We thank Gilles Mithieux and Aude Barataud (INSERM U1213, Lyon, France) and Marie Liabeuf and Stephanie Lemarchand-Minde (Animal facility, l'Institut du Thorax, Nantes, France) for their help with the animal care protocol. This work was supported by grants from La r&#233;gion des Pays de la Loire, the Fondation d'Avenir, and the Casden Bank. We would like to thank Catherine Postic, Fadila Benhamed and Michelle Ca&#252;zac from l'institut Cochin for their hospitality and their help during the filming process.

동물과 주택 : 8 주령 C57BL / 6 수컷 마우스를 얻습니다. 지방에서 35 % 킬로 칼로리, 25.8 %의 카세인, 1.30 % 미네랄 AIN, 1.30 %의 비타민, 1.70 %의 인산이 칼슘, 0.7 : 10 주 이전에, 물에 대한 C57BL / 6 마우스 무료로 이용할 수 높은 지방 다이어트 (DIO 다이어트를 제공 %의 탄산 칼슘 2.10 %, 시트르산 칼륨, 0.026 % 콜린 타르트 레이트, 8.9 % 수 크로스, 0.384 % 시스틴 6.5 % 셀룰로오스, 31.7 %의 돼지 기름, 3.3 %의 대두유, 및 16.29 %의 말토 덱스트린) 8 (SG) 또는 14 (RYGB) 주 비만 수술 전에. 체중 증가를 촉진하기 위해, RYGB 수술 (가짜 및 RYGB) : 물 20 % 과당 전용 마우스를 제공 (W / V) 높은 지방 다이어트에 추가한다. 윤리 정책 : 아래에 설명 된 모든 프로토콜 단계는 동물 실험에 대한 윤리위원회의 지침을 따르의 승인 번호 01953.01에서 드 라 루 아르를 지불. 1. 일반 수술 전 준비 <ol><li> 수술 전 6 시간 동안 마우스를 빨리. 젤 디등 식품 3 일 수술 전 수술과 독점적으로 일일 전에 주어졌다. (0.4 L / 분 옥시젠) 5 % 이소 플루 란 (0.4 L / 분) O 2 챔버로 마취를 유도한다. 마취 효과가 있는지 확인하기 위해 발가락 - 핀치 테스트를 수행합니다. 피하 주사를 통해 진통제 (0.1 ㎎ / ㎏ 부 프레 노르 핀), 항생제 (10 ㎎ / ㎏ marbofloxacine), 친 반응 속도 (1 ㎎ / ㎏ 메토 클로 프라 미드)를 관리 할 수 있습니다. </li><li> (실험실 트래픽 및 환기 팬 먼) 수술 절차에 대해 특정 작업 영역을 할당합니다. 전용 하드 표면 소독제와 외과 영역을 청소합니다. 수술하는 동안 마우스 homeothermy을 유지하기 위해 작업 공간 영역에 가열 패드를 놓습니다. 가열 패드에 깨끗하고 흡수 underpad을 적용합니다. </li><li> 전기 면도기를 사용하여 골반 흉골에서 복부를 면도. 멸균 플라스틱 포장 (도 1A 및 2A)에서 마우스의 복부를 싸서 가열 페이지의 부정사 위치에 마우스를 올려광고. </li><li> 마취 동안 건조를 방지하기 위해 눈에 수의사 연고를 적용합니다. 코 콘에 마우스를 놓고 2 % 이소 플루 란 (0.4 L / 분)와 O 2 (/ 분 0.4 L)으로 마취를 유지한다. </li><li> 수술을 시작하기 전에, 무균 시험 가운, 일회용 수술 용 모자, 안면 마스크, 멸균 장갑을 넣어. 수술의 모든 단계에 필요한 멸균 수술기구 세트를 포함하는 멸균 패키지를 엽니 다. 멸균 플라스틱 포장의 창을 잘라 2 연속 포비돈 - 요오드 솔루션으로 피부를 소독. </li></ol> 2. 소매 절제술 : 수술 <ol><li> 중간 개복술 (그림 1B) <ol><li> 쌍안 현미경과 메스로 복강을 (복부 근육을 손상하지 않는) 열 복부의 중간 흉골에서 중간 선 절개를 수행합니다. 37 ° C의 식염수로 적신 멸균 압축으로 피부를 보호합니다. </li></ol></li><li> 위의 노출 (그림 1C) <ol><li> 살짝 적신 - 면봉을 사용하여 위장을 동원. 적신 면봉 또는 마이크로 가위를 사용하여 측면 가까운 결합 조직의 첨부 파일에서 배를 무료로 제공됩니다. </li><li> 조심스럽게 완전히 위장을 구체화하고 지혈 콜라겐은 위장 뒤에 압축 놓습니다. (그림 1D와 E를) 출혈 미래를 방지하기 위해 8.0 비 흡수성 봉합사로 위장 큰 곡률을 따라 유문 및 식도 혈관을 봉합. 참고 : 지혈 사용, 조직 손상을 유발만을 절제 할 것을 목표로 조직에서 사용할 수 있는지 확인 할 수 있습니다. </li></ol></li><li> 위의 심장 지역의 절제술 (안저) <ol><li> 유문 영역 (신체)과 위 (안저)의 심장 지역 (그림 1 층) 사이의 해부학 라인 존재에 gastrotomy을 수행합니다. </li><li> 각 방향으로 2 적신 면봉으로 잔여 음식을 제거위의 측면. 마이크로 가위를 사용하여, 안저 위장 (도 1G)의 코퍼스 사이의 경계를 따라 위장을 잘랐다. </li><li> 지혈 콜라겐이 주요 출혈의 경우에는 2 분 동안 압축 누릅니다. 절개 (그림 1H)의 끝으로 위장 oesophagal 접합에서 8.0 비 흡수성 봉합사와 위장 개방을 닫습니다. </li></ol></li><li> 위의 유문 지역의 절제술 (말뭉치) <ol><li> 위 (그림 1I)의 약 80 %를 제거 할 수 있도록 큰 곡률을 따라 위 절제술을 완료합니다. 3mm로 SG의 폭을 표준화. 지혈 콜라겐이 주요 출혈의 경우에는 2 분 동안 압축 누릅니다. </li><li> 8.0 비 흡수성 봉합사 (그림 1J)와 위의 유문 지역의 개방을 닫습니다. 조심스럽게 봉합이 새지 있는지 확인하기 위해 위의 각 측면을 향해 2 적신 면봉을 굴립니다. </li><li>누설의 경우 8.0 비 흡수성 봉합사로 완료합니다. 지혈 콜라겐를 압축을 제거하고 복강에 배를 반환합니다. 봉합사에 대해 압축 지혈 콜라겐을 둡니다. </li></ol></li><li> 복부 폐쇄 <ol><li> 5.0 비 흡수성 봉합사 (도 1K)을 복벽의 근육층을 닫는다. 1 %로 이소 플루 란 농도를 줄임으로써 마취를 줄입니다. 5.0 비 흡수성 봉합사 (도 1L)를 사용하여 피부를 닫는다. </li></ol></li></ol> 3. Roux-EN-Y 위장 바이 패스 : 수술 <ol><li> 중간 개복술 <ol><li> 쌍안 현미경과 메스로 복강을 (복부 근육을 손상하지 않는) 열 복부의 중간 흉골에서 중간 선 절개를 수행합니다. 37 ° C의 식염수 (그림 2B)로 적신 멸균 압축으로 피부를 보호합니다. </li></ol> &lt;/ 리&gt; <li> Biliopancreatic 사지 및 영양 사지 <ol><li> 소장 (그림 2C)을 구체화. 측정 8 유문에서 cm 5.0 비 흡수성 봉합사 (그림 2D)과 소장의이 합자를 수행합니다. </li><li> 두 합자 (그림 2E) 사이의 소장을 잘라. 복부의 왼쪽 상단 사분면에 두 끝의 근위 사지를 놓습니다. 주의 : 이것은 영양 사지 (도 2F)로 사용한다. </li><li> 영양 사지에게 근위 사지 (그림 2 층) 아래 6cm가 직면하고있는 양단의 말단 사지를 놓습니다. 참고 :이 담즙 사지로 사용됩니다. </li></ol></li><li> Jejuno-jejunostomy <ol><li> 마이크로 가위를 사용하여 근위 사지와 장 루프를 모두 잘라 같은 길이의 두 antimesenteric 절개 (그림 2G 및 2H)를 수행합니다. </li><li> 이 8.0 좌우 문합을 수행비 흡수성 봉합사. 복부 측 문합 (그림 2J) 다음 등쪽 측 문합 첫 번째 (그림 2I)을 수행합니다. </li><li> 조심스럽게 봉합이 새지 있는지 확인하기 위해 문합 양쪽으로 2 적신 면봉을 굴립니다. 누설의 경우 8.0 비 흡수성 봉합사로 완료합니다. </li></ol></li><li> 위장 jejunostomy <ol><li> 살짝 적신 면봉을 사용하여 위장을 동원. 적신 면봉 또는 마이크로 가위를 사용하여 측면 가까운 결합 조직의 첨부 파일에서 배를 무료로 제공됩니다. </li><li> 부드럽게, 재 흡수 지혈 콜라겐은 위장 뒤에 압축 배치, 완벽하게 위장을 외부화. 곡선 형 마이크로 핀셋 (도 2K 및 2L)을 사용하여 복막 통과 5.0 비 흡수성 봉합사를 사용하여 유문부의 결찰을 수행한다. </li><li> 복부 위의 측면, 유문에서 1.5 cm, 및 말초 사지를 모두 잘라같은 길이 (그림 2M)의 두 개의 절개를 작성, 마이크로 가위를 사용하여. </li><li> 이 8.0 비 흡수성 봉합사로 좌우 문합을 수행합니다. 지느러미 측 문합 (그림 2N)로 시작하고 복부 측 문합 (그림 2O)를 수행합니다. 조심스럽게 봉합이 새지 있는지 확인하기 위해 문합 양쪽으로 2 적신 - 면봉을 굴립니다. 누설의 경우 8.0 비 흡수성 봉합사로 완료합니다. </li></ol></li><li> 복부 폐쇄 <ol><li> 5.0 비 흡수성 봉합사 (도 2P)을 이용하여 복벽의 근육층을 닫는다. 1 %로 이소 플루 란 농도를 줄임으로써 마취를 줄입니다. 피하 주사를 통해 따뜻한 식염수 25 ㎖ / kg .Administer 5.0 비 흡수성 봉합사 (도 2Q)를 사용하여 피부를 닫는다. </li></ol></li></ol> 4. 일반 수술 후 케어 <ol><li> 이소 플루 란을 중지마우스가 잠에서 깨어 때까지 0.8 L / 분의 O 2 흐름을 계속합니다. 이 케이지 주위에 이동하고 서서 떨어지지 않고 걸을 수있는 위해 동물 시작으로 표시 모터 제어를 회복 할 때까지 무인 마우스를 두지 마십시오. </li><li> 5 일간 30 ° C 온도 조건에서 인큐베이터에 마우스 (케이지 당 하나의 마우스)를 놓습니다. </li><li> 프로토콜이 끝날 때까지 RYGB 마우스와 비타민 (800 밀리그램 / 180 mL의 물) supplementations, 철 (피하 주사 0.5 ㎎ / ㎏ / 일)를 유지한다. </li><li> 수술 후 5 일간 (10 % 라드, 10 % 액체 설탕, 57 %의 물 고지방 겔 다이어트) 무료 겔 다이어트 식품에 대한 액세스를 돌려줍니다. 삼일 수술 후 고체 음식을 다시 소개. </li><li> 피하는, 멜 록시 캄 (수술 후 하루 3 0 일에서 하루에 두 번 0.1 ㎎ / ㎏) (1 ㎎ / ㎏, 하루 0에서 수술 후 3 일까지), 메토 클로 프라 미드 (1 ㎎ / ㎏, 하루 0에 부 프레 노르 핀을 주입 수술 후 5 일), 및 marbofloxacine (10 ㎎ / ㎏, 하루 0에서 하루에 3 afte<html> R 수술). </li></ol> 5. 수술 후 대사 매개 변수 평가 <ol><li> 음식물 섭취 측정 <ol><li> 마우스는 수술 후 1 주간 복구 할 수 있습니다. 집 쥐 케이지 당 하나. 케이지에 넣고 고체 다이어트의 양을 측정한다. 무게 남은 음식을 24 시간 이상. 한 필요에 따라이 단계를 반복합니다. </li></ol></li><li> 경구 당부 하 시험 <ol><li> 구강 루스 전에 6 시간 동안 마우스를 빨리. 꼬리 끝에서 혈액 방울을 수확 시간 0 혈당 값을 결정하는 혈당 측정기에 삽입 된 글루코스 스트립을 적용한다. </li><li> 20 % D-포도당 용액 (2g / kg)의 경구 용 알약을 관리 할 수 ​​있습니다. 15, 30, 60 및 120 분 후 위관을 혈당 수준을 측정한다. </li></ol></li><li> 헤모글로빈 수준 분석 <ol><li> 혈액학 시스템을 사용하여, 헤모글로빈 수준을 샘플링 신선한 혈액 20 μL를 측정한다. </li></ol></li></ol>&quot;&gt; 6. 안락사 <ol><li> 복강 자일 라진 / 케타민 용액 (80분의 10 ㎎ / ㎏)을 주입하여 쥐를 마취. 자궁 경부 전위를 수행합니다. 심장이 박동되지 않고 안구 깜박 반사가 손실되는 것을 보장함으로써 완전한 안락사를 확인합니다. </li></ol>

<ol>
	<li>Ng, M., Fleming, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Global,+regional,+and+national+prevalence+of+overweight+and+obesity+in+children+and+adults+during+1980-2013:+a+systematic+analysis+for+the+Global+Burden+of+Disease+Study+2013.">Global, regional, and national prevalence of overweight and obesity in children and adults during 1980-2013: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2013.</a> The Lancet. 384 (9945), 766-781 (2014).</li><li>Calle, E. E., Thun, M. J., Petrelli, J. M., Rodriguez, C., Heath, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Body-mass+index+and+mortality+in+a+prospective+cohort+of+U.S.+adults.">Body-mass index and mortality in a prospective cohort of U.S. adults.</a> The New England Journal of Medicine. 341 (15), 1097-1105 (1999).</li><li>Sj&#246;str&#246;m, L., Lindroos, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lifestyle,+diabetes,+and+cardiovascular+risk+factors+10+years+after+bariatric+surgery.">Lifestyle, diabetes, and cardiovascular risk factors 10 years after bariatric surgery.</a> The New England Journal of Medicine. 351 (26), 2683-2693 (2004).</li><li>Buchwald, H., Avidor, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bariatric+surgery:+a+systematic+review+and+meta-analysis.">Bariatric surgery: a systematic review and meta-analysis.</a> JAMA. 292 (14), 1724-1737 (2004).</li><li>Yin, D. P., Gao, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+different+bariatric+surgeries+in+the+treatment+of+obesity+and+insulin+resistance+in+mice.">Assessment of different bariatric surgeries in the treatment of obesity and insulin resistance in mice.</a> Annals of surgery. 254 (1), 73-82 (2011).</li><li>Buchwald, H., Oien, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metabolic/Bariatric+Surgery+Worldwide+2008.">Metabolic/Bariatric Surgery Worldwide 2008.</a> Obesity Surgery. 19 (12), 1605-1611 (2009).</li><li>Liu, W., Zassoko, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+of+duodenojejunal+bypass+surgery+in+mice:+A+model+designed+for+diabetic+research.">Establishment of duodenojejunal bypass surgery in mice: A model designed for diabetic research.</a> Microsurgery. 28 (3), 197-202 (2008).</li><li>Lan, Z., Zassoko, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+techniques+for+gastrojejunal+bypass+surgery+in+obese+mice.">Development of techniques for gastrojejunal bypass surgery in obese mice.</a> Microsurgery. , (2010).</li><li>Schlager, A., Khalaileh, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+model+for+sleeve+gastrectomy:+Applications+for+diabetes+research.">A mouse model for sleeve gastrectomy: Applications for diabetes research.</a> Microsurgery. 31 (1), 66-71 (2011).</li><li>Troy, S., Soty, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intestinal+Gluconeogenesis+Is+a+Key+Factor+for+Early+Metabolic+Changes+after+Gastric+Bypass+but+Not+after+Gastric+Lap-Band+in+Mice.">Intestinal Gluconeogenesis Is a Key Factor for Early Metabolic Changes after Gastric Bypass but Not after Gastric Lap-Band in Mice.</a> Cell Metabolism. 8 (3), 201-211 (2008).</li><li>Seyfried, F., Lannoo, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Roux-en-Y+gastric+bypass+in+mice--surgical+technique+and+characterisation.">Roux-en-Y gastric bypass in mice--surgical technique and characterisation.</a> Obesity surgery. 22 (7), 1117-1125 (2012).</li></ol>

The authors declare no conflicts of interest.

비만의 증가 전염병을 극복하기 위해, 제 비만 수술 절차는 미국에서 1960 년에 등장했다. 이후 절차의 수는 여전히 매년 전 세계적으로 수행 증가하고 오늘날, 이러한 기술은 병적 비만 (6)의 관리를위한 최적의 치료 옵션을 나타낸다. 개발 절차 중 SG와 RYGB은 임상 4에 사용되는 두 개의 가장 인기있는 방법입니다. 동물 모델, 특히 설치류, 비만 수술 후에 관찰 일...

비만과 당뇨병의 세계적 대유행이 정도의 파괴이다. 전 세계적으로 억이 넘는 성인 (인구의 30 %) 비만 (BMI&gt; 25kg / m 2) 또는 비만 (BMI&gt; 30kg / m 2) 중 하나입니다 (1). 이 증가 이환율과 사망률을 선도, 2 형 당뇨병, 고혈압 및 이상 지질 혈증 등의 대사 합병증과 함께 올 수 있습니다. 비만은 전체 사망률과 암 2의 유병률을 증가시킨다. 인한 효과적인 침습적 치료법의 부족, 비만 수술은 장기간 지속 중량 손실 (3, 4)을 초래할 수있는 유일한 옵션을 나타낸다. 다른 수술 방법의 수는 개발되었지만, 슬리브 절제술 (SG) 및 루 엉 Y 위장 (RYGB)은 가장 일반적으로 임상에서 사용되는 두 가지 절차가있다. 속도 허가 절차 동안에, 위의 초기 부피의 80 % 인제거; 따라서,이 기술은 포만감을 향상 제한적 수술이다. RYGB은 제한-흡수 장애 기법 중 하나입니다. RYGB 중에 작은 위 주머니 (총 용적 위의 1 ~ 2 %)이 생성되고, 장내 소화 및 영양소의 흡수를 지연시키는 Y 형으로 재 배열된다. 이 두 기술은 RYGB에서 본 높은 효율, 자주 관련된 동반 질환에 상당한 체중 감소 및 일반 개선 (예를 들면, 고혈압, 제 2 형 당뇨병 및 이상 지질 혈증) 3로 이어집니다. 그러나, 비만 수술의다면 발현 유익한 효과 뒤에 분자 메커니즘은 종종 완전히 규명되지 않습니다. 인해 가능한 수많은 유전자 변형 된 균주를 마우스 모델은 이러한 분자 메커니즘을 탐구하는 가장 편리한 동물 모델이다. 그러나, 비만 절차는 작은 동물 모델의 requir에 직접 적용하기 어렵다높은 수술 손재주를 전자. SG 용이 매우 좋은 생존율 설치류에서 수행 될 수 있지만, RYGB 인해 심각한 장폐색 5 마우스 치명적이다. 다른 변형 RYGB 기술들이이 문제를, 특히 5 oesojejunostomy 대응하기 위해 제안되었다. 위장 절제없이 gastrojejunostomy : 여기, 우리는 다른 대안을 제시한다. 이 변형은 RYGB 재생 인간에서 관찰되는 유익한 효과의 대부분 (즉, 상당한 체중 감소 및 글루코스 항상성 및 지질 개선). 이 원고는 요약 및 마우스에서 SG와 RYGB의 기술 및 실험 세부 사항을 논의하고 동영상의 도움으로 이러한 절차를 용이하게하는 것을 목표로하고있다. 특정한 하이라이트 비타민, 철 결핍의 감소를 허용 수술 전 및 수술후 의료 프로토콜의 최적화에 대하여 설명한다.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Drugs&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>High Fat diet</td><td>DIO diet</td><td>Safe</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Forane</td><td>Baxter</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphin</td><td>Buprecare</td><td>Animalcare</td><td></td></tr><tr><td>Marbofloxacine</td><td>Marbocyl</td><td>Vetoquinol</td><td></td></tr><tr><td>Ammonium iron citrate, vitamins PP-B12</td><td>Fercobsang</td><td>Vetoquinol</td><td></td></tr><tr><td>Vitamins A-D3-E-K-B</td><td>Vita Rongeur</td><td>Virbac</td><td></td></tr><tr><td>NaCl 0.9%</td><td>NaCl 0,9%</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Povidone solution</td><td>Betadine Scrub</td><td>Betadine</td><td></td></tr><tr><td>Povidone solution</td><td>Betadine Solution</td><td>Betadine</td><td></td></tr><tr><td>Carboptol 980 NF</td><td>Ocrygel</td><td>TVM</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;References&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Sutures&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Prolene&amp;reg;</td><td>8.0, 6,5 mm</td><td>Ethicon</td><td></td></tr><tr><td>Prolene&amp;reg;</td><td>5.0, 13 mm</td><td>Ethicon</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;References&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Surgical equipments&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Scissors</td><td></td><td>FST</td><td></td></tr><tr><td>Needle holder</td><td>Olsen-Hegar</td><td>FST</td><td></td></tr><tr><td>Micro scissors</td><td>Vannas</td><td>FST</td><td></td></tr><tr><td>Micro forceps&amp;nbsp;</td><td>Graefe</td><td>FST</td><td></td></tr><tr><td>Micro forceps curved</td><td>Graefe</td><td>FST</td><td></td></tr><tr><td>Curved micro needle holder</td><td>Castroviejo</td><td>FST</td><td></td></tr><tr><td>Hemostatic collagen compress</td><td>Pangen</td><td>Urgo</td><td></td></tr><tr><td>Absorbent underpads</td><td></td><td>VWR</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;References&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Specific equipments&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hematology system&amp;nbsp;</td><td>Hemavet 950FS</td><td>Hemavet</td><td></td></tr><tr><td>Glucose strips and glucometer</td><td>One touch Verio</td><td>Life scan</td><td></td></tr><tr><td>Stereo microscope</td><td>MZ6</td><td>Leica&amp;nbsp;</td><td></td></tr></tbody></table>

techniques of sleeve gastrectomy and modified roux-en-y gastric bypass in mice

비만은 (2003 년부터 2008 년까지) 유럽 (4) 여성을위한 %, 36.5에 남성 28 %와 6.2의 보급과 함께, 주요 공중 보건 문제입니다. 병적 비만 자주 수명 및 품질을 감소 예컨대 제 2 형 당뇨병, 고혈압, 고지혈증 등의 대사성 합병증과 관련된다. 효과적인 침습적 치료의 부재에서 비만 수술은 병적 비만 환자 (신체 질량 지수 (BMI)&gt; 40kg / m 2)를위한 유용한 치료 옵션 장기 선도이다 대사성 합병증의 체중 감소 및 개선 지속 . 그러나 비만 수술의 유익한 효과를 유지하는 기본 세포 및 분자 메커니즘은 아직 완전히 이해되지 않습니다. 때문에 사용할 수있는 다수의 유전자 변형 종자에 마우스 모델은 비만 수술의다면 발현 유익한 효과 뒤에 분자 메커니즘을 탐구하는 가장 편리한 동물 모델입니다. 여기, 우리는 최적화 된 healthc 상세한소매 절제술과 수정 된 Roux-EN-Y 위장 바이 패스 : 두 가지 가장 널리 사용되는 비만 수술에 대한 쥐의 방법과 수술 프로토콜입니다. 비만 수술의 치료 효과를 기본 분자 메커니즘을 해독하는 새로운 치료제의 표적을 식별하는 약속을 제공합니다.

일반 조건 되어있는 SG 절차에 대한 평균 수술 시간은 49.3 ± 1.5 분이었다. 우리는 위의 약 80 % %를 나타냅니다 위의 62.8 ± 5.0 mg의 제거. 어떤 마우스는 수술 중 또는 다음의 7 일 동안 죽지 않았다. 하나의 마우스 (7.1 %)이 때문에 위석에 의한 위 폐색의 11 번째 수술 후 일에 사망했다. <p class="jove_content" fo:k...

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Techniques of Sleeve Gastrectomy and Modified Roux-en-Y Gastric Bypass in Mice

Bariatric surgery is the most efficient way to reduce body weight and the deadly metabolic complications (diabetes, obesity, and dyslipidemia) frequently associated with morbid obesity. Mouse models of bariatric surgery represent a unique asset for deciphering molecular mechanisms behind the beneficial effects of these surgeries on diabetes, hypertension, and dyslipidemia.

소매 절제술의 기술 및 쥐에서 Roux-EN-Y 위장 바이 패스를 수정

Obesity is a major public health issue, with a prevalence of 4 to 28% for men and 6.2 to 36.5% for women in Europe (from 2003 to 2008). Morbid obesity is ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

11.9K 조회수.  INSERM, CNRS, UNIV Nantes. Bariatric surgery is the most efficient way to reduce body weight and the deadly metabolic complications (diabetes, obesity, and dyslipidemia) frequently associated with morbid obesity. Mouse models of bariatric surgery represent a unique asset for deciphering molecular mechanisms behind the beneficial effects of these surgeries on diabetes, hypertension, and dyslipidemia.

비디오: Techniques of Sleeve Gastrectomy and Modified Roux-en-Y Gastric Bypass in Mice

Modified Technique for Coronary Artery Ligation in Mice

Myocardial infarction (MI) is one of the most important causes of mortality in humans1-3. In order to improve morbidity and mortality in patients with MI we need better knowledge about pathophysiology of myocardial ischemia. This knowledge may be valuable to define new therapeutic targets for innovative cardiovascular therapies4. Experimental MI model in mice is an increasingly popular small-animal model in preclinical research in which MI is induced by means of permanent or temporary ligation of left coronary artery (LCA)5. In this video, we describe the step-by-step method of how to induce experimental MI in mice.
The animal is first anesthetized with 2% isoflurane. The unconscious mouse is then intubated and connected to a ventilator for artificial ventilation. The left chest is shaved and 1.5 cm incision along mid-axillary line is made in the skin. The left pectoralis major muscle is bluntly dissociated until the ribs are exposed. The muscle layers are pulled aside and fixed with an eyelid-retractor. After these preparations, left thoracotomy is performed between the third and fourth ribs in order to visualize the anterior surface of the heart and left lung. The proximal segment of LCA artery is then ligated with a 7-0 ethilon suture which typically induces an infarct size ~40% of left ventricle. At the end, the chest is closed and the animals receive postoperative analgesia (Temgesic, 0.3 mg/50 ml, ip). The animals are kept in a warm cage until spontaneous recovery.

The surgical procedure used to induce experimental myocardial infarction in mice begins with left thoracotomy between the third and the fourth ribs in order to visualize the anterior surface of the heart and left lung. The left coronary artery is ligated, the chest is closed and the mouse is allowed to recover spontaneously.

마우스의 관상 동맥 결합에 대한 수정 기술

Myocardial infarction (MI) is one of the most important causes of mortality in humans1-3. In order to improve morbidity and mortality in patients with MI ...

연구

의학

Roux-en-Y Gastric Bypass Operation in Rats

Currently, the most effective therapy for the treatment of morbid obesity to induce significant and maintained body weight loss with a proven mortality benefit is bariatric surgery1,2. Consequently, there has been a steady rise in the number of bariatric operations done worldwide in recent years with the Roux-en-Y gastric bypass (gastric bypass) being the most commonly performed operation3. Against this background, it is important to understand the physiological mechanisms by which gastric bypass induces and maintains body weight loss. These mechanisms are yet not fully understood, but may include reduced hunger and increased satiation4,5, increased energy expenditure6,7, altered preference for food high in fat and sugar8,9, altered salt and water handling of the kidney10 as well as alterations in gut microbiota11. Such changes seen after gastric bypass may at least partly stem from how the surgery alters the hormonal milieu because gastric bypass increases the postprandial release of peptide-YY (PYY) and glucagon-like-peptide-1 (GLP-1), hormones that are released by the gut in the presence of nutrients and that reduce eating12.
During the last two decades numerous studies using rats have been carried out to further investigate physiological changes after gastric bypass. The gastric bypass rat model has proven to be a valuable experimental tool not least as it closely mimics the time profile and magnitude of human weight loss, but also allows researchers to control and manipulate critical anatomic and physiologic factors including the use of appropriate controls. Consequently, there is a wide array of rat gastric bypass models available in the literature reviewed elsewhere in more detail 13-15. The description of the exact surgical technique of these models varies widely and differs e.g. in terms of pouch size, limb lengths, and the preservation of the vagal nerve. If reported, mortality rates seem to range from 0 to 35%15. Furthermore, surgery has been carried out almost exclusively in male rats of different strains and ages. Pre- and postoperative diets also varied significantly.
Technical and experimental variations in published gastric bypass rat models complicate the comparison and identification of potential physiological mechanisms involved in gastric bypass. There is no clear evidence that any of these models is superior, but there is an emerging need for standardization of the procedure to achieve consistent and comparable data. This article therefore aims to summarize and discuss technical and experimental details of our previously validated and published gastric bypass rat model.

Numerous studies using gastric bypass rat models have been recently conducted to uncover the underlying physiological mechanisms of Roux-en-Y gastric bypass operations. This article aims to demonstrate and discuss the technical and experimental details of our published gastric bypass rat model to understand advantages and limitations of this experimental tool.

쥐에서 Roux-EN-Y 위장 바이패스 수술

Currently, the most effective therapy for the treatment of morbid obesity to induce significant and maintained body weight loss with a proven mortality ...

Assessment of Gastric Emptying in Non-obese Diabetic Mice Using a [13C]-octanoic Acid Breath Test

Gastric emptying studies in mice have been limited by the inability to follow gastric emptying changes in the same animal since the most commonly used techniques require killing of the animals and postmortem recovery of the meal1,2. This approach prevents longitudinal studies to determine changes in gastric emptying with age and progression of disease. The commonly used [13C]-octanoic acid breath test for humans3 has been modified for use in mice4-6 and rats7 and we previously showed that this test is reliable and responsive to changes in gastric emptying in response to drugs and during diabetic disease progression8. In this video presentation the principle and practical implementation of this modified test is explained. As in the previous study, NOD LtJ mice are used, a model of type 1 diabetes9. A proportion of these mice develop the symptoms of gastroparesis, a complication of diabetes characterized by delayed gastric emptying without mechanical obstruction of the stomach10.
This paper demonstrates how to train the mice for testing, how to prepare the test meal and obtain 4 hr gastric emptying data and how to analyze the obtained data. The carbon isotope analyzer used in the present study is suitable for the automatic sampling of the air samples from up to 12 mice at the same time. This technique allows the longitudinal follow-up of gastric emptying from larger groups of mice with diabetes or other long-standing diseases.

Assessment of Gastric Emptying in Non-obese Diabetic Mice Using a [13C]-octanoic Acid Breath Test

Determination of gastric emptying with a non-invasive [13C]-octanoic acid breath test for tracking gastroparesis in female NOD LtJ mice.

를 사용하여 비 비만 당뇨병 마우스의 위 비우는의 평가 [<sup&gt; 13</sup&gt; C]-octanoic 산성 호흡 시험

Gastric emptying studies in mice have been limited by the inability to follow gastric emptying changes in the same animal since the most commonly used ...

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the aorta in mice using the sleeve method was short and easy averaging 20 min, permitting studies of iso/allo grafts. The following article describes the aortic transplantation procedure used in our laboratory. The mice were anesthetized with a mixture of 1.5% volume isoflurane and 100% oxygen through a face mask. At this point, the segment of the aorta between the renal arteries and its bifurcation was separated from the vena cava, freely prepared and clampedat the proximal and distal segments with a single silk suture. Prior to the removal of the aorta, a saline solution containing heparin was injected into the inferior vena cava. Then the aorta was cut between the clamps and a saline heparin solution was used to flush the lumen. The sleeve technique with monofilament sutures was used in order to transplant the abdominal aorta in the orthotopic position.

We present an orthotopic aortic transplantation model using the sleeve technique in mice. It is a very rapid anastomosis method, which can be employed in studies of vascular disease.

대동맥 이식-교육용 비디오의 마우스 모델에서 소매 기법을 사용 하 여

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

Sleeve Gastrectomy in Mice using Surgical Clips

The number of people who are overweight and obese is continually increasing both in the adult and adolescent populations. This coincides with the increased universal phenomenon of type 2 diabetes (T2D) and other metabolic problems. Bariatric surgery, such as SG, is currently one of the most effective and commonly used long-term treatment for obesity and T2D, but the association between them is not completely explored yet. The mechanisms underlying the outcomes seen after bariatric surgery in humans can be investigated based on preclinical animal studies. The SG reduces body weight, glucose levels and many metabolic parameters, and is easy to perform with a low incidence of complications. The goal of this work is to provide a simple method and an uncomplicated preclinical model of bariatric surgery in animals for researchers.

The prevalence of diabetes and obesity is continuously increasing worldwide. The mechanisms between diabetes, obesity and their associated mortality and co-morbidities need to be further investigated. Here, we present a protocol for sleeve gastrectomy (SG) in animals as an uncomplicated preclinical model of bariatric surgery.

외과 클립을 사용하여 마우스에 소매 위절제술

The number of people who are overweight and obese is continually increasing both in the adult and adolescent populations. This coincides with the ...

A Protocol for Roux-en-Y Gastric Bypass in Rats using Linear Staplers

Roux-en-Y gastric bypass (RYGB) is commonly performed for the treatment of severe obesity and type 2 diabetes. However, the mechanism of weight loss and metabolic changes are not well understood. Multiple factors are thought to play a role, including reduced caloric intake, decreased nutrient absorption, increased satiety, the release of satiety-promoting hormones, shifts in bile acid metabolism, and alterations in the gut microbiota.
The rat RYGB model presents an ideal framework to study these mechanisms. Prior work on mouse models have had high mortality rates, ranging from 17 to 52%, limiting their adoption. Rat models demonstrate more physiologic reserve to surgical stimulus and are technically easier to adopt as they allow for the use of surgical staplers. One challenge with surgical staplers, however, is that they often leave a large gastric pouch which is not representative of RYGB in humans. 
In this protocol, we present a RYGB protocol in rats that result in a small gastric pouch using surgical staplers. Utilizing two stapler fires which remove the forestomach of the rat, we obtain a smaller gastric pouch similar to that following a typical human RYGB. Surgical stapling also results in better hemostasis than sharp division. Additionally, the forestomach of the rat does not contain any glands and its removal should not alter the physiology of RYGB.
Weight loss and metabolic changes in the RYGB cohort were significant compared to the sham cohort, with significantly lower glucose tolerance at 14 weeks. Furthermore, this protocol has an excellent survival of 88.9% after RYGB. The skills described in this protocol can be acquired without previous microsurgical experience. Once mastered, this procedure will provide a reproducible tool for studying the mechanisms and effects of RYGB.

Roux-en-Y gastric bypass (RYGB) is performed to treat obesity and diabetes. However, the mechanisms underlying RYGB's efficacy are not fully understood, and studies are limited by technical difficulty leading to high mortality in animal models. This article provides instructions on how to perform RYGB in rats with high success rates.

선형 스테이플러를 사용하여 쥐의 Roux-en-Y 위 우회에 대한 프로토콜

Roux-en-Y gastric bypass (RYGB) is commonly performed for the treatment of severe obesity and type 2 diabetes. However, the mechanism of weight loss and ...

Single-Anastomosis Duodeno-Ileal Bypass with Sleeve Gastrectomy Model in Mice

Obesity is a major health issue worldwide. As a response, bariatric surgeries have emerged to treat obesity and its related comorbidities (e.g., diabetes mellitus, dyslipidemia, non-alcoholic steatohepatitis, cardiovascular events, and cancers) through restrictive and malabsorptive mechanisms. Understanding the mechanisms by which these procedures allow such improvements often require their transposition into animals, especially in mice, because of the ease of generating genetically modified animals. Recently, the single-anastomosis duodeno-ileal bypass with sleeve gastrectomy (SADI-S) has emerged as a procedure that uses both restrictive and malabsorptive effects, which is being used as an alternative to gastric bypass in case of major obesity. Thus far, this procedure has been associated with strong metabolic improvements, which has led to a marked increase in its use in daily clinical practice. However, the mechanisms underlying these metabolic effects have been poorly studied as a result of a lack of animal models. In this article, we present a reliable and reproducible model of SADI-S in mice, with a special focus on perioperative management. The description and use of this new rodent model will be helpful for the scientific community to better understand the molecular, metabolic, and structural changes induced by the SADI-S and to better define the surgical indications for clinical practice.

Single-anastomosis duodeno-ileal bypass (SADI-S) is an emerging bariatric procedure with important metabolic effects. In this article, we present a reliable and reproducible model of SADI-S in mice.

생쥐의 단일 문합 십이지장-회장 우회술(Single-Anastomosis Duodeno-Ileal Bypass with Sleeve Gastrectomy Model in Mice)

Obesity is a major health issue worldwide. As a response, bariatric surgeries have emerged to treat obesity and its related comorbidities (e.g., diabetes ...

A Murine Model of Vertical Sleeve Gastrectomy

Bariatric surgery, such as vertical sleeve gastrectomy (VSG), is a surgery of the gastrointestinal tract that is performed for the purpose of weight loss. Bariatric surgery is currently the most effective long-term treatment for obesity. In addition to weight loss, bariatric surgery produces additional health benefits such as remission of type 2 diabetes, remission of hypertension, and decreased risk of developing certain types of cancer. The mechanisms beyond weight loss for these benefits remain incompletely defined. Therefore, animal models of bariatric surgery are being developed and validated to identify the mechanisms leading to these benefits, with the goal of improving understanding of gastrointestinal physiology and identifying new therapeutic targets. VSG has become the most commonly performed bariatric procedure in the clinic in the United States because it is highly effective at producing weight loss and metabolic improvement, and is simpler to perform than other bariatric procedures. Therefore, we have developed and validated a murine model of VSG. This murine VSG model recapitulates many of the effects of VSG seen in humans, including improved glucose and blood pressure regulation. The method is based on isolation of the stomach, ligation of gastric vessels, and removal of 70% of the stomach by transecting along the greater curvature of the stomach. We have successfully applied this surgical protocol to various genetically modified mouse lines to define the mechanistic contributors to the benefits of VSG. Furthermore, this murine VSG model has been combined with other surgical techniques, to achieve deeper mechanistic insight. Therefore, this is a simple and versatile model for studying gastrointestinal physiology and the health benefits of bariatric surgery.

The following describes the performance of vertical sleeve gastrectomy in mice. This is a type of weight-loss surgery that involves removal of approximately 70% of the stomach.

수직 소매 위절제술의 Murine 모델

Bariatric surgery, such as vertical sleeve gastrectomy (VSG), is a surgery of the gastrointestinal tract that is performed for the purpose of weight loss. ...

생물학

Roux-en-Y Gastric Bypass Procedure: A Bariatric Surgical Procedure for Gastric Resectioning in Murine Model

Source: Ayer, A., et al., <a href="https://www.jove.com/v/54905">Techniques of Sleeve Gastrectomy and Modified Roux-en-Y Gastric Bypass in Mice.</a> J. Vis. Exp. (2017).
This video describes a bariatric surgery-Roux-en-Y procedure. This involves the cutting of the jejunum- the middle portion of the intestine- to generate two intestinal limbs. The biliary limb is attached to the existing intestinal loop and the alimentary limb is attached to the stomach, creating a gastric bypass. The gastric bypass created here helps to decrease the nutrient uptake and efficiently reduces body weight.

Roux-en-Y 위 우회 시술: 쥐 모델에서 위 절제술을 위한 비만 수술 절차

Source: Ayer, A., et al., Techniques of Sleeve Gastrectomy and Modified Roux-en-Y Gastric Bypass in Mice. J. Vis. Exp. (2017).
This video describes a ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Rodent Models

Adult

Murine Vertical Sleeve Gastrectomy: A Surgical Procedure to Downsize Stomach in Experimental Mouse Models

Before beginning the procedure, apply veterinary ointment to the eyes of an anesthetized mouse and place the mouse on a heating pad. Remove the hair from the umbilicus to the axilla, gently holding the skin taut to avoid skin lesions, and use cotton tip applicators to sequentially disinfect the exposed skin with povidone-iodine and ethanol.
Wearing sterile gloves and using sterile technique, place sterile surgical drapes on either side of the animal. Cut a small hole in the foil to allow access to the mouse&#39;s abdomen and use a piece of autoclaved aluminum foil as a surgical drape. Make a skin incision from the mid-abdomen to the xiphoid cartilage.
Under a dissecting microscope, use iris scissors to cut through the body wall along the linea alba and use new cotton tip applicators to gently elevate the stomach out of the abdomen. Bluntly dissect the greater omentum from the greater curvature of the stomach.
Then, use 7.0 monofilament absorbable sutures to place two ligatures around the short gastric artery that runs between the fundus of the stomach and the spleen. When both ligatures have been placed, use spring scissors to cut between the two sutures and fully exteriorize the stomach from the abdominal cavity.
Place gauze under the stomach and hydrate the organ with saline. For a vertical sleeve gastrectomy procedure, use a 7.0 monofilament absorbable suture with a taper needle to ligate the prominent branches of the gastric artery and vein, just below the intended line of transection. Place a simple continuous line of 6.0 monofilament absorbable suture through both gastric walls, just below the intended line of transection, to prevent spillage of the gastric contents.
Place thin-tipped hemostats above the suture line and use spring scissors to cut between the suture line and the hemostats. Remove the transected gastric tissue from the sterile surgical field and use fresh cotton tip applicators to clean the blood and digesta from the stomach.
Use a 6.0 monofilament absorbable suture with a taper needle to reinforce the apposition of the gastric walls in a simple discontinuous pattern. Using a 20G gavage needle attached to a 20-milliliter syringe, perform gastric lavage with fresh saline and securely close the stomach with a minimum of 20 knots.
Then, gently press the stomach with a cotton applicator to test for leaks. If no leaks are detected, lavage the stomach with at least 60 more milliliters of fresh saline to remove any infectious particulates.
After the procedure, use a cotton tip applicator to return the stomach under the liver within the abdominal cavity and place an applicator along the dorsal aspect of the abdominal cavity to absorb any excess fluid.
Use a blunt 18G needle to inject lactated Ringer&#39;s solution with or without antibiotics directly into the abdominal cavity, and use 6.0 monofilament absorbable sutures to close the abdominal muscle layer in a simple discontinuous pattern and the skin layer in a simple continuous pattern. Then, place tissue adhesive on the skin and fold the skin over the suture line to protect the suture from disruption by the animal.

소매 절제술의 기술 및 쥐에서 Roux-EN-Y 위장 바이 패스를 수정

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