We thank Gilles Mithieux and Aude Barataud (INSERM U1213, Lyon, France) and Marie Liabeuf and Stephanie Lemarchand-Minde (Animal facility, l'Institut du Thorax, Nantes, France) for their help with the animal care protocol. This work was supported by grants from La r&#233;gion des Pays de la Loire, the Fondation d'Avenir, and the Casden Bank. We would like to thank Catherine Postic, Fadila Benhamed and Michelle Ca&#252;zac from l'institut Cochin for their hospitality and their help during the filming process.

בעלי חיים ודיור: השיגו 8 שבועות בן עכברי זכרים C57Bl / 6. ב 10 שבועות, לתת גישה חופשית עכברים C57Bl / 6 למים דיאטה עתירת שומן (תזונה DIO: 35% קלוריות משומן, 25.8% caseine, AIN מינרליים 1.30%, 1.30 ויטמינים%, פוספט dicalcium 1.70%, 0.7 סידן פחמתי%, אשלגן ציטראט 2.10%, bitartrate כולין 0.026%, 8.9% סוכרוז, ציסטין 0.384%, 6.5% תאית, 31.7% שומן, 3.3% שמן סויה, ו 16.29% מלטודקסטרין) עבור 8 (SG) או 14 (מעקף קיבה) שבועות לפני ניתוחים בריאטריים. כדי לקדם במשקל, לתת עכברים מוקדש ניתוח מעקף קיבה (דמה &amp; מעקף קיבה) המכיל מים 20% פרוקטוז (w / v) בנוסף לדיאטה עתירת שומן. משפט ואתיקה: כל שלבי הפרוטוקול המתואר להלן לעקוב אחר ההנחיות של ועדת האתיקה לניסויים בבעלי החיים של הלואר תחת מספר אישור 01,953.01. 1. הכנה לפני ניתוח כללי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לצום העכברים במשך 6 שעות לפני הניתוח. ג&#39;ל diet מזון ניתן 3 ימים לפני הניתוח בלעדי יום אחד לפני הניתוח. להשרות הרדמה בתא עם 5% isoflurane (0.4 L / min) ו- O 2 (dioxygen; 0.4 ליטר / דקה). בצע בדיקת בוהן קמצוץ כדי לאשר כי ההרדמה היא אפקטיבית. נהל משככי כאבים (0.1 מ&quot;ג / ק&quot;ג עצירות), אנטיביוטיקה (10 מ&quot;ג / ק&quot;ג marbofloxacine), ו-קינטיקה פרו (1 מ&quot;ג / ק&quot;ג metoclopramide) באמצעות זריקות תת-עוריות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להקצות שטח עבודה ספציפית עבור הליכים כירורגיים (רחוק מן אוהדי תנועת מעבדה ואוורור). נקו את אזור הניתוח עם חומרי חיטוי משטח קשה ייעודי. הניחו כרית חימום על אזור מרחב העבודה כדי לשמור על העכבר הומיאותרמיות במהלך הניתוח. למרוח underpad נקי, סופג על כרית חימום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגלח את הבטן מעצם החזה לאגן באמצעות מכונת גילוח חשמלית. עוטפים את הבטן העכבר (1A דמויות 2A) בניילון נצמד מעוקרים ומניחים את העכבר במצב שכיבה על p חימוםמוֹדָעָה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל משח וטרינר על העיניים כדי למנוע יובש לאחר הרדמה. מניחים את העכבר חרטומו ולשמור הרדמה עם isoflurane 2% (0.4 L / min) ו- O 2 (0.4 ליטר / דקה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני תחילת הניתוח, לבשי חלוק בדיקה סטרילית, כובע סקראבס פנוי, facemask, וכפפות סטריליות. פתח חבילת autoclaved המכילה סט כלי ניתוח מעוקר, אשר נדרש עבור כל השלבים של הניתוח. חותכים חלון בניילון נצמד מעוקר ולחטא את העור עם 2 פתרונות רצופים povidone-יוד. </li></ol> 2. שרוול קיבה: הליך כירורגי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Laparotomy חציון (איור 1B) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תחת מיקרוסקופ משקפת ועם אזמל, לבצע חתך קו אמצע מעצם החזה עד אמצע הבטן כדי לפתוח את חלל הבטן (לא מערער את שרירי הבטן). להגן על העור עם רטייה סטרילית ספוגה 37 ° C פתרון מלוח. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קיבת חשיפה (תרשים 1C) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות לגייס את הבטן בעזרת מקלוני-צמר גפן טבולה. לשחרר את הבטן מקבצים מצורפים רקמת חיבור קרוב לרוחב שלה באמצעות צמר גפן טבולה או מספריים מיקרו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות, להחצין את הבטן מלאה ומקום קולגן עוצר דמום לדחוס מאחורי הקיבה. לתפור את השוער וכלי ושט לאורך עקמומיות הבטן יותר עם 8.0 תפרים לא נספג כדי למנוע בעתיד הדימום (איור 1D ו- E). הערה: השימוש hemostat יכול לגרום נזק לרקמות, הקפד להשתמש בו רק על רקמות, אשר מיועדים להיות כריתה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כריתה של אזור הלב של קיבה (הפונדוס) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע gastrotomy על הווה הקו אנטומיים בין אזור השוער (קורפוס) ובאזור הלב של הקיבה (הפונדוס) (איור 1F). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר מזון שיורית עם 2 צמר גפן טבולה כלפי כלבצד של הבטן. בעזרת מספריים מיקרו, לחתוך את הבטן לאורך הגבול בין הפונדוס ואת קורפוס של הקיבה (איור 1G). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הקש על קולגן עוצר דמום לדחוס 2 דקות במקרה של דימום מג&#39;ורי. סגור את פתיחת הבטן עם 8.0 התפרים לא נספגים מצומת גסטרו-oesophagal עד הסוף של החתך (1H איור). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כריתה של האזור השוער של הקיבה (קורפוס) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השלם את כריתת הבטן לאורך מעוקל יותר כדי להסיר כ -80% של הקיבה (איור 1 ט). סטנדרטיזציה של הרוחב של SG עד 3 מ&quot;מ. הקש על קולגן עוצר דמום לדחוס 2 דקות במקרה של דימום מג&#39;ורי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סגור את הפתיחה באזור השוער של הקיבה עם 8.0 תפר שאינו נספג (איור 1J). בעדינות לגלגל 2 צמר גפן טבולה כלפי כל צד של הבטן על מנת להבטיח כי תפר הוא הוכחה דליפה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl">שלם עם 8.0 תפרים לא נספגים במקרה של דליפה. הסר את קומפרסים קולגן עוצר דמום ולהחזיר את הבטן אל חלל הבטן. השאר קולגן עוצר דמום לדחוס נגד התפר. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סגירת בטן <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סגור את שכבת השרירים של דופן הבטן עם 5.0 תפרים לא נספגים (איור 1 יא). מנמיכים הרדמה על ידי הקטנת ריכוז isoflurane עד 1%. סגור את העור באמצעות 5.0 תפרים לא נספג (איור 1 ליטר). </li></ol></li></ol> 3. Roux-en-Y מעקף קיבה: הליך כירורגי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> laparotomy חציון <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תחת מיקרוסקופ משקפת ועם אזמל, לבצע חתך קו אמצע מעצם החזה עד אמצע הבטן כדי לפתוח את חלל הבטן (לא מערער את שרירי הבטן). להגן על העור עם רטייה סטרילית ספוגה 37 ° C תמיסת מלח (איור 2 ב). </li></ol> &lt;/ Li&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> איבר Biliopancreatic ואת איבר העיכול <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחצין את המעי (איור 2 ג). מדוד 8 ס&quot;מ השוער ולבצע שתי ליגטורות של המעי עם 5.0 התפרים לא נספגים (איור 2 ד). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים את המעי בין שתי ליגטורות (איור 2E). מניחים את איבר הפרוקסימלי של שני הקצוות ברבע העליון השמאלי של הבטן. הערה: זה ישמש כאיבר העיכול (איור 2F). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את איבר הדיסטלי של שני הקצוות מול איבר העיכול 6 ס&quot;מ מתחת איבר פרוקסימלי (איור 2F). הערה: זה ישמש כאיבר ההמרה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Jejuno-jejunostomy <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החותכים הוא האיבר הפרוקסימלי ואת לולאת המעי באמצעות מספרי המייקר ולבצע שני חתכי antimesenteric של אותו האורך (איור 2G ו 2H). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע מצד אל צד השקה עם שני 8.0תפרים לא נספג. בצע השקה הגבי הצד הראשון (איור 2I), ואחריו השקה בצד הגחון (איור 2J). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות לגלגל 2 צמר גפן טבולה כלפי כל צד של ההשקה מנת להבטיח כי התפר הוא הוכחת דליפה. שלם עם 8.0 תפרים לא נספגים במקרה של דליפה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Gastro-jejunostomy <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות לגייס את הבטן באמצעות צמר גפן טבולה. לשחרר את הבטן מקבצים מצורפים רקמת חיבור קרוב לרוחב שלה באמצעות צמר גפן טבולה או מספריים מיקרו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות, להחצין את הבטן לגמרי, הצבת קולגן עוצר דמום מחדש נספגים לדחוס מאחורי הקיבה. בצע ליגטורה של השוער באמצעות תפר 5.0 לא נספגים עברו omentum באמצעות מלקחיים מיקרו מעוגל (איור 2K ו- 2L). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים גם את הצד הגחוני של הבטן, 1.5 ס&quot;מ השוער, ואת איבר דיסטליבאמצעות מספריים מיקרו, יצירת שני חתכים של אותו אורך (איור 2M). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע השקה מצד אל צד עם שני 8.0 התפרים לא נספגים. התחל עם ההשקה הגבה בצד (האיור 2N), ולאחר מכן לבצע השקה בצד הגחון (איור 2 טו). בעדינות לגלגל 2 מטליות טבולה-כותנה כלפי כל צד של השקה מנת להבטיח כי תפר הוא הוכחה דליפה. שלם עם 8.0 תפרים לא נספגים במקרה של דליפה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סגירת בטן <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סגור את שכבת השרירים של דופן הבטן באמצעות 5.0 תפרים לא נספג (איור 2P). מנמיכים את ההרדמה על ידי הקטנת ריכוז isoflurane עד 1%. סגור את העור באמצעות 5.0 התפרים לא נספגים (2Q איור) .Administer 25 מ&quot;ל / ק&quot;ג של תמיסת מלח חמים באמצעות זריקה תת עורית. </li></ol></li></ol> 4. טיפול לאחר ניתוח כללי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עצור isofluraneולהמשיך עם תזרים O 2 של 0.8 ליטר / דקה עד שהעכבר הוא ער לחלוטין. אל תשאיר את העכבר ללא השגחה עד שהוא חוזר שליטה מוטורית, שמסומנת על ידי התחלת החיה לנוע בכלוב ולהיות מסוגל לעמוד וללכת בלי לנפול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר (רק עכבר אחד בכל כלוב) באינקובטור תחת 30 מעלות מצב טמפרטורה צלזיוס למשך 5 ימים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשמור ברזל (0.5 מ&quot;ג / ק&quot;ג / יום; הזרקה תת עורית) וויטמין (800 מ&quot;ג / 180 מ&quot;ל במים) supplementations בעכברים מעקף קיבה עד סוף בפרוטוקול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור גישה חופשית למזון דיאטת ג&#39;ל (דיאטה ג&#39;ל עתיר שומן: שומן 10%, 10% סוכר נוזלי, 57% מים) במשך 5 ימים לאחר ניתוח. לחדש דיאטה מוצקה 3 ימים לאחר הניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תת עורי להזריק עצירות (0.1 מ&quot;ג / ק&quot;ג, פעמיים ביום, מהיום 0 עד יום 3 לאחר הניתוח), meloxicam (1 מ&quot;ג / ק&quot;ג, מהיום 0 עד יום 3 לאחר הניתוח), metoclopramide (1 מ&quot;ג / ק&quot;ג, מהיום 0 עד יום 5 לאחר הניתוח), ו marbofloxacine (10 מ&quot;ג / ק&quot;ג, מהיום 0 עד יום 3 afte<html> ניתוח r). </li></ol> 5. הערכת פרמטרים מטבולית לאחר הניתוח <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מדידת צריכת מזון <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר העכברים להתאושש במשך 1 שבוע לאחר הניתוח. בית העכברים אחד בכל כלוב. מדוד את כמות הדיאטה מוצקה להציב בכלוב. משקל h הנותרים 24 אוכל מאוחר יותר. חזור על שלב זה כל עוד נדרש. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מבחן העמסת סוכר <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לצום העכברים במשך 6 שעות לפני בולוס האוראלי. קציר ירידה דם מקצה הזנב ולהחיל אותו על רצועת הגלוקוז מוכנס glucometer כדי לקבוע את ערך הסוכר בדם בזמן 0. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נהל בולוס אוראלי של פתרון 20% D- גלוקוז (2 גר &#39;/ ק&quot;ג). מדדו את רמות הגלוקוז בדם ב 15, 30, 60, ו gavage פוסט 120 דקות. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניתוח המוגלובין ברמה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות מערכת המטולוגיה, למדוד 20 μL של דם טרי לדגום את רמת ההמוגלובין. </li></ol></li></ol>&quot;&gt; 6. המתת חסד <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את העכברים על ידי intraperitoneally הזרקת פתרון xylazine / קטמין (10/80 מ&quot;ג / ק&quot;ג). בצע נקע בצוואר הרחם. ודא המתת חסד מוחלט על ידי הבטחת כי הלב אינו פועם ואת רפלקס מצמוץ העין הולכת לאיבוד. </li></ol>

<ol>
	<li>Ng, M., Fleming, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Global,+regional,+and+national+prevalence+of+overweight+and+obesity+in+children+and+adults+during+1980-2013:+a+systematic+analysis+for+the+Global+Burden+of+Disease+Study+2013.">Global, regional, and national prevalence of overweight and obesity in children and adults during 1980-2013: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2013.</a> The Lancet. 384 (9945), 766-781 (2014).</li><li>Calle, E. E., Thun, M. J., Petrelli, J. M., Rodriguez, C., Heath, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Body-mass+index+and+mortality+in+a+prospective+cohort+of+U.S.+adults.">Body-mass index and mortality in a prospective cohort of U.S. adults.</a> The New England Journal of Medicine. 341 (15), 1097-1105 (1999).</li><li>Sj&#246;str&#246;m, L., Lindroos, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lifestyle,+diabetes,+and+cardiovascular+risk+factors+10+years+after+bariatric+surgery.">Lifestyle, diabetes, and cardiovascular risk factors 10 years after bariatric surgery.</a> The New England Journal of Medicine. 351 (26), 2683-2693 (2004).</li><li>Buchwald, H., Avidor, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bariatric+surgery:+a+systematic+review+and+meta-analysis.">Bariatric surgery: a systematic review and meta-analysis.</a> JAMA. 292 (14), 1724-1737 (2004).</li><li>Yin, D. P., Gao, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+different+bariatric+surgeries+in+the+treatment+of+obesity+and+insulin+resistance+in+mice.">Assessment of different bariatric surgeries in the treatment of obesity and insulin resistance in mice.</a> Annals of surgery. 254 (1), 73-82 (2011).</li><li>Buchwald, H., Oien, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metabolic/Bariatric+Surgery+Worldwide+2008.">Metabolic/Bariatric Surgery Worldwide 2008.</a> Obesity Surgery. 19 (12), 1605-1611 (2009).</li><li>Liu, W., Zassoko, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+of+duodenojejunal+bypass+surgery+in+mice:+A+model+designed+for+diabetic+research.">Establishment of duodenojejunal bypass surgery in mice: A model designed for diabetic research.</a> Microsurgery. 28 (3), 197-202 (2008).</li><li>Lan, Z., Zassoko, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+techniques+for+gastrojejunal+bypass+surgery+in+obese+mice.">Development of techniques for gastrojejunal bypass surgery in obese mice.</a> Microsurgery. , (2010).</li><li>Schlager, A., Khalaileh, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+model+for+sleeve+gastrectomy:+Applications+for+diabetes+research.">A mouse model for sleeve gastrectomy: Applications for diabetes research.</a> Microsurgery. 31 (1), 66-71 (2011).</li><li>Troy, S., Soty, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intestinal+Gluconeogenesis+Is+a+Key+Factor+for+Early+Metabolic+Changes+after+Gastric+Bypass+but+Not+after+Gastric+Lap-Band+in+Mice.">Intestinal Gluconeogenesis Is a Key Factor for Early Metabolic Changes after Gastric Bypass but Not after Gastric Lap-Band in Mice.</a> Cell Metabolism. 8 (3), 201-211 (2008).</li><li>Seyfried, F., Lannoo, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Roux-en-Y+gastric+bypass+in+mice--surgical+technique+and+characterisation.">Roux-en-Y gastric bypass in mice--surgical technique and characterisation.</a> Obesity surgery. 22 (7), 1117-1125 (2012).</li></ol>

The authors declare no conflicts of interest.

כדי להתגבר על המגיפה הגדלה של השמנת יתר, הניתוחים בריאטריים הראשונים יצאו ב -1960 בארצות הברית. מאז, מספר הניתוחים שבוצעו ברחבי העולם מדי שנה עדיין להגדיל, והיום, טכניקות אלה מייצגים את האופציה הטיפולית הטובה ביותר לניהול בהשמנה 6. בין הנהלים המפותחים, SG ו מ?...

המגפה העולמית של השמנת יתר וסוכרת היא הרסנית בחומרתם. למעלה משני מיליארד מבוגרים ברחבי העולם (30% מהאוכלוסייה) סובלים מעודף משקל (BMI&gt; 25 ק&quot;ג / מ 2) או השמנה (BMI&gt; 30 ק&quot;ג / מ 2) 1. זה יכול לבוא יחד עם סיבוכים מטבוליים, כגון סוכרת מסוג 2, יתר לחץ דם, דיסליפידמיה, המוביל לתחלואה ותמותה מוגברות. השמנה מגבירה את התמותה הכוללת והשכיחות של סרטן 2. בשל היעדר כל טיפולים פולשני יעילים, ניתוח בריאטרי מייצג את האופציה היחידה שיכול להוביל לטווח ארוך, פסד 3 משקל מתמשך, 4. מספר שיטות כירורגיות שונות פותחו, אבל ניתוח שרוול (SG) ו מעקף קיבה Roux-en-Y (מעקף קיבה) הם שני ההליכים הנפוץ ביותר בפרקטיקה הקלינית. במהלך ההליך SG, 80% מנפח הראשוני של הקיבה הואהוסר; וכך, טכניקה זו היא אחד הניתוחים המגבילים המשפר שובע. מעקף הקיבה היא אחת הטכניקות כובלות malabsorptive. במהלך מעקף קיבה, כיס קיבה קטן (1-2% מנפח הקיבה סה&quot;כ) נוצר במעי הוא מחדש לתוך Y-צורה, אשר מעכב עיכול ואת ספיגת המזון בגוף. שתי טכניקות אלה להביא לצמצום בשיעור משקל גוף המשמעותי ושיפורים כלליים מחלות רקע הקשורים לעתים קרובות (למשל, יתר לחץ דם, סוכרת מסוג 2, ו דיסליפידמיה) 3, עם יעילות גבוהה יותר לראות מעקף קיבה. עם זאת, המנגנונים המולקולריים מאחורי תופעות pleiotropic שביושר ניתוחים בריאטריים הם בדרך כלל לא הובהר באופן מלא. בשל זנים גנטיים השונים הרבים הזמינים, במודל של עכברים הוא מודל חיה הנוח ביותר לחקור מנגנונים המולקולריים האלה. עם זאת, הליכי בריאטרי הם קשה להסתגל ישירות במודלים של בעלי חיים קטנים requirדואר כישרון כירורגית גבוהה. בעוד SG יכול להתבצע בקלות במכרסמים עם שיעור הישרדות טוב מאוד, מעקף הקיבה היא קטלנית בעכברים עקב חסימות מעיים חמורות 5. טכניקות מעקף קיבה שונות שונות הוצעו על מנת לנטרל את הבעיה הזו, בעיקר oesojejunostomy 5. כאן, אנו מציגים חלופה נוספת: gastrojejunostomy ללא כריתת בטן. מעקף קיבה שונה זה מתרבה ביותר של ההשפעות המועילות שנצפו אצל בני אדם (כלומר, ירידה במשקל גוף משמעותית ושיפור הומאוסטזיס הגלוקוז שומנים בדם). כתב יד זה נועד לסכם ולדון בפרטים הטכניים וניסיוני של SG ו מעקף קיבה בעכברים ולהקל נהלים אלה בעזרת קטעי וידאו. גולת כותרת ספציפית תיעשה לגבי אופטימיזציה של פרוטוקולי הבריאות לפני הניתוח ולאחר ניתוח המאפשרים הפחתת מחסור בויטמינים וברזל.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Drugs&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>High Fat diet</td><td>DIO diet</td><td>Safe</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Forane</td><td>Baxter</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphin</td><td>Buprecare</td><td>Animalcare</td><td></td></tr><tr><td>Marbofloxacine</td><td>Marbocyl</td><td>Vetoquinol</td><td></td></tr><tr><td>Ammonium iron citrate, vitamins PP-B12</td><td>Fercobsang</td><td>Vetoquinol</td><td></td></tr><tr><td>Vitamins A-D3-E-K-B</td><td>Vita Rongeur</td><td>Virbac</td><td></td></tr><tr><td>NaCl 0.9%</td><td>NaCl 0,9%</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Povidone solution</td><td>Betadine Scrub</td><td>Betadine</td><td></td></tr><tr><td>Povidone solution</td><td>Betadine Solution</td><td>Betadine</td><td></td></tr><tr><td>Carboptol 980 NF</td><td>Ocrygel</td><td>TVM</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;References&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Sutures&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Prolene&amp;reg;</td><td>8.0, 6,5 mm</td><td>Ethicon</td><td></td></tr><tr><td>Prolene&amp;reg;</td><td>5.0, 13 mm</td><td>Ethicon</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;References&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Surgical equipments&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Scissors</td><td></td><td>FST</td><td></td></tr><tr><td>Needle holder</td><td>Olsen-Hegar</td><td>FST</td><td></td></tr><tr><td>Micro scissors</td><td>Vannas</td><td>FST</td><td></td></tr><tr><td>Micro forceps&amp;nbsp;</td><td>Graefe</td><td>FST</td><td></td></tr><tr><td>Micro forceps curved</td><td>Graefe</td><td>FST</td><td></td></tr><tr><td>Curved micro needle holder</td><td>Castroviejo</td><td>FST</td><td></td></tr><tr><td>Hemostatic collagen compress</td><td>Pangen</td><td>Urgo</td><td></td></tr><tr><td>Absorbent underpads</td><td></td><td>VWR</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;References&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Specific equipments&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hematology system&amp;nbsp;</td><td>Hemavet 950FS</td><td>Hemavet</td><td></td></tr><tr><td>Glucose strips and glucometer</td><td>One touch Verio</td><td>Life scan</td><td></td></tr><tr><td>Stereo microscope</td><td>MZ6</td><td>Leica&amp;nbsp;</td><td></td></tr></tbody></table>

techniques of sleeve gastrectomy and modified roux-en-y gastric bypass in mice

השמנה היא בעיה רצינית בתחום בריאות הציבור, עם שכיחות של 4 עד 28% לגברים ו -6.2 כדי 36.5% לנשים באירופה (מתוך 2003 לשנת 2008). השמנת יתר חולנית קשור לעתים קרובות עם סיבוכים מטבוליים, כגון סוכרת מסוג 2, יתר לחץ דם, דיסליפידמיה, צמצום תוחלת חיים ואיכות. בהעדר כל הטיפולים פולשני יעיל, ניתוח בריאטרי הוא אופציה טיפולית ערך עבור חולים עם השמנת יתר חולנית (אינדקס מסת הגוף (BMI)&gt; 40 ק&quot;ג / מ 2), מה שמוביל לטווח ארוך, ממושך הרזיה ושיפורים סיבוכים מטבוליים . עם זאת, המנגנונים תאיים ומולקולריים הבסיסיים לקיים את ההשפעות המיטיבות של ניתוח בריאטרי עדיין אינם מובנים במלואם. בשל זנים גנטיים השונים הרבים הזמינים, במודל העכבר הוא מודל חיה הנוח ביותר כדי לחקור את המנגנונים המולקולריים מאחורי ההשפעות המועילות pleiotropic של ניתוחים בריאטריים. כאן, אנו פרטנו את healthc אופטימיזציהשיטות ופרוטוקולים כירורגית בעכברים עבור ניתוחים בריאטריים שתי בשימוש נרחב ביותר: ניתוח שרוול ואת מעקף קיבה Roux-en-Y שונה. פענוח המנגנונים המולקולריים שבבסיס את ההשפעות הטיפוליות של ניתוחים בריאטריים מציע את ההבטחה של זיהוי מטרות תרופה חדשה.

תנאים כלליים שעת הניתוח הממוצעת עבור הליך SG הייתה 49.3 ± 1.5 דקות. הוצאנו 62.8 ± 5.0 מ&quot;ג של הבטן, המייצג כ -80% אחוזים של הקיבה. אין עכברים מתו במהלך הניתוח או במהלך השבעה הימים הבאים. עכבר אחת (...

Watch this Scientific Journal Video about Techniques of Sleeve Gastrectomy and Modified Roux-en-Y Gastric Bypass in Mice at JoVE.com

Techniques of Sleeve Gastrectomy and Modified Roux-en-Y Gastric Bypass in Mice

Bariatric surgery is the most efficient way to reduce body weight and the deadly metabolic complications (diabetes, obesity, and dyslipidemia) frequently associated with morbid obesity. Mouse models of bariatric surgery represent a unique asset for deciphering molecular mechanisms behind the beneficial effects of these surgeries on diabetes, hypertension, and dyslipidemia.

טכניקות של שרוול קיבה ו Modified Roux-en-Y מעקף קיבה בעכברים

Obesity is a major public health issue, with a prevalence of 4 to 28% for men and 6.2 to 36.5% for women in Europe (from 2003 to 2008). Morbid obesity is ...

techniques-sleeve-gastrectomy-modified-roux-en-y-gastric-bypass

Research

JoVE Journal

Medicine

11.9K Views.  INSERM, CNRS, UNIV Nantes. Bariatric surgery is the most efficient way to reduce body weight and the deadly metabolic complications (diabetes, obesity, and dyslipidemia) frequently associated with morbid obesity. Mouse models of bariatric surgery represent a unique asset for deciphering molecular mechanisms behind the beneficial effects of these surgeries on diabetes, hypertension, and dyslipidemia.

Video: Techniques of Sleeve Gastrectomy and Modified Roux-en-Y Gastric Bypass in Mice

Modified Technique for Coronary Artery Ligation in Mice

Myocardial infarction (MI) is one of the most important causes of mortality in humans1-3. In order to improve morbidity and mortality in patients with MI we need better knowledge about pathophysiology of myocardial ischemia. This knowledge may be valuable to define new therapeutic targets for innovative cardiovascular therapies4. Experimental MI model in mice is an increasingly popular small-animal model in preclinical research in which MI is induced by means of permanent or temporary ligation of left coronary artery (LCA)5. In this video, we describe the step-by-step method of how to induce experimental MI in mice.
The animal is first anesthetized with 2% isoflurane. The unconscious mouse is then intubated and connected to a ventilator for artificial ventilation. The left chest is shaved and 1.5 cm incision along mid-axillary line is made in the skin. The left pectoralis major muscle is bluntly dissociated until the ribs are exposed. The muscle layers are pulled aside and fixed with an eyelid-retractor. After these preparations, left thoracotomy is performed between the third and fourth ribs in order to visualize the anterior surface of the heart and left lung. The proximal segment of LCA artery is then ligated with a 7-0 ethilon suture which typically induces an infarct size ~40% of left ventricle. At the end, the chest is closed and the animals receive postoperative analgesia (Temgesic, 0.3 mg/50 ml, ip). The animals are kept in a warm cage until spontaneous recovery.

The surgical procedure used to induce experimental myocardial infarction in mice begins with left thoracotomy between the third and the fourth ribs in order to visualize the anterior surface of the heart and left lung. The left coronary artery is ligated, the chest is closed and the mouse is allowed to recover spontaneously.

טכניקה שונה לקשירת עורקים הכליליים בעכברים

Myocardial infarction (MI) is one of the most important causes of mortality in humans1-3. In order to improve morbidity and mortality in patients with MI ...

Roux-en-Y Gastric Bypass Operation in Rats

Currently, the most effective therapy for the treatment of morbid obesity to induce significant and maintained body weight loss with a proven mortality benefit is bariatric surgery1,2. Consequently, there has been a steady rise in the number of bariatric operations done worldwide in recent years with the Roux-en-Y gastric bypass (gastric bypass) being the most commonly performed operation3. Against this background, it is important to understand the physiological mechanisms by which gastric bypass induces and maintains body weight loss. These mechanisms are yet not fully understood, but may include reduced hunger and increased satiation4,5, increased energy expenditure6,7, altered preference for food high in fat and sugar8,9, altered salt and water handling of the kidney10 as well as alterations in gut microbiota11. Such changes seen after gastric bypass may at least partly stem from how the surgery alters the hormonal milieu because gastric bypass increases the postprandial release of peptide-YY (PYY) and glucagon-like-peptide-1 (GLP-1), hormones that are released by the gut in the presence of nutrients and that reduce eating12.
During the last two decades numerous studies using rats have been carried out to further investigate physiological changes after gastric bypass. The gastric bypass rat model has proven to be a valuable experimental tool not least as it closely mimics the time profile and magnitude of human weight loss, but also allows researchers to control and manipulate critical anatomic and physiologic factors including the use of appropriate controls. Consequently, there is a wide array of rat gastric bypass models available in the literature reviewed elsewhere in more detail 13-15. The description of the exact surgical technique of these models varies widely and differs e.g. in terms of pouch size, limb lengths, and the preservation of the vagal nerve. If reported, mortality rates seem to range from 0 to 35%15. Furthermore, surgery has been carried out almost exclusively in male rats of different strains and ages. Pre- and postoperative diets also varied significantly.
Technical and experimental variations in published gastric bypass rat models complicate the comparison and identification of potential physiological mechanisms involved in gastric bypass. There is no clear evidence that any of these models is superior, but there is an emerging need for standardization of the procedure to achieve consistent and comparable data. This article therefore aims to summarize and discuss technical and experimental details of our previously validated and published gastric bypass rat model.

Numerous studies using gastric bypass rat models have been recently conducted to uncover the underlying physiological mechanisms of Roux-en-Y gastric bypass operations. This article aims to demonstrate and discuss the technical and experimental details of our published gastric bypass rat model to understand advantages and limitations of this experimental tool.

Roux-en-Y מבצע מעקף קיבה אצל חולדות

Currently, the most effective therapy for the treatment of morbid obesity to induce significant and maintained body weight loss with a proven mortality ...

Assessment of Gastric Emptying in Non-obese Diabetic Mice Using a [13C]-octanoic Acid Breath Test

Gastric emptying studies in mice have been limited by the inability to follow gastric emptying changes in the same animal since the most commonly used techniques require killing of the animals and postmortem recovery of the meal1,2. This approach prevents longitudinal studies to determine changes in gastric emptying with age and progression of disease. The commonly used [13C]-octanoic acid breath test for humans3 has been modified for use in mice4-6 and rats7 and we previously showed that this test is reliable and responsive to changes in gastric emptying in response to drugs and during diabetic disease progression8. In this video presentation the principle and practical implementation of this modified test is explained. As in the previous study, NOD LtJ mice are used, a model of type 1 diabetes9. A proportion of these mice develop the symptoms of gastroparesis, a complication of diabetes characterized by delayed gastric emptying without mechanical obstruction of the stomach10.
This paper demonstrates how to train the mice for testing, how to prepare the test meal and obtain 4 hr gastric emptying data and how to analyze the obtained data. The carbon isotope analyzer used in the present study is suitable for the automatic sampling of the air samples from up to 12 mice at the same time. This technique allows the longitudinal follow-up of gastric emptying from larger groups of mice with diabetes or other long-standing diseases.

Assessment of Gastric Emptying in Non-obese Diabetic Mice Using a [13C]-octanoic Acid Breath Test

Determination of gastric emptying with a non-invasive [13C]-octanoic acid breath test for tracking gastroparesis in female NOD LtJ mice.

הערכה של ריקון קיבה בעכברים סוכרתיים ללא שימוש בשמנים [<sup&gt; 13</sup&gt; C]-octanoic בדיקת נשימת חומצה

Gastric emptying studies in mice have been limited by the inability to follow gastric emptying changes in the same animal since the most commonly used ...

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the aorta in mice using the sleeve method was short and easy averaging 20 min, permitting studies of iso/allo grafts. The following article describes the aortic transplantation procedure used in our laboratory. The mice were anesthetized with a mixture of 1.5% volume isoflurane and 100% oxygen through a face mask. At this point, the segment of the aorta between the renal arteries and its bifurcation was separated from the vena cava, freely prepared and clampedat the proximal and distal segments with a single silk suture. Prior to the removal of the aorta, a saline solution containing heparin was injected into the inferior vena cava. Then the aorta was cut between the clamps and a saline heparin solution was used to flush the lumen. The sleeve technique with monofilament sutures was used in order to transplant the abdominal aorta in the orthotopic position.

We present an orthotopic aortic transplantation model using the sleeve technique in mice. It is a very rapid anastomosis method, which can be employed in studies of vascular disease.

בטכניקה שרוול במודל של עכברים של אבי העורקים השתלת - סרט הדרכה

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

Sleeve Gastrectomy in Mice using Surgical Clips

The number of people who are overweight and obese is continually increasing both in the adult and adolescent populations. This coincides with the increased universal phenomenon of type 2 diabetes (T2D) and other metabolic problems. Bariatric surgery, such as SG, is currently one of the most effective and commonly used long-term treatment for obesity and T2D, but the association between them is not completely explored yet. The mechanisms underlying the outcomes seen after bariatric surgery in humans can be investigated based on preclinical animal studies. The SG reduces body weight, glucose levels and many metabolic parameters, and is easy to perform with a low incidence of complications. The goal of this work is to provide a simple method and an uncomplicated preclinical model of bariatric surgery in animals for researchers.

The prevalence of diabetes and obesity is continuously increasing worldwide. The mechanisms between diabetes, obesity and their associated mortality and co-morbidities need to be further investigated. Here, we present a protocol for sleeve gastrectomy (SG) in animals as an uncomplicated preclinical model of bariatric surgery.

שרוול כריתת קבי במקלקלים באמצעות קליפים כירורגיים

The number of people who are overweight and obese is continually increasing both in the adult and adolescent populations. This coincides with the ...

A Protocol for Roux-en-Y Gastric Bypass in Rats using Linear Staplers

Roux-en-Y gastric bypass (RYGB) is commonly performed for the treatment of severe obesity and type 2 diabetes. However, the mechanism of weight loss and metabolic changes are not well understood. Multiple factors are thought to play a role, including reduced caloric intake, decreased nutrient absorption, increased satiety, the release of satiety-promoting hormones, shifts in bile acid metabolism, and alterations in the gut microbiota.
The rat RYGB model presents an ideal framework to study these mechanisms. Prior work on mouse models have had high mortality rates, ranging from 17 to 52%, limiting their adoption. Rat models demonstrate more physiologic reserve to surgical stimulus and are technically easier to adopt as they allow for the use of surgical staplers. One challenge with surgical staplers, however, is that they often leave a large gastric pouch which is not representative of RYGB in humans. 
In this protocol, we present a RYGB protocol in rats that result in a small gastric pouch using surgical staplers. Utilizing two stapler fires which remove the forestomach of the rat, we obtain a smaller gastric pouch similar to that following a typical human RYGB. Surgical stapling also results in better hemostasis than sharp division. Additionally, the forestomach of the rat does not contain any glands and its removal should not alter the physiology of RYGB.
Weight loss and metabolic changes in the RYGB cohort were significant compared to the sham cohort, with significantly lower glucose tolerance at 14 weeks. Furthermore, this protocol has an excellent survival of 88.9% after RYGB. The skills described in this protocol can be acquired without previous microsurgical experience. Once mastered, this procedure will provide a reproducible tool for studying the mechanisms and effects of RYGB.

Roux-en-Y gastric bypass (RYGB) is performed to treat obesity and diabetes. However, the mechanisms underlying RYGB's efficacy are not fully understood, and studies are limited by technical difficulty leading to high mortality in animal models. This article provides instructions on how to perform RYGB in rats with high success rates.

פרוטוקול מעקף קיבה Roux-en-Y בחולדות באמצעות מהדקים ליניאריים

Roux-en-Y gastric bypass (RYGB) is commonly performed for the treatment of severe obesity and type 2 diabetes. However, the mechanism of weight loss and ...

Single-Anastomosis Duodeno-Ileal Bypass with Sleeve Gastrectomy Model in Mice

Obesity is a major health issue worldwide. As a response, bariatric surgeries have emerged to treat obesity and its related comorbidities (e.g., diabetes mellitus, dyslipidemia, non-alcoholic steatohepatitis, cardiovascular events, and cancers) through restrictive and malabsorptive mechanisms. Understanding the mechanisms by which these procedures allow such improvements often require their transposition into animals, especially in mice, because of the ease of generating genetically modified animals. Recently, the single-anastomosis duodeno-ileal bypass with sleeve gastrectomy (SADI-S) has emerged as a procedure that uses both restrictive and malabsorptive effects, which is being used as an alternative to gastric bypass in case of major obesity. Thus far, this procedure has been associated with strong metabolic improvements, which has led to a marked increase in its use in daily clinical practice. However, the mechanisms underlying these metabolic effects have been poorly studied as a result of a lack of animal models. In this article, we present a reliable and reproducible model of SADI-S in mice, with a special focus on perioperative management. The description and use of this new rodent model will be helpful for the scientific community to better understand the molecular, metabolic, and structural changes induced by the SADI-S and to better define the surgical indications for clinical practice.

Single-anastomosis duodeno-ileal bypass (SADI-S) is an emerging bariatric procedure with important metabolic effects. In this article, we present a reliable and reproducible model of SADI-S in mice.

מעקף Duodeno-Ileal יחיד Anastomosis עם שרוול Gastrectomy דגם בעכברים

Obesity is a major health issue worldwide. As a response, bariatric surgeries have emerged to treat obesity and its related comorbidities (e.g., diabetes ...

A Murine Model of Vertical Sleeve Gastrectomy

Bariatric surgery, such as vertical sleeve gastrectomy (VSG), is a surgery of the gastrointestinal tract that is performed for the purpose of weight loss. Bariatric surgery is currently the most effective long-term treatment for obesity. In addition to weight loss, bariatric surgery produces additional health benefits such as remission of type 2 diabetes, remission of hypertension, and decreased risk of developing certain types of cancer. The mechanisms beyond weight loss for these benefits remain incompletely defined. Therefore, animal models of bariatric surgery are being developed and validated to identify the mechanisms leading to these benefits, with the goal of improving understanding of gastrointestinal physiology and identifying new therapeutic targets. VSG has become the most commonly performed bariatric procedure in the clinic in the United States because it is highly effective at producing weight loss and metabolic improvement, and is simpler to perform than other bariatric procedures. Therefore, we have developed and validated a murine model of VSG. This murine VSG model recapitulates many of the effects of VSG seen in humans, including improved glucose and blood pressure regulation. The method is based on isolation of the stomach, ligation of gastric vessels, and removal of 70% of the stomach by transecting along the greater curvature of the stomach. We have successfully applied this surgical protocol to various genetically modified mouse lines to define the mechanistic contributors to the benefits of VSG. Furthermore, this murine VSG model has been combined with other surgical techniques, to achieve deeper mechanistic insight. Therefore, this is a simple and versatile model for studying gastrointestinal physiology and the health benefits of bariatric surgery.

The following describes the performance of vertical sleeve gastrectomy in mice. This is a type of weight-loss surgery that involves removal of approximately 70% of the stomach.

מודל מאתר של ניתוח אנכי שרוול קיבה

Bariatric surgery, such as vertical sleeve gastrectomy (VSG), is a surgery of the gastrointestinal tract that is performed for the purpose of weight loss. ...

Biology

Roux-en-Y Gastric Bypass Procedure: A Bariatric Surgical Procedure for Gastric Resectioning in Murine Model

Source: Ayer, A., et al., <a href="https://www.jove.com/v/54905">Techniques of Sleeve Gastrectomy and Modified Roux-en-Y Gastric Bypass in Mice.</a> J. Vis. Exp. (2017).
This video describes a bariatric surgery-Roux-en-Y procedure. This involves the cutting of the jejunum- the middle portion of the intestine- to generate two intestinal limbs. The biliary limb is attached to the existing intestinal loop and the alimentary limb is attached to the stomach, creating a gastric bypass. The gastric bypass created here helps to decrease the nutrient uptake and efficiently reduces body weight.

Roux-en-Y ניתוח מעקף קיבה: הליך כירורגי בריאטרי לכריתת קיבה במודל מורין

Source: Ayer, A., et al., Techniques of Sleeve Gastrectomy and Modified Roux-en-Y Gastric Bypass in Mice. J. Vis. Exp. (2017).
This video describes a ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Rodent Models

Adult

Murine Vertical Sleeve Gastrectomy: A Surgical Procedure to Downsize Stomach in Experimental Mouse Models

Before beginning the procedure, apply veterinary ointment to the eyes of an anesthetized mouse and place the mouse on a heating pad. Remove the hair from the umbilicus to the axilla, gently holding the skin taut to avoid skin lesions, and use cotton tip applicators to sequentially disinfect the exposed skin with povidone-iodine and ethanol.
Wearing sterile gloves and using sterile technique, place sterile surgical drapes on either side of the animal. Cut a small hole in the foil to allow access to the mouse&#39;s abdomen and use a piece of autoclaved aluminum foil as a surgical drape. Make a skin incision from the mid-abdomen to the xiphoid cartilage.
Under a dissecting microscope, use iris scissors to cut through the body wall along the linea alba and use new cotton tip applicators to gently elevate the stomach out of the abdomen. Bluntly dissect the greater omentum from the greater curvature of the stomach.
Then, use 7.0 monofilament absorbable sutures to place two ligatures around the short gastric artery that runs between the fundus of the stomach and the spleen. When both ligatures have been placed, use spring scissors to cut between the two sutures and fully exteriorize the stomach from the abdominal cavity.
Place gauze under the stomach and hydrate the organ with saline. For a vertical sleeve gastrectomy procedure, use a 7.0 monofilament absorbable suture with a taper needle to ligate the prominent branches of the gastric artery and vein, just below the intended line of transection. Place a simple continuous line of 6.0 monofilament absorbable suture through both gastric walls, just below the intended line of transection, to prevent spillage of the gastric contents.
Place thin-tipped hemostats above the suture line and use spring scissors to cut between the suture line and the hemostats. Remove the transected gastric tissue from the sterile surgical field and use fresh cotton tip applicators to clean the blood and digesta from the stomach.
Use a 6.0 monofilament absorbable suture with a taper needle to reinforce the apposition of the gastric walls in a simple discontinuous pattern. Using a 20G gavage needle attached to a 20-milliliter syringe, perform gastric lavage with fresh saline and securely close the stomach with a minimum of 20 knots.
Then, gently press the stomach with a cotton applicator to test for leaks. If no leaks are detected, lavage the stomach with at least 60 more milliliters of fresh saline to remove any infectious particulates.
After the procedure, use a cotton tip applicator to return the stomach under the liver within the abdominal cavity and place an applicator along the dorsal aspect of the abdominal cavity to absorb any excess fluid.
Use a blunt 18G needle to inject lactated Ringer&#39;s solution with or without antibiotics directly into the abdominal cavity, and use 6.0 monofilament absorbable sutures to close the abdominal muscle layer in a simple discontinuous pattern and the skin layer in a simple continuous pattern. Then, place tissue adhesive on the skin and fold the skin over the suture line to protect the suture from disruption by the animal.

טכניקות של שרוול קיבה ו Modified Roux-en-Y מעקף קיבה בעכברים

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video