המחברים רוצים להכיר האלה עובדים ואנשי מחקר אשר השתתפו ההפעלות הארנב טיפול והדרכה הרדמה למשוב שלהם תוך למידה טכניקה זו צנרור.

ההליך צנרור המפורטות להלן אושרה על ידי מאיו קליניק טיפול חיה מוסדיים ועל שימוש הוועדה.
 1. הכנה ( איור 1) <ol><li>להשיג צנתר פוליפרופילן צרפתי 5 ואת הסוף שאינם מעוגלים לגזירת האורך הכולל הוא 8-10 ס מ. הסוף לחתוך לאורך צינור להצביע בבירור באיזה כדאי לא להיות מוכנס לתוך קנה הנשימה (חץ, איור 1).</li>
	<li>במקום להב laryngoscope מילר גודל 0 או 1 על laryngoscope ולוודא כי האור פועלת.</li>
	<li>לצייר 0.25 mL של לידוקאין 2% לתוך מזרק 1 מ"ל.</li>
	<li>להחיל סיכה סטרילי לסוף צינור אנדוטרכאליות uncuffed (בדרך כלל 2.5-4.0 מ מ ID) בגודל מתאים.</li>
	<li>להכין אספקה עבור מאבטח ברכבת התחתית אנדוטרכאליות במקום פעם אחת שהוא מוכנס (למשל, משתובב).</li>
	<li>להשיג מכשיר לגילוי זרימת אוויר בסופו של ההליך לאישור מוצלחת צנרור (מס ' 5, איור 1). . זה אופציונלי.</li>
</ol> 2. הרדמה <ol><li>מנהל בזריקות הרדמה, כגון 35 מ"ג/ק"ג קטמין ו- 5 מ"ג/ק"ג חריגות השירותים הווטרינריים intramuscularly באמצעות מזרק 3 מ עם מחט מד 25 בשריר הירך של הרגל האחוריות כ בת 4 חודשים, 3.0-3.5 ק ג, ניו זילנד הלבן ארנב. 
	הערה: משטר טיפול זה הרדמה הוא שילוב להזרקה נפוצות בארנבים צעיר, בריא, ספציפי פתוגן ללא מחקר, אבל בהתבסס על מצב קליני ו/או מטרות הניסוי, פרוטוקול אחר יכול להיות מתאים יותר.</li>
	<li>לאחר הארנב הוא מורדם, להחיל סיכה אופטלמולוגיות סטרילי לעיניים כדי לשמר את רקמת הקרנית.</li>
</ol> 3. צנרור אנדוטרכאליות <ol><li>מידה ברכבת התחתית אנדוטרכאליות החותכות ל החזי כניסת כדי לקבוע את האורך הנכון להכנסה של הצינור אנדוטרכאליות. המיקום של הקצה של הצינור ברמה של הים בית החזה מבטיח כי פתיחת צינור הוא מעבר הגרון אבל הגולגולת אל ההסתעפות והכו אותי.</li>
	<li>הצב את הארנב sternally על השולחן הכנה עם ראשו מעט מורחב מהקצה של השולחן ( איור 2). רצוי למקם את הארנב ריבוע עם הראש ועל עמוד השדרה במערך ישר.</li>
	<li>מרימים את הראש למעלה, להשתמש בפתקים גזה כדי למשוך את הארנב &#39; s הלשון לרוחב לארנב &#39; s הימנית התחתונה החותכות (ב דיאסטמה), מקפיד להימנע טראומה של החותכות.</li>
	<li>לתפוס את הלהב עם יד ימין, laryngoscope ומניחים אותו לתוך הפה מאחורי החותכות, כניסה של הארנב &#39; s עזב.</li>
	<li>בצע את הגג של הפה עם קצה הלהב כיוון סימטרית עד החיך הרך יהיה גלוי.</li>
	<li>עם יד ימין, עצה את laryngoscope קדימה (לכופף היד, מחזיק את laryngoscope כלפי מטה) תוך הרחבת הארנב &#39; s הראש והצוואר קדימה כדי לשמור על נתיב אוויר פתוח ולהציג את הגרון ( איור 3 A)-כ אווירני נושמי האף הגרון הוא לעיתים קרובות מעל החיך הרך, השימוש בשיטה זו דוחסת את בסיס הלשון תחסיר האפיגלוטיס ולחשוף glottis. כדי למנוע desaturation חמצן, חשוב לשמור על הצוואר המורחבת כמתואר כדי לשמור על נתיב אוויר פתוח במהלך צנרור.</li>
	<li>לשחרר את הלשון ולעבור את הלהב laryngoscope ביד שמאל כדי לשחרר את יד ימין עבור מיקום של הקטטר מדריך.</li>
	<li>בעוד מחזיק את laryngoscope ושמירה על תצוגה של glottis ( איור 3 ב), לקדם את קצה הקטטר מדריך דרך הפתח בעבר הגרון ( איור 4 מעוגל ). הקטטר לבוא עצירה טבעית-ההסתעפות והכו אותי.</li>
	<li>תוך שמירה על החסימה של הקטטר מדריך, תופסים את הצינור אנדוטרכאליות ושרשר זה על הקטטר, מטפל לא להפעיל כוח כדי הצנתר על ידי לתפוס אותו במחבר צינור אנדוטרכאליות. לקדם את הצינורית עד שיש התנגדות מיתרי הקול ( איור 5).</li>
	<li>להשריש 0.25 mL של לידוקאין 2% לתוך הפתח של הצינור אנדוטרכאליות. הלידוקאין ייסעו דרך צינור אנדוטרכאליות כדי מקומית עזים ומתנגד את מיתרי הקול, מניעת עווית בית הקול 22 ( איור 6).</li>
	<li>מאפשרים כ 2 דקות על ההרדמה אקטואלי לתוקף, ולהמשיך על ידי סיבוך בעדינות את הצינור אנדוטרכאליות, לקדם אותו באמצעות מיתרי ( איור 7). ברגע הצינור עבר את מיתרי הקול, להסיר את הלהב laryngoscope ואת צנתור, מטפל לא להוציא את הצינור.</li>
	<li>אימות השמה של הצינור אנדוטרכאליות על ידי התבוננות זרימת אוויר. יש דרכים רבות כדי להשיג את זה, כולל המיקום של רקמות או פרווה בסוף הצינור כדי לזהות את זרימת האוויר, מחפש אדים של הצינור או אדים של זכוכית/מראה בסוף הצינור, וממתינה זרימת אוויר. התקנים שנועדו לזהות זרימת אוויר 23 או הנשימות עשוי גם להיות בשימוש ( איור 8) כדי לקבוע אם צנרור היה מוצלח (ראה טבלת חומרים עבור אפשרויות). אבטח את הצינור אנדוטרכאליות באמצעות שיטה מועדפת, כגון משתובב קשורות סביב צינור הראש. לצרף מעגל הרדמה ואת auscult צידי החזה תוך מתן נשימות כדי להבטיח אוורור לשני הצדדים של הריאות.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Quesenberry, K. E., Carpenter, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Ferrets, rabbits, and rodents : clinical medicine and surgery. 3rd edn . , (2012).</li><li>Dugdale, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Veterinary Anaesthesia: Principles to Practice. , (2010).</li><li>Yamamoto, Y., Inoue, S., Abe, R., Kawaguchi, M., Furuya, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Airway+management+with+the+laryngeal+tube+in+rabbits.">Airway management with the laryngeal tube in rabbits.</a> Lab animal. 36 (5), 33-35 (2007).</li><li>Belena, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laryngeal+mask,+laryngeal+tube,+and+Frova+introducer+in+simulated+difficult+airway.">Laryngeal mask, laryngeal tube, and Frova introducer in simulated difficult airway.</a> J Emerg Med. 48 (2), 254-259 (2015).</li><li>Smith, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endotracheal+tubes+versus+laryngeal+mask+airways+in+rabbit+inhalation+anesthesia:+ease+of+use+and+waste+gas+emissions.">Endotracheal tubes versus laryngeal mask airways in rabbit inhalation anesthesia: ease of use and waste gas emissions.</a> Contemp Top Lab Anim Sci. 43 (4), 22-25 (2004).</li><li>Kazakos, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+the+laryngeal+mask+airway+in+rabbits:+placement+and+efficacy.">Use of the laryngeal mask airway in rabbits: placement and efficacy.</a> Lab Anim (NY). 36 (4), 29-34 (2007).</li><li>Crotaz, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Initial+feasibility+investigation+of+the+v-gel+airway:+an+anatomically+designed+supraglottic+airway+device+for+use+in+companion+animal+veterinary+anaesthesia.">Initial feasibility investigation of the v-gel airway: an anatomically designed supraglottic airway device for use in companion animal veterinary anaesthesia.</a> Vet Anaesth Analg. 37 (6), 579-580 (2010).</li><li>Bateman, L., Ludders, J. W., Gleed, R. D., Erb, H. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+between+facemask+and+laryngeal+mask+airway+in+rabbits+during+isoflurane+anesthesia.">Comparison between facemask and laryngeal mask airway in rabbits during isoflurane anesthesia.</a> Veterinary Anaesthesia and Analgesia. 32 (5), 280-288 (2005).</li><li>Johnson, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endoscopic+intubation+of+exotic+companion+mammals.">Endoscopic intubation of exotic companion mammals.</a> The veterinary clinics of North America. Exotic animal practice. 13 (2), 273-289 (2010).</li><li>Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A., Lumb, W. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Lumb &amp; Jones' veterinary anesthesia and analgesia. 4th edn. , (2007).</li><li>Worthley, S. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+oral+endotracheal+intubation+with+a+fibre-optic+scope+in+rabbits:+a+simple+and+reliable+technique.">Rapid oral endotracheal intubation with a fibre-optic scope in rabbits: a simple and reliable technique.</a> Laboratory Animals. 34 (2), 199-201 (2000).</li><li>Miranda, A., Pego, J. M., Correia-Pinto, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+facility+videoendoscopic+intubation+station:+tips+and+tricks+from+mice+to+rabbits.">Animal facility videoendoscopic intubation station: tips and tricks from mice to rabbits.</a> Laboratory animals. , (2016).</li><li>Irazuzta, J., Hopkins, J., Gunnoe, P., Brittain, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simple+method+of+multipurpose+airway+access+through+percutaneous+tracheostomy+in+rabbits+(Oryctolagus+cuniculus).">Simple method of multipurpose airway access through percutaneous tracheostomy in rabbits (Oryctolagus cuniculus).</a> Lab Anim Sci. 47 (4), 411-413 (1997).</li><li>Bertolet, R. D., Hughes, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endotracheal+intubation:+an+easy+way+to+establish+a+patent+airway+in+rabbits.">Endotracheal intubation: an easy way to establish a patent airway in rabbits.</a> Lab Anim Sci. 30 (2), 227-230 (1980).</li><li>Gilroy, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endotracheal+intubation+of+rabbits+and+rodents.">Endotracheal intubation of rabbits and rodents.</a> J Am Vet Med Assoc. 179 (11), 1295 (1981).</li><li>Morgan, T. J., Glowaski, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Teaching+a+new+method+of+rabbit+intubation.">Teaching a new method of rabbit intubation.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 46 (3), 32-36 (2007).</li><li>Inglis, S., Strunk, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rabbit+anesthesia.">Rabbit anesthesia.</a> Lab Anim (NY). 38 (3), 84-85 (2009).</li><li>Falcao, S. C., Pereira Junior, J. R., Coelho, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Technique+of+blind+tracheal+intubation+in+rabbits+(Oryctolagus+cuniculi)+supported+by+previous+maneuver+of+esophageal+cannulization.">Technique of blind tracheal intubation in rabbits (Oryctolagus cuniculi) supported by previous maneuver of esophageal cannulization.</a> Acta Cir Bras. 26 (5), 352-356 (2011).</li><li>Su, H. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+miniature+lighted+stylet+for+fast+oral+endotracheal+intubation+in+rabbits.">A miniature lighted stylet for fast oral endotracheal intubation in rabbits.</a> Vet J. 195 (2), 254-256 (2013).</li><li>Weinstein, C. H., Fujimoto, J. L., Wishner, R. E., Newton, P. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthesia+of+six-week-old+New+Zealand+White+rabbits+for+thoracotomy.">Anesthesia of six-week-old New Zealand White rabbits for thoracotomy.</a> Contemp Top Lab Anim Sci. 39 (3), 19-22 (2000).</li><li>Stephens DeValle, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+Management+of+Rabbit+Anesthesia+Through+the+Use+of+Nasotracheal+Intubation.">Successful Management of Rabbit Anesthesia Through the Use of Nasotracheal Intubation.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 48, 166-170 (2009).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> A Guidance on the Use of Topical Anesthetics for Naso/Oropharyngeal and Laryngotracheal Procedures. , (2006).</li><li>Cook, R. T., Stene, J. K., Marcolina, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+a+Beck+Airway+Airflow+Monitor+and+controllable-tip+endotracheal+tube+in+two+cases+of+nonlaryngoscopic+oral+intubation.">Use of a Beck Airway Airflow Monitor and controllable-tip endotracheal tube in two cases of nonlaryngoscopic oral intubation.</a> Am J Emerg Med. 13 (2), 180-183 (1995).</li><li>Fish, R. E., Brown, M. J., Danneman, P. J., Karas, A. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals. , (2008).</li><li>Gografe, S. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+management+of+long-term+general+anesthesia+in+rabbits+used+as+an+animal+model+of+human+disease.">Successful management of long-term general anesthesia in rabbits used as an animal model of human disease.</a> Contemp Top Lab Anim Sci. 42 (2), 16-19 (2003).</li><li>Nordin, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+trachea+and+cuff-induced+tracheal+injury.+An+experimental+study+on+causative+factors+and+prevention.">The trachea and cuff-induced tracheal injury. An experimental study on causative factors and prevention.</a> Acta Otolaryngol Suppl. 345, 1-71 (1977).</li><li>Phaneuf, L. R., Barker, S., Groleau, M. A., Turner, P. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracheal+injury+after+endotracheal+intubation+and+anesthesia+in+rabbits.">Tracheal injury after endotracheal intubation and anesthesia in rabbits.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 45 (6), 67-72 (2006).</li><li>Grint, N. J., Sayers, I. R., Cecchi, R., Harley, R., Day, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Postanaesthetic+tracheal+strictures+in+three+rabbits.">Postanaesthetic tracheal strictures in three rabbits.</a> Lab Anim. 40 (3), 301-308 (2006).</li><li>Squire, R., Siddiqui, S. Q., DiNunizio, G., Brodsky, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+study+of+the+tracheotomy+and+endotracheal+intubation+on+the+rabbit+tracheobronchial+tree.">Quantitative study of the tracheotomy and endotracheal intubation on the rabbit tracheobronchial tree.</a> Ann Otol Rhinol. , (1990).</li><li>Kumar, R. A., Boyer, M. I., Bowen, C. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+reliable+method+of+anesthesia+for+extensive+surgery+in+small+rabbits.">A reliable method of anesthesia for extensive surgery in small rabbits.</a> Lab Anim Sci. 43 (3), 265-266 (1993).</li></ol>

המחברים אין לחשוף.

כאן אנו מספקים תיאור מפורט של ארנב טכניקה צנרור ניתן לשליטה בקלות בכל סביבה קליניים. טכניקה זו דומה שפורסמו בעבר פריט חזותי ישיר טכניקות10,15,20,25 עם כמה ליטושים נוספים, לרבות השימוש צינור אנדוטרכאליות 3.5 מ מ אני אאזוק, ו- a 5 הצרפתי קטטר השתן כמו מדריך נבחרנו, אשר כבר לחתוך מסומנים בסמן קבוע בסוף לחתוך. קנה הנשימה ארנב בקלות נוטה פציעה, לכן השימוש אנדוטרכאליות uncuffed מומלץ בדרך כלל כאשר נלוקסון ארנבים כדי למנוע נזק רירית והכו אותי מן הלחץ של השרוול. 26 הקטטר השתן צרפתי 5 בחרנו כל מדריך הוא קטן מספיק כדי לעבור בקלות שפתות הקול היוקדת במהלך פריט חזותי ישיר של הגרון. קטן, זה קטטר זה נוקשה מספיק. כדי להישאר במקום כמדריך בים אנדוטרכאליות. בקצה הדיסטלי של הקטטר מעוגל כדי לסייע בצמצום טראומה כאשר ההסתעפות מתמלאת. הסוף הפרוקסימלית של הקטטר נחתך כך הצנתר הוא באורך עביד (לא ארוכה מדי), כדי להסיר את הסוף המרחיבה עבור הקובץ המצורף מזרק. הסוף לחתוך מסומן עם סמן קבוע כמו חיווי חזותי כדי לא להוסיף את הקצה הזה לתוך קנה הנשימה, דבר העלול לגרום נזק רירית בקנה הנשימה.
המגבלה העיקרית של טכניקה זו היא, כי היא דורשת שימוש להב laryngoscope, זה לא יכול להיות ריאלי עבור ארנבים צעירים מאוד או גזעים קטנים מאוד בשל גודל הפה קטן יותר. בנוסף, יש מתקנים לא ייתכן גודלו של להב laryngoscope זמינים. במוסד של המחבר, שיטה זו משמשת עבור ניו זילנד הלבן (≥6 שבועות) וארנבות חגרה חגורת הולנדי למבוגרים, אבל לא ניסינו שיטה זו של חיים צעירים או גזעים קטנים יותר. במצבים שבהם המטופל ארנב קטן, או אם laryngoscope עם סכין קטנה מילר אינו זמין, אפשרות חלופית היא להשתמש otoscope כף-יד ולא את laryngoscope. 15 , 20 משתמש של otoscope עם מפשק #5 האוזן, הגרון הוא מדמיין הצנתר מדריך מושם על-ידי פריט חזותי ישיר, קצ ת מוסר לפני שתמשיך ביצוע הפעולות כפי שתואר לעיל.
חשוב להשתמש בקפידה רבה כאשר מניחים את הצנתר מדריך כדי למנוע את האפשרות של גרימת טראומה או סימפונות כמו הסוף של הקטטר עובר לתוך קנה הנשימה ונגיעות ההסתעפות בקנה הנשימה. הסיכון של סיבוכים אלה יכול להיות מופחת או להימנע מאכילה את הצנתר בתנועות עדינות מאוד, עוצר ברגע שיש התנגדות ועל הימנעות תנועה של הראש והצוואר לאחר הצנתר הוא במקום. בנוסף, כאשר קידום הצינור אנדוטרכאליות על הקטטר, יש הפוטנציאל של הקטטר לתפוס במחבר צינור אנדוטרכאליות. לכן, חשוב לוודא כי הצנתר שקופיות באמצעות המחבר בלי לתפוס; לחלופין, המחבר יכול להיות להסיר והחליפו כאשר מאבטחים את אנדוטרכאליות צינור או הצמדת המעגל הרדמה.
עם כל שיטה של צנרור, יש פוטנציאל סיבוכים ועם תופעות לוואי. שימוש בשיטת פריט חזותי ישיר עם laryngoscope, ההכנסה לא תקין של להב laryngoscope או השמה אגרסיבי של הצינור אנדוטרכאליות יכול לגרום בגרון, הלשון, או שן פציעות. למקם נכון את החיה היא השלב הקריטי הראשון במטרה למזער את הטראומה במהלך ויזואליזציה של הגרון. עמוד השדרה להיות ישרים, עם הראש מיושרים עמוד השדרה; אם בעל החיים אינו ישר, או אם הצוואר מסובב שמאלה או ימינה, זה תגרום ויזואליזציה של הגרון קשה יותר, עלול לגרום טראומה מופרז עם הלהב laryngoscope. עוד מפתח קריטי להצלחה בעת שימוש בטכניקה זו הוא בצע את הגג של הפה לעבר הגרון, ברגע החיך הרך הוא מדמיין, משמרת את הלהב לתנוחה הנכונה על ידי כיפוף כף היד. פעולה זו שומרת את הראש במקום, בעת הזזת את קצה הלהב למצב צפייה מיטבית של מיתרי, אשר ממוקמים די הגחון20,הארנב24.
בגלל פריט חזותי ישיר של הגרון יכול להיות מסובך אם הטכניקות המדויקות שאנו מכינים לעיל אינם אחריו, השימוש של אסטרטגיות חלופיות צנרור שאינן מצריכות חזותי של הגרון יכול להיות מושך. לדוגמה, הטכניקה עיוור הוא אחד אפשרות שאינה דורשת שימוש laryngoscope16,17,18,19,20. עם זאת, שיטה זו מסתמכת על היכולת לזהות את זרימת האוויר דרך הצינורית אנדוטרכאליות כדי לכוון את מיקום הצינור, אם נשימות החיה מאוד רדוד או נעצר, השימוש בשיטה זו אינו אמין. Supraglottic התקנים עשויים גם להיחשב, מאז השמה של התקנים אלה אינה דורשת ויזואליזציה של הגרון, הם בדרך כלל קל מאוד למקום. התקנים אלה ישירות תזין את קנה הנשימה, עם זאת, ויש ובכך פוטנציאליים מחוסר זרימה ישירה דרכי הנשימה, חוסר יכולת לנשום אם מתפתח עווית בית הקול, חוסר גושפנקה הדוק מספיק לאוורור במהלך ההליכים, החזה פתוח או מקרה חירום החייאה, ופיתוח tympany קיבה-3,-4,-8. התקנים החדשים שתוכננה במיוחד עבור הארנבים עשויים להציע חלופה מבטיח, אך נדרשים מחקרים נוספים כדי להעריך את התקנים אלה, נותרו עדיין החששות לגבי חוסר הערך לתוך קנה הנשימה. Tympany קיבה יכול גם להיות סיבוך אפשרי בחיה שעברו צנרור אם הצינור אנדוטרכאליות ממוקם בטעות לתוך הוושט; עם זאת, השימוש בטכניקה פריט חזותי ישיר ממזער את הסיכון של הסיבוך הזה על-ידי אימות השמה נכונה של הקטטר מדריך לתוך הגרון.
. טראומה רירית arytenoid ו/או בקנה הנשימה הוא חשש פוטנציאלי נוסף כאשר הכנסת של צינור אנדוטרכאליות, במיוחד בעת שימוש מתנפחים אזוקות צינורות26,27,28. קנה הנשימה בארנבים עשוי להיות בקלות נפגע, אשר יכול להוביל לסיבוכים כגון אמפיזמה תת עורית, חזה2928,27,10,ואפילו מוות. תוך כדי ביצוע הטכניקה שנתאר כאן, צריך לקחת כדי למנוע פגיעה בקנה הנשימה על ידי שימוש uncuffed אנדוטרכאליות, המבטיח שקצה הקטטר מדריך מעוגל מוכנס לתוך קנה הנשימה, לא מכריח שהצינור מדריך לתוך glottis. בנוסף, מבחר שפופרת אנדוטרכאליות בגודל מתאים יש חשיבות קריטית. גודל צינור אנדוטרכאליות צריך להיות נחשב נגד בגודל של החיה, כמו גם בהשוואה הפתיחה של הים בגרון מאז שהוא קטן בקוטר יותר קנה הנשימה. שפופרת אנדוטרכאליות גדול מדי בקוטר עלול לגרום טראומה רירית arytenoid או סחוס. מצד שני, השימוש צינור אנדוטרכאליות קטן יותר תוצאות בהתנגדות דרכי הנשימה מוגברת, מגדיל את הסיכויים של חסימה עקב ריר או פיתול. מסיבה זו, ניטור הנשימה חשוב מאוד שעברו צנרור בארנבים. בנוסף אוקסימטר, מדידה של זרימת האוויר אמור להיות monitoreדי עם capnography; אם דם-חימום דם אינה זמינה, צגי דרכי הנשימה הם חלופה זה יכול לשמש כדי לזהות את זרימת האוויר (אך אינם מספקים מדידות של בריכוז הפחמן הדו-חמצני). בנוסף, אספקת אוורור בסיוע יכול להיות בעל ערך, במיוחד במקרים כאשר צינורות בקוטר קטן יותר נמצאים בשימוש24,30.
בנוסף היתרונות שהוזכר כבר בעזרת טכניקה זו, יתרון גדול נוסף של שיטה זו הוא כי זה יכול להתבצע על ידי אדם יחיד ללא הצורך כעוזר, אשר יכול להיות חשוב בסביבה קלינית עסוק. במצב זה, חשוב לאסוף את כל ציוד הכרחי ולעשות אותם בהישג יד במהלך תהליך צנרור, במיוחד כאשר הקטטר המדריך נמצא במקום, תנועה של הראש יש להימנע.
נתאר כאן את הטכניקה משמשת ע י צוות וטרינרי ומחקר במוסד שלנו בכל ארנב צינור, דרך העור, אשר מסתכם כ 200-400 צינור דרך העור בשנה. זה מועבר בקלות רבה בארנב טיפוסי הרדמה אימון, אשר לוקח כ- 30 דקות. מצאנו כי זה יחסית קל ללמוד, עם תלמידים לומדת אותה בתוך שלהם קודם 3 ניסיונות ומסוגל בדרך כלל לחזור על התהליך בהצלחה בניסיון נוסף הבא. למחקר עתידי, זה יהיה יקר כדי להשוות בין זמן מיומנות, היכולת לשמור על מיומנות לאורך זמן עבור שיטה זו לעומת טכניקות צנרור אחרות. בזמן זה נחקרה וריאציות של טכניקות עיוור16, אבחון מקיף של עקומת למידה עבור מגוון רחב של טכניקות צנרור לא טרם בוצע. אחר הכיוון העתידי הפוטנציאלי של המחקר עשוי לכלול השוואה ישירה צנרור אנדוטרכאליות בהתקנים דרכי הנשימה supraglottic תלויי מין חדש יותר, במיוחד בנוגע פונקציה במהלך ללחוץ אוורור.
לסיכום, הטכניקה לצנרור ארנבים שנתאר כאן לא פולשנית, אמין, אינו דורש שימוש ציוד מיוחד, קל לשלוט, יכול להתבצע על ידי אדם יחיד ללא צורך עוזרת. כל טכניקות גישה דרכי הנשימה להציג רמה מסוימת של סיכון, אבל על-ידי שימוש בטכניקה פריט חזותי ישיר, ביצוע השלבים הבאים שנתאר לעיל כדי למזער סיבוכים, הסיכונים שבסיוע רחוק היתרונות של נתיב אוויר נאותה במהלך הרדמה.

ארנבים יש חור צר, אוראלי עמוק מגבילה את הנראות של הגרון לצנרור אנדוטרכאליות. יש להם גם לשון בשרניים גדולים מאוד ושיניים הלחי אשר, בשילוב עם חלל הפה צר, יכול לגרום לבעיות בעת הוספת laryngoscope והצגה של glottis להוספת של שפופרת אנדוטרכאליות1. זהירות רבה יש לנקוט כדי למנוע גרימת חבלה חלל הפה, דרכי הנשימה בעת ניסיון צנרור. הרקמות בגרון מאוד לעזאזל, טראומה מופרז של ניסיונות חוזרים ונשנים לצנרר יכול לגרום לדלקת משמעותית, לעשות צנרור קשה יותר2.
מסיבות אלה, מגוון רחב של טכניקות חלופיות תוארו, בייחוד supraglottic דרכי הנשימה התקני כולל בגרון את צינור3,4, המסיכה בגרון דרכי הנשימה (LMA)4,5, 6 , supraglottic תלויי מין דרכי הנשימה המכשיר7. צינור בגרון מורכב צינור עם שני בלונים ישירה זרימת אוויר לתוך קנה הנשימה: בלון גדול באמצע הצינור טפסים גושפנקה הלוע העליון, בלון קטן בקצה הדיסטלי חותמות את כניסת הוושט3. LMA מורכב צינור עם מסכת אליפטית בקצה הדיסטלי זה הוא מנופח לטופס של החותם אטום מעל glottis4,5,6. המכשיר תלויי מין supraglottic תלויי מין וטרינרי דרכי הנשימה המכשיר הראשון, הזמינים כעת עבור חתולים, ארנבים, שנועד להתאים את מבנה אנטומי עבור כל המינים ליצור לחץ לאטום את הלוע7. עם זאת, כי התקנים אלה אל תזינו ישירות על קנה הנשימה, הם עשויים מציגים סיכונים סיבוכים כגון tympany קיבה. העדר גושפנקה נאותה בתוך קנה הנשימה מציג דאגה ביחס הלימות לשימוש של התקנים אלה לאוורור לחץ חיובי עבור תמיכה הנשימה, מצבי חירום או בפגיעות3,8. בנוסף, חוסר צנרור ישירה של חוליות הצוואר עלולים לגרום אנשי לבזבז גזים הרדמה5.
שיטות רבות לצנרור אנדוטרכאליות ישירה כבר תיאר9,10,11,12,13,14,15. אחת השיטות הפופולריות היא הטכניקה עיוור, אשר עשויה להקטין את הסיכוי לפגיעה חלל הלוע התחתון מאז החדרת laryngoscope לא הכרחי16,17,18,19 , 20. כמו טכניקה חזותית עיוור, שיטה זו מחייבת פיקוח עבור זרימת האוויר דרך צינור אנדוטרכאליות מניפולציה זהיר כדי מדריך השמה. למרות בשיטה זו הוא נפוץ ומחקר הקלינית וטרינרי, בחוויה של המחברים, טכניקה זו יכול להיות זמן רב, לא תמיד מצליחים ולכן יותר קשה ללמד ויש עשויים לדרוש תוספת מינון של סוכנים הרדמה 9 , 10. בנוסף, כי ניטור עבור הנשימה משמש כדי להנחות השמה נכונה של הצינור, שיטה זו יהיה קשה יותר ולא פחות אמין במהלך דום נשימה. שיטה פופולרית נוספת היא להשתמש בטכניקה מסורתית laryngoscope לצנרר כפי שנעשה עם מינים גדולים יותר. עם זאת, הטכניקה המסורתית laryngoscope ארנבים קשה בכך התצוגה של מיתרי נחסמת כאשר הצינור אנדוטרכאליות מוכנס לתוך הפה. לכן, השימוש בשיטה זו עלולה לגרום ניסיונות חוזרים ונשנים צנרור, מינון מוגבר הרדמה או פגיעה אוראלי דרכי הנשימה והסינוסים10.
אפשרויות יותר יקר ומאתגר טכנית לצנרור גם קיים. Laryngoscope סיב אופטי מאפשר החדרת הצינורית אנדוטרכאליות קל על-ידי הוספת את laryngoscope לתוך הצינור והצגה של הכניסה לתוך קנה הנשימה על מסך. באופן דומה, אנדוסקופים יכול לשמש כדי להמחיש את האזור בגרון ומדריך השמה של הצינור. עם זאת, שתי השיטות מחייבות שימוש ציוד יקר עשויים להיות לא זמינים הגדרות אופייניות קליניים9,11,12. צנרור דרך חלל האף הוא שיטה חלופית שכבר תואר, אבל זה מהווה סיכון של היכרות עם פתוגנים אופורטוניסטים מן חלל האף לתוך הריאות, במיוחד אצל ארנבונים אינם ספציפיים-פתוגן נטול21. לבסוף, שיטות פולשניות יותר של צנרור גם פורסמו, לרבות רטרוגרדית החדרת צנתר מדריך באמצעות מחט להציב percutaneously לתוך קנה הנשימה, כמו גם השימוש cricothyroidotomy מחט ולאחריו מיקום החוט. מרחיב כלי השיט, נדן introducer13,14. בתור פולשני טכניקות, שיטות אלה יש פוטנציאל סיבוכים כגון דלקת וכאב procedural. הטכניקה שנתאר כאן, באמצעות צנתר laryngoscope ומדריך, ניתן ללמד עם הכשרה מינימלית עם זמן קצר בקיאות אינה פולשנית, יכול להתבצע על ידי אדם יחיד ללא צורך עוזרת, אינו דורש שימוש ציוד מיוחד.

<table><tbody><tr><td>Ketalar&lt;br/&gt; Ketamine HCl Inj.</td><td>JHP Pharmaceuticals</td><td>NDC 42023-113-10</td><td>35mg/kg IM in epaxial muscles or quadriceps muscle (preferred)</td></tr><tr><td>Anased&lt;br/&gt; Xylazine (100mg/ml)</td><td>Lloyd Labs</td><td>NADA #139-236</td><td>5mg/kg IM in epaxial muscles or quadriceps muscle (preferred)</td></tr><tr><td>Welch Allyn Laryngoscope Handle</td><td>Welch Allyn</td><td>60300</td><td>Requires 2 size C alkaline batteries</td></tr><tr><td>Size 0 or 1 Miller Laryngoscope Blade</td><td>Welch Allyn</td><td>68040</td><td></td></tr><tr><td>2.5 &amp;ndash; 4.0 mm ID uncuffed endotracheal tube</td><td>Jorgenson</td><td>J0149V</td><td>Suitable for 2.5-5 kg rabbits&lt;br/&gt; 3.5 mm most commonly used</td></tr><tr><td>Sovereign polypropylene catheter, 5 Fr x 22&amp;rdquo;</td><td>Medtronic</td><td>8890703310</td><td>Cut to 8-10 inches&lt;br/&gt; Mark the cut end with permanent marker to indicate which end not to insert</td></tr><tr><td>Lidocaine 2% HCL Inj</td><td>VetOne</td><td>L-2000-04</td><td></td></tr><tr><td>4-Ply Nonsterile, Bulk Packed Versalon Sponges (Gauze pads)</td><td>Covidien</td><td>KC9024A</td><td></td></tr><tr><td>Tape, Twill, Bleached &amp;frac12;&amp;rdquo; x 72 yds</td><td>Encompass Textiles</td><td>48210-025</td><td>Used for securing endotracheal tube</td></tr><tr><td>HR Lubricating Jelly</td><td>HR Pharmaceuticals</td><td>201</td><td>For lubricating endotracheal tube tip</td></tr><tr><td>Great Plains Ballistics: BAAM (Beck Airway Airflow Monitor) 22</td><td>BoundTree Medical</td><td>21410</td><td>For confirmation of successful intubation</td></tr><tr><td>Ambu Pediatric Co2 Detector</td><td>AMBU INC</td><td>172713</td><td>For confirmation of successful intubation</td></tr></tbody></table>

endotracheal intubation of rabbits using a polypropylene guide catheter

צנרור אנדוטרכאליות בארנבים יכול להיות מאתגר עקב שלהם באנטומיה יוצא דופן. השגת את דרכי הנשימה פטנטים במהלך הרדמה חיוני למען הסר חסימה בדרכי הנשימה, מניעה של tympany קיבה, ועל מנת לאפשר תמיכה ventilatory. בשל הקושי של צנרור, נחקרו שיטות אלטרנטיביות כגון השימוש של המסכה בגרון איירווייז או צינורות בגרון. עם זאת, שיטות אלה התוצאה אינה גישה ישירה לקנה הנשימה, ובכך עשוי להציג את הסיכון להתפתחות סיבוכים. בנוסף, חוסר צנרור ישירה של חוליות הצוואר יכול לגרום אנשי לבזבז גזים הרדמה. שיטות רבות לצנרור אנדוטרכאליות תוארו, כולל המיקום עיוור, שימוש מיקום laryngoscope ' או ' אנדוסקופ, הטבעתי סיב אופטי. למרות הפרסומים הרבים הללו, רבים עדיין נאבקים להשיג הצלחה. כאן אנו מספקים תיאור מפורט של טכניקת צנרור שאפשר ללמד עם הכשרה מינימלית עם זמן קצר בקיאות. בקצרה, לאחר מינהל בזריקות הרדמה, מיקום מתאים של הארנב, קטטר פוליפרופילן מושם לתוך קנה הנשימה על ידי פריט חזותי ישיר באמצעות laryngoscope. הקטטר משמש לאחר מכן כמדריך להפנות את הצינור אנדוטרכאליות לתוך קנה הנשימה. שיטה זו מאפשרת לצנרור ללא צורך ציוד יקר, יכול להתבצע על ידי אדם יחיד ללא צורך עוזרת. לסיכום, טכניקה זו יכולה להיות בקלות לימד והופיע במחיר קטן מאוד בכל קליני או מחקר הגדרה.

במוסד של המחברים, טכניקה זו בדרך כלל מלמדים לעובדי מעבדה ותרופות וטרינריות במהלך הדרכות על הארנב טיפול וטכניקות הרדמה. הוראה מפגשים טיפוליים בעלי הכשרה ייעודי. המאמן מדגים את טכניקת פעם אחת ולאחר מכן החניכים לבצע את הטכניקה תחת הדרכתו של המאמן. החניכים בדרך כלל להשגת הצלחה בתוך 1-3 ניסיונות. לאחר שהם יש בהצלחה לצינורות הארנב פעם, אנשים נדרשים לבצע צנרור בפעם השנייה, והם מסוגלים בדרך כלל בהצלחה לצנרר הארנב שוב על הניסיון הראשון נוספים. משוב במהלך מפגשי ההדרכה האלה, בעיקר מאנשים אשר הוכשרו בעבר עם טכניקות חלופיות, באופן עקבי כולל הערות על מה טכניקה זו קל ללמוד ולהשלים בהצלחה.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig1.jpg"> 
איור 1. מספקת לצנרור אנדוטרכאליות: 1) Laryngoscope עם גודל 0 או 1 מילר להב laryngoscope, 2) משתובב (או מצרכים אחרים עבור אבטחת התחתית אנדוטרכאליות), 3) 0.25 mL של לידוקאין 2%, 4) 5-צרפתית קטטר פוליפרופילן לחתוך ל 8-10 ס מ עם הסוף מעוגל שאינו מסומן עם סמן קבוע להצביע בבירור מאיזה צד לא צריך להיות מוכנס לתוך קנה הנשימה (חץ), 5) אוויר זרימה זיהוי התקן, 6) סיכה סטרילי שיוחל בקצה הדיסטלי של הרכבת התחתית, 7) אני אאזוק אנדוטרכאליות שפופרת. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig1large.jpg" style="font-size: 14px;" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig2.jpg"> 
איור 2 : מיצוב בחזה ובצלעות לצנרור אנדוטרכאליות. הארנב ממוקם sternally עם forelimbs מורחב עד לסוף הטבלה. הגפיים האחוריות מורחבות בחזרה, את הראש של הארנב מיושר עם עמוד השדרה. יד שמאל משמש כדי להגביה את הראש לתוך הרחבה לקראת החדרת laryngoscope. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig3.jpg"> 
איור 3 : החדרת laryngoscope. א) laryngoscope מוכנס לתוך דיאסטמה שמאל בעזרת יד ימין, בעקבות גג הפה עם קצה הלהב עד החיך הרך יהיה גלוי. ברגע החיך הרך אינו גלוי, laryngoscope נמצא. בכיוון השני תוך הרחבת של הארנב הראש והצוואר קדימה כדי להמחיש את הגרון. B) ויזואליזציה של הגרון. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig3large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig4.jpg"> 
איור 4 : קידום של הקטטר מדריך. א) לאחר מעבר הלהב laryngoscope יד שמאל, יד ימין מקדמות את קצה הקטטר מדריך דרך הפתח בעבר הגרון מעוגל. B) מדריך הצנתר הוא עבר את מיתרי הקול עם פריט חזותי ישיר. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig4large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig5.jpg"> 
איור 5 : קידום של הצינור בקנה הנשימה- הצינור אנדוטרכאליות משורשרת על הצנתר מדריך, מתקדם עד שיש התנגדות של מיתרי. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig5large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig6.jpg"> 
איור 6 : החדרה לידוקאין. לידוקאין (2% 0.25 mL) הוא שהוחדרו לתוך הפתח של הצינור אנדוטרכאליות. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig6large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig7.jpg"> 
איור 7 : צינור אנדוטרכאליות לקידום. שתי דקות לאחר החדרה של הלידוקאין, הצינור אנדוטרכאליות הוא מתקדם על ידי בעדינות מתפתל לו לעבור מיתרי הקול. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig7large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig8.jpg"> 
איור 8 : אימות של זרימת האוויר דרך הצינורית אנדוטרכאליות. התקן זיהוי זרימת אוויר עשוי לשמש כדי לוודא זרימת האוויר דרך הצינורית אנדוטרכאליות, או מראה שיניים עשוי לשמש גם כדי לזהות את הדחיסה של נשימות המציין צנרור מוצלחת. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig8large.jpg" style="font-size: 14px;" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Endotracheal Intubation of Rabbits Using a Polypropylene Guide Catheter at JoVE.com

Endotracheal Intubation of Rabbits Using a Polypropylene Guide Catheter

צנרור אנדוטרכאליות בארנבים הוא מאתגר עקב שלהם באנטומיה יוצא דופן. כאן אנו מציגים טכניקה לצנרור ישירה של קנה הנשימה באמצעות צנתר פוליפרופילן כמדריך. בשיטה זו מנצל אספקה זולה יחסית, דורש הכשרה מינימלית, וזה יכול להתבצע בקלות בכל סביבה קליניים.

צנרור אנדוטרכאליות ארנבים באמצעות צנתר מדריך פוליפרופילן

Endotracheal intubation in rabbits can be challenging due to their unusual anatomy. Achieving a patent airway during anesthesia is critical for the ...

endotracheal-intubation-rabbits-using-polypropylene-guide

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

33.4K Views.  Mayo Clinic. צנרור אנדוטרכאליות בארנבים הוא מאתגר עקב שלהם באנטומיה יוצא דופן. כאן אנו מציגים טכניקה לצנרור ישירה של קנה הנשימה באמצעות צנתר פוליפרופילן כמדריך. בשיטה זו מנצל אספקה זולה יחסית, דורש הכשרה מינימלית, וזה יכול להתבצע בקלות בכל סביבה קליניים.

Video: Endotracheal Intubation of Rabbits Using a Polypropylene Guide Catheter

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are necessary for whole animal experiments that require surgery under deep anesthesia or measurements of lung function. Tracheostomy has been the standard for intubating the airway in these mice to allow mechanical ventilation. Orotracheal intubation has been reported but has not been successfully used in many studies because of the substantial technical difficulty or a requirement for highly specialized and expensive equipment. Here we report a technique of direct laryngoscopy using an otoscope fitted with a 2.0 mm speculum and using a 20 G&#160;intravenous catheter as an endotracheal tube. We have used this technique extensively and reliably to intubate and conduct accurate assessments of lung function in mice. This technique has proven safe, with essentially no animal loss in experienced hands. Moreover, this technique can be used for repeated studies of mice in chronic models.

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

We have developed a simple, reliable, and relatively inexpensive method for endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope with a 2.0 mm speculum. This technique is atraumatic and can be used for repeated measurements in chronic experiments. We find it superior to tracheostomy or previously reported nonsurgical techniques.

Endotracheal אינטובציה בעכברים<em&gt; דרך</em&gt; ישיר laryngoscopy באמצעות אוטוסקופ

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

Medicine

A Reversible, Non-invasive Method for Airway Resistance Measurements and Bronchoalveolar Lavage Fluid Sampling in Mice

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated procedures to obtain such measurements in the same animal are generally not feasible.  Here, we demonstrate protocols for obtaining from mice repeated measurements of AHR and bronchoalveolar lavage fluid samples.  Mice were challenged intranasally seven times over 14 days with a potent allergen or sham treated.  Prior to the initial challenge, and within 24 hours following each intranasal challenge, the same animals were anesthetized, orally intubated and mechanically ventilated.  AHR, assessed by comparing dose response curves of respiratory system resistance (RRS) induced by increasing intravenous doses of acetylcholine (Ach) chloride between sham and allergen-challenged animals, were determined.  Afterwards, and via the same intubation, the left lung was lavaged so that differential enumeration of airway cells could be performed.  These studies reveal that repeated measurements of AHR and BAL fluid collection are possible from the same animals and that maximal airway hyperresponsiveness and airway eosinophilia are achieved within 7-10 days of initiating allergen challenge.  This novel technique significantly reduces the number of mice required for longitudinal experimentation and is applicable to diverse rodent species, disease models and airway physiology instruments.  

Repeated measurements of rodent respiratory physiology and sampling of airway inflammatory cells are desirable, but generally not feasible. Here we describe a repeatable method for orally intubating mice that permits repeated measurements of airway hyperreactivity and sampling of airway inflammatory cells.

הפיך, לא פולשני שיטת ההתנגדות מדידות דרכי הנשימה ואת נוזל שטיפה ברונכואלוואולרית דגימה של עכברים

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated ...

Blind Endotracheal Intubation in Neonatal Rabbits

The newborn rabbit is a useful animal model for various pathologies and procedures. Airway management of the rabbit is complex due to its anatomical characteristics, which is further complicated in the case of the newborn. Of the different methods of advanced airway management, endotracheal intubation is less aggressive than tracheostomy, and is more feasible than supraglottic management given the lack of supraglottic devices of such a small size. As direct glottis visualization is very difficult in animals this size, this blind intubation model is presented as an effective alternative, especially for experiments requiring prolonged anesthesia. Using this method, we performed blind intubations with a 90% success rate.

We describe a technique of endotracheal intubation in newborn rabbits after esophageal catheterization with a gastric tube.

אינטובציה אנדוטרצ'יאלית עיוורת בארנבים יילודים

The newborn rabbit is a useful animal model for various pathologies and procedures. Airway management of the rabbit is complex due to its anatomical ...

Simplifying Transcutaneous Intratracheal Drug Delivery in the Newborn Preterm Rabbit

Intratracheal (IT) drug delivery allows the direct delivery of pharmaceutical substances to the lung, maximizing potential pulmonary benefit and minimizing systemic drug exposure. The transcutaneous technique is simple and allows for the IT delivery of substances to the lung of prematurely born rabbits shortly after birth. Newborn pups are anesthetized with inhaled Isoflurane before being placed in a supine position with the neck extended. The larynx is identified and stabilized before transcutaneous placement of a 26-gauge (G) catheter into the trachea. Following catheterization of the trachea, a 30 G blunt needle attached to a Hamilton syringe is introduced into the IT catheter and is used for delivering a precise volume into the trachea during spontaneous respiration. After the IT injection is completed, the needle and catheter are withdrawn, and the pup is allowed to recover from anesthesia. Transcutaneous IT injection delivers a large proportion of the injected substance to the lung, with the majority remaining in the lung 3 hours after the intervention. The injections are well tolerated from the day of birth and can be repeated for multiple consecutive days without influencing survival. This technique can be used to investigate the effect of pharmaceutical agents on lung development and in the prevention of neonatal lung injury in preterm rabbits.

<meta charset="utf8"></head><body>פישוט מתן תרופות תוך עוריות לקנה הנשימה בארנב פג שזה עתה נולד

Transcutaneous intratracheal injection allows for effective intrapulmonary drug delivery during spontaneous respiration. Single and multiple injections are well tolerated with no effect on survival. The technique is simple to perform and can examine the effect of substances on lung development and the prevention of lung injury in newborn rabbits.

פישוט מתן תרופות תוך עוריות לקנה הנשימה בארנב פג שזה עתה נולד

Intratracheal (IT) drug delivery allows the direct delivery of pharmaceutical substances to the lung, maximizing potential pulmonary benefit and ...

Isolated Lung Perfusion System in the Rabbit Model

The isolated lung perfusion system has been widely used in pulmonary research, contributing to elucidate the lungs&#39; inner workings, both micro and macroscopically. This technique is useful in the characterization of pulmonary physiology and pathology by measuring metabolic activities and respiratory functions, including interactions between circulatory substances and the effects of inhaled or perfused substances, as in drug testing. While in vitro methods involve the slicing and culturing of tissues, the isolated ex vivo lung perfusion system allows to work with a complete functional organ making possible the study of a continuous physiological function while recreating ventilation and perfusion. However, it should be noted that the effects of the absence of central innervation and lymphatic drainage still have to be fully assessed. This protocol aims to describe the assembly of the isolated lung apparatus, followed by the surgical extraction and cannulation of lungs and heart from experimental lab animals, as well as to display the perfusion technique and signal processing of data. The average viability of the isolated lung ranges between 5-8 h; during this period, the pulmonary capillary permeability increases, causing edema and lung injury. The functionality of preserved pulmonary tissue is measured by the capillary filtration coefficient (Kfc), used to determine the extent of pulmonary edema through time.

The isolated rabbit lung preparation is a gold standard tool in pulmonary research. This publication aims to describe the technique as developed for the study of physiological and pathological mechanisms involved in airway reactivity, lung preservation, and preclinical research in lung transplantation and pulmonary edema.

מערכת זלוף ריאות מבודדת במודל הארנב

The isolated lung perfusion system has been widely used in pulmonary research, contributing to elucidate the lungs&#39; inner workings, both micro and ...

Endotracheal Intubation Using a Flexible Intubation Endoscope as a Standardized Model for Safe Airway Management in Swine

Endotracheal intubation is often a basic requirement for translational research in porcine models for various interventions that require a secured airway or high ventilation pressures. Endotracheal intubation is a challenging skill,&#160;requiring a minimum number of successful endotracheal intubations to achieve a high success rate under optimal conditions, which is often unachievable for non-anaesthesiology researchers. Due to the specific porcine airway anatomy, a difficult airway can usually be assumed. The impossibility of establishing a secure airway can result in injury, adverse events, or death of the laboratory animal. Using a prospective, randomized, controlled evaluation approach, it has been shown that fiberoptic-assisted endotracheal intubation takes longer but has a higher first-pass success rate than conventional intubation without causing clinically relevant drops in oxygen saturation. This model presents a standardized regimen for endoscopically guided endotracheal intubation, providing a secured airway, especially for researchers who are inexperienced in the technique of endotracheal intubation via direct laryngoscopy. This procedure is expected to minimize animal suffering and unnecessary animal losses.

The use of pigs in research has increased in recent years. Nevertheless, pigs are characterized by difficult airway anatomy. By demonstrating how to perform endoscopically guided endotracheal intubation, the present protocol aims to further increase laboratory animals' safety to avoid animal suffering and unnecessary death.

אינטובציה אנדוטרכאלית באמצעות אנדוסקופ אינטובציה גמיש כמודל סטנדרטי לניהול בטוח של דרכי הנשימה בחזירים

Endotracheal intubation is often a basic requirement for translational research in porcine models for various interventions that require a secured airway ...

Model of Ischemia and Reperfusion Injury in Rabbits

The protocol here provides a simple, highly replicable methodology to induce in situ acute regional myocardial ischemia in the rabbit for non-survival and survival experiments. New Zealand White adult rabbit is sedated with atropine, acepromazine, butorphanol, and isoflurane. The animal is intubated and placed on mechanical ventilation. An intravenous catheter is inserted into the marginal ear vein for the infusion of medications. The animal is pre-medicated with heparin, lidocaine, and lactated Ringer&#39;s solution. A carotid cut-down is performed to obtain arterial line access for blood pressure monitoring. Select physiologic and mechanical parameters are monitored and recorded by continuous real-time analysis.
With the animal sedated and fully anesthetized, either a fourth intercostal space small left thoracotomy (survival) or midline sternotomy (non-survival) is performed. The pericardium is opened, and the left anterior descending (LAD) artery is located.
A polypropylene suture is passed around the second or third diagonal branch of the LAD artery, and the polypropylene filament is threaded through a small vinyl tube, forming a snare. The animal is subjected to 30 min of regional ischemia, achieved by occluding the LAD by tightening the snare. Myocardial ischemia is confirmed visually by regional cyanosis of the epicardium. Following regional ischemia, the ligature is loosened, and the heart is allowed to re-perfuse.
For both survival and non-survival experiments, the myocardial function can be assessed via an echocardiography (ECHO) measurement of the fractional shortening. For non-survival studies, data from sonomicrometry collected using three digital piezoelectric ultrasonic probes implanted within the ischemic area and the left ventricle developed pressure (LVDP) using an apically inserted left ventricle (LV) catheter can be continuously acquired for evaluating the regional and global myocardial function, respectively.
For survival studies, the incision is closed, a left needle thoracentesis is performed for pleural air evacuation, and postoperative pain control is achieved.

The present study demonstrates a highly reproducible animal model of acute regional myocardial ischemia and reperfusion injury in rabbits using a left mini-thoracotomy for survival cases or a midline sternotomy for non-survival cases.

מודל של איסכמיה ופגיעה רפרפוזיה בארנבים

The protocol here provides a simple, highly replicable methodology to induce in situ acute regional myocardial ischemia in the rabbit for non-survival and ...

<meta charset="utf8"></head><body>פרוטוקול אינטובציה אנדוטרכאלית מבוסס טרכאוטומיה עבור מודלים של חולדות שאינן הישרדותיות

Endotracheal Intubation via Tracheotomy and Subsequent Thoracotomy in Rats for Non-Survival Applications

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that require controlled or high ventilation pressures or access to the thoracic cavity and organs. Conventional endoorotracheal intubation using the anatomically existing route through the mouth is well suited for survival experiments. However, this procedure poses some challenges, including generally higher levels of the required experience and technical skill, more advanced equipment, and greater time effort with relevant intubation failure rates and complications such as tracheal perforation, temporary systemic hypooxygenation, and relevant aerial leakage.
This manuscript, therefore, presents a detailed step-by-step protocol for endotracheal intubation through tracheotomy in non-survival rat models when guaranteed intubation success, constant oxygenation levels, high ventilation pressures, or open thoracotomy are required.
The protocol emphasizes the importance of meticulous surgical technique to ensure consistent and reliable outcomes, especially for researchers who are inexperienced or lack routine in the technique of endoorotracheal intubation via direct laryngoscopy. This procedure is, therefore, expected to minimize animal suffering and unnecessary animal losses.

<meta charset="utf8"></head><body>אינטובציה אנדוטרכאלית באמצעות טרכאוטומיה ולאחר מכן ניתוחי בית החזה בחולדות ליישומים שאינם הישרדותיים

Here we introduce a standardized procedure for endotracheal intubation via tracheotomy followed by thoracotomy in rats, aimed at enhancing the precision and reproducibility of non-survival applications requiring invasive ventilation and exposure of thoracic organs in in vivo rat models.

אינטובציה אנדוטרכאלית באמצעות טרכאוטומיה ולאחר מכן ניתוחי בית החזה בחולדות ליישומים שאינם הישרדותיים

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that ...

צנרור אנדוטרכאליות ארנבים באמצעות צנתר מדריך פוליפרופילן

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

Endotracheal אינטובציה בעכברים

הפיך, לא פולשני שיטת ההתנגדות מדידות דרכי הנשימה ואת נוזל שטיפה ברונכואלוואולרית דגימה של עכברים

אינטובציה אנדוטרצ'יאלית עיוורת בארנבים יילודים

פישוט מתן תרופות תוך עוריות לקנה הנשימה בארנב פג שזה עתה נולד

פישוט מתן תרופות תוך עוריות לקנה הנשימה בארנב פג שזה עתה נולד

מערכת זלוף ריאות מבודדת במודל הארנב

אינטובציה אנדוטרכאלית באמצעות אנדוסקופ אינטובציה גמיש כמודל סטנדרטי לניהול בטוח של דרכי הנשימה בחזירים

מודל של איסכמיה ופגיעה רפרפוזיה בארנבים

אינטובציה אנדוטרכאלית באמצעות טרכאוטומיה ולאחר מכן ניתוחי בית החזה בחולדות ליישומים שאינם הישרדותיים

אינטובציה אנדוטרכאלית באמצעות טרכאוטומיה ולאחר מכן ניתוחי בית החזה בחולדות ליישומים שאינם הישרדותיים