We thank Sidney Walker for providing technical help. This work was supported in part by a grant from the National Institute of Health (1R01EY024712-01A1).

משפט ואתיקה: הנהלים הקשורים בנושאים בעלי חיים אושרו על ידי ועדת טיפול בבעלי חיים מוסדיים השתמש (IACUC) באוניברסיטת וירג&#39;יניה טק. זהירות: אמצעי זהירות קיצונית יש לנקוט בעת טיפול והשלכת מספר מרכיבים בשימוש בפרוטוקול זה. לפני השימוש, מקומיים הנחיות מוסדיות ושיטות בריאות ובטיחות חייבים יוקמו אחריו, במיוחד עבור tetroxide אוסמיום, אשר תנודתי רעילה במיוחד תצטט uranyl, שהוא גם מתכות כבדות ומקור הרדיואקטיביות, וחנק עופרת, שהוא רעל מתכות כבד. Thiocarbohydrazide (TCH) יכול לפרק לייצר גזים נפיצים ורעילים, אם טיפל באופן שגוי. מוסדות רבים יצטרכו מתקן הליבה EM שבו ריאגנטים אלה מנוצלים באופן שגרתי והוא יכול לספק סיוע. 1. הכנת רקמת המוח והדמיה SBFSEM <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים צעיר - עכבר שחור C57 (~ 2 בן 4 חודשים) (זן C57BL / 6-י) באמצעות 4 - 5% isoflurane בעקבות ההנחיות המוסדיות. אשר הרדמה על ידי ניטור אובדן טונוס שרירים, חוסר תנועות רצוניות ותגובות גירויים מרתיעים כמו קמצוץ זנב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הצמד את העכבר על מגש לנתיחה ולעשות חתך בעור לאורך קו אמצע גחון. ודא חתכים נוספים בעור לחשוף את החזה של העכבר. לחתוך את הסרעפת, ובזהירות לנתח את חלל בית החזה לאורך בפריפריה כדי לחשוף את הלב הפועם, ולאחר מכן לבצע חתך על העלייה הימנית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות צינורית פרפר, cannulate החדר השמאלי. Perfuse העכבר transcardially באמצעות 10 - 20 מ&quot;ל של חיץ מלוחים פוספט (PBS) pH 7.2, עד exsanguination אושר על ידי שינוי צבע של הכבד. הערה: שינוי הצבע של כבד משמש כמדריך כדי לקבוע את מידת exsanguination. ודאו שינויי צבע כבד מפני חום אדמדם חיוורים ורודים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Perfuse העכבר transcardially באמצעות 10 - 20 מ&quot;ל של 2% glutarאלדהיד ו -4% paraformaldehyde שנעשה חיץ 0.10 M cacodylate (7.2 pH), כדי לתקן את רקמת המוח במהירות מבפנים. קיבוע מנוטר על ידי התבוננות התקשות הזנב. הערה: הכן 0.10 M cacodylate חיץ (pH 7.2) על ידי המסת 2.14 גרם של cacodylate נתרן 80 מ&quot;ל מים, להוסיף חומצה הידרוכלורית כדי להתאים את ה- pH, ולהפוך את נפח 100 מ&quot;ל עם מים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעקבות זלוף, לערוף את העכבר, לנתח את המוח, ואחריו קיבעון חיץ 0.10 M נתרן cacodylate (7.2 pH) המכיל glutaraldehyde 2% ו -4% paraformaldehyde למשך 48 שעות ב 4 o C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר 48 שעות לעשות 400 חלקים העטרה מיקרומטר באמצעות vibratome ואז בזהירות לנתח את האזור של עניין במוח (למשל, בהיפוקמפוס) תחת המיקרוסקופ לנתיחה 42. בזהירות לחתוך את הרקמה ולצלם תמונה לשימורי אורינטציה. הערה: הודעת שיטות עיבוד של מכתים רקמות SBFSEM משלבת מגוון של שיטות מכתימות מתכות כבדותכדי לשפר את הרזולוציה ומבוססים על השיטה שפותחה בעבר על ידי Deerinck ואח 40. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שטוף את הרקמות קבועות glutaraldehyde 3 פעמים, 5 דקות כל אחד 0.1 M cacodylate חיץ (pH 7.2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כן פתרון חומצה טאני 0.1% על ידי המסת חומצת טאני ב 0.1 M נתרן cacodylate חיץ (pH 7.2). מערבולת עד שהיא נמסה ולסנן דרך 0.45 מיקרומטר מסנן, במידת הצורך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Postfix הרקמות עם cacodylate שנאגרו 0.1% חומצה טאני ידי דוגרים מגיב 1 מ&quot;ל עבור 30 - 60 דקות ב RT. הערה: זמן הדגירה תלוי בגודל רקמות, אבל 30 דקות עובדות הכי טובות ברוב הרקמות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף רקמות 3 פעמים, 5 דקות כל אחד ב חיץ cacodylate (pH 7.2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ממיסים פרוציאני אשלגן 0.3 גרם 0.86 גרם נתרן cacodylate ב 10 מ&quot;ל מזוקקים H 2 O (DH 2 O). שמור את הפתרון פרוציאני אשלגן על הקרח. רק לפני השימוש, מוסיפים 10 מ&quot;ל של 4% tetroxide אוסמיום (OSO 4). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כתם הרקמות עם 2% osפתרון mium-פרוציאני במשך 90 דקות, על הקרח. לשטוף 3 פעמים, 5 דקות כל אחד ב DH 2 O. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן 1% thiocarbohydrazide פתרון (TCH) על ידי המסת 0.1 גרם TCH ב 10 מ&quot;ל DH 2 O. ממיסים ב 60 ° C על ידי מתערבל כל 10 דקות עד להמסה מלאה. שימו לב להוראות הבטיחות בזמן הטיפול TCH, במיוחד לטפל כדי למנוע שימוש של מתכות, חימום לטמפרטורה גבוהה, או פתרון המאפשר להתייבש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פנק את הדגימות עם 1 מוכן טרי% TCH במשך 20 דקות ב RT. לשטוף 3 פעמים, 5 דקות כל אחד ב DH 2 O. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדלל 4% OSO 4 ל -2% עם DH 2 O, רקמות הכתם עם tetroxide אוסמיום מימית 2% על ידי דוגרים במשך שעה 1. לשטוף רקמות 3 פעמים, 5 דקות כל אחד עם DH 2 O. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה דגימות O / N ב אצטט uranyl 1% ב DH 2 O על 4 מעלות צלזיוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כן פתרון aspartate יתרון וולטון (כפי שתואר על ידי Deerinck ואח 40). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ממיסים 0.998 גרם L-Aspartate ב 250 מ&quot;ל DH 2 Oולאחר מכן להוסיף 10 N אשלגן הידרוקסידי (KOH) באופן dropwise עד pH מגיע 5.5. לאחר תקנון pH, להוסיף 0.066 גרם של חנקת הובלה 10 מיליליטר אספרטית מניות חומצה וחומה עד 60 מעלות צלזיוס במשך 30 דקות. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף רקמות ב DH 2 O ו דגירה עם כתם aspartate יתרון וולטון למשך 30 דקות בתנור C 60 °. לשטוף 3 פעמים, 5 דקות כל אחד ב DH 2 O. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מייבשי דגימות באמצעות סדרה של אלכוהול עבורן באמצעות פתרונות צוננים של 20%, 50%, 75%, 85% אתנול 95% במשך 5 דקות כל אחד, ואחריו 100% אתנול 3 פעמים, 10 דקות כל אחד. הערה: השתמש 100% אתנול מבקבוק טרי נפתח, כמו אתנול נפתחה סופג מים מהאוויר ולגרום הטבעה להיכשל. incubations יותר יהיה צורך עם דגימות רקמה גדולות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף דגימות 2 פעמים, 15 דקות כל אחד ב פרופילן אוקסיד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך שרף הטבעה פלסטיק באמצעות שרף 25 מ&quot;ל, 10.5 מ&quot;ל DDSA (dodecenyl אנהידריד succinic), 15.5 מ&quot;ל NMA (אנהידריד מתיל nadic) ו 1 מ&quot;לDMP-30 (פנול 2,4,6-טריס dimethylaminomethyl). מערבב את השרף על ידי רועד. ספין ולאפשר שרף לעמוד עד נחישות בועות. הערה: זהו מתכון קושי בינוני סטנדרטי. סוגים אחרים של מיקרוסקופיה אלקטרונית (EM) שרף פלסטיק ניתן להשתמש, אך יש לבדוק עם מדגם שליטה שאינם חיוניים מראש שלא כל שרפים לעבוד SBFSEM. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה הרקמות O / N ב 50: לערבב 50 של תחמוצת שרף פרופילן הטבעה, בבקבוקון כי הוא הכתיר בהתחלה, אז לא אטום אחרי 2 hr כך פרופילן אוקסיד מתאדה על פני תקופת 8 על - 10 שעות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעביר את הרקמות שרפו הטבעה טריה 100% צלוחיות נקיות עבור שעה 2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגימות שבץ שרף הטבעה טריה, בתוך תבניות שטוחות המכילות מודפסות מדבקות נייר, ולרפא אותם בתנור על 60 מעלות צלזיוס למשך 48 שעות. אחרי בערך שעה 1, בודק את מיקום רקמות ויישור שוב, ולהתאים במידת הצורך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חתוך דגימות לאזור של עניין הר על פיני אלומיניום באמצעות גליןדבק מגע cyanoacrylate גרם או שרף אפוקסי מוליך, אז מעיל עם מי כסף להדביק סביב הצדדים של הבלוק כדי לספק נתיב מוליך לפין אלומיניום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבחון דגימות רקמות באמצעות מערכת מיקרוסקופ אלקטרונים סורק מצויד הבמה ultramicrotome ב-קאמרית גלאי אלקטרונים backscattered נמוך kV 32. הערה: קבל instrument- והאתר אימון במיקרוסקופ אלקטרונים סורק (SEM) להשתמש ולהיות משתמש מורשה. לחלופין, בשיתוף עם מתקן חוקר או ליבה עבור פרויקטים קטנים עשוי להיות אפשרי. אימון קרינה ייתכן גם שיהיה צורך כמו SEMs ליצור צילומי רנטגן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לדמות את הדגימות, השתמש את ההגדרות הבאות: 2.25 ק ו, ב 5 - 10 ננומטר / פיקסל ברזולוציה, עם גדלים בשדה בין 80 - 250 מיקרומטר x, y (תחום אחר גדלים אפשריים), ועובי פרוס של 50 - 100 ננומטר, עם סך של 250 - 600 פרוסות בתוך 16 - פרק זמן של 20 שעות. הערה: הגדרות שונות מהותית בין מיקרוסקופים שונים, אינדידגימות vidual, ואת הרזולוציה הרצויה. הגדרות אלה צריכות להפיק תמונות כי הם לפירוש בקלות עבור דגימות רבות. </li></ol> 2. ניתוח מערך נתוני ההדמיה הערה: תוכנת J התמונה / פיג&#39;י משמשת כדי לנתח את הנתונים והוא מסתמך על תוסף TrakEM2. צעדי עיבוד מקדימים עשויים להתבצע באמצעות מגוון רחב של תוכנות, ועלולים להיות נרחב או קטין בהתאם לרמת ניסיון ואת הערימות שהושגו. התמורות העיקריות באמצעות תוכנת קוד פתוח (ImageJ Ver 1.50b, פיג&#39;י להוריד 1 Oct 2015) מתוארים כאן. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המרת תמונות בפורמט TIFF 8 קצת מתמונות 16 סיבי הקניינית המקוריות על ידי פתיחת התוכנה ובחירת פריטי תפריט → תמונת סוג → 8 סיבי. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם ההמרה ניגודיות / בהירות אוטומטית במהלך שלב זה אינו אידיאלי עבור תמונות, לפתוח מחדש את תמונות 16-bit, ו תמונה העיתונות → התאם → בהירות / ניגודיות. בחר טווח שמתאים את כל התמונות, ולחץ על החל. ואז לבצע גonversion. הערה: בחלק SEMs, צעד זה עשוי לדרוש תוכנה יצרנית מיקרוסקופ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במידת הצורך, בשל תנועת תמונות פסולה בין פרוסות (למשל. להיסחף בשל טעינה), לרשום / ליישר את ערימות תמונה (פריטי תפריט Plugins → רישום → לינארית StackAlignmentWithSIFT). ברוב תוכנות רישום, להגדיר עבור &quot;תרגום בלבד&quot; מצב ולא &quot;גוף נוקשה&quot;. הערה: גישות רבות ותוכנה תפעלנה: עבודות תוספת הרישום לנפות עבור יישומים רבים ויש גרסת מחסנית וירטואלית. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במידת הצורך, להגדיל את גודל הבד לפני רישום (תמונה → התאם → CanvasSize) או להפחית אותו תחום עניין (תמונה → Crop). הערה: החלק להיסחף או מפשק אותן למעלה ולמטה עלול להתרחש, ומנסה תוספים אחרים או תוכנה עשוי להניב תוצאות טובות יותר. אפשרויות ידניות זמינות גם (למשל. ImageJ / פיג&#39;י, ManualLandmarkSelection → רישום Plugins →). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם דסירed, תמונות גוניות כקטן, יותר לניהול גודל (למשל. 25%) באמצעות ImageJ (Scale → תמונה). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את התוכנה, → בחר קובץ רצף יבוא → תמונה ולאחר מכן בחר את קבצי TIFF. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את התוסף ידי בחירת קובץ → TrakEM2 החדש → (בלנק). שתי חלון תפתחנה; אחת מנהלת הפרויקט area_lists והשני מנהלת מעקב, והוא מכונה בשם &quot;בד &#39;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טען את ערימת התמונה לתוך התוסף על ידי ביצוע לחיצה ימנית על יבוא הבד. בחר יבוא ולחץ על ערימת יבוא. בתוך האפשרויות המוקפצות, סמן את התיבה עבור ערימות וירטואליות. הערה: למרות ערימות התמונה כבר נפתחות בתוכנה, הם חייבים גם להיות נפתחו התוסף. המחשב עלול לפעול בצורה חלקה יותר אם תיבת הערימות הווירטואליות מסומנת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר mipmaps נוצר הערימה נטענת, קליק ימני על שם הפרויקט מתחת לחלון התוסף. קליק ימני על &quot;פרויקט חדש&quot; ב col התבניתטור ה, ובחר &#39;להוסיף ילד חדש &quot;עבור פרויקט זה. קליק ימני שוב כדי לבחור &#39;area_list&#39;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את קנה המידה Z-ציר הפרויקט להסכים עם ההגדרות מיקרוסקופ אלקטרונים המקורי על ידי לחיצה ימנית על הבד, ולאחר מכן לחץ על תצוגה ובחר כיול. כמו כן, להגדיר את Z-המידה על ידי בחירת כל השכבות בחלון התוסף, לחץ על זכות לבחור המידה Z ועובי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ וגרור את &#39;הפרויקט&#39; וכל הילדים &#39;לתוך פרויקט האובייקטים בסעיף כדי ליצור את &quot;רשימות האזור&#39; תחת לשונית &#39;Z השטח&#39; בחלון הבד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר את &#39;רשימת האזור&#39; ועל שמאל לחץ כדי לבחור ולהגדיר צבע. עכשיו, להשתמש בכלי המכחול להתחקות אובייקטים כגון המיטוכונדריה, בתמונות מיקרוסקופ אלקטרונים. &#39;Shift + הלחיצה&#39; השתמשתי למלא במעגל סגור, &quot;Ctrl + לגלול &#39;כדי להתקרב ולהתרחק, ו&#39; Alt + לחיצה &#39;לפנות סמן מברשת צבע לתוך מחק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר בשני תחומים של ~ 10 - 15 מיקרומטרעל ידי 10 - 15 מיקרומטר בפינה השמאלית העליונה לפינה הימנית התחתונה של התמונה ולזהות כל המיטוכונדריה בתוך אזורים אלה כדי לאפשר דגימה של המיטוכונדריה משוחדת בכל בסיס הנתונים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> על &#39;בד&#39;, להתבונן להתחקות המיטוכונדריה לאורך חלקים. הערה: המיטוכונדריה הוא די כהים / אברונים המופיעים צפופים, בסדר גודל דומה בקוטר גלילי רופף. Cristae הייחודית שהוקמה על ידי הקרום הפנימי וניתן להבחין בקלות בתוך אברון זה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר סיימו עם התחקות, לחץ לחיצה ימנית על area_list תחת לשונית Z השטח, בחר באפשרות &#39;צג ב -3 D &quot;. זה יריץ את תוסף צופה 3D כדי לצפות שחזור 3D של התמונה לייחס. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לבצע מדידות נפח המיטוכונדריה, אובייקט נבחר הצופה 3D, לחץ על הכרטיסייה &#39;הערוך&#39; ובחר &#39;מאפיינים חפצים. אומדן נפח המיטוכונדריה מופיע יחד עם כמה מדידות אחרות. </li></ol></li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests. Emily K Benson is a paid employee of Renovo Neural Inc., and Grahame J Kidd serves as Scientific Director for 3DEM at Renovo Neural Inc., which is a commercial provider of serial block-face SEM services and analysis.

המורכבות של מערכת העצבים מהוות אתגר משמעותי בשחזור כרך גדולה של רקמה וניתוח המורפולוגיה וההפצה של אברונים כגון המיטוכונדריה עם רזולוציה נאותה. מספר תאים כולל נוירונים, oligodendrocytes ו האסטרוציטים עם תהליכים רבים המורחבת בשלושה ממדים אינטראקציה בתוך רקמת המוח 43. מ?...

המיטוכונדריה הם אברונים דינמיים אשר משנים את צורתם ומיקומם תלוי רמזים הסלולר וצרכימים, באינטראקציה הדוקה עם שלד תא תא, ובתגובה לאירועים סלולריים כמו זרמי סידן בנוירונים 1. המיטוכונדריה גם אינטראקציה עם אברונים תאיים אחרים למשל reticulum endoplasmic, אשר בתורו מסדיר הדינמיקה שלהם המטבוליזם 2. מורפולוגיה מיטוכונדריאלי מראה ההטרוגניות של סוגי תאים שונים כלומר. את הצורה של אברון משתנית צינורי לזה מורכב יריעות, צקי אליפסות 3. הוכח כי חלבוני מחזור היתוך וביקוע המיטוכונדרי יכולים לווסת את המיקום, גודל, צורה והפצה של המיטוכונדריה 4. יתר על כן, שינויים בצורת המיטוכונדריה המשויכים ניווניות של מערכת עצבים, פלסטיות עצבית, ניוון שרירים, איתות סידן, דור מיני חמצן תגובתי כמו גם תוחלת חיים ומות תא להפליל that תא ספציפי מורפולוגיה המיטוכונדריה היא קריטית לשמירה על תפקוד סלולארי רגיל 5-11. פונקצית bioenergetic גדולה של המיטוכונדריה היא ליצור אדנוזין אדנוזין (ATP) על ידי ביצוע סדרה של תגובות מטבוליות שכוללות פירוט מלא של חומרי הזנה (גלוקוז כלומר, חומצות-שומן או אמינו חומצות) דרך מחזור TCA ו OXPHOS מסלולי 12. המוח האנושי מהווה רק 2% ממשקל הגוף אולם היא צורכת ~ 20% מהאנרגיה הכוללת המיוצר מה שהופך אותו באנרגיה מאוד תובעני איבר 13. לכן זה לא מפתיע כי תפקוד המיטוכונדריה בבני האדם מוביל למספר רב של ביטויי נוירולוגיות 14-17. מוטציות גנטיות רכיבי OXPHOS הפוגעות מובילים דור ATP להפרעות המיטוכונדריה 17,18, אשר הן קבוצה הטרוגנית קליני של הפרעות עם שכיחות של ~ 1: 5,000 אנשים, ואחד הגורם השכיח ביותר של מ &#39;פרעות etabolic אצל ילדים ומבוגרים. גירעון של ATP נגזרות המיטוכונדריה משפיע על מערכות איברים מרובות עם איברים בדרישת אנרגיה גבוהה כגון מוח, לב ושרירי שלד להיות מושפעים בעיקר בחולים אלו 14,17,18. בשנים האחרונות, מחקרים רבים סיפקו ראיות תפקוד המיטוכונדריה הן הפרעות התפתחותיות ו ניווניות 15-17,19,20. מאז המיטוכונדריה חיוני קריטיים להתפתחות המוח ותפקודו, קיים הכרח לפתח פרוטוקולים שיכולים לנתח שינויים במורפולוגיה המיטוכונדריה מוח, מבנה, גודל, מספר והפצה תחת שני המדינות בריאות וחולות. מודלים עכבר עם חלבון פלואורסצנטי ירוק mitochondrially במיקוד (GFP) הופקו לדמיין תנועות המיטוכונדריה ולוקליזציה במוח 21,22. אמנם זה הוא כלי שימושי מאוד לבחון תנועתיות המיטוכונדריה והפצה כללית, ישנם כמה חסרונות אשר includדואר רזולוציה מוגבלת ורגישות של מיקרוסקופ פלואורסצנטי. תכונות אלה מקשות לעקוב אחר המיטוכונדריה בגודל קטן יחסית. באופן דומה, מיקרוסקופי אלקטרוני הילוכי סדר נוצל בהצלחה כדי להציג המיטוכונדריה הסינפטי 23, אך שיטה זו היא זמן רב מאוד. מורפולוגיה מיטוכונדריאלי ידועה להיות מאוד דינמי כפי שהם עוברים מחזורי ביקוע ואיחוי רציפים, וברוב התאים המיטוכונדריה לשמור על רשת מחוברת ביותר 24-26. נוירונים ביותר מקוטבים תאים דנדריטים עם מרובי אקסונים מורחבים, ואת המיטוכונדריה יוצר רשת רשתי המחובר בגוף התא ייתכן שיהיה צורך להפריד כפי שהם עושים את דרכם דרך neurites אלה (איור 1). זה עושה המיטוכונדריה המוח מאוד מגוונת בגודל ובצורה. לדוגמה, באמצעות מיקרוסקופ אלקטרונים סורק לחסום פנים סדרתי (SBFSEM) טכניקה, צפינו בעבר כי ההבדל בהיקף או גודל mitochondr extrasynapticIA למיטוכונדריה נוכחים במסופים העצבים יכול להיות הרבה כמו שש עשר לקפל 27. קיימות מספר גישות לביצוע נפח מנתח 28, הכולל TEM סעיף סדר 29, קלטת אוטומטית איסוף ultramicrotome 30 SEM, ממוקד אלומת יוני SEM 31, ו SBFSEM 32. ניתוח SBFSEM יש יתרונות בכך שהיא כוללת את הרזולוציה כדי לספק נתונים כמותיים על הצורה, גודל מורפולוגיים, הפצת מספר אברונים כגון המיטוכונדריה באזורים עד 1 מ&quot;מ של המוח. המבצע הטכני הוא גם הכי פחות תובעני, עם רכישת נתונים וניתוח במסגרת היכולות של מעבדות ביולוגיות רבות שאין להן ניסיון EM קודם. הופעתו של מכשירים מסחריים להפקת תמונות בסעיף דמוי סדרתי עשתה ניתוח ultrastructural 3D של רקמות טכניקה שיגרתית, אשר נוסף מאפשרת ניתוח volumetric משוחד בצורה מהירה דיר 28 </sup&gt;. SBFSEM תואר לראשונה והשתמש בתחום הנוירוביולוגיה בשנת 2004 32, על בסיס רעיון הוצג על ידי לייטון בשנת 1981 33. מחקרים רבים מאז הקים טכניקה זו ככלי מרכזי בניתוח שחזור של מעגלים עצביים 34. יתר על כן, עבור פרויקטים בקנה מידה הרבה יותר קטן, הוא מספק ניתוח שחזור לזהות אברונים הסלולר 27,35-39. מאז, התמונות רכשו נגזרות אלקטרוני פיזור בחזרה מתח נמוך, פרוטוקולים מכתימים חדשים המשלבים טכניקות מכתימות מתכות כבדות ידועות שונות פותחו כדי להגדיל את הרזולוציה 40. במאמר זה, אנו מספקים פרוטוקול עבור ניצול הדמיה במיקרוסקופ אלקטרונים 3D וניתוח נפח של המיטוכונדריה במוח מבוסס על שיטות שבעבר שימשו על ידינו ואחרים 38,39,41. השיטות שלאחר עיבוד רקמות משמש תוארו בעבר על ידי Deerinck ואח40.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>C57BL/6J mice</td>
			<td>Jackson laboratory&#160;</td>
			<td>664</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>VETone, tradename Fluriso</td>
			<td>501017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissection tray</td>
			<td>Fisher scientific&#160;</td>
			<td>S65105&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissection scissors</td>
			<td>Ted Pella Inc.</td>
			<td>1316</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Butterfly canula</td>
			<td>Exel International</td>
			<td>26704</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate buffer saline</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P4417-100TAB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter (0.45 micron)</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>NC0813356</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissection microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SZ61</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vibratome sectioning system</td>
			<td>Ted Pella Inc.</td>
			<td>Vibratome 3000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Cacodylate</td>
			<td>EMS</td>
			<td>12300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tannic Acid</td>
			<td>EMS</td>
			<td>21700</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Ferrocyanide</td>
			<td>J.T. Baker</td>
			<td>14459-95-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Osmium Tetroxide 4% Solution</td>
			<td>EMS</td>
			<td>19150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thiocarbohydrazide</td>
			<td>EMS</td>
			<td>21900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Aspartic Acid</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A93100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Hydroxide</td>
			<td>Acros Organics</td>
			<td>43731000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lead Nitrate</td>
			<td>EMS</td>
			<td>17900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EMbed-812 EMBEDDING KIT</td>
			<td>EMS</td>
			<td>14120</td>
			<td>Contains Embed 812&#160; resin, DDSA, NMA, and DMP-30.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glutaraldehyde 25% EM Grade</td>
			<td>Polysciences Inc.</td>
			<td>1909</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde</td>
			<td>EMS</td>
			<td>19202</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Uranyl Acetate</td>
			<td>EMS</td>
			<td>22400</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>EMS</td>
			<td>15055</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propylene Oxide</td>
			<td>EMS</td>
			<td>20400</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Embedding Mold</td>
			<td>EMS</td>
			<td>70907</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aluminum specimen pin</td>
			<td>EMS</td>
			<td>70446</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Colloidal Silver Liquid</td>
			<td>EMS</td>
			<td>12630</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Razor</td>
			<td>EMS</td>
			<td>72000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Super Glue (Loctite Gel Control)</td>
			<td>Loctite</td>
			<td>234790</td>
			<td>Hardware/craft stores carry this item</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Conductive epoxy</td>
			<td>Ted Pella Inc.</td>
			<td>16043</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scanning electron microscope</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>Sigma VP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>In chamber ultramicrotome for SEM</td>
			<td>Gatan Inc.</td>
			<td>3View2</td>
			<td>Can be designed for other SEMs</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trimming microscope for pin preparation</td>
			<td>Gatan Inc.</td>
			<td colspan="2">supplied as part of 3View system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low kV backscattered electron detector</td>
			<td>Gatan Inc.</td>
			<td>3V-BSED</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ/ Fiji processing package&#160;</td>
			<td colspan="2">ImageJ ver 1.50b, FIJI download Oct 1, 2015</td>
			<td><a href="http://zoi.utia.cas.cz/files/imagej_api.pdf">http://zoi.utia.cas.cz/files/imagej_api.pdf</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>http://rsb.info.nih.gov/ij/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td><a href="http://www.icmr.ucsb.edu/programs/3DWorkshop/Uchic-2015_FIJI_Tutorial.pdf">http://www.icmr.ucsb.edu/programs/3DWorkshop/Uchic-2015_FIJI_Tutorial.pdf</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td><a href="http://fiji.sc/TrakEM2">http://fiji.sc/TrakEM2</a></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

analysis of brain mitochondria using serial block-face scanning electron microscopy

המוח האנושי הוא איבר זוללי אנרגיה אנרגיה שמסתמכת בעיקר על גלוקוז כמקור דלק. גלוקוז catabolized ידי המיטוכונדריה במוח באמצעות הגליקוליזה, חומצה תלת-קרבוקסיליות (TCA) זירחון מחזור חמצוני (OXPHOS) מסלולים לייצר את האנרגיה בתאים בצורת אדנוזין אדנוזין (ATP). ירידת ערך של ייצור ATP במיטוכונדריה גורמת להפרעות המיטוכונדריה, המציגי קליני עם תסמינים נוירולוגיים myopathic בולטים. פגמים מיטוכונדריאלי נוכחים גם הפרעות התפתחותיות (הפרעת ספקטרום האוטיזם למשל) והפרעות ניווניות (למשל amyotrophic טרשת לרוחב, אלצהיימר ופרקינסון). לפיכך, יש התעניינות מוגברת בתחום לביצוע ניתוח 3D של מורפולוגיה המיטוכונדריה, מבנה והפצה הן לפי מדינות בריאות מחלה. מוח המורפולוגיה המיטוכונדריה היא מגוונת מאוד, עם כמה המיטוכונדריה במיוחד אלההאזור הסינפטי להיות בטווח של קוטר &lt;200 ננומטר, שהוא מתחת לגבול הרזולוציה של מיקרוסקופ אור המסורתית. הבעת חלבון פלואורסצנטי ירוק mitochondrially במיקוד (GFP) במוח מגביר באופן ניכר את זיהוי organellar ידי מיקרוסקופיה confocal. עם זאת, זה לא להתגבר על אילוצים על הרגישות של זיהוי של המיטוכונדריה בגודל קטן יחסית ללא oversaturating התמונות של המיטוכונדריה גדול בגודל. בעוד במיקרוסקופ אלקטרונים הילוכים סדרתי שימש בהצלחה לאפיין המיטוכונדריה ב הסינפסה העצבית, טכניקה זו היא מאוד זמן רב במיוחד כאשר משווים דגימות מרובות. מיקרוסקופיה אלקטרונים סורקים סדרה לחסום פנים (SBFSEM) הטכניקה כוללת בתהליך אוטומטי של חתך, בלוקי הדמיה של רכישת רקמות ונתונים. כאן, אנו מספקים פרוטוקול לבצע SBFSEM של אזור מוגדר מהמוח מכרסם לשחזר במהירות ולדמיין מורפולוגיה המיטוכונדריה. טק זהnique יכול לשמש גם כדי לספק מידע מדויק על מספר המיטוכונדריה, נפח, גודל והפצה באזור המוח מוגדר. מאז רזולוציית התמונה המתקבלת היא גבוהה (בדרך כלל פחות מ -10 ננומטר) פגמים מורפולוגיים ברוטו המיטוכונדריה יכול גם להתגלות.

אנו מדגימים כי מורפולוגיה המיטוכונדריה המוח והגודל הוא הטרוגני-תאים תת עצביים שונים. מיקרוסקופיה Confocal על תרביות נוירונים בצפיפות נמוכה transduced בהבעת lentivirus חלבון פלואורסצנטי ירוק mitochondrially במיקוד הראה כי המיטוכונדריה המתגוררים soma העצבית ליצור רשת רש...

Watch this Scientific Journal Video about Analysis of Brain Mitochondria Using Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy at JoVE.com

Analysis of Brain Mitochondria Using Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy

ניתוח של המוח המיטוכונדריה באמצעות מיקרוסקופ סידורי בלוק פן אלקטרונים סורק

Mitochondrial visualization and analysis from mammalian brain tissue is a challenging task. Here, we describe how three dimensional (3D) reconstruction analysis from the serial block-face scanning electron microscopy (SBFSEM) can be used to gain insights on the morphological and volumetric analysis of this critical energy generating organelle.

Human brain is a high energy consuming organ that mainly relies on glucose as a fuel source. Glucose is catabolized by brain mitochondria via glycolysis, ...

analysis-brain-mitochondria-using-serial-block-face-scanning-electron

Research

JoVE Journal

Neuroscience

14.0K Views.  Virginia Tech Carilion Research Institute. Mitochondrial visualization and analysis from mammalian brain tissue is a challenging task. Here, we describe how three dimensional (3D) reconstruction analysis from the serial block-face scanning electron microscopy (SBFSEM) can be used to gain insights on the morphological and volumetric analysis of this critical energy generating organelle. 

Video: Analysis of Brain Mitochondria Using Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy

Focussed Ion Beam Milling and Scanning Electron Microscopy of Brain Tissue

This protocol describes how biological samples, like brain tissue, can be imaged in three dimensions using the focussed ion beam/scanning electron microscope (FIB/SEM). The samples are fixed with aldehydes, heavy metal stained using osmium tetroxide and uranyl acetate. They are then dehydrated with alcohol and infiltrated with resin, which is then hardened. Using a light microscope and ultramicrotome with glass knives, a small block containing the region interest close to the surface is made. The block is then placed inside the FIB/SEM, and the ion beam used to roughly mill a vertical face along one side of the block, close to this region. Using backscattered electrons to image the underlying structures, a smaller face is then milled with a finer ion beam and the surface scrutinised more closely to determine the exact area of the face to be imaged and milled. The parameters of the microscope are then set so that the face is repeatedly milled and imaged so that serial images are collected through a volume of the block. The image stack will typically contain isotropic voxels with dimenions as small a 4 nm in each direction. This image quality in any imaging plane enables the user to analyse cell ultrastructure at any viewing angle within the image stack.

This protocol describes how resin embedded brain tissue can be prepared and imaged in the three dimensions in the focussed ion beam, scanning electron microscope.

אלומת יונים ממוקדת כרסום מיקרוסקופיית אלקטרונים של רקמת המוח

This protocol describes how biological samples, like brain tissue, can be imaged in three dimensions using the focussed ion beam/scanning electron ...

Functional Neuroimaging Using Ultrasonic Blood-brain Barrier Disruption and Manganese-enhanced MRI

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains technically challenging. One approach, Activation-Induced Manganese-enhanced MRI (AIM MRI), has been used successfully to map neuronal activity in rodents 1-5. In AIM MRI, Mn2+ acts a calcium analog and accumulates in depolarized neurons 6,7. Because Mn2+ shortens the T1 tissue property, regions of elevated neuronal activity will enhance in MRI. Furthermore, Mn2+ clears slowly from the activated regions; therefore, stimulation can be performed outside the magnet prior to imaging, enabling greater experimental flexibility. However, because Mn2+ does not readily cross the blood-brain barrier (BBB), the need to open the BBB has limited the use of AIM MRI, especially in mice.
One tool for opening the BBB is ultrasound. Though potentially damaging, if ultrasound is administered in combination with gas-filled microbubbles (i.e., ultrasound contrast agents), the acoustic pressure required for BBB opening is considerably lower. This combination of ultrasound and microbubbles can be used to reliably open the BBB without causing tissue damage 8-11.
Here, a method is presented for performing AIM MRI by using microbubbles and ultrasound to open the BBB. After an intravenous injection of perflutren microbubbles, an unfocused pulsed ultrasound beam is applied to the shaved mouse head for 3 minutes. For simplicity, we refer to this technique of BBB Opening with Microbubbles and UltraSound as BOMUS 12. Using BOMUS to open the BBB throughout both cerebral hemispheres, manganese is administered to the whole mouse brain. After experimental stimulation of the lightly sedated mice, AIM MRI is used to map the neuronal response.
To demonstrate this approach, herein BOMUS and AIM MRI are used to map unilateral mechanical stimulation of the vibrissae in lightly sedated mice 13. Because BOMUS can open the BBB throughout both hemispheres, the unstimulated side of the brain is used to control for nonspecific background stimulation. The resultant 3D activation map agrees well with published representations of the vibrissae regions of the barrel field cortex 14. The ultrasonic opening of the BBB is fast, noninvasive, and reversible; and thus this approach is suitable for high-throughput and/or longitudinal studies in awake mice.

A technique is described for broadly opening the blood-brain barrier in the mouse using microbubbles and ultrasound. Using this technique, manganese can be administered to the mouse brain. Because manganese is an MRI contrast agent that accumulates in depolarized neurons, this approach enables imaging of neuronal activity.

הדמייה תפקודית באמצעות שיבוש Ultrasonic הדם למוח הגדר מנגן משופרת MRI

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains ...

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow for an in-depth characterization to identify pathways involved in these events. Cerebellar granule neurons (CGNs) that are derived from the developing cerebellum are an ideal model system that allows for morphological analyses. Here, we describe a method of how to genetically manipulate CGNs and how to study axono- and dendritogenesis of individual neurons. With this method the effects of RNA interference, overexpression or small molecules can be compared to control neurons. In addition, the rodent cerebellar cortex is an easily accessible in vivo system owing to its predominant postnatal development. We also present an in vivo electroporation technique to genetically manipulate the developing cerebella and describe subsequent cerebellar analyses to assess neuronal morphology and migration.

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

Neuronal morphogenesis and migration are crucial events underlying proper brain development. Here, we describe methods to genetically manipulate cultured cerebellar granule neurons and the developing cerebellum for the assessment of morphology and migratory characteristics of neurons.

מניפולציה גנטית של Cerebellar גרגיר נוירונים<em&gt; במבחנה</em&gt; ו<em&gt; בVivo</em&gt; ללמוד עצבי מורפולוגיה וגירה

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow ...

The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of the olfactory epithelium continuously give rise to new sensory neurons that extend their axons into the olfactory bulb, where they face the challenge to integrate into existing circuitry. Because of this particular feature, the olfactory system represents a unique opportunity to monitor axonal wiring and guidance, and to investigate synapse formation. Here we describe a procedure for in vivo labeling of sensory neurons and subsequent visualization of axons in the olfactory system of larvae of the amphibian Xenopus laevis. To stain sensory neurons in the olfactory organ we adopt the electroporation technique. In vivo electroporation is an established technique for delivering fluorophore-coupled dextrans or other macromolecules into living cells. Stained sensory neurons and their axonal processes can then be monitored in the living animal either using confocal laser-scanning or multiphoton microscopy. By reducing the number of labeled cells to few or single cells per animal, single axons can be tracked into the olfactory bulb and their morphological changes can be monitored over weeks by conducting series of in vivo time lapse imaging experiments. While the described protocol exemplifies the labeling and monitoring of olfactory sensory neurons, it can also be adopted to other cell types within the olfactory and other systems.

The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

We describe a protocol for in vivo labeling of olfactory sensory neurons by electroporation and subsequent confocal laser-scanning or multiphoton microscopy to visualize neuronal morphology and its development over time.

מערכת חוש הריח כמודל לחקר דפוסי axonal צמיחה ומורפולוגיה<em&gt; In vivo</em

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of ...

Peering at Brain Polysomes with Atomic Force Microscopy

The translational machinery, i.e., the polysome or polyribosome, is one of the biggest and most complex cytoplasmic machineries in cells. Polysomes, formed by ribosomes, mRNAs, several proteins and non-coding RNAs, represent integrated platforms where translational controls take place. However, while the ribosome has been widely studied, the organization of polysomes is still lacking comprehensive understanding. Thus much effort is required in order to elucidate polysome organization and any novel mechanism of translational control that may be embedded. Atomic force microscopy (AFM) is a type of scanning probe microscopy that allows the acquisition of 3D images at nanoscale resolution. Compared to electron microscopy (EM) techniques, one of the main advantages of AFM is that it can acquire thousands of images both in air and in solution, enabling the sample to be maintained under near physiological conditions without any need for staining and fixing procedures. Here, a detailed protocol for the accurate purification of polysomes from mouse brain and their deposition on mica substrates is described. This protocol enables polysome imaging in air and liquid with AFM and their reconstruction as three-dimensional objects. Complementary to cryo-electron microscopy (cryo-EM), the proposed method can be conveniently used for systematically analyzing polysomes and studying their organization.

While ribosome structure has been extensively characterized, the organization of polysomes is still understudied. To overcome this lack of knowledge, we present here a detailed preparation protocol for accurate imaging of mammalian polysomes by atomic force microscopy (AFM) in air and liquid.

מציץ המוח Polysomes עם מיקרוסקופית כוח אטומי

The translational machinery, i.e., the polysome or polyribosome, is one of the biggest and most complex cytoplasmic machineries in cells. Polysomes, ...

Preparation of Non-human Primate Brain Tissue for Pre-embedding Immunohistochemistry and Electron Microscopy

Despite all the technological advances at the light microscopy&#160;level, electron microscopy remains the only tool in neuroscience to examine and characterize ultrastructural and morphological details of neurons, such as synaptic contacts. Good preservation of brain tissue for electron microscopy can be obtained by rigorous cryo-fixation methods, but these techniques are rather costly and limit the use of immunolabeling, which is crucial to understand the connectivity of identified neuronal systems. Freeze-substitution methods have been developed to allow the combination of cryo-fixation with immunolabeling. However, the reproducibility of these methodological approaches usually relies on costly freezing devices. Moreover, achieving reliable results with this technique is very time-consuming and skill-challenging. Hence, the traditional chemically fixed brain, particularly with acrolein fixative, remains a time-efficient and low-cost method to combine electron microscopy with immunohistochemistry. Here, we provide a reliable experimental protocol using chemical acrolein fixation that leads to the preservation of primate brain tissue and is compatible with pre-embedding immunohistochemistry and transmission electron microscopic examination.

Here, we provide an easy, low-cost, and time-efficient protocol to chemically fix primate brain tissue with acrolein fixative, allowing for long-term preservation that is compatible with pre-embedding immunohistochemistry for transmission electron microscopy.

הכנה של רקמת מוח הפרימאטים לא-אנושית עבור טרום הטבעת אימונוהיסטוכימיה ו מיקרוסקופי אלקטרונים

Despite all the technological advances at the light microscopy&#160;level, electron microscopy remains the only tool in neuroscience to examine and ...

Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent development of thin, flexible ECoG electrodes has enabled conduction of stable recordings of large-scale cortical activity. We have developed a whole-cortical ECoG array for the common marmoset. The array continuously covers almost the entire lateral surface of cortical hemisphere, from the occipital pole to the temporal and frontal poles, and it captures whole-cortical neural activity in one shot. This protocol describes a chronic implantation procedure of the array in the epidural space of the marmoset brain. Marmosets have two advantages regarding ECoG recordings, one being the homologous organization of anatomical structures in humans and macaques, including frontal, parietal, and temporal complexes. The other advantage is that the marmoset brain is lissencephalic and contains a large number of complexes, which are more difficult to access in macaques with ECoG, that are exposed to the brain surface.These features allow direct access to most cortical areas beneath the surface of the brain. This system provides an opportunity to investigate global cortical information processing with high resolutions at a sub-millisecond order in time and millimeter order in space.

We have developed a whole-cortical electrocorticographic array for the common marmoset that continuously covers almost the entire lateral surface of cortex, from the occipital pole to the temporal and frontal poles. This protocol describes a chronic implantation procedure of the array in the epidural space of the marmoset brain.

השרשה כרונית של מערך שלם-קורטיקליים Electrocorticographic ב המרמוסט נפוצות

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent ...

Using Near-infrared Fluorescence and High-resolution Scanning to Measure Protein Expression in the Rodent Brain

Neuroscience is the study of how cells in the brain mediate various functions. Measuring protein expression in neurons and glia is critical for the study of neuroscience as cellular function is determined by the composition and activity of cellular proteins. In this article, we describe how immunocytochemistry can be combined with near-infrared high-resolution scanning to provide a semi-quantitative measure of protein expression in distinct brain regions. This technique can be used for single or double protein expression in the same brain region. Measuring proteins in this fashion can be used to obtain a relative change in protein expression with an experimental manipulation, molecular signature of learning and memory, activity in molecular pathways, and neural activity in multiple brain regions. Using the correct proteins and statistical analysis, functional connectivity among brain regions can be determined as well. Given the ease of implementing immunocytochemistry in a laboratory, using immunocytochemistry with near-infrared high-resolution scanning can expand the ability of the neuroscientist to examine neurobiological processes at a systems level.

Here, we present a protocol that uses near-infrared dyes in conjunction with immunohistochemistry and high-resolution scanning to assay proteins in brain regions.

שימוש בקרוב-אינפרא אדום פלואורסצנטית ברזולוציה גבוהה סריקה למדוד חלבון הביטוי במוח מכרסם

Neuroscience is the study of how cells in the brain mediate various functions. Measuring protein expression in neurons and glia is critical for the study ...

Delivery of Antibodies into the Brain Using Focused Scanning Ultrasound

Only a small fraction of therapeutic antibodies targeting brain diseases are taken up by the brain. Focused ultrasound offers a possibility to increase uptake of antibodies and engagement through transient opening of the blood-brain barrier (BBB). In our laboratory, we are developing therapeutic approaches for neurodegenerative diseases in which an antibody in various formats is delivered across the BBB using microbubbles, concomitant with focused ultrasound application through the skull targeting multiple spots, an approach we refer to as scanning ultrasound (SUS). The mechanical effects of microbubbles and ultrasound on blood vessels increases paracellular transport across the BBB by transiently separating tight junctions and enhances vesicle- mediated transcytosis, allowing antibodies and therapeutic agents to effectively cross. Moreover, ultrasound also facilitates the uptake of antibodies from the interstitial brain into brain cells such as neurons where the antibody distributes throughout the cell body and even into neuritic processes. In our studies, fluorescently labeled antibodies are prepared, mixed with in-house prepared lipid-based microbubbles and injected into mice immediately before SUS is applied to the brain. The increased antibody concentration in the brain is then quantified. To account for alterations in normal brain homeostasis, microglial phagocytosis can be used as a cellular marker. The generated data suggest that ultrasound delivery of antibodies is an attractive approach to treat neurodegenerative diseases.

Presented here is a protocol to transiently open the blood-brain barrier (BBB) either focally or throughout a mouse brain to deliver fluorescently-labeled antibodies and activate microglia. Also presented is a method to detect the delivery of antibodies and microglia activation by histology.

העברת נוגדנים למוח באמצעות אולטרסאונד סריקה ממוקדת

Only a small fraction of therapeutic antibodies targeting brain diseases are taken up by the brain. Focused ultrasound offers a possibility to increase ...

Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy (SBEM) for the Study of Dendritic Spines

Three-dimensional electron microscopy (3D EM) gives a possibility to analyze morphological parameters of dendritic spines with nanoscale resolution. In addition, some features of dendritic spines, such as volume of the spine and post-synaptic density (PSD) (representing post-synaptic part of the synapse), presence of presynaptic terminal, and smooth endoplasmic reticulum or atypical form of PSD (e.g., multi-innervated spines), can be observed only with 3D EM. By employing serial block-face scanning electron microscopy (SBEM) it is possible to obtain 3D EM data easier and in a more reproducible manner than when performing traditional serial sectioning. Here we show how to prepare mouse hippocampal samples for SBEM analysis and how this protocol can be combined with immunofluorescence study of dendritic spines. Mild fixation perfusion allows us to perform immunofluorescence studies with light microscopy on one half of the brain, while the other half was prepared for SBEM. This approach reduces the number of animals to be used for the study.

Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy SBEM for the Study of Dendritic Spines

Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy (SBEM) is applied to image and analyze dendritic spines in the murine hippocampus.

מיקרוסקופיית אלקטרונים סריקה טורית של פרצוף בלוק (SBEM) לחקר קוצים דנדריטים

Three-dimensional electron microscopy (3D EM) gives a possibility to analyze morphological parameters of dendritic spines with nanoscale resolution. In ...

ניתוח של המוח המיטוכונדריה באמצעות מיקרוסקופ סידורי בלוק פן אלקטרונים סורק

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video