם טפטפת 1,000 μl מוגדר 200 μl מספר פעמים. שים דגימות קרח. תאים מוכנים כעת להיות מסודר. </li></ol> 5. תא הופעל קרינה (FAC) מיון הערה: סעיף זה מחייב את הידע המבצעי של סדרן FACS או בסיוע של כוח אדם מיומן. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 1 μl יודיד propidium (PI) פתרון המניות (50 מיקרוגרם / מ&quot;ל) מדגם לבדוק כדאיות התא. פיצול ביקורת שלילית לתוך 2 צינורות, אחד עם PI ואחד בלי. PI נקשר DNA רק תאים מתים. אםלאחר מיני הראשונים אין תאים מתים לתייג, השימוש PI אינו נחוץ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תאי תחבורה לזרום cytometry מכשיר, למשל., BD FACS AriaII פועלת תוכנת דיווה 8, על קרח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מאז גודל התא משתנה באוכלוסייה זו, השתמש זרבובית גדולה (100 מיקרומטר) למיון. כדי להקטין את כמות הלחץ החוויה תאים ולהגדיל כדאיות התא להשתמש בלחץ נמוך (20 psi). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בתוכנת סדרן FACS להקים המגרשים ניתוח, פיזור קדימה, פיזור צד (SSC), Fast כחול, ו PI, במידת הצורך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחדש להשעות תאים, בעדינות מערבולת בקצרה המדגם לפני הטעינה אותו לתוך הסדרן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להתחיל עם השליטה השלילית, לא כחול מהיר או PI, כדי לקבוע את סף השער (איור 2 א). זה יקבע את כמות autofluorescence באוכלוסיית התא. אופציונאלי: הפעל את המדגם השלילי עם PI לזהות אם יש אוכלוסייה של תאים מתים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מיין מדגם הבקרה החיובי (incubated עם כחול מהיר), כדי להגדיר את הפרמטרים פיצוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע השערים ופרמטרים מוגדרים, להתחיל במיון דגימות הניסוי. דוגמאות מסודרות לתוך הצינורות המוכנים אוסף המכילים חיץ תמוגה RNA. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור דגימות מיון על קרח עד מיון התא הושלם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בגין שלב מיצוי RNA מיד לאחר תאים מסודרים. </li></ol> 6. RNA מיצוי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תאים ממוינים וורטקס במאגר תמוגה דקות 1 עד homogenize. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 1 נפח של 70% אתנול ו לערבב ידי pipetting מעלה ומטה מספר פעמים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבר עד 700 μl של המדגם לעמודה ספין. צנטריפוגה במשך 15 שניות ב g x 8,000. מחק את הזרימה דרך. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על הפעולה עד הנפח הכולל של המדגם הוא עבר דרך טור ספין. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להוסיף 350 μl הצפת RW1 ולהמשיך את תהליך טיהור RNA, כולל שלב הטיפול DNase, על פי של protoco היצרןl עבור תאים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר RNA חולץ, לבדוק את איכות RNA באמצעות מערכת אלקטרופורזה microfluidic על פי המפרט של היצרן. </li></ol>

<ol>
	<li>Manteniotis, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comprehensive+RNA-Seq+Expression+Analysis+of+Sensory+Ganglia+with+a+Focus+on+Ion+Channels+and+GPCRs+in+Trigeminal+Ganglia.">Comprehensive RNA-Seq Expression Analysis of Sensory Ganglia with a Focus on Ion Channels and GPCRs in Trigeminal Ganglia.</a> PLoS One. 8 (11), 1-30 (2013).</li><li>Vandewauw, I., Owsianik, G., Voets, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systematic+and+quantitative+mRNA+expression+analysis+of+TRP+channel+genes+at+the+single+trigeminal+and+dorsal+root+ganglion+level+in+mouse.">Systematic and quantitative mRNA expression analysis of TRP channel genes at the single trigeminal and dorsal root ganglion level in mouse.</a> BMC Neurosci. 14 (1), 21 (2013).</li><li>Paintal, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vagal+sensory+receptors+and+their+reflex+effects.">Vagal sensory receptors and their reflex effects.</a> Physiol Rev. 53 (1), 159-227 (1973).</li><li>Springall, D. R., Cadieux, A., Oliveira, H., Su, H., Royston, D., Polak, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retrograde+tracing+shows+that+CGRP-immunoreactive+nerves+of+rat+trachea+and+lung+originate+from+vagal+and+dorsal+root+ganglia.">Retrograde tracing shows that CGRP-immunoreactive nerves of rat trachea and lung originate from vagal and dorsal root ganglia.</a> J Auton Nerv Syst. 20 (2), 155-166 (1987).</li><li>Ricco, M. M., Kummer, W., Biglari, B., Myers, A. C., Undem, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interganglionic+segregation+of+distinct+vagal+afferent+fibre+phenotypes+in+guinea-pig+airways.">Interganglionic segregation of distinct vagal afferent fibre phenotypes in guinea-pig airways.</a> J Physiol. 496 (Pt 2), 521-530 (1996).</li><li>Zhao, H., Sprunger, L. K., Simasko, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+transient+receptor+potential+channels+and+two-pore+potassium+channels+in+subtypes+of+vagal+afferent+neurons+in+rat.">Expression of transient receptor potential channels and two-pore potassium channels in subtypes of vagal afferent neurons in rat.</a> Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 298 (2), 212-221 (2010).</li><li>Zhuo, H., Ichikawa, H., Helke, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurochemistry+of+the+nodose+ganglion.">Neurochemistry of the nodose ganglion.</a> Prog Neurobiol. 52 (2), 79-107 (1997).</li><li>Chang, R. B., Strochlic, D. E., Williams, E. K., Umans, B. D., Liberles, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vagal+Sensory+Neuron+Subtypes+that+Differentially+Control+Breathing.">Vagal Sensory Neuron Subtypes that Differentially Control Breathing.</a> Cell. 161, 1-12 (2015).</li><li>Kaczy&#324;ska, K., Szereda-Przestaszewska, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nodose+ganglia-modulatory+effects+on+respiration.">Nodose ganglia-modulatory effects on respiration.</a> Physiol Res. 62, 227-235 (2013).</li><li>Taylor-Clark, T. E., Undem, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sensing+pulmonary+oxidative+stress+by+lung+vagal+afferents.">Sensing pulmonary oxidative stress by lung vagal afferents.</a> Respir Physiol Neurobiol. 178 (3), 406-413 (2011).</li><li>Bautista, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TRPA1+mediates+the+inflammatory+actions+of+environmental+irritants+and+proalgesic+agents.">TRPA1 mediates the inflammatory actions of environmental irritants and proalgesic agents.</a> Cell. 124 (6), 1269-1282 (2006).</li><li>Ichikawa, H., De Repentigny, Y., Kothary, R., Sugimoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+survival+of+vagal+and+glossopharyngeal+sensory+neurons+is+dependent+upon+dystonin.">The survival of vagal and glossopharyngeal sensory neurons is dependent upon dystonin.</a> Neuroscience. 137 (2), 531-536 (2006).</li><li>Hondoh, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+expression+of+cold+receptors+(TRPM8+and+TRPA1)+in+the+rat+nodose-petrosal+ganglion+complex.">Distinct expression of cold receptors (TRPM8 and TRPA1) in the rat nodose-petrosal ganglion complex.</a> Brain Res. 1319, 60-69 (2010).</li><li>Kummer, W., Fischer, A., Kurkowski, R., Heym, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+sensory+and+sympathetic+innervation+of+guinea-pig+lung+and+trachea+as+studied+by+retrograde+neuronal+tracing+and+double-labelling+immunohistochemistry.">The sensory and sympathetic innervation of guinea-pig lung and trachea as studied by retrograde neuronal tracing and double-labelling immunohistochemistry.</a> Neuroscience. 49 (3), 715-737 (1992).</li><li>Choi, D., Li, D., Raisman, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescent+retrograde+neuronal+tracers+that+label+the+rat+facial+nucleus:+A+comparison+of+Fast+Blue,+Fluoro-ruby,+Fluoro-emerald,+Fluoro-Gold+and+DiI.">Fluorescent retrograde neuronal tracers that label the rat facial nucleus: A comparison of Fast Blue, Fluoro-ruby, Fluoro-emerald, Fluoro-Gold and DiI.</a> J Neurosci Methods. 117 (2), 167-172 (2002).</li><li>Calik, M. W., Radulovacki, M., Carley, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Method+of+Nodose+Ganglia+Injection+in+Sprague-Dawley+Rat.">A Method of Nodose Ganglia Injection in Sprague-Dawley Rat.</a> J Vis Exp. (93), e1-e5 (2014).</li><li>Ramachandra, R., McGrew, S., Elmslie, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+specific+sensory+neuron+populations+for+study+of+expressed+ion+channels.">Identification of specific sensory neuron populations for study of expressed ion channels.</a> J Vis Exp. (82), e50782 (2013).</li><li>Yu, X., Hu, Y., Ru, F., Kollarik, M., Undem, B. J., Yu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TRPM8+function+and+expression+in+vagal+sensory+neurons+and+afferent+nerves+innervating+guinea+pig+esophagus.">TRPM8 function and expression in vagal sensory neurons and afferent nerves innervating guinea pig esophagus.</a> Am J Physiol - Gastrointest Liver Physiol. 308 (6), 489-496 (2015).</li><li>Kwong, K., Lee, L. -. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PGE(2)+sensitizes+cultured+pulmonary+vagal+sensory+neurons+to+chemical+and+electrical+stimuli.">PGE(2) sensitizes cultured pulmonary vagal sensory neurons to chemical and electrical stimuli.</a> J Appl Physiol. 93 (4), 1419-1428 (2002).</li><li>Joachim, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stress+induces+substance+P+in+vagal+sensory+neurons+innervating+the+mouse+airways.">Stress induces substance P in vagal sensory neurons innervating the mouse airways.</a> Clin Exp Allergy. 36 (8), 1001-1010 (2006).</li><li>Kaan, T. K. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+blockade+of+P2X3+and+P2X2/3+receptors+attenuates+bone+cancer+pain+behaviour+in+rats.">Systemic blockade of P2X3 and P2X2/3 receptors attenuates bone cancer pain behaviour in rats.</a> Brain. 133 (9), 2549-2564 (2010).</li><li>Nakatani, T., Minaki, Y., Kumai, M., Ono, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Helt+determines+GABAergic+over+glutamatergic+neuronal+fate+by+repressing+Ngn+genes+in+the+developing+mesencephalon.">Helt determines GABAergic over glutamatergic neuronal fate by repressing Ngn genes in the developing mesencephalon.</a> Development. 134 (15), 2783-2793 (2007).</li><li>Lobo, M. K., Karsten, S. L., Gray, M., Geschwind, D. H., Yang, X. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FACS-array+profiling+of+striatal+projection+neuron+subtypes+in+juvenile+and+adult+mouse+brains.">FACS-array profiling of striatal projection neuron subtypes in juvenile and adult mouse brains.</a> Nat Neurosci. 9 (3), 443-452 (2006).</li><li>Usoskin, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Unbiased+classification+of+sensory+neuron+types+by+large-scale+single-cell+RNA+sequencing.">Unbiased classification of sensory neuron types by large-scale single-cell RNA sequencing.</a> Nat Neurosci. 18, 145-153 (2015).</li></ol>

החוקרים אין לי מה לחשוף.

פרוטוקול זה מתאר שיטה למקד נוירונים דרכי הנשימה-innervating בגרעיני nodose של העצב התועה. לאחר שכותרתו, הגרעינים הם ניתקו בעדינות לשמר מספרים סלולריים באופן המיטבי את כדאיות. נוירונים אלה הם אז FAC מסודר ישירות למאגר תמוגה ו- RNA מופק. המשמעות של פרוטוקול זה היא היכולת למקד, לבוד...

עצבים חושיים transduce תרמית, מכאני, כימי, גירוי מזיק נגרם על ידי שני סוכני אנדוגני וסביבתיים. גופי התא של עצבים מביאים אלה ממוקמים בגרעיני חושי, כגון שורש הגבה, trigeminal, או גרעיני nodose. כל גנגליון חושי מעצבב אזורים ספציפיים בגוף ומכיל תאי מעצבבי איברים ורקמות נפרדים בתוך אזור זה. למשל, הגרעינים השורש הגבי (DRG) ממוקמים עמוד השדרה ולהרחיב תהליכים בכל הגוף והגפיים, בעוד הגרעינים trigeminal ממוקמים בגולגולת, המכיל נוירונים המעצבבים את הפנים, העיניים, קרומי המוח או העליון דרכי הנשימה 1, 2. גרעיני nodose של העצב התועה ממוקמים בצוואר מתחת הגולגולת מכילים גופי תא שמרחיבים סיבים עצב לאורך כל מערכת העיכול, הלב ודרכי נשימה תחתונה וריאות 3. אצל בני האדם גנגליון nodose עומד בפני עצמו, עם זאת, העכבר הוא התמזגעם גנגליון הצוואר, אשר גם מעצבב ריאות 4. גנגליון התמזג זה נקרא לעתים קרובות צוואר / nodose מורכב, גנגליון המחנק, או פשוט גנגליון 5 nodose. הנה, זה נקרא גנגליון nodose. סיבים מביאים של nodose להעביר מידע מן הקרביים לגרעין של הדרך הבודדה (NTS) בגזע המוח. קלט חושי אל גנגליון ייחודי זה שולט מערך מגוון של פונקציות, כגון מעי תנועתיות 6, קצב לב 7, נשימת 8,9, ותגובות נשימה מופעלות מגרות 10,11. עם המגוון הזה של פונקציות ואיברים מעוצבבים, חשוב למקד ולבודד subpopulations איבר ספציפי של גנגליון nodose כדי ללמוד מסלולים עצביים הפרט. עם זאת, בהתחשב בגודל הקטן של nodose ואת המספר המוגבל של נוירונים הוא מכיל זו אינה משימה טריוויאלית. כל עכבר nodose גנגליון מכיל בערך 5,000 נוירונים 12בנוסף אוכלוסייה נרחבת של תאים תומכים בלוויין. של 5,000 הנוירונים nodose, רק 3 - 5% innervate את דרכי הנשימה. לכן, כל שינוי פונקציונלי, מורפולוגיים או מולקולרי בתוך הנוירונים דרכי הנשימה-innervating, עקב גירוי בדרך נשימה או פתולוגיות, יאבד גנגליון nodose הצפוף. כדי לפתור בעיה זו, פותחה שיטה לזהות ולבודד נוירונים המעצבבים את דרכי הנשימה. דרכי האוויר נחשפו לצבוע נותב ניאון כדי לזהות את הנוירונים nodose innervating שלאחר מכן. כחול מהיר נאסף על ידי נוירונים ונוסע במהירות גופי התא שלהם איפה זה נשמר עד שמונה שבועות 13 - 15. לאחר הזיהוי, פרוטוקול עדין, אך יעיל, דיסוציאציה שימש לשמר תיוג לצבוע כדאיות התא עבור התא מופעל ניאון (FAC) מיון. תאים ממוינים משמשים כדי לחלץ חומצה ריבונוקלאית באיכות גבוהה (RNA) כדי לקבוע ביטוי גנים או fאו ניתוח מולקולרי במורד אחר. פרוטוקול זה מספק טכניקה יעילה וחזקה לבודד עצב סנסורי מעצבבי רקמה של עניין.

<table><tbody><tr><td>Fast Blue</td><td>Polysciences, Inc.</td><td>17740-2</td><td>stock 2 mg/ml in water</td></tr><tr><td>NeuroTrace 530/615 red Nissle stain</td><td>Life Technologies</td><td>N21482</td><td></td></tr><tr><td>Dimethyl Sulfoxide (DMSO)</td><td>Fisher Scientific</td><td>D128-500</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco&#039;s Phosphate Buffered Saline (PBS) Ca and Mg free</td><td>Gibco</td><td>14190-144</td><td></td></tr><tr><td>Advanced DMEM/F12</td><td>Gibco</td><td>12634-010</td><td></td></tr><tr><td>glutamine (Glutamax)</td><td>Gibco</td><td>35050-061</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Gibco</td><td>15630-080</td><td></td></tr><tr><td>N2</td><td>Gibco</td><td>17502-048</td><td></td></tr><tr><td>B27 (no vitamin A)</td><td>Gibco</td><td>12587-010</td><td></td></tr><tr><td>Nerve Growth Factor (NGF)</td><td>Sigma</td><td>N6009</td><td>stock 50 &amp;micro;g/ml in PBS/10% FBS</td></tr><tr><td>digestion enzyme, Liberase DH Research Grade</td><td>Roche</td><td>5401054001</td><td>stock 2.5 mg/ml in water</td></tr><tr><td>particle solution (Percoll)</td><td>Sigma</td><td>P1644-25ML</td><td></td></tr><tr><td>Heating block</td><td>LabNet</td><td></td><td></td></tr><tr><td>70 &amp;micro;m cell strainer</td><td>Falcon</td><td>352350</td><td></td></tr><tr><td>Absolute Ethanol (200 proof)</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP2818-500</td><td></td></tr><tr><td>RNase free water</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP2484-100</td><td></td></tr><tr><td>RNase decontamination reagent, RNase AWAY</td><td>invitrogen</td><td>10328-011</td><td></td></tr><tr><td>2-mercaptoethanol</td><td>VWR</td><td>EM-6010</td><td></td></tr><tr><td>RNA extraction kit, RNeasy Plus Micro Kit</td><td>Qiagen</td><td>74034</td><td></td></tr><tr><td>DNase kit, RNase-Free DNase Set</td><td>Qiagen</td><td>79254</td><td></td></tr><tr><td>DNase</td><td>Sigma</td><td>D5025-15KU</td><td>stock 10 mg/ml in 0.15 M NaCl</td></tr><tr><td>Propidium Iodide</td><td>Sigma</td><td>P4170-10MG</td><td>stock 10 &amp;micro;g/ml in PBS</td></tr><tr><td>Microfluidic electrophoresis system (TapeStation 2200)</td><td>Agilent</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

a method to target and isolate airway-innervating sensory neurons in mice

עצבים חושיים transduce תרמית, מכאני, כימי, גירוי מזיק נגרם על ידי שני סוכני אנדוגני וסביבתיים. גופי התא של הנוירונים מביאים אלה ממוקמים בתוך הגרעינים החושיים. גרעינים חושיים מעצבבי איבר או חלק מסוים של הגוף. למשל, הגרעינים השורש הגבי (DRG) ממוקמים עמוד השדרה ולהרחיב תהליכים בכל הגוף והגפיים. גרעיני trigeminal ממוקמים הגולגולת המעצבבים את הפנים, ואת דרכי נשימה עליונות. afferents מחנק של הגרעינים nodose להאריך ברחבי הבטן, הלב והריאות. הנוירונים nodose לשלוט מערך מגוון של פונקציות כגון: קצב הנשימה, גירוי בדרכי הנשימה, שיעול ורפלקסים. לכן, כדי להבין ולטפל תפקידם, חשוב לזהות ולבודד תת-אוכלוסיות עצביות ספציפיות דרך נשימה. בשנת העכבר, את דרכי הנשימה נחשפות לצבוע נותבו ניאון, מהיר כחולה, לאיתור מדרדר של נוירון nodose ספציפי דרך נשימהים. גרעיני nodose הם ניתקו ותא מופעל קרינה (FAC) מיון משמש לאיסוף תאי צבע חיוביים. לאחר מכן, חומצה ריבונוקלאית באיכות גבוהה (RNA) מופקת תאים חיוביים לצבוע עבור סידור הדור הבא. באמצעות דרכי הנשימה בשיטה זו ביטוי גנים עצבי ספציפי נקבע.

באמצעות שיטה זו, נוירונים דרכי הנשימה-innervating מסומנים intranasally ידי הקניית כחול מהיר (איור 1 א). לאחר יומיים, תאים שכותרתו כחול מהיר להופיע בגרעיני nodose (תרשים 1C). תאים אלה לפצות 3 - 5% מכלל האוכלוסייה העצבית הכולל של גרעיני nodose. צבעי מדרדר א?...

Watch this Scientific Journal Video about A Method to Target and Isolate Airway-innervating Sensory Neurons in Mice at JoVE.com

A Method to Target and Isolate Airway-innervating Sensory Neurons in Mice

Organ specific sensory neurons are difficult to identify. Fast Blue tracing is used to identify nodose neurons innervating the airways for cell sorting. Sorted nodose neurons are used to extract high quality ribonucleic acid (RNA) for sequencing. Using this protocol, gene expression of airway specific neurons is determined.

שיטה לכוון ולבודד Airway-innervating עצב סנסורי של עכברים

Somatosensory nerves transduce thermal, mechanical, chemical, and noxious stimuli caused by both endogenous and environmental agents. The cell bodies of ...

a-method-to-target-isolate-airway-innervating-sensory-neurons

Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.2K Views.  Yale University. Organ specific sensory neurons are difficult to identify. Fast Blue tracing is used to identify nodose neurons innervating the airways for cell sorting. Sorted nodose neurons are used to extract high quality ribonucleic acid (RNA) for sequencing. Using this protocol, gene expression of airway specific neurons is determined.

Video: A Method to Target and Isolate Airway-innervating Sensory Neurons in Mice

A Reversible, Non-invasive Method for Airway Resistance Measurements and Bronchoalveolar Lavage Fluid Sampling in Mice

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated procedures to obtain such measurements in the same animal are generally not feasible.  Here, we demonstrate protocols for obtaining from mice repeated measurements of AHR and bronchoalveolar lavage fluid samples.  Mice were challenged intranasally seven times over 14 days with a potent allergen or sham treated.  Prior to the initial challenge, and within 24 hours following each intranasal challenge, the same animals were anesthetized, orally intubated and mechanically ventilated.  AHR, assessed by comparing dose response curves of respiratory system resistance (RRS) induced by increasing intravenous doses of acetylcholine (Ach) chloride between sham and allergen-challenged animals, were determined.  Afterwards, and via the same intubation, the left lung was lavaged so that differential enumeration of airway cells could be performed.  These studies reveal that repeated measurements of AHR and BAL fluid collection are possible from the same animals and that maximal airway hyperresponsiveness and airway eosinophilia are achieved within 7-10 days of initiating allergen challenge.  This novel technique significantly reduces the number of mice required for longitudinal experimentation and is applicable to diverse rodent species, disease models and airway physiology instruments.  

Repeated measurements of rodent respiratory physiology and sampling of airway inflammatory cells are desirable, but generally not feasible. Here we describe a repeatable method for orally intubating mice that permits repeated measurements of airway hyperreactivity and sampling of airway inflammatory cells.

הפיך, לא פולשני שיטת ההתנגדות מדידות דרכי הנשימה ואת נוזל שטיפה ברונכואלוואולרית דגימה של עכברים

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated ...

Biology

Facial Nerve Axotomy in Mice: A Model to Study Motoneuron Response to Injury

The goal of this surgical protocol is to expose the facial nerve, which innervates the facial musculature, at its exit from the stylomastoid foramen and either cut or crush it to induce peripheral nerve injury. Advantages of this surgery are its simplicity, high reproducibility, and the lack of effect on vital functions or mobility from the subsequent facial paralysis, thus resulting in a relatively mild surgical outcome compared to other nerve injury models. A major advantage of using a cranial nerve injury model is that the motoneurons reside in a relatively homogenous population in the facial motor nucleus in the pons, simplifying the study of the motoneuron cell bodies. Because of the symmetrical nature of facial nerve innervation and the lack of crosstalk between the facial motor nuclei, the operation can be performed unilaterally with the unaxotomized side serving as a paired internal control. A variety of analyses can be performed postoperatively to assess the physiologic response, details of which are beyond the scope of this article. For example, recovery of muscle function can serve as a behavioral marker for reinnervation, or the motoneurons can be quantified to measure cell survival. Additionally, the motoneurons can be accurately captured using laser microdissection for molecular analysis. Because the facial nerve axotomy is minimally invasive and well tolerated, it can be utilized on a wide variety of genetically modified mice. Also, this surgery model can be used to analyze the effectiveness of peripheral nerve injury treatments. Facial nerve injury provides a means for investigating not only motoneurons, but also the responses of the central and peripheral glial microenvironment, immune system, and target musculature. The facial nerve injury model is a widely accepted peripheral nerve injury model that serves as a powerful tool for studying nerve injury and regeneration.

We present a surgical protocol detailing how to perform a cut or crush axotomy on the facial nerve in the mouse. The facial nerve axotomy can be employed to study the physiological response to nerve injury and test therapeutic techniques.

Axotomy פנים עצב של עכברים: דגם לחקר תגובת Motoneuron לפגיעה

The goal of this surgical protocol is to expose the facial nerve, which innervates the facial musculature, at its exit from the stylomastoid foramen and ...

Medicine

Direct Visualization of the Murine Dorsal Cochlear Nucleus for Optogenetic Stimulation of the Auditory Pathway

Investigation into the use of virus-mediated gene transfer to arrest or reverse hearing loss has largely been relegated to the peripheral auditory system. Few studies have examined gene transfer to the central auditory system. The dorsal cochlear nucleus (DCN) of the brainstem, which contains second order neurons of the auditory pathway, is a potential site for gene transfer. In this protocol, a technique for direct and maximal exposure of the murine DCN via a posterior fossa approach is demonstrated. This approach allows for either acute or survival surgery. Following direct visualization of the DCN, a host of experiments are possible, including injection of opsins into the cochlear nucleus and subsequent stimulation by an optical fiber coupled to a blue light laser.&#160;Other neurophysiology experiments, such as electrical stimulation and neural injector tracings are also feasible.&#160;The level of visualization and the duration of stimulation achievable make this approach applicable to a wide range of experiments.

The goal of this protocol is to outline a surgical approach to provide direct access to the dorsal cochlear nucleus in a murine model.

הדמיה ישירה של Murine הגבי שבלול Nucleus לoptogenetic גירוי של הנתיב השמיעתי

Investigation into the use of virus-mediated gene transfer to arrest or reverse hearing loss has largely been relegated to the peripheral auditory system. ...

Perforated Patch-clamp Recording of Mouse Olfactory Sensory Neurons in Intact Neuroepithelium: Functional Analysis of Neurons Expressing an Identified Odorant Receptor

Analyzing the physiological responses of olfactory sensory neurons (OSN) when stimulated with specific ligands is critical to understand the basis of olfactory-driven behaviors and their modulation. These coding properties depend heavily on the initial interaction between odor molecules and the olfactory receptor (OR) expressed in the OSNs. The identity, specificity and ligand spectrum of the expressed OR are critical. The probability to find the ligand of the OR expressed in an OSN chosen randomly within the epithelium is very low. To address this challenge, this protocol uses genetically tagged mice expressing the fluorescent protein GFP under the control of the promoter of defined ORs. OSNs are located in a tight and organized epithelium lining the nasal cavity, with neighboring cells influencing their maturation and function. Here we describe a method to isolate an intact olfactory epithelium and record through patch-clamp recordings the properties of OSNs expressing defined odorant receptors. The protocol allows one to characterize OSN membrane properties while keeping the influence of the neighboring tissue. Analysis of patch-clamp results yields&#160;a precise quantification of ligand/OR interactions, transduction pathways and pharmacology, OSNs&#39; coding properties and their modulation at the membrane level.&#160;

Analyzing the physiological properties of olfactory sensory neurons still faces technical limitations. Here we record them through perforated patch-clamp in an intact preparation of the olfactory epithelium in gene-targeted mice. This technique allows the characterization of membrane properties and responses to specific ligands of neurons expressing defined olfactory receptors.

הקלטה מחוררת תיקון מהדק של עכבר עצב סנסורי חוש הריח בneuroepithelium שלמים: ניתוח פונקציונלי של נוירונים הבעת קולטן odorant מזוהה

Analyzing the physiological responses of olfactory sensory neurons (OSN) when stimulated with specific ligands is critical to understand the basis of ...

In-depth Physiological Analysis of Defined Cell Populations in Acute Tissue Slices of the Mouse Vomeronasal Organ

In most mammals, the vomeronasal organ (VNO) is a chemosensory structure that detects both hetero- and conspecific social cues. Vomeronasal sensory neurons (VSNs) express a specific type of G protein-coupled receptor (GPCR) from at least three different chemoreceptor gene families allowing sensitive and specific detection of chemosensory cues. These families comprise the V1r and V2r gene families as well as the formyl peptide receptor (FPR)-related sequence (Fpr-rs) family of putative chemoreceptor genes. In order to understand the physiology of vomeronasal receptor-ligand interactions and downstream signaling, it is essential to identify the biophysical properties inherent to each specific class of VSNs.
The physiological approach described here allows identification and in-depth analysis of a defined population of sensory neurons using a transgenic mouse line (Fpr-rs3-i-Venus). The use of this protocol, however, is not restricted to this specific line and thus can easily be extended to other genetically modified lines or wild type animals.

Here, we describe a physiological approach that allows identification and in-depth analysis of a defined population of sensory neurons in acute coronal tissue slices of the mouse vomeronasal organ using whole-cell patch-clamp recordings.

מעמיק פיסיולוגי ניתוח של אוכלוסיות תאים מוגדרות ב אקוטי רקמות פרוסות של איברי עכבר vomeronasal

In most mammals, the vomeronasal organ (VNO) is a chemosensory structure that detects both hetero- and conspecific social cues. Vomeronasal sensory ...

The Preparation of Oblique Spinal Cord Slices for Ventral Root Stimulation

Electrophysiological recordings from spinal cord slices have proven to be a valuable technique to investigate a wide range of questions, from cellular to network properties. We show how to prepare viable oblique slices of the spinal cord of young mice (P2 - P11). In this preparation, the motoneurons retain&#160;their axons coming out from the ventral roots of the&#160;spinal cord. Stimulation of these axons elicits back-propagating action potentials invading the motoneuron&#160;somas and exciting the motoneuron&#160;collaterals within the spinal cord. Recording of antidromic action potentials is an immediate, definitive and elegant way to characterize motoneuron identity, which surpasses&#160;other identification methods. Furthermore, stimulating the motoneuron collaterals is a simple and reliable way to excite the collateral targets of the motoneurons within the spinal cord, such as other motoneurons or Renshaw cells. In this protocol, we present antidromic recordings from the motoneuron somas as well as Renshaw cell excitation, resulting from ventral root stimulation.

We show how to prepare oblique slices of the spinal cord in young mice. This preparation allows for the stimulation of the ventral roots.

הכנת פרוסות קורד אלכסון שדרה עבור גחון רוט גירוי

Electrophysiological recordings from spinal cord slices have proven to be a valuable technique to investigate a wide range of questions, from cellular to ...

Investigation of Activated Mouse Olfactory Sensory Neurons via Combined Immunostaining and in situ Hybridization

Animals rely on chemical communication to convey and perceive relevant environmental information, ranging from assessment of food quality to detection of available mating partners or threats. In mice, this task is executed primarily by the olfactory system and its underlying subsystems, including the main and accessory olfactory systems. Both have peripheral organs populated by sensory neurons expressing G-protein coupled receptors able to bind chemical cues that reach the nasal cavity. Even though the molecular characteristics of these receptors is well understood, little is known about their cognate specific ligands. The method described here combines in situ hybridization detection of olfactory or vomeronasal receptors with immunodetection of phosphorylated ribosomal protein S6 (pS6) - a marker of neuronal activation. This protocol was devised to identify neurons activated after a single event of exposure to purified or complex chemical stimuli detected by the olfactory organs. Importantly, this technique allows the investigation of neurons triggered in biologically relevant contexts. Ideally, this method should be used to probe the molecular biology of the olfactory system and to study olfactory behaviors.

<meta charset="utf8"></head><body>חקירה של נוירונים חושי ריח מופעלים של עכבר באמצעות צביעה חיסונית משולבת והכלאה באתרה

This protocol combines in situ hybridization with immunofluorescence to identify olfactory and vomeronasal receptor genes expressed in olfactory sensory neurons after activation by chemical stimuli in the mouse.

חקירה של נוירונים חושי ריח מופעלים של עכבר באמצעות צביעה חיסונית משולבת והכלאה באתרה

Animals rely on chemical communication to convey and perceive relevant environmental information, ranging from assessment of food quality to detection of ...

התמקדות בנוירונים סימפתטיים של עכברים: גישה לכריתת סימפתטומיה מותנית

Surgical Lumbar Sympathectomy in Mice

Peripheral nerve injuries are common, and full functional recovery after injury is achieved in only 10% of patients. The sympathetic nervous system plays many critical roles in maintaining bodily homeostasis, but it has rarely been studied in the context of peripheral nerve injury. The extent of postganglionic sympathetic neuronal functions in distal targets in the periphery is currently unclear. To better explore the role of sympathetic innervation of peripheral targets, a surgical &#34;knock-out&#34; model provides an alternative approach. Although this can be achieved chemically, chemical destruction of postganglionic sympathetic neurons can be nonspecific and dose-dependent. The use of a surgical lumbar sympathectomy in mice, once thought to be &#34;virtually not practicable&#34; in small animals, allows for specific targeting of postganglionic sympathetic neurons that innervate the hind limbs. This manuscript describes how to surgically remove the L2-L5 lumbar sympathetic ganglia from a mouse as a survival surgery, which reliably decreases the hind paw sweat response and the number of sympathetic axons in the sciatic nerve.

מחבר Spotlight: Exploring Plasticity of Sympathetic Neurons

This manuscript presents a protocol for surgically removing the postganglionic lumbar sympathetic neurons from a mouse. This procedure will facilitate a multitude of studies aimed at investigating the role of sympathetic innervation in distal tissue targets.

כריתת סימפתטומיה מותנית כירורגית בעכברים

Peripheral nerve injuries are common, and full functional recovery after injury is achieved in only 10% of patients. The sympathetic nervous system plays ...

שיטה לכוון ולבודד Airway-innervating עצב סנסורי של עכברים

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

הפיך, לא פולשני שיטת ההתנגדות מדידות דרכי הנשימה ואת נוזל שטיפה ברונכואלוואולרית דגימה של עכברים

Axotomy פנים עצב של עכברים: דגם לחקר תגובת Motoneuron לפגיעה

הדמיה ישירה של Murine הגבי שבלול Nucleus לoptogenetic גירוי של הנתיב השמיעתי

הקלטה מחוררת תיקון מהדק של עכבר עצב סנסורי חוש הריח בneuroepithelium שלמים: ניתוח פונקציונלי של נוירונים הבעת קולטן odorant מזוהה

מעמיק פיסיולוגי ניתוח של אוכלוסיות תאים מוגדרות ב אקוטי רקמות פרוסות של איברי עכבר vomeronasal

הכנת פרוסות קורד אלכסון שדרה עבור גחון רוט גירוי

חקירה של נוירונים חושי ריח מופעלים של עכבר באמצעות צביעה חיסונית משולבת והכלאה באתרה

חקירה של נוירונים חושי ריח מופעלים של עכבר באמצעות צביעה חיסונית משולבת והכלאה באתרה

כריתת סימפתטומיה מותנית כירורגית בעכברים

כריתת סימפתטומיה מותנית כירורגית בעכברים