We thank Sidney Walker for providing technical help. This work was supported in part by a grant from the National Institute of Health (1R01EY024712-01A1).

윤리 정책 : 동물 과목을 포함하는 절차는 버지니아 공대에서 기관 동물 관리 및 사용위원회 (IACUC)에 의해 승인되었습니다. 주의 :이 프로토콜에 사용되는 여러 구성 요소를 처리하고 폐기 할 때 극단적 인 예방 조치가 취해 져야한다. 사용하기 전에, 제도적 지침 및 건강과 안전 사례 지역은 특히 인 중금속과 방사능 소스, 납, 질산 모두이다 휘발성 매우 유독 산화 오스뮴, 우라 닐 아세테이트, 대한, 설립 따라야합니다 중금속 독. Thiocarbohydrazide (TCH)을 잘못 취급하면, 폭발과 유독 가스를 생산하기 위해 분해 할 수 있습니다. 많은 기관이 시약은 일상적으로 사용하고 도움을 제공 할 수있는에 EM의 핵심 시설을 제공합니다. 뇌 조직과 SBFSEM 이미징 1. 준비 <ol><li> 5 % isoflura - 4를 사용 - (4 개월 ~ 2) C57 블랙 마우스 (C57BL / 6J 변형) 젊은 마취네브라스카 제도적 지침에 따라. 근육, 자발적인 움직임과 꼬리 핀치 같은 혐오 자극에 대한 반응의 부족의 손실을 모니터링하여 마취를 확인합니다. </li><li> 해부 트레이에 마우스를 고정하고 복부 중간 선을 따라 피부에 절개를합니다. 마우스의 갈비뼈를 노출 피부에 더 절개를합니다. 다이어프램을 절개 조심스럽게 뛰는 심장을 노출하기 위해 주변을 따라 흉강을 절개 한 후 우심방에 절개를합니다. </li><li> 나비 캐 뉼러를 사용하여 좌심실을 cannulate. 방혈은 간장의 색의 변화에​​ 의해 확인 될 때​​까지, 인산 완충 식염수 (PBS) pH를 7.2 ml의 20 - 10로 transcardially를 사용하여 마우스를 관류. 참고 간의 색의 변화는 방혈의 범위를 결정하는 기준으로 사용된다. 적갈색의 간 색상 변경 핑크 창백 할 수 있는지 확인합니다. </li><li> 2 % glutar 20ml를 -로 transcardially 10을 이용하여 마우스를 관류알데히드와 4 % 파라 포름 알데히드는 내에서 신속하게 뇌 조직을 고정, 0.10 M cacodylate 완충액 (pH 7.2)에했다. 고정은 꼬리 보강을 관찰 모니터링합니다. pH를 조정하고, 물 100ml로 볼륨을 만드는 염산, 80 ㎖의 물에 cacodylate 나트륨 2.14 g을 용해하여 0.10 M cacodylate 완충액 (pH 7.2)를 준비 참고. </li><li> 관류를 따르면, 마우스 참살 O 4 ℃에서 48 시간 동안 0.10 M 소듐 cacodylate 완충액 (pH 7.2)를 함유하는 2 % 글루 타르 알데히드 및 4 % 파라 포름 알데히드로 고정 하였다 뇌를 절개 </li><li> 48 시간 후, vibratome를 사용하여 400 ㎛의 코로나 부분을 확인하고 조심스럽게 해부 현미경 (42)에서 (예를 들면, 해마) 뇌의 관심 영역을 해부. 조심스럽게 조직을 잘라와 방향을 유지하기위한 사진 촬영을합니다. 참고 SBFSEM에서 조직 염색 후 처리 방법은 중금속 염색 방법의 다양한 결합순서는 해상도를 개선하고 Deerinck 등 (40)에 의해 이전에 개발 된 방법에 기초한다. </li><li> 글루 타르 알데하이드 고정 조직 3 회, 5 분 0.1 M cacodylate 완충액 (pH 7.2)의 각을 씻으십시오. </li><li> 0.1 M 나트륨 cacodylate 완충액 (pH 7.2)에 탄닌산을 용해시켜 0.1 % 탄닌산 용액을 제조 하였다. 용해 될 때까지 소용돌이 필요한 경우, 0.45 μm의 필터를 통해 필터링합니다. </li><li> 실온에서 60 분 - 접미사는 cacodylate와 조직은 30 일 ml의 시약에 배양하여 탄닌산 0.1 % 버퍼링. 참고 : 배양 시간은 조직의 크기에 의존하지만, 30 분은 대부분의 조직에 가장 적합합니다. </li><li> 조직 3 회, 5 분 cacodylate 버퍼의 각 (산도 7.2)를 씻으십시오. </li><li> H 2 O 증류수 10 ㎖ (DH 2 O) 0.3 g 칼륨 페로와 0.86 g 나트륨 cacodylate을 녹인다. 얼음에 페로 시안화 칼륨 용액을 유지합니다. 그냥 사용하기 전에, 4 %의 산화 오스뮴의 10 ㎖ (OSO 4)를 추가합니다. </li><li> 2 %의 운영 체제와 조직을 얼룩얼음에 90 분 동안 중요한 어 - 페로 솔루션. DH 2 O 3 회, 5 분 각각을 씻으십시오 </li><li> 10 ml의 DH 2 O 0.1 g TCH를 용해하여 1 % thiocarbohydrazide (TCH) 솔루션을 준비 완전히 용해 될 때까지 매 10 분 소용돌이에 의해 60 ℃에서 녹인다. TCH를 처리하는 동안 밖으로 건조, 고온, 또는 허용하는 용액에 금속의 사용, 난방을 방지하기 위해주의를 기울여야 특히, 안전주의 사항을 준수하십시오. </li><li> 실온에서 20 분 동안 새로 제조 1 % TCH와 샘플을 취급합니다. DH 2 O 3 회, 5 분 각각을 씻으십시오 </li><li> DH 2 O로 2 % 4 % 4 OSO 희석, 1 시간 동안 배양하여 2 % 수용액 산화 오스뮴으로 염색 조직. DH 2 O.과 조직 3 회, 5 분 각각을 씻으십시오 </li><li> 4 ° C에서 DH 2 O의 1 % 우라 닐 아세테이트 샘플 O / N을 품어. </li><li> (Deerinck 등 (40)에 의해 설명 된 바와 같이) 월튼의 리드 아스 파르 테이트 솔루션을 준비합니다. <ol><li> 250 ml의 DH 2 O에서 0.998 g L-아스 파르 테이트를 녹여pH가 5.5에 도달 할 때까지 다음 적하 방식으로 10 N 수산화 칼륨 (KOH)을 추가한다. pH 조정 후, 30 분간 60 ° C로 가열 산 스톡 아스파르트 10 ㎖ 리드 질산 0.066 g을 추가한다. </li></ol></li><li> DH 2 O에 조직을 씻어 60 ° C 오븐에서 30 분 동안 월튼의 리드 아스 파르 테이트 얼룩 품어. DH 2 O 3 회, 5 분 각각을 씻으십시오 </li><li> 100 % 에탄올,이어서 5 분마다 20 %, 50 %, 75 %, 85 % 및 95 % 에탄올 용액을 냉각하여 알콜 등급 일련의 3 회, 10 분마다 시료를 탈수. 참고 : 열 에탄올 공기에서 물을 흡수로, 갓 열린 병에서 100 % 에탄올을 사용하여 실패를 포함 원인이된다. 긴 배양 큰 조직 샘플 필요합니다. </li><li> 워시 샘플 2 회, 15 분 프로필렌 옥사이드의 각. </li><li> (도데 세닐 숙신산 무수물) 25 ml의 수지 10.5 mL로 DDSA를 사용하여 플라스틱 매립 수지 15.5 mL로 NMA (메틸 나 딕산 무수물) 1 mL로DMP-30 (2,4,6- 트리스 디메틸 아미노 메틸 페놀). 진탕하여 수지를 혼합한다. 스핀과 수지가 거품 해결 될 때까지 방치한다. 참고 :이 표준 매체 경도 조리법이다. 전자 현미경 (EM)의 플라스틱 수지의 다른 종류를 사용할 수 있지만, 모든 수지 SBFSEM 작동하지 사전에 필수적이지 않은 대조군 샘플에서 테스트되어야한다. </li><li> 10 시간 - 산화 프로필렌은 약 8 시간에 걸쳐 증발되도록 2 시간 후, 초기 다음 캡핑 캡핑 바이알에, 매립 수지 및 프로필렌 옥사이드 50 믹스 : 50에 조직 O / N을 인큐베이션. </li><li> 2 시간 동안 깨끗한 유리 병에 100 % 신선한 매립 수지에 조직을 전송합니다. </li><li> 플랫 형 신선한 매립 수지에 포함 된 샘플은 종이 라벨을 인쇄하고, 48 시간 동안 60 ° C의 오븐에서 경화을 함유. 약 1 시간 후에, 다시 조직 배치와 정렬을 확인하고 필요하다면 조정한다. </li><li> 관심 영역 샘플을 잘라 내고 gellin를 이용한 알루미늄 핀 마운트g 시아 노 아크릴 레이트의 순간 접착제 또는 도전 에폭시 수지는 다음 콜로이드 실버 코팅 알루미늄 핀에 도전로를 제공하는 블록의 측면 주위에 붙여. </li><li> 인 - 실을 Ultramicrotome 단계 낮은 kV의 후방 산란 전자 검출기 (32)를 구비 한 주 사형 전자 현미경 시스템을 이용하여 조직 시료를 조사한다. 참고 : 주사 전자 현미경 (SEM)을 사용에서의 악기와 현장 교육을 구하여 승인 된 사용자가됩니다. 또한, 작은 프로젝트를위한 연구원 또는 핵심 시설과의 협력이 가능할 수있다. 엔진 마케팅 업체는 X 선을 발생으로 방사선 훈련도 필요할 수 있습니다. </li><li> 샘플 이미지, 다음 설정을 사용 : 2.25 kV로, 5시 - 10 nm의 / 픽셀 해상도, 80 사이의 필드 크기 - X 250 μm의, y를 (다른 필드가 가능한 크기), 50의 슬라이스 두께 - 100 nm의, 20 시간의 시간 - 16의 600 조각 - 250의 총. 참고 : 설정은 다른 현미경 사이에 크게 변화, INDI개 별 샘플, 원하는 해상도입니다. 이러한 설정은 많은 샘플 쉽게 해석 할 수있는 이미지를 생성한다. </li></ol> 2. 이미징 데이터 세트를 분석 참고 : 이미지 J / 피지 소프트웨어는 데이터 세트를 분석하는 데 사용하고 TrakEM2 플러그인에 의존한다. 전처리 단계는 다양한 소프트웨어를 사용하여 수행 될 수 있고, 광범위한이나 숙련도에 따라 보조 할 수 있으며, 스택 얻는다. 오픈 소스 소프트웨어를 사용하여 주요 변형 여기에 설명되어 있습니다 (1.50b 버전 ImageJ에는 피지 시월 (1), 2015 다운로드). <ol><li> 소프트웨어에서 열고 메뉴 항목을 이미지 → 형 → 8 비트를 선택하여 원래의 고유의 16 비트 이미지에서 8 비트 TIFF 형식으로 이미지를 변환합니다. <ol><li> 이 단계에서 자동 명암 / 밝기 변환 이미지에 적합하지 않은 경우, 16 비트 이미지를 다시 누릅니다 이미지 밝기 / 대비 → 조정 →. 모든 이미지 작동 범위를 선택하고 Enter를 누르 적용합니다. 그런 다음 C를 수행onversion. 참고 : 일부 엔진 마케팅 업체에서이 단계는 현미경 제조 업체의 소프트웨어가 필요할 수 있습니다. </li><li> 때문에 조각 사이에 받아 들일 수없는 이미지 움직임에, 필요한 경우 (예. 때문에 충전에 드리프트) / 등록 이미지 스택 (메뉴 항목 플러그인 선형 StackAlignmentWithSIFT → → 등록)을 맞 춥니 다. 대부분의 등록 소프트웨어에서 &quot;번역 전용&quot;모드가 아닌 &quot;강체&quot;을 설정합니다. 많은 접근 방법 및 소프트웨어가 작동 할 수 있습니다 참고 : 많은 응용 프로그램에 대한 SIFT 등록 플러그인 작품과 가상 스택 버전이있다. <ol><li> 필요한 경우, 사전 등록에 (이미지 →이 CanvasSize → 조정) 또는 (자르기 → 이미지) 관심의 영역으로 감소 캔버스 크기를 확대. 일부 드리프트 또는 플레잉이 발생할 수 있으며, 다른 플러그인이나 소프트웨어를 시도하는 것이 더 나은 결과를 얻을 수 있습니다. 수동 옵션도 (예를 들면. ImageJ에 / 피지, 플러그인 → 등록 →의 ManualLandmarkSelection)을 사용할 수 있습니다. </li></ol></li><li> desir 경우에드, 더 작고 관리 크기로 스케일 이미지 (예. 25 %) ImageJ에 (이미지 → 규모)를 사용. </li></ol></li><li> 소프트웨어 선택 파일 → 가져 오기 → 이미지 시퀀스를 실행 한 후 TIFF 파일을 선택합니다. </li><li> (빈) 새 → TrakEM2 → 파일을 선택하여 플러그인을 시작합니다. 두 개의 창이 열립니다; 하나는 프로젝트 area_lists를 관리하고 다른 트레이스를 관리하고, &#39;캔버스&#39;로 지칭된다. </li><li> 캔버스 가져 오기에 마우스 오른쪽 버튼을 클릭하여 플러그인으로 이미지 스택을로드합니다. 가져 오기를 선택하고 가져 오기 스택을 클릭합니다. 팝업 옵션에서 가상 스택에 대한 확인란을 선택합니다. 참고 : 이미지 스택은 이미 소프트웨어에 오픈되어 있지만, 그들은 또한 플러그인에서 열려 있어야합니다. 가상 스택의 상자를 선택하면 컴퓨터가 원활하게 실행할 수 있습니다. </li><li> 밉맵이 생성되고, 스택이로드 된 후, 바로 플러그인 창에서 프로젝트 이름을 클릭합니다. 오른쪽 템플릿 COL에 &#39;새 프로젝트&#39;를 클릭UMN, 그 프로젝트에 대한 &#39;새로운 아이를 추가&#39;를 선택합니다. 오른쪽 &#39;area_list&#39;를 선택하기 위해 다시 클릭합니다. </li><li> 캔버스에 마우스 오른쪽 버튼을 클릭하여 원래의 전자 현미경 설정에 동의하는 프로젝트의 Z 축 스케일을 설정 한 다음 표시를 클릭하고 교정을 선택합니다. 또한, 플러그인 창에서 모든 레이어를 선택하여 Z 스케일을 설정, 오른쪽 규모의 Z와 두께를 선택합니다. </li><li> 클릭하고 &#39;프로젝트&#39;프로젝트는 캔버스 창에서 &#39;Z 공간&#39;탭에서 &#39;지역 목록&#39;을 작성하는 섹션 개체에 모든 &#39;아이들&#39;을 끕니다. </li><li> &#39;영역 목록&#39;을 선택하고 마우스 오른쪽 선택하고 색상을 설정합니다. 이제, 전자 현미경 이미지에서, 이러한 미토콘드리아와 같은 객체를 추적하기 위해 페인트 브러시 도구를 사용합니다. 사용 &#39;Shift + 클릭&#39;밀폐 원 채우기 위해, &#39;Ctrl 키 + 스크롤&#39;확대 및 축소, 그리고 지우개로 페인트 브러시 커서를 설정하는 &#39;Alt + 클릭&#39;. </li><li> 15 μm의 - ~ (10)의 두 영역을 선택(10) - 이미지의 왼쪽 상단과 오른쪽 하단 모서리에 15 μm의 각 데이터 세트에서 미토콘드리아의 편견 샘플링을 할 수 있도록이 지역 내의 모든 미토콘드리아를 식별합니다. </li><li> &#39;캔버스&#39;에서 관찰하고 섹션을 통해 미토콘드리아를 추적. 참고 : 미토콘드리아 비슷한 크기의 아주 어두운 / 고밀도 나타나는 세포 소기관, 직경 느슨하게 원통형이다. 내부 막에 의해 형성된 고유의 cristae이 세포 기관 내부에 쉽게 구별 할 수 있습니다. </li><li> 추적이 완료되면, 오른쪽 Z 공간 탭에서 area_list 클릭 &#39;3D로 표시&#39;를 선택합니다. 이 추적 이미지의 3 차원 재구성을 볼 수있는 3D 뷰어 플러그인을 시작합니다. <ol><li> 미토콘드리아의 부피 측정, 3D 뷰어에서 개체 선택을 수행하려면 &#39;편집&#39;탭을 클릭하고 &#39;개체 속성&#39;을 선택합니다. 미토콘드리아 볼륨 추정치는 여러 가지 다른 측정과 함께 표시됩니다. </li></ol></li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests. Emily K Benson is a paid employee of Renovo Neural Inc., and Grahame J Kidd serves as Scientific Director for 3DEM at Renovo Neural Inc., which is a commercial provider of serial block-face SEM services and analysis.

신경 시스템의 복잡성은 적절한 해상도와 미토콘드리아로 큰 조직의 볼륨을 재구성하고, 형태 및 세포 소기관의 분포를 분석에 상당한 도전을 포즈. 뉴런, 올리고 덴드로 사이트와 입체적으로 확장 된 다수의 프로세스와 성상 세포를 포함한 여러 세포는 뇌 조직 (43) 내에서 상호 작용한다. 미토콘드리아는 세포와 먼 프로세스의 소마에 모두 존재하기 때문에, 미토콘드리아 형태는 신경계...

미토콘드리아는 세포의 세포 골격과의 긴밀한 상호 작용, 자신의 모양과 휴대 단서 및 필요에 따라 위치를 변경 동적 소기관이며, 이러한 뉴런 1 칼슘 전류와 같은 셀룰러 이벤트에 대한 응답이다. 다른 세포 소기관이 차례로 자신의 역학과 신진 대사 2를 조절 소포체를, 예와 미토콘드리아는 또한 상호 작용합니다. 미토콘드리아 형태, 즉 서로 다른 세포 유형의 이질성을 보여줍니다. 세포 기관의 모양은 시트, 자루 및 타원 3 구성된으로 관에 따라 다릅니다. 미토콘드리아 융합과 분열주기 단백질 위치, 크기, 형상 및 미토콘드리아 (4)의 분포를 조절할 수 있음을 보여왔다. 또한, 미토콘드리아 형상의 변화는 신경 퇴화, 신경 세포의 가소성, 근육 위축, 칼슘 신호, 반응성 산소 종의 생성뿐만 아니라, 수명 및 세포사 연루 그쪽와 연관된T 세포 특이 미토콘드리아 형태는 정상적인 세포 기능 5-11의 유지에 중요하다. 미토콘드리아의 주요한 생체 에너지 함수는 TCA 사이클을 통해 완전한 영양소 파괴 (즉, 글루코스, 지방산 류 또는 아미노산)를 포함하고 OXPHOS 12 경로 대사 된 일련의 반응을 실행함으로써, 아데노신 삼인산 (ATP)를 생성한다. 인간의 뇌는 체중의 2 %에 불과하지만 그것이 ~ 그것을 기관 (13)을 요구하는 매우 에너지 생산을 전체 에너지의 20 %를 소비 구성한다. 인간의 미토콘드리아 기능 장애는 신경 학적 증상 14-17의 큰 숫자에 이르게 것을 따라서 놀라운 일이 아니다. 유전 ~ 1의 유병률과 임상 질환의 이종 집단이다 미토콘드리아 장애 17,18에 ATP 생성 오퍼 손상 OXPHOS 성분 돌연변이 : 5000 개인, 및 m의 가장 흔한 원인 중 하나어린이와 성인 etabolic 장애. 미토콘드리아 유래 ATP의 결핍은 뇌, 심장과 골격 근육은 주로 환자 14,17,18에 영향을받지 높은 에너지를 요구하는 기관으로 여러 기관의 시스템에 영향을줍니다. 최근 몇 년 동안, 여러 연구는 신경 발달 및 신경 퇴행성 질환 15-17,19,20 모두 미토콘드리아의 기능 장애에 대한 증거를 제공했다. 미토콘드리아 필수적인 뇌 발달과 기능에 중요하기 때문에, 모두 건강하고 질병 상태하에 미토콘드리아 뇌 형태, 구조, 크기, 수 및 분포의 변화를 분석 할 수있는 프로토콜을 개발하는 것이 필수적이다. 미토콘드리아-대상으로 녹색 형광 단백질 (GFP)과 마우스 모델은 뇌 (21, 22)에서 미토콘드리아의 움직임과 현지화를 시각화하기 위해 제작되었습니다. 이것은 미토콘드리아 운동성 일반적인 분포를 조사하기 위해 매우 유용한 도구이지만 포함하여 몇 가지 단점이있다전자 제한된 해상도와 형광 현미경의 감도. 이러한 특성은 어려운 비교적 소형 미토콘드리아를 추적 할 수 있습니다. 마찬가지로, 시리얼 전송 전자 현미경 성공적 시냅스 미토콘드리아 23를보기 위해 사용하지만, 이러한 방법은 매우 시간이 걸리고있다. 미토콘드리아 형태들은 연속 분열 및 융합 사이클을 겪는다으로 매우 동적으로 알려져 있고 대부분의 세포에서 미토콘드리아 고도로 연결된 네트워크 24-26을 유지한다. 뉴런은 매우 그들이이 신경 돌기를 통해 그들의 방법 (그림 1) 확인으로 분리 할 수있는 다수의 수상 돌기 및 확장 축삭과 세포체에 연결된 망상 네트워크를 형성 미토콘드리아와 세포를 편광된다. 이 크기와 모양이 매우 다양 뇌 미토콘드리아를 만든다. 예를 들어, 일련의 블록 표면을 주사 전자 현미경 법을 사용하여 (SBFSEM) 기술, 우리는 이전에 관찰 extrasynaptic mitochondr의 양 또는 크기의 차이16 개의 27 배로 신경 말단에 존재하는 미토콘드리아에 아이오와만큼 할 수있다. 볼륨을 수행하기위한 여러 가지 방법이 있습니다을 Ultramicrotome SEM (30) 수집 시리얼 섹션 TEM (29), 자동화 된 테이프를 포함, 28 분석은, 이온 빔 SEM (31), 및 SBFSEM (32)을 집중했다. SBFSEM 분석은 뇌의 1mm까지의 영역에서 미토콘드리아는 형태 학적 형태, 크기, 분포 및 세포 소기관의 수 정량에 데이터를 제공하는 해상도를 가지고 있다는 장점을 갖는다. 기술적 동작 이전 EM 경험 부족 많은 생물학 실험실의 능력 내에서 데이터 수집 및 분석, 또한 상기 요구하고있다. 직렬 섹션 같은 이미지를 생성하기위한 상용 장비의 출현은 조직의 3 차원 미세 구조 분석을했다 더 신속하고 반복 가능한 방식 (28)의 편견 부피 분석을 허용하는 일상적인 기술, </&gt; SUP. SBFSEM는 우선 신경 회로 (34)의 재구성 분석에 중요한 수단으로이 기술을 확립 한 이후 1981 33. 여러 연구에서 레이튼 도입 아이디어에 기초하여 2004 년 32 신경 생물학의 분야에 기술 하였다. 또한, 많은 작은 규모의 프로젝트를 위해, 그것은 세포 소기관 27,35-39를 식별하기 위해 재구성 분석을 제공합니다. 이후, 획득 된 이미지가 저전압 다시 산란 전자로부터 유도되며, 다른 공지 된 중금속 염색 기법을 결합하여 새로운 염색 프로토콜 해상도 40 높이기 위해 개발되었다. 본 논문에서는 3 차원 전자 현미경 이미징 및 이전에 우리와 다른 사람 38,39,41에 의해 사용 된 방법에 따라 뇌 미토콘드리아의 부피 분석을 활용하기위한 프로토콜을 제공합니다. 티슈 후 처리 방법 바와 Deerinck 등에 의해 설명 된 사용40.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>C57BL/6J mice</td>
			<td>Jackson laboratory&#160;</td>
			<td>664</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>VETone, tradename Fluriso</td>
			<td>501017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissection tray</td>
			<td>Fisher scientific&#160;</td>
			<td>S65105&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissection scissors</td>
			<td>Ted Pella Inc.</td>
			<td>1316</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Butterfly canula</td>
			<td>Exel International</td>
			<td>26704</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate buffer saline</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P4417-100TAB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter (0.45 micron)</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>NC0813356</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissection microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SZ61</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vibratome sectioning system</td>
			<td>Ted Pella Inc.</td>
			<td>Vibratome 3000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Cacodylate</td>
			<td>EMS</td>
			<td>12300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tannic Acid</td>
			<td>EMS</td>
			<td>21700</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Ferrocyanide</td>
			<td>J.T. Baker</td>
			<td>14459-95-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Osmium Tetroxide 4% Solution</td>
			<td>EMS</td>
			<td>19150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thiocarbohydrazide</td>
			<td>EMS</td>
			<td>21900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Aspartic Acid</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A93100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Hydroxide</td>
			<td>Acros Organics</td>
			<td>43731000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lead Nitrate</td>
			<td>EMS</td>
			<td>17900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EMbed-812 EMBEDDING KIT</td>
			<td>EMS</td>
			<td>14120</td>
			<td>Contains Embed 812&#160; resin, DDSA, NMA, and DMP-30.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glutaraldehyde 25% EM Grade</td>
			<td>Polysciences Inc.</td>
			<td>1909</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde</td>
			<td>EMS</td>
			<td>19202</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Uranyl Acetate</td>
			<td>EMS</td>
			<td>22400</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>EMS</td>
			<td>15055</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propylene Oxide</td>
			<td>EMS</td>
			<td>20400</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Embedding Mold</td>
			<td>EMS</td>
			<td>70907</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aluminum specimen pin</td>
			<td>EMS</td>
			<td>70446</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Colloidal Silver Liquid</td>
			<td>EMS</td>
			<td>12630</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Razor</td>
			<td>EMS</td>
			<td>72000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Super Glue (Loctite Gel Control)</td>
			<td>Loctite</td>
			<td>234790</td>
			<td>Hardware/craft stores carry this item</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Conductive epoxy</td>
			<td>Ted Pella Inc.</td>
			<td>16043</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scanning electron microscope</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>Sigma VP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>In chamber ultramicrotome for SEM</td>
			<td>Gatan Inc.</td>
			<td>3View2</td>
			<td>Can be designed for other SEMs</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trimming microscope for pin preparation</td>
			<td>Gatan Inc.</td>
			<td colspan="2">supplied as part of 3View system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low kV backscattered electron detector</td>
			<td>Gatan Inc.</td>
			<td>3V-BSED</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ/ Fiji processing package&#160;</td>
			<td colspan="2">ImageJ ver 1.50b, FIJI download Oct 1, 2015</td>
			<td><a href="http://zoi.utia.cas.cz/files/imagej_api.pdf">http://zoi.utia.cas.cz/files/imagej_api.pdf</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>http://rsb.info.nih.gov/ij/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td><a href="http://www.icmr.ucsb.edu/programs/3DWorkshop/Uchic-2015_FIJI_Tutorial.pdf">http://www.icmr.ucsb.edu/programs/3DWorkshop/Uchic-2015_FIJI_Tutorial.pdf</a></td>
		</tr>
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			<td><a href="http://fiji.sc/TrakEM2">http://fiji.sc/TrakEM2</a></td>
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analysis of brain mitochondria using serial block-face scanning electron microscopy

인간의 두뇌는 주로 연료 공급원으로서 포도당에 의존하는 고 에너지 소비 기관이다. 글루코스는 아데노신 삼인산 (ATP)의 형태로 세포 에너지를 생산 당분, 트리 카르 복실 산 (TCA) 사이클 및 산화 적 인산화 (OXPHOS) 경로를 통해 뇌 미토콘드리아 이화된다. 미토콘드리아 ATP 생산의 손상은 저명한 신경과 myopathic 증상이 임상 적으로 제시 미토콘드리아 질환을 발생합니다. 미토콘드리아 결함도 신경 발달 장애 (예를 들어, 자폐증 스펙트럼 장애) 및 신경 퇴행성 질환에 존재한다 (예 : 근 위축성 측삭 경화증, 알츠하이머와 파킨슨 질환). 따라서, 건강 상태 및 질환 모두하에 미토콘드리아 형태, 구조 및 분포의 3 차원 분석을 수행하기위한 필드에 증가 된 관심이있다. 뇌 미토콘드리아 형태는 특히 일부 미토콘드리아와 함께,에서와 매우 다양하다시냅스 영역 전통적인 광학 현미경의 해상도 한계 이하의 &lt;200 nm의 지름의 범위에있는. 뇌의 미토콘드리아-대상으로 녹색 형광 단백질 (GFP)을 표현하는 것은 상당히 공 초점 현미경에 의한 organellar 검출을 향상시킨다. 그러나, 대형 미토콘드리아의 이미지 oversaturating없이 비교적 작은 크기의 미토콘드리아의 검출 감도에 대한 제약을 극복하지 않는다. 시리얼 전송 전자 현미경 성공적 시냅스 신경 세포에서 미토콘드리아를 특성화하기 위해 사용되었지만,이 방법은 매우 시간 소모적 여러 샘플을 비교할 때 특히이다. 시리얼 블록면을 주 사형 전자 현미경 (SBFSEM) 기술은 조직 및 데이터 취득 촬상 블록 절편의 자동화 된 프로세스를 포함한다. 여기서 우리는 신속하게 재구성과 미토콘드리아 형태를 시각화하기 위해 쥐의 뇌에서 정의 된 영역의 SBFSEM을 수행하는 프로토콜을 제공합니다. 이 기술nique 또한 정의 뇌 영역 미토콘드리아 번호, 볼륨, 크기 및 분포에 대한 정확한 정보를 제공하기 위해 사용될 수있다. 얻어진 이미지 해상도 (일반적으로는 10 nm 이하) 높기 때문에 어떤 형태 총 미토콘드리아 결함은 검출 될 수있다.

우리는 뇌 미토콘드리아 형태와 크기가 다른 신경 하위 구획의 유형이 있음을 보여줍니다. 렌티 바이러스는 미토콘드리아-대상으로 녹색 형광 단백질을 발현하는 형질 도입 저밀도의 연결을 문화에 공 초점 현미경은 말초 신경 돌기에 거주하는 사람들은 개별 연장 된 형태 (그림 1 AB)를 나타내는 반면, 신경 소마에 거주하는 미토콘드리아가하는 망상 네트워?...

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Analysis of Brain Mitochondria Using Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy

직렬 블록 얼​​굴 스캐닝 전자 현미경을 사용하여 뇌 미토콘드리아 분석

Mitochondrial visualization and analysis from mammalian brain tissue is a challenging task. Here, we describe how three dimensional (3D) reconstruction analysis from the serial block-face scanning electron microscopy (SBFSEM) can be used to gain insights on the morphological and volumetric analysis of this critical energy generating organelle.

Human brain is a high energy consuming organ that mainly relies on glucose as a fuel source. Glucose is catabolized by brain mitochondria via glycolysis, ...

analysis-brain-mitochondria-using-serial-block-face-scanning-electron

Research

JoVE Journal

Neuroscience

14.0K 조회수.  Virginia Tech Carilion Research Institute. Mitochondrial visualization and analysis from mammalian brain tissue is a challenging task. Here, we describe how three dimensional (3D) reconstruction analysis from the serial block-face scanning electron microscopy (SBFSEM) can be used to gain insights on the morphological and volumetric analysis of this critical energy generating organelle. 

비디오: Analysis of Brain Mitochondria Using Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy

Focussed Ion Beam Milling and Scanning Electron Microscopy of Brain Tissue

This protocol describes how biological samples, like brain tissue, can be imaged in three dimensions using the focussed ion beam/scanning electron microscope (FIB/SEM). The samples are fixed with aldehydes, heavy metal stained using osmium tetroxide and uranyl acetate. They are then dehydrated with alcohol and infiltrated with resin, which is then hardened. Using a light microscope and ultramicrotome with glass knives, a small block containing the region interest close to the surface is made. The block is then placed inside the FIB/SEM, and the ion beam used to roughly mill a vertical face along one side of the block, close to this region. Using backscattered electrons to image the underlying structures, a smaller face is then milled with a finer ion beam and the surface scrutinised more closely to determine the exact area of the face to be imaged and milled. The parameters of the microscope are then set so that the face is repeatedly milled and imaged so that serial images are collected through a volume of the block. The image stack will typically contain isotropic voxels with dimenions as small a 4 nm in each direction. This image quality in any imaging plane enables the user to analyse cell ultrastructure at any viewing angle within the image stack.

This protocol describes how resin embedded brain tissue can be prepared and imaged in the three dimensions in the focussed ion beam, scanning electron microscope.

초점을 맞춘 이온 빔은 밀링 및 뇌 조직의 전자 현미경을 스캐닝

This protocol describes how biological samples, like brain tissue, can be imaged in three dimensions using the focussed ion beam/scanning electron ...

연구

신경과학

Functional Neuroimaging Using Ultrasonic Blood-brain Barrier Disruption and Manganese-enhanced MRI

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains technically challenging. One approach, Activation-Induced Manganese-enhanced MRI (AIM MRI), has been used successfully to map neuronal activity in rodents 1-5. In AIM MRI, Mn2+ acts a calcium analog and accumulates in depolarized neurons 6,7. Because Mn2+ shortens the T1 tissue property, regions of elevated neuronal activity will enhance in MRI. Furthermore, Mn2+ clears slowly from the activated regions; therefore, stimulation can be performed outside the magnet prior to imaging, enabling greater experimental flexibility. However, because Mn2+ does not readily cross the blood-brain barrier (BBB), the need to open the BBB has limited the use of AIM MRI, especially in mice.
One tool for opening the BBB is ultrasound. Though potentially damaging, if ultrasound is administered in combination with gas-filled microbubbles (i.e., ultrasound contrast agents), the acoustic pressure required for BBB opening is considerably lower. This combination of ultrasound and microbubbles can be used to reliably open the BBB without causing tissue damage 8-11.
Here, a method is presented for performing AIM MRI by using microbubbles and ultrasound to open the BBB. After an intravenous injection of perflutren microbubbles, an unfocused pulsed ultrasound beam is applied to the shaved mouse head for 3 minutes. For simplicity, we refer to this technique of BBB Opening with Microbubbles and UltraSound as BOMUS 12. Using BOMUS to open the BBB throughout both cerebral hemispheres, manganese is administered to the whole mouse brain. After experimental stimulation of the lightly sedated mice, AIM MRI is used to map the neuronal response.
To demonstrate this approach, herein BOMUS and AIM MRI are used to map unilateral mechanical stimulation of the vibrissae in lightly sedated mice 13. Because BOMUS can open the BBB throughout both hemispheres, the unstimulated side of the brain is used to control for nonspecific background stimulation. The resultant 3D activation map agrees well with published representations of the vibrissae regions of the barrel field cortex 14. The ultrasonic opening of the BBB is fast, noninvasive, and reversible; and thus this approach is suitable for high-throughput and/or longitudinal studies in awake mice.

A technique is described for broadly opening the blood-brain barrier in the mouse using microbubbles and ultrasound. Using this technique, manganese can be administered to the mouse brain. Because manganese is an MRI contrast agent that accumulates in depolarized neurons, this approach enables imaging of neuronal activity.

초음파 혈액 - 뇌 장벽 파괴 및 망간 향상된 MRI를 사용하여 기능성 Neuroimaging

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains ...

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow for an in-depth characterization to identify pathways involved in these events. Cerebellar granule neurons (CGNs) that are derived from the developing cerebellum are an ideal model system that allows for morphological analyses. Here, we describe a method of how to genetically manipulate CGNs and how to study axono- and dendritogenesis of individual neurons. With this method the effects of RNA interference, overexpression or small molecules can be compared to control neurons. In addition, the rodent cerebellar cortex is an easily accessible in vivo system owing to its predominant postnatal development. We also present an in vivo electroporation technique to genetically manipulate the developing cerebella and describe subsequent cerebellar analyses to assess neuronal morphology and migration.

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

Neuronal morphogenesis and migration are crucial events underlying proper brain development. Here, we describe methods to genetically manipulate cultured cerebellar granule neurons and the developing cerebellum for the assessment of morphology and migratory characteristics of neurons.

소뇌 과립 신경 세포의 유전자 조작<em&gt; 체외</em&gt;와<em&gt; 생체</em&gt; 신경 세포의 형태와 마이그레이션을 연구하는

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow ...

The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of the olfactory epithelium continuously give rise to new sensory neurons that extend their axons into the olfactory bulb, where they face the challenge to integrate into existing circuitry. Because of this particular feature, the olfactory system represents a unique opportunity to monitor axonal wiring and guidance, and to investigate synapse formation. Here we describe a procedure for in vivo labeling of sensory neurons and subsequent visualization of axons in the olfactory system of larvae of the amphibian Xenopus laevis. To stain sensory neurons in the olfactory organ we adopt the electroporation technique. In vivo electroporation is an established technique for delivering fluorophore-coupled dextrans or other macromolecules into living cells. Stained sensory neurons and their axonal processes can then be monitored in the living animal either using confocal laser-scanning or multiphoton microscopy. By reducing the number of labeled cells to few or single cells per animal, single axons can be tracked into the olfactory bulb and their morphological changes can be monitored over weeks by conducting series of in vivo time lapse imaging experiments. While the described protocol exemplifies the labeling and monitoring of olfactory sensory neurons, it can also be adopted to other cell types within the olfactory and other systems.

The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

We describe a protocol for in vivo labeling of olfactory sensory neurons by electroporation and subsequent confocal laser-scanning or multiphoton microscopy to visualize neuronal morphology and its development over time.

모델로 후각 시스템은 축삭 성장 패턴 및 형태를 연구하는<em&gt; 생체</em

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of ...

Peering at Brain Polysomes with Atomic Force Microscopy

The translational machinery, i.e., the polysome or polyribosome, is one of the biggest and most complex cytoplasmic machineries in cells. Polysomes, formed by ribosomes, mRNAs, several proteins and non-coding RNAs, represent integrated platforms where translational controls take place. However, while the ribosome has been widely studied, the organization of polysomes is still lacking comprehensive understanding. Thus much effort is required in order to elucidate polysome organization and any novel mechanism of translational control that may be embedded. Atomic force microscopy (AFM) is a type of scanning probe microscopy that allows the acquisition of 3D images at nanoscale resolution. Compared to electron microscopy (EM) techniques, one of the main advantages of AFM is that it can acquire thousands of images both in air and in solution, enabling the sample to be maintained under near physiological conditions without any need for staining and fixing procedures. Here, a detailed protocol for the accurate purification of polysomes from mouse brain and their deposition on mica substrates is described. This protocol enables polysome imaging in air and liquid with AFM and their reconstruction as three-dimensional objects. Complementary to cryo-electron microscopy (cryo-EM), the proposed method can be conveniently used for systematically analyzing polysomes and studying their organization.

While ribosome structure has been extensively characterized, the organization of polysomes is still understudied. To overcome this lack of knowledge, we present here a detailed preparation protocol for accurate imaging of mammalian polysomes by atomic force microscopy (AFM) in air and liquid.

원자 힘 현미경과 뇌 Polysom​​es에서 피어링

The translational machinery, i.e., the polysome or polyribosome, is one of the biggest and most complex cytoplasmic machineries in cells. Polysomes, ...

Preparation of Non-human Primate Brain Tissue for Pre-embedding Immunohistochemistry and Electron Microscopy

Despite all the technological advances at the light microscopy&#160;level, electron microscopy remains the only tool in neuroscience to examine and characterize ultrastructural and morphological details of neurons, such as synaptic contacts. Good preservation of brain tissue for electron microscopy can be obtained by rigorous cryo-fixation methods, but these techniques are rather costly and limit the use of immunolabeling, which is crucial to understand the connectivity of identified neuronal systems. Freeze-substitution methods have been developed to allow the combination of cryo-fixation with immunolabeling. However, the reproducibility of these methodological approaches usually relies on costly freezing devices. Moreover, achieving reliable results with this technique is very time-consuming and skill-challenging. Hence, the traditional chemically fixed brain, particularly with acrolein fixative, remains a time-efficient and low-cost method to combine electron microscopy with immunohistochemistry. Here, we provide a reliable experimental protocol using chemical acrolein fixation that leads to the preservation of primate brain tissue and is compatible with pre-embedding immunohistochemistry and transmission electron microscopic examination.

Here, we provide an easy, low-cost, and time-efficient protocol to chemically fix primate brain tissue with acrolein fixative, allowing for long-term preservation that is compatible with pre-embedding immunohistochemistry for transmission electron microscopy.

면역 조직 화학 및 전자 현미경을 사전은 임베딩에 대한 비 인간 영장류 뇌 조직의 준비

Despite all the technological advances at the light microscopy&#160;level, electron microscopy remains the only tool in neuroscience to examine and ...

Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent development of thin, flexible ECoG electrodes has enabled conduction of stable recordings of large-scale cortical activity. We have developed a whole-cortical ECoG array for the common marmoset. The array continuously covers almost the entire lateral surface of cortical hemisphere, from the occipital pole to the temporal and frontal poles, and it captures whole-cortical neural activity in one shot. This protocol describes a chronic implantation procedure of the array in the epidural space of the marmoset brain. Marmosets have two advantages regarding ECoG recordings, one being the homologous organization of anatomical structures in humans and macaques, including frontal, parietal, and temporal complexes. The other advantage is that the marmoset brain is lissencephalic and contains a large number of complexes, which are more difficult to access in macaques with ECoG, that are exposed to the brain surface.These features allow direct access to most cortical areas beneath the surface of the brain. This system provides an opportunity to investigate global cortical information processing with high resolutions at a sub-millisecond order in time and millimeter order in space.

We have developed a whole-cortical electrocorticographic array for the common marmoset that continuously covers almost the entire lateral surface of cortex, from the occipital pole to the temporal and frontal poles. This protocol describes a chronic implantation procedure of the array in the epidural space of the marmoset brain.

일반적인 마모 셋에 전체 피 질 Electrocorticographic 배열의 만성 이식

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent ...

Using Near-infrared Fluorescence and High-resolution Scanning to Measure Protein Expression in the Rodent Brain

Neuroscience is the study of how cells in the brain mediate various functions. Measuring protein expression in neurons and glia is critical for the study of neuroscience as cellular function is determined by the composition and activity of cellular proteins. In this article, we describe how immunocytochemistry can be combined with near-infrared high-resolution scanning to provide a semi-quantitative measure of protein expression in distinct brain regions. This technique can be used for single or double protein expression in the same brain region. Measuring proteins in this fashion can be used to obtain a relative change in protein expression with an experimental manipulation, molecular signature of learning and memory, activity in molecular pathways, and neural activity in multiple brain regions. Using the correct proteins and statistical analysis, functional connectivity among brain regions can be determined as well. Given the ease of implementing immunocytochemistry in a laboratory, using immunocytochemistry with near-infrared high-resolution scanning can expand the ability of the neuroscientist to examine neurobiological processes at a systems level.

Here, we present a protocol that uses near-infrared dyes in conjunction with immunohistochemistry and high-resolution scanning to assay proteins in brain regions.

근 적외선 형광 및 고 분해능 주사를 사용 하 여 설치류 뇌의 단백질 발현 측정

Neuroscience is the study of how cells in the brain mediate various functions. Measuring protein expression in neurons and glia is critical for the study ...

Delivery of Antibodies into the Brain Using Focused Scanning Ultrasound

Only a small fraction of therapeutic antibodies targeting brain diseases are taken up by the brain. Focused ultrasound offers a possibility to increase uptake of antibodies and engagement through transient opening of the blood-brain barrier (BBB). In our laboratory, we are developing therapeutic approaches for neurodegenerative diseases in which an antibody in various formats is delivered across the BBB using microbubbles, concomitant with focused ultrasound application through the skull targeting multiple spots, an approach we refer to as scanning ultrasound (SUS). The mechanical effects of microbubbles and ultrasound on blood vessels increases paracellular transport across the BBB by transiently separating tight junctions and enhances vesicle- mediated transcytosis, allowing antibodies and therapeutic agents to effectively cross. Moreover, ultrasound also facilitates the uptake of antibodies from the interstitial brain into brain cells such as neurons where the antibody distributes throughout the cell body and even into neuritic processes. In our studies, fluorescently labeled antibodies are prepared, mixed with in-house prepared lipid-based microbubbles and injected into mice immediately before SUS is applied to the brain. The increased antibody concentration in the brain is then quantified. To account for alterations in normal brain homeostasis, microglial phagocytosis can be used as a cellular marker. The generated data suggest that ultrasound delivery of antibodies is an attractive approach to treat neurodegenerative diseases.

Presented here is a protocol to transiently open the blood-brain barrier (BBB) either focally or throughout a mouse brain to deliver fluorescently-labeled antibodies and activate microglia. Also presented is a method to detect the delivery of antibodies and microglia activation by histology.

집중 스캐닝 초음파를 사용하여 뇌로 항체 전달

Only a small fraction of therapeutic antibodies targeting brain diseases are taken up by the brain. Focused ultrasound offers a possibility to increase ...

Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy (SBEM) for the Study of Dendritic Spines

Three-dimensional electron microscopy (3D EM) gives a possibility to analyze morphological parameters of dendritic spines with nanoscale resolution. In addition, some features of dendritic spines, such as volume of the spine and post-synaptic density (PSD) (representing post-synaptic part of the synapse), presence of presynaptic terminal, and smooth endoplasmic reticulum or atypical form of PSD (e.g., multi-innervated spines), can be observed only with 3D EM. By employing serial block-face scanning electron microscopy (SBEM) it is possible to obtain 3D EM data easier and in a more reproducible manner than when performing traditional serial sectioning. Here we show how to prepare mouse hippocampal samples for SBEM analysis and how this protocol can be combined with immunofluorescence study of dendritic spines. Mild fixation perfusion allows us to perform immunofluorescence studies with light microscopy on one half of the brain, while the other half was prepared for SBEM. This approach reduces the number of animals to be used for the study.

Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy SBEM for the Study of Dendritic Spines

Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy (SBEM) is applied to image and analyze dendritic spines in the murine hippocampus.

수지상 척추 연구를 위한 직렬 블록-얼굴 스캐닝 전자 현미경 검사(SBEM)

Three-dimensional electron microscopy (3D EM) gives a possibility to analyze morphological parameters of dendritic spines with nanoscale resolution. In ...

직렬 블록 얼굴 스캐닝 전자 현미경을 사용하여 뇌 미토콘드리아 분석

요약

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이 비디오의 챕터

초점을 맞춘 이온 빔은 밀링 및 뇌 조직의 전자 현미경을 스캐닝

초음파 혈액 - 뇌 장벽 파괴 및 망간 향상된 MRI를 사용하여 기능성 Neuroimaging

소뇌 과립 신경 세포의 유전자 조작

모델로 후각 시스템은 축삭 성장 패턴 및 형태를 연구하는

원자 힘 현미경과 뇌 Polysomes에서 피어링

면역 조직 화학 및 전자 현미경을 사전은 임베딩에 대한 비 인간 영장류 뇌 조직의 준비

일반적인 마모 셋에 전체 피 질 Electrocorticographic 배열의 만성 이식

근 적외선 형광 및 고 분해능 주사를 사용 하 여 설치류 뇌의 단백질 발현 측정

집중 스캐닝 초음파를 사용하여 뇌로 항체 전달

수지상 척추 연구를 위한 직렬 블록-얼굴 스캐닝 전자 현미경 검사(SBEM)

직렬 블록 얼​​굴 스캐닝 전자 현미경을 사용하여 뇌 미토콘드리아 분석

요약

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일반적인 마모 셋에 전체 피 질 Electrocorticographic 배열의 만성 이식

근 적외선 형광 및 고 분해능 주사를 사용 하 여 설치류 뇌의 단백질 발현 측정

집중 스캐닝 초음파를 사용하여 뇌로 항체 전달

수지상 척추 연구를 위한 직렬 블록-얼굴 스캐닝 전자 현미경 검사(SBEM)

직렬 블록 얼굴 스캐닝 전자 현미경을 사용하여 뇌 미토콘드리아 분석

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