Name: 3d whole-heart myocardial tissue analysis
Uploaded: 2017-04-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 53 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about 3D Whole-heart Myocardial Tissue Analysis at JoVE.com

המחברים מבקשים להודות Marlijn ינסן, ג&#39;ויס ויסר, ו Martijn ואן Nieuwburg על עזרתם עם ניסויים בבעלי חיים. אנחנו מאוד מודים Martijn Froeling ואנקה Wassink על עזרתם עם הדמיה MRI.

ניסוי vivo ב נערך בהתאם המדריך לטיפול ושימוש בחי מעבדה שהוכנו על ידי מכון מחקר בחיות מעבדה. הניסוי אושר על ידי ועדת ניסויים בבעלי החיים המקומית. 1. הכנת תמיסה להזרקה והטבעה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את ג&#39;ל להזרקה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן 1 מ&quot;ל של ureido-pyrimidinone (UPy) ג&#39;ל בהתאם לפרוטוקולים-תיאר בעבר 12, 13. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חלקיקי תחמוצת ברזל פאראמגנטי להוסיף (SPIOs) לפתרון לקבל ריכוז של 15 מיקרוגרם / מ&quot;ל ​​ומערבבים את התערובת במשך 5 דקות עבור התפלגות אחידה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מוסיפים את microbeads פלורסנט לפתרון לקבל ריכוז של 10,000 חרוזים / מ&quot;ל ​​ומערבבים את התערובת במשך 5 דקות עבור התפלגות אחידה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחסן את התערובת המתקבלת בטמפרטורת החדר בסביבה חשוכה. חם מערבולת או ומערבבים tהוא פתרון זמן קצר לפני הליך ההזרקה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את פתרון הטבעה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התחל עם מי ברז בטמפרטורת החדר ולהוסיף agarose (אגר) לריכוז של 4% WT. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאט לחמם הפתרון לנקודת הרתיחה באמצעות במיקרוגל ומערבבים לעיתים קרובות במהלך החימום. בהגיעו טמפ&#39;רתיחה, חנות ולשמור הפתרון אגר מעל 70 מעלות צלזיוס למשך 2 שעות כדי לאפשר אוויר לכוד על פני השטח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר אגר להתקרר בטמפרטורת החדר לטמפרטורה שבין 50 ו 60 מעלות צלזיוס עד למועד הטבעה. </li></ol></li></ol> 2. הליך ההזרקה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע premedication (סוכנים אנטי בקצב לא סדירים, טיפול אנטי טסיות, משככי כאבים), הרדמה, גישת ורידים, אינטובציה, כפי שתואר לעיל 14. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצעו זריקות באמצעות קטטר הזרקת intramyocardial (לוח של חומרים). עבור כל זריקה, 0.2 מ&quot;ל של תערובת מוזרק בולוס אחד בקצב קבוע של כ 0.3 מ&quot;ל / דקה באמצעות מכשיר הזרקה. מניח את הזריקות שהוצבו בנקודות שונות לאורך IBZ 12. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נהל 0.2 מ&quot;ל / ק&quot;ג (1.0 מילימול / מ&quot;ל) של דקות 15 חומר ניגוד המבוסס גדוליניום לפני והרדמת חסד בבעלי חיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נהל 20 מ&quot;ל של אשלגן כלורי 7.5% לווריד להרדימו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> גישה mediastinal Secure בעקבות פרוטוקול צעדים 8.2 - 8.3, כפי שתואר על ידי Koudstaal ואח. 14. חותך את הווריד caval הנח 5 סנטימטר מן העלייה הימנית ולהסיר הנשפכת דם עם מכשיר יניקה. ובלו הלב לשטוף אותו עם מי מלח 0.9% בטמפרטורת חדר. </li></ol> 3. נוהל הטבעה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את הלב. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את קרום הלב מהלב, תוך שמירה על הפרוזדורים חדרים ללא פגע. לנתח האאורטה עולה ± 1 ס&quot;מ מעל מסתם אאורטלי באמצעות Klinkenbergמספריים. חותך את הווריד caval הנח ± 1 סנטימטר מן אטריום, ולעשות את אותו הדבר עבור הוורידים ריאתי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתפור את שיאו של הלב אל החלק התחתון של מיכל הטבעה פלסטיק (17 x 15 x 15 ס&quot;מ, W x ע x ג) באמצעות תפר 2-0 כדי למנוע ציפה של הלב במהלך הטבעה (איור 1 א). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתפור את החלק הנותר של אבי העורקים אל שוליהן של מיכל באמצעות 2-0, מוודא כי הלב הוא מרוכז ולא לגעת בקירות של מיכל (1B איור). </li></ol></li></ol><img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/54974/54974fig1.jpg" /> איור 1: סקירה סכמטי ולצלם של מיכל הטמעה. (א) סקירה סכמטי של תהליך ההטבעה. הלב (אדום) מאובטח בתוך המיכל (כחול) באמצעות תפרים. לאחר מילוי הלב עם הפתרון אגר, את המרחב סביב הלב מתמלא. סוף כל סוף,שני צינורות פלסטיק קשיחים (צהוב) ממוקמים בתוך המכל, ליד אבל לא נוגעים ללב, כדי לשמש כנקודת התייחסות במהלך הרשמת תמונה. (ב) צילום של לב המאובטח בתוך מכל ההטבעה. התפרים הם הידק אל השוליים של מיכל באמצעות מלחציים יתושים. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54974/54974fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <ol start="2" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שבץ לב גיאומטריה סוף-דיאסטולי דמוי. הערה: מניעת יצירת בועות אוויר נחוצה. אם אוויר גדול בועות נוכח הפתרון אגר, לשמור על אגר ב 40 מעלות צלזיוס, מה שמאפשר את בועות האוויר על פני השטח. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הצמד את caval הנחה וריד באמצעות מלחציים יתושים. לאט לאט להזריק את אגר נוזלים באמצעות מזרק 50 מ&quot;ל ב אטריום ימין דרך וריד caval מעולה עד שני אטריום החדר הימני מלאים לחלוטין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הצמד את הוורידים ריאתי באמצעות mosquitמלחציים o. בעדינות לעבור מזרק אגר מלאות 50 מ&quot;ל retrogradely דרך שסתומי העורקים. לאט לאט להזריק את הפתרון בחדר השמאלי (LV) עד LV ו אטריום שמאל מלא לחלוטין. לאחר מילוי LV, מהדק את אבי העורקים לשמור על אגר ב LV. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יוצק את אגר הנותר לתוך המכל עד הלב מכוסה במלואן. מניח שני צינורות פלסטיק נוקשים בתוך מיכל ההטבעה לשמש מבני התייחסות לרישום תמונה מאוחר יותר (איור 1 א). ודא צינורות לא לגעת בקירות של מיכל או בלב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תנו אגר לחזק 2 - 7 ° C. </li></ol></li></ol> 4. Image Acquisition <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע סריקות MRI vivo לשעבר אלכסונית של הלב כי הוא מוטבע בתוך המכל. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניח את המכל עם הלב המשובץ בתוך סליל ראש (לוח של חומרים). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Angulate פרוסות במקביל לחלק התחתון של המיכל. להשתמשאוריינטציה הִזדַוּוּת אותו בכל רצף MRI vivo לשעבר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להמחיש שריר הלב, לבצע שחזור הפוך- נחלש נוזל (פלייר) רצף עם הפרמטרים הבאים: זמן החזרה [TR] / שעה הד [TE] = 10 s / 140 ms, זווית להעיף = 90 °, גודל פיקסל = 0.5 x 0.5 מ&quot;מ, שדה ראייה [FOV] = 169 x 169 מ&quot;מ, 320 x 320 מטריקס, ואת העובי פרוס 3 מ&quot;מ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להמחיש את אוטם שריר הלב, לבצע משופרת מאוחר גדוליניום (LGE) רצף עם הפרמטרים הבאים: [TR] / [TE] = 5.53 ms / 1.69 ms, זווית להעיף = 25 °, גודל פיקסל = 1.0 x 1.0 מ&quot;מ, [ FOV] = 169 x 169 מ&quot;מ, 176 x 176 מטריקס, ואת עובי פרוסה 3 מ&quot;מ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להמחיש SPIOs, לבצע T2 * רצף הד שיפוע משוקלל עם הפרמטרים הבאים: [TR] / [TE] = 88.7 ms / 15 TES שווה-מופץ עם מגוון של 1.9 - 24.6 ms, זווית להעיף = 15 °, פיקסל size = 0.5 x 0.5 מ&quot;מ, [FOV] = 169 x 169 מ&quot;מ, 320 x 320 מטריקס, ואת עובי פרוסה 3 מ&quot;מ. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למחזור רקמותלָשִׁיר <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סובב את המיכל הפוך ולאפשר אוויר בין אגר ואת הדפנות של המיכל כדי להסיר את הפתרון אגר מוצק, כולל הלב, מן המיכל. הסר את מוטות פלסטיק מן אגר מוצק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סעיף הבלוק אגר המכיל את הלב בפרוסות 5 מ&quot;מ מן הקודקוד לבסיס של הלב באמצעות מבצעה בשר. שמרו על זווית של פרוסות חתך זהה בתמונות MR נרכשה על ידי חיתוך במקביל התחתון של הבלוק אגר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כתם הפרוס אגר (כולל הלב) עבור 15 דק &#39;ב 1% WT של 2,3,5-triphenyltetrazoliumchloride (TTC) מומסים מלוח 0.9% ב 37 מעלות צלזיוס, ולצלם את הפרוסות משני הצדדים מנקודת מבט בניצב (איור 2A). בשלב הבא, יש לשטוף את פרוסות בקפידה מלוחים 0.9%. הערה: במחקר זה, השתמשתי התקנת DSLR עם עדשה / אובייקטיבי מתאימות, חצובה, תאורה אחידה. עם זאת, הצילומים שמשו רק כביקורת על ההערכה של אזור הצלקת,כדי שנוכל השתמש התקנה שונה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דימות פלואורסצנטי הערה: בהתאם אורכי גל עירור ופליטה של microbeads פלורסנט, בחר לייזרים מסנן בלוק עירור המתאים (למשל, microbeads אדום משמש כאן יש אורכי גל עירור ופליטה של 580 ננומטר ו 605 ננומטר, בהתאמה; ולכן, עירור הלייזר שנבחרו ומסננים bandpass נקבעו ל 532 ננומטר, 580/30 ננומטר 610/30 ננומטר, בהתאמה). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דימות פלואורסצנטי-mode בחר בסורק משתנה-mode. הגדר את הצינור המכפיל ל 430 V או שווה ערך ואת גודל פיקסל 100 x 100 מיקרומטר. בחר לייזר עירור (532 ננומטר) הקרוב ביותר גל עירור של microbeads פלורסנט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עבור בלוק המסנן הראשון, לבחור מסנן bandpass (580/30 ננומטר) שחופף עם אורך גל הפליטה של ​​חרוזי קרינה המוזרקים (ערוץ 1). בחר מסנן bandpass עבור בלוק המסנן השני (610/30) מחוץ eגל משימה (ערוץ 2). הערה: הבלוק המסנן השני משמש כביקורת שלילית וכדי להסיר קרינה אוטומטית תוך שמירת המוזרקים שלמות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סרוק משני צידי פרוסות אגר במצב הקרינה של סורק הלייזר משתנה-mode באמצעות שני ערוצים. ודא כי כל פרוסה נסרקה לחלוטין, כולל חורי ההפניה. </li></ol></li></ol> 5. לאחר עיבוד הערה: השלב הראשון שלאחר עיבוד תמונה הוא הפילוח הידני של שריר הלב באמצעות בתוך בית סקריפטים פותחו כדי לעקוב אחר פְּנִים וגבולות epicardial, כמו גם באתרי ההזרקה. זה זהה עבור MRI היא סריקות פלואורסצנטי. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קטע שריר הלב ב סריקות MRI. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפלח את endocardial וגבולות LV epicardial על תמונות ברצף FLAIR MRI. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העתק את פילוח LV משלב 5.1.1 מערך הנתונים LGE-MRI מגזר הצלקת על רצף MRI LGE. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העתק את פילוח שריר הלב משלב 5.1.1 ל T2 * נתוני מגזר משוקללים תצהירי SPIO ב שריר לב LV. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעבד את תמונות הקרינה ולבצע בפילוחים. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טען את הקבצים מתקבלים הסורק משתנה-mode ולעשות דמות נפרדת כל פרוסת לב חתך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תהפכו את פרוסות שנסרקו בבסיס עד לקודקוד אוריינטציה למיין את התמונות הקרינה לתוך ערימה של שני הערוצים מכוונת מן הקודקוד לבסיס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפלח את endocardial וגבולות LV epicardial על תמונות הקרינה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קטע הצלקת באופן ידני על תמונות הקרינה ולהשתמש LGE-MRI לסרוק את התמונות כדי לאשר מורפולוגיה צלקת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפחת את ערימת התמונה של ערוץ 2 מערימת התמונה של ערוץ 1 להדיר קרינה אוטומטית. ידני קטע תצהירי microbead פלורסנט ולהשתמש T2 * תמונות עבור אישור. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ליצורגיאומטרית 3D אנטומית-נכונה, לבצע רישום נוקשה של הפרוסות בערימת התמונה על סמך מבני ההפניה (החורים שנוצרו על ידי הצינורות הקשיחים). חישוב ולאחסן את התרגום מיושם וסיבוב של כל תמונה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל את השינויים מאוחסנים על ערימות תמונה ואת בפילוחים. באופן ליניארי לשרבב בפילוחים של שני הצדדים של הפרוסות לשחזר את עובי הפרוסה המקורי כדי ליצור מודל 3D של הנתונים. </li></ol> 6. ניתוח <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע מדידות 2D ו / או 3D של המרחק בין המרכזים של המוזרקים ואת IBZ להעריך את דיוק ההזרקה. מדדו את המרחק לאורך הגבול endocardial של פילוח LV. באיור 2C ו 2F, דוגמא של מדידות 2D and 3D מצוינת על ידי הקו האדום. </li></ol>

<ol>
	<li>Nowbar, A. N., Howard, J. P., Ja Finegold, ., Asaria, P., Francis, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=2014+global+geographic+analysis+of+mortality+from+ischaemic+heart+disease+by+country,+age+and+income:+statistics+from+World+Health+Organisation+and+United+Nations.">2014 global geographic analysis of mortality from ischaemic heart disease by country, age and income: statistics from World Health Organisation and United Nations.</a> Int J Cardiol. 174 (2), 293-298 (2014).</li><li>Kannel, W. B., Belanger, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epidemiology+of+heart+failure.">Epidemiology of heart failure.</a> Am Heart J. 121 (3), 951-957 (1991).</li><li>Ib&#225;&#241;ez, B., Heusch, G., Ovize, M., Van De Werf, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolving+therapies+for+myocardial+ischemia/reperfusion+injury.">Evolving therapies for myocardial ischemia/reperfusion injury.</a> J Am Coll Cardiol. 65 (14), 1454-1471 (2015).</li><li>Bartunek, J., Vanderheyden, M., Hill, J., Terzic, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cells+as+biologics+for+cardiac+repair+in+ischaemic+heart+failure.">Cells as biologics for cardiac repair in ischaemic heart failure.</a> Heart. 96 (10), 792-800 (2010).</li><li>Orlic, D., Kajstura, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bone+marrow+cells+regenerate+infarcted+myocardium.">Bone marrow cells regenerate infarcted myocardium.</a> Nature. 410 (6829), 701-705 (2001).</li><li>Nguyen, P. K., Lan, F., Wang, Y., Wu, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging:+Guiding+the+Clinical+Translation+of+Cardiac+Stem+Cell+Therapy.">Imaging: Guiding the Clinical Translation of Cardiac Stem Cell Therapy.</a> Circ Res. 109 (8), 962-979 (2011).</li><li>Psaltis, P. J., Worthley, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endoventricular+electromechanical+mapping-the+diagnostic+and+therapeutic+utility+of+the+NOGA+XP+Cardiac+Navigation+System.">Endoventricular electromechanical mapping-the diagnostic and therapeutic utility of the NOGA XP Cardiac Navigation System.</a> J Cardiovasc Transl Res. 2 (1), 48-62 (2009).</li><li>Tomkowiak, M. T., Klein, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+transendocardial+therapeutic+delivery+guided+by+MRI-x-ray+image+fusion.">Targeted transendocardial therapeutic delivery guided by MRI-x-ray image fusion.</a> Catheter Cardiovasc Interv. 78 (3), 468-478 (2011).</li><li>Dauwe, D. F., Nuyens, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional+rotational+angiography+fused+with+multimodal+imaging+modalities+for+targeted+endomyocardial+injections+in+the+ischaemic+heart.">Three-dimensional rotational angiography fused with multimodal imaging modalities for targeted endomyocardial injections in the ischaemic heart.</a> Eur Heart J Cardiovasc Imaging. 15 (8), 900-907 (2014).</li><li>van Slochteren, F. J., van Es, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multimodality+infarct+identification+for+optimal+image-guided+intramyocardial+cell+injections.">Multimodality infarct identification for optimal image-guided intramyocardial cell injections.</a> Neth Heart J. 22 (11), 493-500 (2014).</li><li>van Slochteren, F. J., van Es, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three+dimensional+fusion+of+electromechanical+mapping+and+magnetic+resonance+imaging+for+real-time+navigation+of+intramyocardial+cell+injections+in+a+porcine+model+of+chronic+myocardial+infarction.">Three dimensional fusion of electromechanical mapping and magnetic resonance imaging for real-time navigation of intramyocardial cell injections in a porcine model of chronic myocardial infarction.</a> Int J Cardiovasc Imaging. 32 (5), 833-843 (2016).</li><li>Pape, a. C. H., Bakker, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+Injectable+and+Drug-loaded+Supramolecular+Hydrogel+for+Local+Catheter+Injection+into+the+Pig+Heart.">An Injectable and Drug-loaded Supramolecular Hydrogel for Local Catheter Injection into the Pig Heart.</a> J Vis Exp. (100), (2015).</li><li>Bastings, M. M. C., Koudstaal, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+fast+pH-switchable+and+self-healing+supramolecular+hydrogel+carrier+for+guided,+local+catheter+injection+in+the+infarcted+myocardium.">A fast pH-switchable and self-healing supramolecular hydrogel carrier for guided, local catheter injection in the infarcted myocardium.</a> Adv Healthc Mater. 3 (1), 70-78 (2014).</li><li>Koudstaal, S., Jansen of Lorkeers, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Myocardial+infarction+and+functional+outcome+assessment+in+pigs.">Myocardial infarction and functional outcome assessment in pigs.</a> J. Vis. Exp. (86), (2014).</li></ol>

החוקרים אין לחשוף.

כל 3D-לב עיבוד רקמות שריר לב פי פרוטוקול זה מספק שיטה מובנית המאפשרת ניתוח 3D של האוטם, את IBZ, ואת הזריקות בצעו ביחס האנטומיה של הלב. נפח המילוי של הלב תלוי בניתוח הרצוי. במחקר זה, כדי להעריך את דיוק ההזרקה, אנו מכוונים כדי למלא את הלב להידמות הגיאומטריה דיאסטולי-סוף ככל הא...

מחלת לב איסכמית הייתה הגורם המוביל בעולם של מוות עבור העשורים האחרונים 1. הטיפול האקוטי לאחר אוטם שריר הלב שואפת לשחזר את זרימת הדם לשריר הלב באמצעות התערבות כלילית מלעורית או השתלת מעקפים. בשנת אוטם חריף, שטח גדול של שריר הלב הוא מצולק, ומקרים אלה לעתים לגרום לאי ספיקת לב איסכמית (HF) 2. אפשרויות טיפול שוטף עבור הפוקוס HF על מניעה ושימור בתפקוד הלב לחולים HF, אבל לא על התחדשות. בעשור האחרון, טיפולים רגנרטיבית לב נחקרו כאפשרות טיפול HF 3. טיפול זה נועד לספק ביולוגיות, כגון תאי גזע או גורמי גדילה, ישירות לשריר הלב הפצוע לגרום וסקולריזציה, גינת cardiomyocyte, בידול, וצמיחה 4. עבור אופטימליאפקט תרפויטי, משער כי ביולוגי חייבים להיות מוזרק באזור הגבול האוטם (IBZ) כדי להקל זלוף רקמות טוב להישרדות ביולוגית עבור אפקט אופטימלי לאזור היעד 5, 6. טכניקות מרובות פותחו כדי לבצע זיהוי להדמיה של IBZ להנחות זריקות intramyocardial 7, 8, 9, 10, 11. מלבד זיהוי להדמיה של IBZ, המשלוח גם מסתמך על החומרים הביולוגיים צנתרי הזרקה בשימוש. כדי לאמת את דיוק ההזרקה של הטכניקות המסירות, שיטת כימות מדויקת לשחזור נדרשה. פתחנו פרוטוקול לעיבוד רקמות שריר לב כולו-לב, אשר מציע דו-ממדי (2D) ותלת dimensioהדמיה הסופית (3D), אשר ניתן להשתמש בהם למחקר איכותני וכמותי שואפת. הפרוטוקול מכסה את תהליך ההטבעה ואת ניתוח תמונה הדיגיטלי. במאמר זה, אנו מדגימים פרוטוקול הערכת דיוק המיקוד של זריקות intramyocardial ב IBZ במודל חזירי גדול של אוטם שריר לב כרוני.

<table><tbody><tr><td>0.9% Saline</td><td>Braun</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Agarose</td><td>Roche Diagnostics</td><td></td><td>Scientific grade multipurpose agar</td></tr><tr><td>Biomolecular fluorescence scanner Typhoon 9410&amp;nbsp;</td><td>GE Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Embedding container</td><td></td><td></td><td>Plastic, dimensions 17 x 14.5 x 14 cm</td></tr><tr><td>FluoSpheres Polystyrene Microspheres</td><td>Invitrogen</td><td>F8834</td><td>red, 10 &amp;micro;m</td></tr><tr><td>Gadolinium</td><td>Gadovist</td><td></td><td>1.0 mmol/mL</td></tr><tr><td>dS 32 channel head coil</td><td>Philips</td><td></td><td>Or similar</td></tr><tr><td>Matlab</td><td>Mathworks</td><td></td><td>To insure compatability 2015a or newer</td></tr><tr><td>Meat slicer</td><td>Berkel</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Myostar injection catheter</td><td>Biosense Webster</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Super paramagnetic iron oxide particles</td><td>Sinerem</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Triphenyl-tetrazolium chloride</td><td>Merck</td><td></td><td></td></tr><tr><td>UPy-PEG10k</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vicryl 2-0</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

3d whole-heart myocardial tissue analysis

טיפולים רגנרטיבית לב שואפים להגן ולתקן את הלב הפצוע בחולים עם מחלת לב איסכמית. באמצעות הזרקת תאי גזע או ביולוגיות אחרות שמשפרות angio- או vasculogenesis לאזור הגבול האוטם (IBZ), זלוף רקמות משתפרת, ואת שריר הלב יכול להיות מוגן מפני נזק נוסף. לקבלת האפקט הטיפולי מקסימלית, משערים כי החומר רגנרטיבית מועבר הטוב ביותר אל IBZ. זה דורש זריקות מדויקות הוביל את הפיתוח של טכניקות הזרקה חדשות. כדי לאמת את הטכניקות החדשות הללו, עצבנו פרוטוקול אימות מבוסס על בדיקת רקמות שריר לב. פרוטוקול זה כולל עיבוד רקמות שריר הלב כולו-לב המאפשר דו-מימדי (2D) מפורט תלת ממדי (3D) ניתוח של האנטומיה של הלב ואת זריקות intramyocardial. בשנת חזיר, אוטם שריר הלב נוצר על ידי חסימת 90-min של השמאלי הקדמי היורד לב כלילית. ארבעה שבועות מאוחר יותר, mixtיור של הידרוג&#39;ל עם חלקיקי תחמוצת ברזל פאראמגנטי (SPIOs) וחרוזים פלורסנט היה מוזרק IBZ באמצעות גישה endocardial מינימלית פולשנית. 1 שעות לאחר הליך ההזרקה, היה מורדמים החזיר, והלב היה נכרת מוטבע agarose (אגר). לאחר התמצקות של אגר, הדמיה בתהודה מגנטית (MRI), חיתוך של לב, ו דימות פלואורסצנטי בוצעו. לאחר עיבוד תמונה להודעה, ניתוח 3D בוצע כדי להעריך את דיוק מיקוד IBZ. פרוטוקול זה מספק שיטה מובנית ודיר להערכת דיוק המיקוד של זריקות intramyocardial לתוך IBZ. הפרוטוקול יכול לשמש בקלות כאשר העיבוד של רקמת צלקת ו / או אימות של דיוק הזרקת הלב כולו רצוי.

הטבעת רקמות באמצעות תהליך ההטבעה, גיאומטריה סוף-דיאסטולי דמוי הוקמה. אגר דבק בהצלחת רקמת הלב, מה שמאפשר הרקמה להיות פרוס על זִוּוּת הרצוי עם עוביים פרוסים שווים (איור 2 א ו 2C). ...

Watch this Scientific Journal Video about 3D Whole-heart Myocardial Tissue Analysis at JoVE.com

3D Whole-heart Myocardial Tissue Analysis

פרוטוקול זה מתאר שיטה חדשה השוואת 3D של רקמת שריר לב כולו-לב עם MRI. זה נועד עבור ההערכה המדויקת של זריקות intramyocardial באזור הגבול האוטם של מודל חזירי כרוני של אוטם שריר לב.

כל 3D-לב בדיקת רקמות שריר הלב

Cardiac regenerative therapies aim to protect and repair the injured heart in patients with ischemic heart disease. By injecting stem cells or other ...

3d-whole-heart-myocardial-tissue-analysis

Research

JoVE Journal

Medicine

8.7K Views.  University Medical Center Utrecht.  פרוטוקול זה מתאר שיטה חדשה השוואת 3D של רקמת שריר לב כולו-לב עם MRI. זה נועד עבור ההערכה המדויקת של זריקות intramyocardial באזור הגבול האוטם של מודל חזירי כרוני של אוטם שריר לב. 

Video: 3D Whole-heart Myocardial Tissue Analysis

Ultrasonic Assessment of Myocardial Microstructure

Echocardiography is a widely accessible imaging modality that is commonly used to noninvasively characterize and quantify changes in cardiac structure and function. Ultrasonic assessments of cardiac tissue can include analyses of backscatter signal intensity within a given region of interest. Previously established techniques have relied predominantly on the integrated or mean value of backscatter signal intensities, which may be susceptible to variability from aliased data from low frame rates and time delays for algorithms based on cyclic variation. Herein, we describe an ultrasound-based imaging algorithm that extends from previous methods, can be applied to a single image frame&#160;and accounts for the full distribution of signal intensity values derived from a given myocardial sample. When applied to representative mouse and human imaging data, the algorithm distinguishes between subjects with and without exposure to chronic afterload resistance. The algorithm offers an enhanced surrogate measure of myocardial microstructure and can be performed using open-access image analysis software.

Echocardiography is commonly used to noninvasively characterize and quantify changes in cardiac structure and function. We describe an ultrasound-based imaging algorithm that offers an enhanced surrogate measure of myocardial microstructure and can be performed using open-access image analysis software.

הערכה אולטרה סאונד של מיקרו-מבנה שריר הלב

Echocardiography is a widely accessible imaging modality that is commonly used to noninvasively characterize and quantify changes in cardiac structure and ...

In Vivo Quantitative Assessment of Myocardial Structure, Function, Perfusion and Viability Using Cardiac Micro-computed Tomography

The use of Micro-Computed Tomography (MicroCT) for in vivo studies of small animals as models of human disease has risen tremendously due to the fact that MicroCT provides quantitative high-resolution three-dimensional (3D) anatomical data non-destructively and longitudinally. Most importantly, with the development of a novel preclinical iodinated contrast agent called eXIA160, functional and metabolic assessment of the heart became possible. However, prior to the advent of commercial MicroCT scanners equipped with X-ray flat-panel detector technology and easy-to-use cardio-respiratory gating, preclinical studies of cardiovascular disease (CVD) in small animals required a MicroCT technologist with advanced skills, and thus were impractical for widespread implementation. The goal of this work is to provide a practical guide to the use of the high-speed Quantum FX MicroCT system for comprehensive determination of myocardial global and regional function along with assessment of myocardial perfusion, metabolism and viability in healthy mice and in a cardiac ischemia mouse model induced by permanent occlusion of the left anterior descending coronary artery (LAD).

In Vivo Quantitative Assessment of Myocardial Structure, Function, Perfusion and Viability Using Cardiac Micro-computed Tomography

This method outlines the use of Quantum Micro-Computed Tomography (MicroCT) to assess cardiac morphology, function, perfusion, metabolism and viability with iodinated contrast agent in mice with experimentally-induced myocardial ischemia. The technique can be applied for non-destructive high-throughput longitudinal in vivo imaging of various animal models of human heart disease.

In vivo כמותי הערכת מבנה שריר הלב, תפקוד, זלוף ואת הכדאיות שימוש טומוגרפיה לב מיקרו שחושב

The use of Micro-Computed Tomography (MicroCT) for in vivo studies of small animals as models of human disease has risen tremendously due to the fact that ...

Bioengineering

Capturing the Cardiac Injury Response of Targeted Cell Populations via Cleared Heart Three-Dimensional Imaging

Cardiovascular disease outranks all other causes of death and is responsible for a staggering 31% of mortalities worldwide. This disease manifests in cardiac injury, primarily in the form of an acute myocardial infarction. With little resilience following injury, the once healthy cardiac tissue will be replaced by fibrous, non-contractile scar tissue and often be a prelude to heart failure. To identify novel treatment options in regenerative medicine, research has focused on vertebrates with innate regenerative capabilities. One such model organism is the neonatal mouse, which responds to cardiac injury with robust myocardial regeneration. In order to induce an injury in the neonatal mouse that is clinically relevant, we have developed a surgery to occlude the left anterior descending artery (LAD), mirroring a myocardial infarction triggered by atherosclerosis in the human heart. When matched with the technology to track changes both within cardiomyocytes and non-myocyte populations, this model provides us with a platform to identify the mechanisms that guide heart regeneration. Gaining insight into changes in cardiac cell populations following injury once relied heavily on methods such as tissue sectioning and histological examination, which are limited to two-dimensional analysis and often damage the tissue in the process. Moreover, these methods lack the ability to trace changes in cell lineages, instead providing merely a snapshot of the injury response. Here, we describe how technologically advanced methods in lineage tracing models, whole organ clearing, and three-dimensional (3D) whole-mount microscopy can be used to elucidate mechanisms of cardiac repair. With our protocol for neonatal mouse myocardial infarction surgery, tissue clearing, and 3D whole organ imaging, the complex pathways that induce cardiomyocyte proliferation can be unraveled, revealing novel therapeutic targets for cardiac regeneration.

Cardiomyocyte proliferation following injury is a dynamic process that requires a symphony of extracellular cues from non-myocyte cell populations. Utilizing lineage tracing, passive CLARITY, and three-dimensional whole-mount confocal microscopy techniques, we can analyze the influence of a variety of cell types on cardiac repair and regeneration.

לכידת תגובת פגיעה לב של אוכלוסיות תאים ממוקדות באמצעות לב נקי תלת מימדי הדמיה

Cardiovascular disease outranks all other causes of death and is responsible for a staggering 31% of mortalities worldwide. This disease manifests in ...

Developmental Biology

A Net Mold-based Method of Scaffold-free Three-Dimensional Cardiac Tissue Creation

This protocol describes a novel and easy net mold-based method to create three-dimensional (3-D) cardiac tissues without additional scaffold material. Human-induced pluripotent stem-cell-derived cardiomyocytes (iPSC-CMs), human cardiac fibroblasts (HCFs), and human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) are isolated and used to generate a cell suspension with 70% iPSC-CMs, 15% HCFs, and 15% HUVECs. They are co-cultured in an ultra-low attachment "hanging drop" system, which contains micropores for condensing hundreds of spheroids at one time. The cells aggregate and spontaneously form beating spheroids after 3 days of co-culture. The spheroids are harvested, seeded into a novel mold cavity, and cultured on a shaker in the incubator. The spheroids become a mature functional tissue approximately 7 days after seeding. The resultant multilayered tissues consist of fused spheroids with satisfactory structural integrity and synchronous beating behavior. This new method has promising potential as a reproducible and cost-effective method to create engineered tissues for the treatment of heart failure in the future.

This protocol describes a net mold-based method to create three-dimensional scaffold-free cardiac tissues with satisfactory structural integrity and synchronous beating behavior.

שיטה המבוססת על עובש נטו הבריאה ברקמת הלב לגרדום ללא תלת מימדי

This protocol describes a novel and easy net mold-based method to create three-dimensional (3-D) cardiac tissues without additional scaffold material. ...

Fabrication of 3D Cardiac Microtissue Arrays using Human iPSC-Derived Cardiomyocytes, Cardiac Fibroblasts, and Endothelial Cells

Generation of human cardiomyocytes (CMs), cardiac fibroblasts (CFs), and endothelial cells (ECs) from induced pluripotent stem cells (iPSCs) has provided a unique opportunity to study the complex interplay among different cardiovascular cell types that drives tissue development and disease. In the area of cardiac tissue models, several sophisticated three-dimensional (3D) approaches use induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (iPSC-CMs) to mimic physiological relevance and native tissue environment with a combination of extracellular matrices and crosslinkers. However, these systems are complex to fabricate without microfabrication expertise and require several weeks to self-assemble. Most importantly, many of these systems lack vascular cells and cardiac fibroblasts that make up over 60% of the nonmyocytes in the human heart. Here we describe the derivation of all three cardiac cell types from iPSCs to fabricate cardiac microtissues. This facile replica molding technique allows cardiac microtissue culture in standard multi-well cell culture plates for several weeks. The platform allows user-defined control over microtissue sizes based on initial seeding density and requires less than 3 days for self-assembly to achieve observable cardiac microtissue contractions. Furthermore, the cardiac microtissues can be easily digested while maintaining high cell viability for single-cell interrogation with the use of flow cytometry and single-cell RNA sequencing (scRNA-seq). We envision that this in vitro model of cardiac microtissues will help accelerate validation studies in drug discovery and disease modeling.

Here, we describe an easy-to-use methodology to generate 3D self-assembled cardiac microtissue arrays composed of pre-differentiated human-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes, cardiac fibroblasts, and endothelial cells. This user-friendly and low cell requiring technique to generate cardiac microtissues can be implemented for disease modeling and early stages of drug development.

ייצור מערכי מיקרוטיסו לב תלת-ממדיים באמצעות קרדיומיוציטים אנושיים שמקורם ב-IPSC, פיברובלסטים לבביים ותאי אנדותל

Generation of human cardiomyocytes (CMs), cardiac fibroblasts (CFs), and endothelial cells (ECs) from induced pluripotent stem cells (iPSCs) has provided ...

Developing 3D Organized Human Cardiac Tissue within a Microfluidic Platform

The leading cause of death worldwide persists as cardiovascular disease (CVD). However, modeling the physiological and biological complexity of the heart muscle, the myocardium, is notoriously difficult to accomplish in vitro. Mainly, obstacles lie in the need for human cardiomyocytes (CMs) that are either adult or exhibit adult-like phenotypes and can successfully replicate the myocardium&#39;s cellular complexity and intricate 3D architecture. Unfortunately, due to ethical concerns and lack of available primary patient-derived human cardiac tissue, combined with the minimal proliferation of CMs, the sourcing of viable human CMs has been a limiting step for cardiac tissue engineering. To this end, most research has transitioned toward cardiac differentiation of human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) as the primary source of human CMs, resulting in the wide incorporation of hiPSC-CMs within in vitro assays for cardiac tissue modeling.
Here in this work, we demonstrate a protocol for developing a 3D mature stem cell-derived human cardiac tissue within a microfluidic device. We specifically explain and visually demonstrate the production of a 3D in vitro anisotropic cardiac tissue-on-a-chip model from hiPSC-derived CMs. We primarily describe a purification protocol to select for CMs, the co-culture of cells with a defined ratio via mixing CMs with human CFs (hCFs), and suspension of this co-culture within the collagen-based hydrogel. We further demonstrate the injection of the cell-laden hydrogel within our well-defined microfluidic device, embedded with staggered elliptical microposts that serve as surface topography to induce a high degree of alignment of the surrounding cells and the hydrogel matrix, mimicking the architecture of the native myocardium. We envision that the proposed 3D anisotropic cardiac tissue-on-chip model is suitable for fundamental biology studies, disease modeling, and, through its use as a screening tool, pharmaceutical testing.

The goal of this protocol is to explain and demonstrate the development of a three-dimensional (3D) microfluidic model of highly aligned human cardiac tissue, composed of stem cell-derived cardiomyocytes co-cultured with cardiac fibroblasts (CFs) within a biomimetic, collagen-based hydrogel, for applications in cardiac tissue engineering, drug screening, and disease modeling.

פיתוח רקמת לב אנושית מאורגנת תלת מימדית בתוך פלטפורמה מיקרופלואידית

The leading cause of death worldwide persists as cardiovascular disease (CVD). However, modeling the physiological and biological complexity of the heart ...

Tissue Preparation Techniques for Contrast-Enhanced Micro Computed Tomography Imaging of Large Mammalian Cardiac Models with Chronic Disease

Structural remodeling is a common consequence of chronic pathological stresses imposed on the heart. Understanding the architectural and compositional properties of diseased tissue is critical to determine their interactions with arrhythmic behavior. Microscale tissue remodeling, below the clinical resolution, is emerging as an important source of lethal arrhythmia, with high prevalence in young adults. Challenges remain in obtaining high imaging contrast at sufficient microscale resolution for preclinical models, such as large mammalian whole hearts. Moreover, tissue composition-selective contrast enhancement for three-dimensional high-resolution imaging is still lacking. Non-destructive imaging using micro-computed tomography shows promise for high-resolution imaging. The objective was to alleviate sufferance from X-ray over attenuation in large biological samples. Hearts were extracted from healthy pigs (N = 2), and sheep (N = 2) with either induced chronic myocardial infarction and fibrotic scar formation or induced chronic atrial fibrillation. Excised hearts were perfused with: a saline solution supplemented with a calcium ion quenching agent and a vasodilator, ethanol in serial dehydration, and hexamethyldisilizane under vacuum. The latter reinforced the heart structure during air-drying for 1 week. Collagen-dominant tissue was selectively bound by an X-ray contrast-enhancing agent, phosphomolybdic acid. Tissue conformation was stable in air, permitting long-duration microcomputed tomography acquisitions to obtain high-resolution (isotropic 20.7 &#181;m) images. Optimal contrast agent loading by diffusion showed selective contrast enhancement of the epithelial layer and sub-endocardial Purkinje fibers in healthy pig ventricles. Atrial fibrillation (AF) hearts showed enhanced contrast accumulation in the posterior walls and appendages of the atria, attributed to greater collagen content. Myocardial infarction hearts showed increased contrast selectively in regions of cardiac fibrosis, which enabled the identification of interweaving surviving myocardial muscle fibers. Contrast-enhanced air-dried tissue preparations enabled microscale imaging of the intact large mammalian heart and selective contrast enhancement of underlying disease constituents.

Here, we present a protocol to obtain high resolution micro computed tomography images of healthy and pathological large mammalian whole hearts with collagen-selective contrast enhancement.

טכניקות הכנת רקמות להדמיית טומוגרפיה ממוחשבת מיקרו משופרת ניגודיות של מודלים לבביים של יונקים גדולים עם מחלות כרוניות

Structural remodeling is a common consequence of chronic pathological stresses imposed on the heart. Understanding the architectural and compositional ...

Mesoscopic Optical Imaging of Whole Mouse Heart

Both genetic and non-genetic cardiac diseases can cause severe remodeling processes in the heart. Structural remodeling, such as collagen deposition (fibrosis) and cellular misalignment, can affect electrical conduction, introduce electromechanical dysfunctions and, eventually, lead to arrhythmia. Current predictive models of these functional alterations are based on non-integrated and low-resolution structural information. Placing this framework on a different order of magnitude is challenging due to the inefficacy of standard imaging methods in performing high-resolution imaging in massive tissue. In this work, we describe a methodological framework that allows imaging of whole mouse hearts with micrometric resolution. The achievement of this goal has required a technological effort where advances in tissue transformation and imaging methods have been combined. First, we describe an optimized CLARITY protocol capable of transforming an intact heart into a nanoporous, hydrogel-hybridized, lipid-free form that allows high transparency and deep staining. Then, a fluorescence light-sheet microscope able to rapidly acquire images of a mesoscopic field of view (mm-scale) with the micron-scale resolution is described. Following the mesoSPIM project, the conceived microscope allows the reconstruction of the whole mouse heart with micrometric resolution in a single tomographic scan. We believe that this methodological framework will allow clarifying the involvement of the cytoarchitecture disarray in the electrical dysfunctions and pave the way for a comprehensive model that considers both the functional and structural data, thus enabling a unified investigation of the structural causes that lead to electrical and mechanical alterations after the tissue remodeling.

We report a method for mesoscopic reconstruction of the whole mouse heart by combining new advancements in tissue transformation and staining with the development of an axially scanned light-sheet microscope.

הדמיה אופטית מזוסקופית של לב עכבר שלם

Both genetic and non-genetic cardiac diseases can cause severe remodeling processes in the heart. Structural remodeling, such as collagen deposition ...

Biology

Mixed Reality Technology and Three-Dimensional Printing in Teaching: Heart Anatomy as an Example

Mixed reality technology and three-dimensional (3D) printing are becoming more and morecommon in the field of medicine. During the COVID-19 pandemic and immediately after the restrictions had beeneased, many innovations were implemented in the teaching of future doctors. There was also interest in immersive techniques and 3D printing technology in anatomy teaching. However, these are not common implementations. In 2023, 3D prints and holograms in mixed reality technology were prepared for classes focused on the structure of the heart. They were used to teach students, who, with the support of engineers, could learn about the detailed structure of the heart and familiarize themselves with the new technologies that support the traditional model of learning on human cadavers. Students findthis possibility to be highly valuable. The article presents the process of preparing materials for classes and further implementation possibilities. The authors see an opportunity for the development of the presented technologies in students'teaching at various levels of education and the justification for increasingly widespread implementation.

Here, we describe a protocol for constructing a heart model from scratch based on computed tomography and present it to medical students using three-dimensional (3D) printing and mixed reality technology to learn anatomy.

Mixed reality technology and three-dimensional (3D) printing are becoming more and morecommon in the field of medicine. During the COVID-19 pandemic and ...

ניתוח תלת-ממדי מקיף של לבבות אנושיים ממיקרו ועד מאקרו

Pipeline for Multi-Scale Three-Dimensional Anatomic Study of the Human Heart

Detailed study of non-failing human hearts rejected for transplantation provides a unique opportunity to perform structural analyses across microscopic and macroscopic scales. These techniques include tissue clearing (modified immunolabeling-enabled three-dimensional (3D) imaging of solvent-cleared organs) and immunohistochemical staining. Mesoscopic examination procedures include stereoscopic dissection and micro-computed tomographic (CT) scanning. Macroscopic examination procedures include gross dissection, photography (including anaglyphs and photogrammetry), CT, and 3D printing of the physically or virtually dissected or whole heart. Before macroscopic examination, pressure-perfusion fixation may be performed to maintain the 3D architecture and physiologically relevant morphology of the heart. The application of these techniques in combination to study the human heart is unique and crucial in understanding the relationship between distinct anatomic features such as coronary vasculature and myocardial innervation in the context of the 3D architecture of the heart. This protocol describes the methodologies in detail and includes representative results&#160;to illustrate progress in the research of human cardiac anatomy.

מחבר זרקור: קידום אנטומיה של הלב האנושי באמצעות ניתוח רב-ממדי של לבבות

This protocol presents a comprehensive pipeline to analyze samples obtained from human hearts that span the microscopic and macroscopic scales.

צינור למחקר אנטומי תלת-ממדי רב-ממדי בקנה מידה של לב האדם

Detailed study of non-failing human hearts rejected for transplantation provides a unique opportunity to perform structural analyses across microscopic ...