We thank Gilles Mithieux and Aude Barataud (INSERM U1213, Lyon, France) and Marie Liabeuf and Stephanie Lemarchand-Minde (Animal facility, l'Institut du Thorax, Nantes, France) for their help with the animal care protocol. This work was supported by grants from La r&#233;gion des Pays de la Loire, the Fondation d'Avenir, and the Casden Bank. We would like to thank Catherine Postic, Fadila Benhamed and Michelle Ca&#252;zac from l'institut Cochin for their hospitality and their help during the filming process.

الحيوان والإسكان: الحصول القديمة 8 أسابيع C57BL / 6 الفئران الذكور. في 10 أسابيع من العمر، وإعطاء C57BL / 6 الفئران حرية الوصول إلى المياه واتباع نظام غذائي غني بالدهون (ديو الحمية: 35٪ سعر حراري من الدهون، 25.8٪ caseine، 1.30٪ العين المعدنية، 1.30٪ الفيتامينات، 1.70٪ فوسفات، 0.7 ٪ كربونات الكالسيوم، 2.10٪ البوتاسيوم سيترات، 0.026٪ بيطرطرات الكولين، 8.9٪ سكروز، 0.384٪ سيستين، 6.5٪ السليلوز، 31.7٪ شحم الخنزير، 3.3٪ زيت فول الصويا، و16.29٪ ملتدكستر) لمدة 8 (SG) أو 14 (RYGB) أسابيع قبل العمليات الجراحية لعلاج البدانة. لتعزيز وزيادة الوزن، وإعطاء الفئران مخصص لجراحة RYGB (صورية وRYGB) المياه التي تحتوي على 20٪ سكر الفواكه (ث / ت) بالإضافة إلى نظام غذائي عالي الدهون. أخلاقيات الإعلان: جميع الخطوات البروتوكول هو موضح أدناه يتبع المبادئ التوجيهية للجنة أخلاقيات التجارب على الحيوانات من وادي اللوار بموجب موافقة عدد 01953.01. 1. إعداد قبل الجراحة العامة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صيام الفئران لمدة 6 ساعات قبل الجراحة. جل ديقدموا له طعاما وآخرون قبل 3 أيام من الجراحة وحصريا يوم واحد قبل الجراحة. حث التخدير في غرفة مع 5٪ الأيزوفلورين (0.4 لتر / دقيقة) وO 2 (dioxygen؛ 0.4 لتر / دقيقة). إجراء اختبار أخمص القدمين قرصة للتأكد من أن التخدير فعال. إدارة المسكنات (0.1 ملغم / كغم البوبرينورفين)، والمضادات الحيوية (10 ملغ / كغ marbofloxacine)، والمؤيدة للحركية (1 ملغ / كغ ميتوكلوبراميد) عن طريق الحقن تحت الجلد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخصيص منطقة عمل محددة لعملية جراحية (بعيدة عن حركة المرور المختبر والتهوية والمراوح). تنظيف المنطقة الجراحية مع المطهرات المخصصة سطح صلب. وضع وسادة التدفئة على منطقة مساحة العمل للحفاظ على ثبات الحرارة الماوس أثناء الجراحة. تطبيق، underpad ماصة نظيفة على لوحة التدفئة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حلق البطن من القص إلى الحوض باستخدام الحلاقة الكهربائية. التفاف البطن الماوس في تعقيم البلاستيك التفاف (الشكلان 1A و 2A) ووضع الماوس في موقف ضعيف على التدفئة صميلادي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق التعليم والتدريب المهني مرهم على العينين لمنع جفاف بينما تحت التخدير. ضع الماوس في مخروط الأنف والحفاظ على التخدير مع 2٪ الأيزوفلورين (0.4 لتر / دقيقة) وO 2 (0.4 لتر / دقيقة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل البدء في عملية جراحية، ووضع على ثوب معقم الفحص، قبعة الدعك يمكن التخلص منها، وقناع، وقفازات معقمة. فتح حزمة تحتوي على تعقيمها التعقيم مجموعة أداة جراحية، وهو مطلوب لجميع الخطوات العملية الجراحية. قطع نافذة في غلاف بلاستيكي تعقيم وتطهير الجلد مع 2 الحلول بوفيدون اليود المتعاقبة. </li></ol> 2. كم استئصال المعدة: إجراء الجراحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> البطن متوسط (الشكل 1B) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحت المجهر مجهر ومع مشرط، إجراء شق خط الوسط من القص إلى منتصف البطن لفتح تجويف البطن (لا تضر عضلات البطن). حماية البشرة مع ضغط معقم غارقة مع 37 ° C حل المالحة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التعرض المعدة (الشكل 1C) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حشد بلطف المعدة باستخدام مسحات مبلل القطن. تحرير المعدة من الملحقات الجانبية لها وثيقة النسيج الضام باستخدام قطعة قطن مبللة أو المقص الصغير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بلطف، تخريج المعدة بالكامل ووضع الكولاجين لوقف نزيف الدم ضغط خلف المعدة. خياطة بوابة المعدة والمريء السفن على طول المعدة أكبر انحناء مع 8.0 الغرز غير قابل للامتصاص لتجنب المستقبل النزيف (1D الشكل وE). ملاحظة: استخدام المرقأة يمكن أن تحدث تلف الأنسجة، للتأكد من استخدامها فقط على الأنسجة التي تهدف إلى أن تكون مقطوعة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استئصال المنطقة القلب من المعدة (قاع) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء بضع المعدة على خط الحاضر التشريحية بين منطقة البواب (جسم) ومنطقة القلب من المعدة (قاع) (الشكل 1F). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الطعام المتبقي مع 2 قطعة قطن مبللة تجاه بعضهمجانب من المعدة. باستخدام المقص الصغير، وقطع المعدة على طول الحدود بين قاع وجسم المعدة (الشكل 1G). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اضغط على الكولاجين لوقف نزيف الدم ضغط لمدة 2 دقيقة في حالة نزيف كبير. إغلاق الفتحة المعدة مع 8.0 الغرز غير قابل للامتصاص من تقاطع المعدي oesophagal إلى نهاية شق (الشكل 1H). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استئصال المنطقة البواب من المعدة (جسم) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استكمال استئصال المعدة على طول أكبر انحناء وذلك لإزالة ما يقرب من 80٪ من المعدة (الشكل 1I). توحيد عرض سان جرمان إلى 3 ملم. اضغط على الكولاجين لوقف نزيف الدم ضغط لمدة 2 دقيقة في حالة نزيف كبير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إغلاق الفتحة في المنطقة البواب في المعدة مع 8.0 خياطة غير قابل للامتصاص (الشكل 1J). لفة بلطف 2 قطعة قطن مبللة نحو كل جانب من المعدة لضمان خياطة هي مانعة للتسرب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl">أكمل مع 8.0 الغرز غير قابل للامتصاص في حالة وجود تسرب. إزالة الكمادات الكولاجين مرقئ والعودة المعدة إلى تجويف البطن. ترك الكولاجين لوقف نزيف الدم ضغط ضد خياطة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إغلاق البطن <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إغلاق الطبقة العضلية لجدار البطن مع 5.0 الغرز غير قابل للامتصاص (الشكل 1K). تقليل التخدير عن طريق الحد من تركيز الأيزوفلورين إلى 1٪. إغلاق الجلد باستخدام 5.0 الغرز غير قابل للامتصاص (الشكل 1L). </li></ol></li></ol> 3. رو اون Y تجاوز المعدة: إجراء الجراحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> البطن متوسط <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحت المجهر مجهر ومع مشرط، إجراء شق خط الوسط من القص إلى منتصف البطن لفتح تجويف البطن (لا تضر عضلات البطن). حماية البشرة مع ضغط معقم غارقة مع 37 ° C محلول ملحي (الشكل 2B). </li></ol> &lt;/ لى&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> أطرافهم Biliopancreatic والأطراف الهضمية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخريج الأمعاء (الشكل 2C). قياس 8 سم من البواب وتنفيذ اثنين من الأربطة من الأمعاء مع 5.0 الغرز غير قابل للامتصاص (الشكل 2D). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع الأمعاء بين الحروف المركبة (الشكل 2E). وضع الطرف القريب من طرفي في الربع العلوي الأيمن من البطن. ملاحظة: سيتم استخدام هذا كما أطرافهم الهضمية (الشكل 2F). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الطرف البعيد من طرفي مواجهة الطرف الهضمية 6 سم تحت الطرف الداني (الشكل 2F). ملاحظة: سيتم استخدام هذا كما أطرافهم الصفراوي. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Jejuno-فغر الصائم <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع كل من الأطراف القريبة وحلقة الأمعاء باستخدام المقص الصغير وتنفيذ اثنين من الشقوق مقابل المساريق من نفس الطول (الشكل 2G و 2H). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أداء جنبا إلى جنب مع اثنين من مفاغرة 8.0الغرز غير قابل للامتصاص. إجراء مفاغرة الجانب الظهري الأول (الشكل 2I)، تليها مفاغرة الجانب البطني (الشكل 2J). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لفة بلطف 2 قطعة قطن مبللة نحو كل جانب من مفاغرة لضمان خياطة هي مانعة للتسرب. أكمل مع 8.0 الغرز غير قابل للامتصاص في حالة وجود تسرب. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المعدي فغر الصائم <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حشد بلطف المعدة باستخدام قطعة قطن مبللة. تحرير المعدة من الملحقات الجانبية لها وثيقة النسيج الضام باستخدام قطعة قطن مبللة أو المقص الصغير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بلطف، تخريج المعدة بشكل كامل، ووضع إعادة امتصاص الكولاجين لوقف نزيف الدم ضغط خلف المعدة. إجراء ضمد من بوابة المعدة باستخدام 5.0 خياطة غير قابل للامتصاص مرت الثرب باستخدام ملقط الصغيرة المنحنية (الشكل 2K و2L). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع كل من الجانب البطني من المعدة، و 1.5 سم من البواب، وأطرافه البعيدةباستخدام المقص الصغير، وخلق اثنين من الشقوق من نفس الطول (الشكل 2M). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أداء مفاغرة جنبا إلى جنب مع اثنين من 8.0 الغرز غير قابل للامتصاص. نبدأ مع مفاغرة الجانب الظهري (الشكل 2N)، ثم قم بإجراء مفاغرة الجانب البطني (الشكل 2O). لفة بلطف 2 مسحات مبلل القطن نحو كل جانب من مفاغرة لضمان خياطة هي مانعة للتسرب. أكمل مع 8.0 الغرز غير قابل للامتصاص في حالة وجود تسرب. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إغلاق البطن <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إغلاق الطبقة العضلية لجدار البطن باستخدام 5.0 الغرز غير قابل للامتصاص (الشكل 2P). الحد من التخدير عن طريق الحد من تركيز الأيزوفلورين إلى 1٪. إغلاق الجلد باستخدام 5.0 الغرز غير قابل للامتصاص (الشكل 2Q) .Administer 25 مل / كغ من محلول ملحي دافئ عن طريق الحقن تحت الجلد. </li></ol></li></ol> 4. عامة بعد العملية الجراحية العناية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وقف الأيزوفلورينوتواصل مع تدفق O 2 0.8 لتر / دقيقة حتى الفأر هو مستيقظا تماما. لا تترك الماوس غير المراقب حتى يستعيد التحكم في المحركات، التي أشار إليها انطلاق الحيوان على التحرك القفص والقدرة على الوقوف والمشي من دون الوقوع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس (الفأرة فقط واحد في القفص) في حاضنة 30 درجة مئوية تحت حالة درجة الحرارة لمدة 5 أيام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحفاظ على الحديد (0.5 ملغ / كغ / يوم؛ والحقن تحت الجلد) وفيتامين (800 ملغ / 180 مل في الماء) supplementations في الفئران RYGB حتى نهاية البروتوكول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> العودة حرية الوصول إلى هلام الحمية الغذائية (الدهون عالية هلام حمية: 10٪ شحم الخنزير، و 10٪ من السكر السائل والماء 57٪) لمدة 5 أيام بعد الجراحة. إعادة تقديم نظام غذائي الصلبة بعد 3 أيام من الجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحت الجلد حقن البوبرينورفين (0.1 ملغ / كغ، مرتين يوميا، من يوم 0 إلى 3 أيام بعد الجراحة)، ميلوكسيكام (1 ملغ / كغ، من يوم 0 إلى 3 أيام بعد الجراحة)، ميتوكلوبراميد (1 ملغ / كغ، من يوم 0 ل اليوم 5 بعد الجراحة)، وmarbofloxacine (10 ملغ / كغ، من يوم إلى يوم 0 3 بعد عملية الشراء<html> جراحة ص). </li></ol> تقييم 5. ما بعد الجراحة الاستقلابية معلمات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قياس كمية الغذاء <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> السماح للفئران لاستعادة ل1 أسبوع بعد الجراحة. بيت الفئران واحد في القفص. قياس كمية الغذاء الصلبة وضعها في قفص. الوزن في وقت لاحق ما تبقى من 24 ساعة الغذاء. كرر هذه الخطوة طالما لزم الأمر. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الجلوكوز عن طريق الفم اختبار تحمل <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صيام الفئران لمدة 6 ساعات قبل بلعة عن طريق الفم. حصاد قطرة دم من طرف الذيل وتطبيقه على قطاع السكر في إدراجها في غلوكمتر لتحديد الوقت 0 الدم قيمة الجلوكوز. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدارة لبلعة عن طريق الفم من 20٪ محلول مد الجلوكوز (2 جم / كجم). قياس مستويات السكر في الدم بنسبة 15، 30، 60، و 120 دقيقة بعد تسمين. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحليل مستوى الهيموغلوبين <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام نظام الدم، قياس 20 ميكرولتر من الدم النقي لأخذ عينات من مستوى الهيموجلوبين. </li></ol></li></ol>&quot;&gt; 6. القتل الرحيم <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الفئران عن طريق الحقن داخل الصفاق حل زيلازين / الكيتامين (10/80 ملغ / كلغ). تنفيذ خلع عنق الرحم. تحقق من القتل الرحيم الكامل من خلال ضمان أن القلب لا ينبض ويتم فقدان طرفة المنعكس مقلة العين. </li></ol>

<ol>
	<li>Ng, M., Fleming, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Global,+regional,+and+national+prevalence+of+overweight+and+obesity+in+children+and+adults+during+1980-2013:+a+systematic+analysis+for+the+Global+Burden+of+Disease+Study+2013.">Global, regional, and national prevalence of overweight and obesity in children and adults during 1980-2013: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2013.</a> The Lancet. 384 (9945), 766-781 (2014).</li><li>Calle, E. E., Thun, M. J., Petrelli, J. M., Rodriguez, C., Heath, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Body-mass+index+and+mortality+in+a+prospective+cohort+of+U.S.+adults.">Body-mass index and mortality in a prospective cohort of U.S. adults.</a> The New England Journal of Medicine. 341 (15), 1097-1105 (1999).</li><li>Sj&#246;str&#246;m, L., Lindroos, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lifestyle,+diabetes,+and+cardiovascular+risk+factors+10+years+after+bariatric+surgery.">Lifestyle, diabetes, and cardiovascular risk factors 10 years after bariatric surgery.</a> The New England Journal of Medicine. 351 (26), 2683-2693 (2004).</li><li>Buchwald, H., Avidor, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bariatric+surgery:+a+systematic+review+and+meta-analysis.">Bariatric surgery: a systematic review and meta-analysis.</a> JAMA. 292 (14), 1724-1737 (2004).</li><li>Yin, D. P., Gao, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+different+bariatric+surgeries+in+the+treatment+of+obesity+and+insulin+resistance+in+mice.">Assessment of different bariatric surgeries in the treatment of obesity and insulin resistance in mice.</a> Annals of surgery. 254 (1), 73-82 (2011).</li><li>Buchwald, H., Oien, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metabolic/Bariatric+Surgery+Worldwide+2008.">Metabolic/Bariatric Surgery Worldwide 2008.</a> Obesity Surgery. 19 (12), 1605-1611 (2009).</li><li>Liu, W., Zassoko, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+of+duodenojejunal+bypass+surgery+in+mice:+A+model+designed+for+diabetic+research.">Establishment of duodenojejunal bypass surgery in mice: A model designed for diabetic research.</a> Microsurgery. 28 (3), 197-202 (2008).</li><li>Lan, Z., Zassoko, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+techniques+for+gastrojejunal+bypass+surgery+in+obese+mice.">Development of techniques for gastrojejunal bypass surgery in obese mice.</a> Microsurgery. , (2010).</li><li>Schlager, A., Khalaileh, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+model+for+sleeve+gastrectomy:+Applications+for+diabetes+research.">A mouse model for sleeve gastrectomy: Applications for diabetes research.</a> Microsurgery. 31 (1), 66-71 (2011).</li><li>Troy, S., Soty, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intestinal+Gluconeogenesis+Is+a+Key+Factor+for+Early+Metabolic+Changes+after+Gastric+Bypass+but+Not+after+Gastric+Lap-Band+in+Mice.">Intestinal Gluconeogenesis Is a Key Factor for Early Metabolic Changes after Gastric Bypass but Not after Gastric Lap-Band in Mice.</a> Cell Metabolism. 8 (3), 201-211 (2008).</li><li>Seyfried, F., Lannoo, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Roux-en-Y+gastric+bypass+in+mice--surgical+technique+and+characterisation.">Roux-en-Y gastric bypass in mice--surgical technique and characterisation.</a> Obesity surgery. 22 (7), 1117-1125 (2012).</li></ol>

The authors declare no conflicts of interest.

للتغلب على الوباء المتنامي من السمنة، وظهرت أول إجراءات جراحة لعلاج البدانة في 1960s في الولايات المتحدة. ومنذ ذلك الحين، وعدد من الإجراءات يؤديها في جميع أنحاء العالم كل عام لا يزال يزيد، واليوم، هذه التقنيات تمثل الخيار الأفضل العلاجي لإدارة السمنة المرضية <sup class="xref...

وباء عالمي من السمنة ومرض السكري هو مدمر في شدة. أكثر من مليار شخص في جميع أنحاء العالم (30٪ من السكان) هم إما من زيادة الوزن (مؤشر كتلة الجسم&gt; 25 كجم / م 2) أو يعانون من السمنة المفرطة (مؤشر كتلة الجسم&gt; 30 كجم / م 2) 1. وهذا يمكن أن تأتي جنبا إلى جنب مع مضاعفات الأيض، مثل داء السكري من النوع 2 وارتفاع ضغط الدم، واضطراب شحوم الدم، مما يؤدي إلى زيادة معدلات الاعتلال والوفيات. البدانة تزيد من العدد الإجمالي للوفيات وانتشار السرطان 2. ويرجع ذلك إلى عدم وجود أي علاج موسع فعالة، تمثل عملية جراحية لعلاج البدانة الخيار الوحيد الذي يمكن أن يؤدي إلى طويلة الأجل، مستدامة فقدان الوزن 3 و 4. وقد تم تطوير عدد من الطرق الجراحية المختلفة، ولكن استئصال المعدة كم (SG) ورو اون-Y تجاوز المعدة (RYGB) هي الإجراءات اثنين الأكثر شيوعا في الممارسة السريرية. أثناء إجراء سان جرمان، 80٪ من حجم الأولي من المعدةإزالة؛ وبالتالي، فإن هذا الأسلوب هي واحدة من العمليات الجراحية التقييدية التي يحسن الشبع. وRYGB هي واحدة من تقنيات تقييدا-malabsorptive. خلال RYGB، يتم إنشاء الحقيبة المعدة صغيرة (1-2٪ من إجمالي حجم المعدة) وإعادة ترتيب الأمعاء إلى Y الشكل، مما يؤخر عملية الهضم وامتصاص المواد الغذائية. هذه التقنيات اثنين تؤدي إلى تخفيضات كبيرة وزن الجسم وتحسينات عامة في أمراض المصاحبة المرتبطة في كثير من الأحيان (على سبيل المثال، ارتفاع ضغط الدم، السكري من النوع 2، واضطراب شحوم الدم) 3، مع كفاءة أعلى ينظر في RYGB. ومع ذلك، غالبا ما لا توضح تماما الآليات الجزيئية وراء الآثار المفيدة عديد المظاهر من العمليات الجراحية لعلاج البدانة. بسبب العديد من السلالات المعدلة وراثيا المتاحة، وهذا نموذج الفأر هو النموذج الحيواني الأكثر ملاءمة لاستكشاف هذه الآليات الجزيئية. ومع ذلك، إجراءات لعلاج البدانة يصعب التكيف مباشرة إلى النماذج الحيوانية الصغيرة واشتراطاتالبريد البراعة الجراحية عالية. في حين SG يمكن القيام بها بسهولة في القوارض مع بقاء معدل جيد جدا، RYGB غير قاتلة في الفئران بسبب عوائق الأمعاء الحادة 5. وقد اقترحت تقنيات RYGB تعديل المختلفة لمواجهة هذه المشكلة، ولا سيما oesojejunostomy 5. هنا، نقدم بديل آخر: مفاغرة معدية صائمية دون استئصال المعدة. هذا RYGB تعديل يستنسخ معظم الآثار المفيدة لوحظت في البشر (أي انخفاض ملحوظ بنسبة وزن الجسم وتحسين الجلوكوز والدهون التوازن). وتهدف هذه المخطوطة لتلخيص ومناقشة التفاصيل الفنية والتجريبية من سان جرمان وRYGB في الفئران، وتسهيل هذه الإجراءات مع مساعدة من أشرطة الفيديو. وسيتم إجراء تسليط الضوء محددة بشأن تعظيم الاستفادة من بروتوكولات الرعاية الصحية قبل الجراحة وبعد العملية الجراحية التي تسمح الحد من نقص الفيتامينات والحديد.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Drugs&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>High Fat diet</td><td>DIO diet</td><td>Safe</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Forane</td><td>Baxter</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphin</td><td>Buprecare</td><td>Animalcare</td><td></td></tr><tr><td>Marbofloxacine</td><td>Marbocyl</td><td>Vetoquinol</td><td></td></tr><tr><td>Ammonium iron citrate, vitamins PP-B12</td><td>Fercobsang</td><td>Vetoquinol</td><td></td></tr><tr><td>Vitamins A-D3-E-K-B</td><td>Vita Rongeur</td><td>Virbac</td><td></td></tr><tr><td>NaCl 0.9%</td><td>NaCl 0,9%</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Povidone solution</td><td>Betadine Scrub</td><td>Betadine</td><td></td></tr><tr><td>Povidone solution</td><td>Betadine Solution</td><td>Betadine</td><td></td></tr><tr><td>Carboptol 980 NF</td><td>Ocrygel</td><td>TVM</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;References&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Sutures&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Prolene&amp;reg;</td><td>8.0, 6,5 mm</td><td>Ethicon</td><td></td></tr><tr><td>Prolene&amp;reg;</td><td>5.0, 13 mm</td><td>Ethicon</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;References&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Surgical equipments&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Scissors</td><td></td><td>FST</td><td></td></tr><tr><td>Needle holder</td><td>Olsen-Hegar</td><td>FST</td><td></td></tr><tr><td>Micro scissors</td><td>Vannas</td><td>FST</td><td></td></tr><tr><td>Micro forceps&amp;nbsp;</td><td>Graefe</td><td>FST</td><td></td></tr><tr><td>Micro forceps curved</td><td>Graefe</td><td>FST</td><td></td></tr><tr><td>Curved micro needle holder</td><td>Castroviejo</td><td>FST</td><td></td></tr><tr><td>Hemostatic collagen compress</td><td>Pangen</td><td>Urgo</td><td></td></tr><tr><td>Absorbent underpads</td><td></td><td>VWR</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;References&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Specific equipments&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hematology system&amp;nbsp;</td><td>Hemavet 950FS</td><td>Hemavet</td><td></td></tr><tr><td>Glucose strips and glucometer</td><td>One touch Verio</td><td>Life scan</td><td></td></tr><tr><td>Stereo microscope</td><td>MZ6</td><td>Leica&amp;nbsp;</td><td></td></tr></tbody></table>

techniques of sleeve gastrectomy and modified roux-en-y gastric bypass in mice

وتمثل البدانة مشكلة صحية عامة رئيسية، مع انتشار 4-28٪ للرجال و 6،2 حتي 36،5٪ للنساء في أوروبا (2003-2008). كثيرا ما يرتبط مع السمنة المرضية مضاعفات الأيض، مثل داء السكري من النوع 2 وارتفاع ضغط الدم، واضطراب شحوم الدم، وخفض متوسط ​​العمر المتوقع ونوعية. في غياب أي علاج موسع فعالة، جراحة لعلاج البدانة هو خيار علاجي قيما للمرضى الذين يعانون من السمنة المرضية (مؤشر كتلة الجسم (BMI)&gt; 40 كجم / م 2)، مما أدى إلى طويلة الأجل ومستدامة وفقدان الوزن وتحسين مضاعفات الأيض . ومع ذلك، فإن الآليات الخلوية والجزيئية الكامنة وراء الحفاظ على الآثار المفيدة لعملية جراحية لعلاج البدانة لا تزال غير مفهومة تماما. بسبب العديد من السلالات المعدلة وراثيا المتاحة، نموذج الفأر هو نموذج حيواني الأكثر ملاءمة لاستكشاف الآليات الجزيئية وراء الآثار المفيدة عديد المظاهر من جراحات لعلاج البدانة. هنا، نحن مفصلة healthc الأمثلوطرق والبروتوكولات جراحية في الفئران لمدة جراحات لعلاج البدانة تستخدم على نطاق واسع أكثر: لاستئصال المعدة كم وتعديل رو اون-Y تجاوز المعدة. فك شيفرة الآليات الجزيئية الكامنة وراء الآثار العلاجية لجراحات لعلاج البدانة عروض الوعد تحديد الأهداف العلاجية الجديدة.

شروط عامة كان الوقت نفسه المنطوق لإجراء SG 49.3 ± 1.5 دقيقة. أزلنا 62.8 ± 5.0 ملغ من المعدة، وهو ما يمثل حوالي 80٪ في المئة من المعدة. لقي ما لا الفئران أثناء الجراحة أو خلال السبعة أيام التالية. ?...

Watch this Scientific Journal Video about Techniques of Sleeve Gastrectomy and Modified Roux-en-Y Gastric Bypass in Mice at JoVE.com

Techniques of Sleeve Gastrectomy and Modified Roux-en-Y Gastric Bypass in Mice

Bariatric surgery is the most efficient way to reduce body weight and the deadly metabolic complications (diabetes, obesity, and dyslipidemia) frequently associated with morbid obesity. Mouse models of bariatric surgery represent a unique asset for deciphering molecular mechanisms behind the beneficial effects of these surgeries on diabetes, hypertension, and dyslipidemia.

تقنيات تكميم المعدة والتعديل رو اون Y تجاوز المعدة في الفئران

Obesity is a major public health issue, with a prevalence of 4 to 28% for men and 6.2 to 36.5% for women in Europe (from 2003 to 2008). Morbid obesity is ...

techniques-sleeve-gastrectomy-modified-roux-en-y-gastric-bypass

Research

JoVE Journal

Medicine

11.9K Views.  INSERM, CNRS, UNIV Nantes. Bariatric surgery is the most efficient way to reduce body weight and the deadly metabolic complications (diabetes, obesity, and dyslipidemia) frequently associated with morbid obesity. Mouse models of bariatric surgery represent a unique asset for deciphering molecular mechanisms behind the beneficial effects of these surgeries on diabetes, hypertension, and dyslipidemia.

Video: Techniques of Sleeve Gastrectomy and Modified Roux-en-Y Gastric Bypass in Mice

Modified Technique for Coronary Artery Ligation in Mice

Myocardial infarction (MI) is one of the most important causes of mortality in humans1-3. In order to improve morbidity and mortality in patients with MI we need better knowledge about pathophysiology of myocardial ischemia. This knowledge may be valuable to define new therapeutic targets for innovative cardiovascular therapies4. Experimental MI model in mice is an increasingly popular small-animal model in preclinical research in which MI is induced by means of permanent or temporary ligation of left coronary artery (LCA)5. In this video, we describe the step-by-step method of how to induce experimental MI in mice.
The animal is first anesthetized with 2% isoflurane. The unconscious mouse is then intubated and connected to a ventilator for artificial ventilation. The left chest is shaved and 1.5 cm incision along mid-axillary line is made in the skin. The left pectoralis major muscle is bluntly dissociated until the ribs are exposed. The muscle layers are pulled aside and fixed with an eyelid-retractor. After these preparations, left thoracotomy is performed between the third and fourth ribs in order to visualize the anterior surface of the heart and left lung. The proximal segment of LCA artery is then ligated with a 7-0 ethilon suture which typically induces an infarct size ~40% of left ventricle. At the end, the chest is closed and the animals receive postoperative analgesia (Temgesic, 0.3 mg/50 ml, ip). The animals are kept in a warm cage until spontaneous recovery.

The surgical procedure used to induce experimental myocardial infarction in mice begins with left thoracotomy between the third and the fourth ribs in order to visualize the anterior surface of the heart and left lung. The left coronary artery is ligated, the chest is closed and the mouse is allowed to recover spontaneously.

تقنية لربط تعديل الشريان التاجي في الفئران

Myocardial infarction (MI) is one of the most important causes of mortality in humans1-3. In order to improve morbidity and mortality in patients with MI ...

Roux-en-Y Gastric Bypass Operation in Rats

Currently, the most effective therapy for the treatment of morbid obesity to induce significant and maintained body weight loss with a proven mortality benefit is bariatric surgery1,2. Consequently, there has been a steady rise in the number of bariatric operations done worldwide in recent years with the Roux-en-Y gastric bypass (gastric bypass) being the most commonly performed operation3. Against this background, it is important to understand the physiological mechanisms by which gastric bypass induces and maintains body weight loss. These mechanisms are yet not fully understood, but may include reduced hunger and increased satiation4,5, increased energy expenditure6,7, altered preference for food high in fat and sugar8,9, altered salt and water handling of the kidney10 as well as alterations in gut microbiota11. Such changes seen after gastric bypass may at least partly stem from how the surgery alters the hormonal milieu because gastric bypass increases the postprandial release of peptide-YY (PYY) and glucagon-like-peptide-1 (GLP-1), hormones that are released by the gut in the presence of nutrients and that reduce eating12.
During the last two decades numerous studies using rats have been carried out to further investigate physiological changes after gastric bypass. The gastric bypass rat model has proven to be a valuable experimental tool not least as it closely mimics the time profile and magnitude of human weight loss, but also allows researchers to control and manipulate critical anatomic and physiologic factors including the use of appropriate controls. Consequently, there is a wide array of rat gastric bypass models available in the literature reviewed elsewhere in more detail 13-15. The description of the exact surgical technique of these models varies widely and differs e.g. in terms of pouch size, limb lengths, and the preservation of the vagal nerve. If reported, mortality rates seem to range from 0 to 35%15. Furthermore, surgery has been carried out almost exclusively in male rats of different strains and ages. Pre- and postoperative diets also varied significantly.
Technical and experimental variations in published gastric bypass rat models complicate the comparison and identification of potential physiological mechanisms involved in gastric bypass. There is no clear evidence that any of these models is superior, but there is an emerging need for standardization of the procedure to achieve consistent and comparable data. This article therefore aims to summarize and discuss technical and experimental details of our previously validated and published gastric bypass rat model.

Numerous studies using gastric bypass rat models have been recently conducted to uncover the underlying physiological mechanisms of Roux-en-Y gastric bypass operations. This article aims to demonstrate and discuss the technical and experimental details of our published gastric bypass rat model to understand advantages and limitations of this experimental tool.

رو-EN-Y عملية تجاوز المعدة في الجرذان

Currently, the most effective therapy for the treatment of morbid obesity to induce significant and maintained body weight loss with a proven mortality ...

Assessment of Gastric Emptying in Non-obese Diabetic Mice Using a [13C]-octanoic Acid Breath Test

Gastric emptying studies in mice have been limited by the inability to follow gastric emptying changes in the same animal since the most commonly used techniques require killing of the animals and postmortem recovery of the meal1,2. This approach prevents longitudinal studies to determine changes in gastric emptying with age and progression of disease. The commonly used [13C]-octanoic acid breath test for humans3 has been modified for use in mice4-6 and rats7 and we previously showed that this test is reliable and responsive to changes in gastric emptying in response to drugs and during diabetic disease progression8. In this video presentation the principle and practical implementation of this modified test is explained. As in the previous study, NOD LtJ mice are used, a model of type 1 diabetes9. A proportion of these mice develop the symptoms of gastroparesis, a complication of diabetes characterized by delayed gastric emptying without mechanical obstruction of the stomach10.
This paper demonstrates how to train the mice for testing, how to prepare the test meal and obtain 4 hr gastric emptying data and how to analyze the obtained data. The carbon isotope analyzer used in the present study is suitable for the automatic sampling of the air samples from up to 12 mice at the same time. This technique allows the longitudinal follow-up of gastric emptying from larger groups of mice with diabetes or other long-standing diseases.

Assessment of Gastric Emptying in Non-obese Diabetic Mice Using a [13C]-octanoic Acid Breath Test

Determination of gastric emptying with a non-invasive [13C]-octanoic acid breath test for tracking gastroparesis in female NOD LtJ mice.

تقييم إفراغ المعدة في الفئران من السكري غير البدناء باستخدام [<sup&gt; 13</sup&gt; C]-الأوكتانويك اختبار التنفس حمض

Gastric emptying studies in mice have been limited by the inability to follow gastric emptying changes in the same animal since the most commonly used ...

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the aorta in mice using the sleeve method was short and easy averaging 20 min, permitting studies of iso/allo grafts. The following article describes the aortic transplantation procedure used in our laboratory. The mice were anesthetized with a mixture of 1.5% volume isoflurane and 100% oxygen through a face mask. At this point, the segment of the aorta between the renal arteries and its bifurcation was separated from the vena cava, freely prepared and clampedat the proximal and distal segments with a single silk suture. Prior to the removal of the aorta, a saline solution containing heparin was injected into the inferior vena cava. Then the aorta was cut between the clamps and a saline heparin solution was used to flush the lumen. The sleeve technique with monofilament sutures was used in order to transplant the abdominal aorta in the orthotopic position.

We present an orthotopic aortic transplantation model using the sleeve technique in mice. It is a very rapid anastomosis method, which can be employed in studies of vascular disease.

باستخدام هذه التقنية الأكمام في نموذج ماوس لزرع الابهري-فيديو التعليمية

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

Sleeve Gastrectomy in Mice using Surgical Clips

The number of people who are overweight and obese is continually increasing both in the adult and adolescent populations. This coincides with the increased universal phenomenon of type 2 diabetes (T2D) and other metabolic problems. Bariatric surgery, such as SG, is currently one of the most effective and commonly used long-term treatment for obesity and T2D, but the association between them is not completely explored yet. The mechanisms underlying the outcomes seen after bariatric surgery in humans can be investigated based on preclinical animal studies. The SG reduces body weight, glucose levels and many metabolic parameters, and is easy to perform with a low incidence of complications. The goal of this work is to provide a simple method and an uncomplicated preclinical model of bariatric surgery in animals for researchers.

The prevalence of diabetes and obesity is continuously increasing worldwide. The mechanisms between diabetes, obesity and their associated mortality and co-morbidities need to be further investigated. Here, we present a protocol for sleeve gastrectomy (SG) in animals as an uncomplicated preclinical model of bariatric surgery.

استئصال المعدة في الفئران باستخدام مقاطع جراحية

The number of people who are overweight and obese is continually increasing both in the adult and adolescent populations. This coincides with the ...

A Protocol for Roux-en-Y Gastric Bypass in Rats using Linear Staplers

Roux-en-Y gastric bypass (RYGB) is commonly performed for the treatment of severe obesity and type 2 diabetes. However, the mechanism of weight loss and metabolic changes are not well understood. Multiple factors are thought to play a role, including reduced caloric intake, decreased nutrient absorption, increased satiety, the release of satiety-promoting hormones, shifts in bile acid metabolism, and alterations in the gut microbiota.
The rat RYGB model presents an ideal framework to study these mechanisms. Prior work on mouse models have had high mortality rates, ranging from 17 to 52%, limiting their adoption. Rat models demonstrate more physiologic reserve to surgical stimulus and are technically easier to adopt as they allow for the use of surgical staplers. One challenge with surgical staplers, however, is that they often leave a large gastric pouch which is not representative of RYGB in humans. 
In this protocol, we present a RYGB protocol in rats that result in a small gastric pouch using surgical staplers. Utilizing two stapler fires which remove the forestomach of the rat, we obtain a smaller gastric pouch similar to that following a typical human RYGB. Surgical stapling also results in better hemostasis than sharp division. Additionally, the forestomach of the rat does not contain any glands and its removal should not alter the physiology of RYGB.
Weight loss and metabolic changes in the RYGB cohort were significant compared to the sham cohort, with significantly lower glucose tolerance at 14 weeks. Furthermore, this protocol has an excellent survival of 88.9% after RYGB. The skills described in this protocol can be acquired without previous microsurgical experience. Once mastered, this procedure will provide a reproducible tool for studying the mechanisms and effects of RYGB.

Roux-en-Y gastric bypass (RYGB) is performed to treat obesity and diabetes. However, the mechanisms underlying RYGB's efficacy are not fully understood, and studies are limited by technical difficulty leading to high mortality in animal models. This article provides instructions on how to perform RYGB in rats with high success rates.

بروتوكول لتجاوز المعدة رو أون ص في الفئران باستخدام الدبابيس الخطية

Roux-en-Y gastric bypass (RYGB) is commonly performed for the treatment of severe obesity and type 2 diabetes. However, the mechanism of weight loss and ...

Single-Anastomosis Duodeno-Ileal Bypass with Sleeve Gastrectomy Model in Mice

Obesity is a major health issue worldwide. As a response, bariatric surgeries have emerged to treat obesity and its related comorbidities (e.g., diabetes mellitus, dyslipidemia, non-alcoholic steatohepatitis, cardiovascular events, and cancers) through restrictive and malabsorptive mechanisms. Understanding the mechanisms by which these procedures allow such improvements often require their transposition into animals, especially in mice, because of the ease of generating genetically modified animals. Recently, the single-anastomosis duodeno-ileal bypass with sleeve gastrectomy (SADI-S) has emerged as a procedure that uses both restrictive and malabsorptive effects, which is being used as an alternative to gastric bypass in case of major obesity. Thus far, this procedure has been associated with strong metabolic improvements, which has led to a marked increase in its use in daily clinical practice. However, the mechanisms underlying these metabolic effects have been poorly studied as a result of a lack of animal models. In this article, we present a reliable and reproducible model of SADI-S in mice, with a special focus on perioperative management. The description and use of this new rodent model will be helpful for the scientific community to better understand the molecular, metabolic, and structural changes induced by the SADI-S and to better define the surgical indications for clinical practice.

Single-anastomosis duodeno-ileal bypass (SADI-S) is an emerging bariatric procedure with important metabolic effects. In this article, we present a reliable and reproducible model of SADI-S in mice.

المجازة الاثني عشر اللفائفي أحادية المفاغرة مع نموذج تكميم المعدة في الفئران

Obesity is a major health issue worldwide. As a response, bariatric surgeries have emerged to treat obesity and its related comorbidities (e.g., diabetes ...

A Murine Model of Vertical Sleeve Gastrectomy

Bariatric surgery, such as vertical sleeve gastrectomy (VSG), is a surgery of the gastrointestinal tract that is performed for the purpose of weight loss. Bariatric surgery is currently the most effective long-term treatment for obesity. In addition to weight loss, bariatric surgery produces additional health benefits such as remission of type 2 diabetes, remission of hypertension, and decreased risk of developing certain types of cancer. The mechanisms beyond weight loss for these benefits remain incompletely defined. Therefore, animal models of bariatric surgery are being developed and validated to identify the mechanisms leading to these benefits, with the goal of improving understanding of gastrointestinal physiology and identifying new therapeutic targets. VSG has become the most commonly performed bariatric procedure in the clinic in the United States because it is highly effective at producing weight loss and metabolic improvement, and is simpler to perform than other bariatric procedures. Therefore, we have developed and validated a murine model of VSG. This murine VSG model recapitulates many of the effects of VSG seen in humans, including improved glucose and blood pressure regulation. The method is based on isolation of the stomach, ligation of gastric vessels, and removal of 70% of the stomach by transecting along the greater curvature of the stomach. We have successfully applied this surgical protocol to various genetically modified mouse lines to define the mechanistic contributors to the benefits of VSG. Furthermore, this murine VSG model has been combined with other surgical techniques, to achieve deeper mechanistic insight. Therefore, this is a simple and versatile model for studying gastrointestinal physiology and the health benefits of bariatric surgery.

The following describes the performance of vertical sleeve gastrectomy in mice. This is a type of weight-loss surgery that involves removal of approximately 70% of the stomach.

نموذج موريني Gastrectomy الأكمام العمودي

Bariatric surgery, such as vertical sleeve gastrectomy (VSG), is a surgery of the gastrointestinal tract that is performed for the purpose of weight loss. ...

Biology

Roux-en-Y Gastric Bypass Procedure: A Bariatric Surgical Procedure for Gastric Resectioning in Murine Model

Source: Ayer, A., et al., <a href="https://www.jove.com/v/54905">Techniques of Sleeve Gastrectomy and Modified Roux-en-Y Gastric Bypass in Mice.</a> J. Vis. Exp. (2017).
This video describes a bariatric surgery-Roux-en-Y procedure. This involves the cutting of the jejunum- the middle portion of the intestine- to generate two intestinal limbs. The biliary limb is attached to the existing intestinal loop and the alimentary limb is attached to the stomach, creating a gastric bypass. The gastric bypass created here helps to decrease the nutrient uptake and efficiently reduces body weight.

إجراء تحويل مسار المعدة Roux-en-Y: إجراء جراحي لعلاج السمنة لاستئصال المعدة في نموذج الفئران

Source: Ayer, A., et al., Techniques of Sleeve Gastrectomy and Modified Roux-en-Y Gastric Bypass in Mice. J. Vis. Exp. (2017).
This video describes a ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Rodent Models

Adult

Murine Vertical Sleeve Gastrectomy: A Surgical Procedure to Downsize Stomach in Experimental Mouse Models

Before beginning the procedure, apply veterinary ointment to the eyes of an anesthetized mouse and place the mouse on a heating pad. Remove the hair from the umbilicus to the axilla, gently holding the skin taut to avoid skin lesions, and use cotton tip applicators to sequentially disinfect the exposed skin with povidone-iodine and ethanol.
Wearing sterile gloves and using sterile technique, place sterile surgical drapes on either side of the animal. Cut a small hole in the foil to allow access to the mouse&#39;s abdomen and use a piece of autoclaved aluminum foil as a surgical drape. Make a skin incision from the mid-abdomen to the xiphoid cartilage.
Under a dissecting microscope, use iris scissors to cut through the body wall along the linea alba and use new cotton tip applicators to gently elevate the stomach out of the abdomen. Bluntly dissect the greater omentum from the greater curvature of the stomach.
Then, use 7.0 monofilament absorbable sutures to place two ligatures around the short gastric artery that runs between the fundus of the stomach and the spleen. When both ligatures have been placed, use spring scissors to cut between the two sutures and fully exteriorize the stomach from the abdominal cavity.
Place gauze under the stomach and hydrate the organ with saline. For a vertical sleeve gastrectomy procedure, use a 7.0 monofilament absorbable suture with a taper needle to ligate the prominent branches of the gastric artery and vein, just below the intended line of transection. Place a simple continuous line of 6.0 monofilament absorbable suture through both gastric walls, just below the intended line of transection, to prevent spillage of the gastric contents.
Place thin-tipped hemostats above the suture line and use spring scissors to cut between the suture line and the hemostats. Remove the transected gastric tissue from the sterile surgical field and use fresh cotton tip applicators to clean the blood and digesta from the stomach.
Use a 6.0 monofilament absorbable suture with a taper needle to reinforce the apposition of the gastric walls in a simple discontinuous pattern. Using a 20G gavage needle attached to a 20-milliliter syringe, perform gastric lavage with fresh saline and securely close the stomach with a minimum of 20 knots.
Then, gently press the stomach with a cotton applicator to test for leaks. If no leaks are detected, lavage the stomach with at least 60 more milliliters of fresh saline to remove any infectious particulates.
After the procedure, use a cotton tip applicator to return the stomach under the liver within the abdominal cavity and place an applicator along the dorsal aspect of the abdominal cavity to absorb any excess fluid.
Use a blunt 18G needle to inject lactated Ringer&#39;s solution with or without antibiotics directly into the abdominal cavity, and use 6.0 monofilament absorbable sutures to close the abdominal muscle layer in a simple discontinuous pattern and the skin layer in a simple continuous pattern. Then, place tissue adhesive on the skin and fold the skin over the suture line to protect the suture from disruption by the animal.

تقنيات تكميم المعدة والتعديل رو اون Y تجاوز المعدة في الفئران

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video