Los autores desean reconocer los empleados y personal de investigación que ha participado en las sesiones de formación anestesia y manejo del conejo por sus comentarios mientras se aprende esta técnica de intubación.

el procedimiento de intubación se detallan a continuación fue aprobado por la Mayo Clinic institucional Animal cuidado y uso.
 1. preparación ( figura 1) <ol><li>obtener un catéter de polipropileno 5 French y cortar el extremo no-redondeadas por lo que la longitud total es de 8-10 pulgadas. Marcar el extremo cortado de la tubería para indicar claramente que el extremo debe no se inserta en la tráquea (flecha, figura 1).</li>
	<li>Poner una hoja de laringoscopio Miller tamaño 0 o 1 en el laringoscopio y comprobar que la luz funciona.</li>
	<li>Dibujar 0,25 mL de lidocaína al 2% en una jeringa de 1 mL.</li>
	<li>Aplique lubricante estéril al final de un tubo endotraqueal tamaño adecuado (típicamente 2.5-4.0 mm ID).</li>
	<li>Preparar suministros para fijación del tubo endotraqueal en su lugar una vez que inserta (por ejemplo, cinta umbilical).</li>
	<li>Obtener un dispositivo para detectar el flujo de aire al final del procedimiento para confirmar la intubación exitosa (#5, figura 1). Esto es opcional.</li>
</ol> 2. Anestesia <ol><li>administrar anestesia inyectable, como 35 mg/kg ketamina y 5 mg/kg xilacina intramuscular utilizando una jeringa de 3 mL con una aguja de 25 calibre en el músculo cuadriceps de la pierna trasera de 3.0-3.5 aproximadamente 4 meses, kg, blanco de Nueva Zelanda conejo. 
	Nota: Este régimen anestésico es una combinación inyectable utilizada en conejos jóvenes, saludables, específicos investigación libre de patógeno, pero basado en condiciones clínicas o experimentales objetivos, un protocolo diferente puede ser más apropiado.</li>
	<li>Después de que el conejo está anestesiado, aplicar lubricante oftálmico estéril en los ojos para preservar el tejido córneo.</li>
</ol> 3. Intubación <ol><li>medida el tubo endotraqueal desde los incisivos a la torácica de entrada para determinar la longitud adecuada para la inserción del tubo endotraqueal. Colocación del extremo del tubo a nivel de la entrada torácica asegura que la abertura del tubo es más allá de la laringe pero craneal a la bifurcación traqueal.</li>
	<li>Posición del conejo sternally en la mesa de preparación con la cabeza ligeramente extendida sobre el borde de la mesa ( figura 2). El conejo debe colocarse la plaza con la cabeza y la columna vertebral en alineación recta.</li>
	<li>Levantando la cabeza, utilice una gasa para tirar al conejo &#39; s lengüeta lateral a los conejos &#39; s derecho de los incisivos inferiores (en diastemas), teniendo cuidado de evitar el trauma de los incisivos.</li>
	<li>Sujete el laringoscopio y la cuchilla con la mano derecha y lo coloca en la boca detrás de los incisivos, entrando por el conejo &#39; s hacia la izquierda.</li>
	<li>Seguir el techo de la boca con la punta de la cuchilla en dirección caudal hasta el paladar blando es visible.</li>
	<li>Con la mano derecha, punta el laringoscopio hacia adelante (doblar la muñeca, manteniendo el laringoscopio hacia abajo) mientras que el conejo se extiende &#39; cabeza hacia atrás y el cuello hacia delante para mantener una vía aérea abierta y ve la laringe ( figura 3 A). como respiradores nasales obligados, la epiglotis es a menudo por encima del velo del paladar, y uso de este método comprime la base de la lengua para desplazar la epiglotis y exponer la glotis. Para evitar la desaturación de oxígeno, es importante mantener el cuello extendido como se describe para mantener una vía aérea abierta durante la intubación.</li>
	<li>Soltar la lengua y cambiar la pala del laringoscopio en la mano izquierda para liberar la mano derecha para la colocación del catéter guía.</li>
	<li>Mientras que sostiene el laringoscopio y mantener la visión de la glotis ( figura 3 B), haga avanzar la punta redondeada del catéter guía a través de la abertura más allá de la laringe ( figura 4 ). El catéter va a venir a una parada natural en la bifurcación traqueal.</li>
	<li>Manteniendo pulsado del catéter guía, sujete el tubo endotraqueal y enrosque sobre el catéter, cuidando de no para aplicar fuerza al catéter por la captura en el conector del tubo endotraqueal. Avanzar el tubo hasta que haya resistencia de las cuerdas vocales ( figura 5).</li>
	<li>Gotas 0,25 mL de lidocaína al 2% en la apertura del tubo endotraqueal. La lidocaína viajará por el tubo endotraqueal para anestesiar localmente las cuerdas vocales, prevenir Laringoespasmo 22 ( figura 6).</li>
	<li>Espere aproximadamente dos minutos para la anestesia tópica tomar efecto y seguir girando suavemente el tubo endotraqueal, avanzando a través de las cuerdas vocales ( figura 7). Una vez que el tubo ha pasado las cuerdas vocales, quite la hoja del laringoscopio y el catéter, cuidando de no para desplazar el tubo de.</li>
	<li>Verificar la colocación del tubo endotraqueal mediante la observación de flujo de aire. Hay múltiples maneras de lograr esto, incluyendo la colocación de un tejido o de piel en el extremo del tubo para detectar flujo de aire, en busca de empañamiento del tubo o empañamiento de un espejo de cristal/el final del tubo y escuchar para flujo de aire. Dispositivos diseñados para detectar flujo de aire 23 o respiraciones pueden también ser utilizado ( figura 8) para determinar si la intubación fue exitosa (véase Tabla de materiales para las opciones). Fije el tubo endotraqueal mediante un método preferido, como cinta umbilical atado alrededor del tubo y la cabeza. Conecte el circuito de anestesia y auscult ambos lados del tórax dando respiros para asegurar la ventilación a ambos lados del pulmón.</li>
</ol>

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	<li>Quesenberry, K. E., Carpenter, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Ferrets, rabbits, and rodents : clinical medicine and surgery. 3rd edn . , (2012).</li><li>Dugdale, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Veterinary Anaesthesia: Principles to Practice. , (2010).</li><li>Yamamoto, Y., Inoue, S., Abe, R., Kawaguchi, M., Furuya, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Airway+management+with+the+laryngeal+tube+in+rabbits.">Airway management with the laryngeal tube in rabbits.</a> Lab animal. 36 (5), 33-35 (2007).</li><li>Belena, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laryngeal+mask,+laryngeal+tube,+and+Frova+introducer+in+simulated+difficult+airway.">Laryngeal mask, laryngeal tube, and Frova introducer in simulated difficult airway.</a> J Emerg Med. 48 (2), 254-259 (2015).</li><li>Smith, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endotracheal+tubes+versus+laryngeal+mask+airways+in+rabbit+inhalation+anesthesia:+ease+of+use+and+waste+gas+emissions.">Endotracheal tubes versus laryngeal mask airways in rabbit inhalation anesthesia: ease of use and waste gas emissions.</a> Contemp Top Lab Anim Sci. 43 (4), 22-25 (2004).</li><li>Kazakos, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+the+laryngeal+mask+airway+in+rabbits:+placement+and+efficacy.">Use of the laryngeal mask airway in rabbits: placement and efficacy.</a> Lab Anim (NY). 36 (4), 29-34 (2007).</li><li>Crotaz, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Initial+feasibility+investigation+of+the+v-gel+airway:+an+anatomically+designed+supraglottic+airway+device+for+use+in+companion+animal+veterinary+anaesthesia.">Initial feasibility investigation of the v-gel airway: an anatomically designed supraglottic airway device for use in companion animal veterinary anaesthesia.</a> Vet Anaesth Analg. 37 (6), 579-580 (2010).</li><li>Bateman, L., Ludders, J. W., Gleed, R. D., Erb, H. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+between+facemask+and+laryngeal+mask+airway+in+rabbits+during+isoflurane+anesthesia.">Comparison between facemask and laryngeal mask airway in rabbits during isoflurane anesthesia.</a> Veterinary Anaesthesia and Analgesia. 32 (5), 280-288 (2005).</li><li>Johnson, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endoscopic+intubation+of+exotic+companion+mammals.">Endoscopic intubation of exotic companion mammals.</a> The veterinary clinics of North America. Exotic animal practice. 13 (2), 273-289 (2010).</li><li>Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A., Lumb, W. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Lumb &amp; Jones' veterinary anesthesia and analgesia. 4th edn. , (2007).</li><li>Worthley, S. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+oral+endotracheal+intubation+with+a+fibre-optic+scope+in+rabbits:+a+simple+and+reliable+technique.">Rapid oral endotracheal intubation with a fibre-optic scope in rabbits: a simple and reliable technique.</a> Laboratory Animals. 34 (2), 199-201 (2000).</li><li>Miranda, A., Pego, J. M., Correia-Pinto, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+facility+videoendoscopic+intubation+station:+tips+and+tricks+from+mice+to+rabbits.">Animal facility videoendoscopic intubation station: tips and tricks from mice to rabbits.</a> Laboratory animals. , (2016).</li><li>Irazuzta, J., Hopkins, J., Gunnoe, P., Brittain, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simple+method+of+multipurpose+airway+access+through+percutaneous+tracheostomy+in+rabbits+(Oryctolagus+cuniculus).">Simple method of multipurpose airway access through percutaneous tracheostomy in rabbits (Oryctolagus cuniculus).</a> Lab Anim Sci. 47 (4), 411-413 (1997).</li><li>Bertolet, R. D., Hughes, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endotracheal+intubation:+an+easy+way+to+establish+a+patent+airway+in+rabbits.">Endotracheal intubation: an easy way to establish a patent airway in rabbits.</a> Lab Anim Sci. 30 (2), 227-230 (1980).</li><li>Gilroy, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endotracheal+intubation+of+rabbits+and+rodents.">Endotracheal intubation of rabbits and rodents.</a> J Am Vet Med Assoc. 179 (11), 1295 (1981).</li><li>Morgan, T. J., Glowaski, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Teaching+a+new+method+of+rabbit+intubation.">Teaching a new method of rabbit intubation.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 46 (3), 32-36 (2007).</li><li>Inglis, S., Strunk, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rabbit+anesthesia.">Rabbit anesthesia.</a> Lab Anim (NY). 38 (3), 84-85 (2009).</li><li>Falcao, S. C., Pereira Junior, J. R., Coelho, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Technique+of+blind+tracheal+intubation+in+rabbits+(Oryctolagus+cuniculi)+supported+by+previous+maneuver+of+esophageal+cannulization.">Technique of blind tracheal intubation in rabbits (Oryctolagus cuniculi) supported by previous maneuver of esophageal cannulization.</a> Acta Cir Bras. 26 (5), 352-356 (2011).</li><li>Su, H. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+miniature+lighted+stylet+for+fast+oral+endotracheal+intubation+in+rabbits.">A miniature lighted stylet for fast oral endotracheal intubation in rabbits.</a> Vet J. 195 (2), 254-256 (2013).</li><li>Weinstein, C. H., Fujimoto, J. L., Wishner, R. E., Newton, P. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthesia+of+six-week-old+New+Zealand+White+rabbits+for+thoracotomy.">Anesthesia of six-week-old New Zealand White rabbits for thoracotomy.</a> Contemp Top Lab Anim Sci. 39 (3), 19-22 (2000).</li><li>Stephens DeValle, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+Management+of+Rabbit+Anesthesia+Through+the+Use+of+Nasotracheal+Intubation.">Successful Management of Rabbit Anesthesia Through the Use of Nasotracheal Intubation.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 48, 166-170 (2009).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> A Guidance on the Use of Topical Anesthetics for Naso/Oropharyngeal and Laryngotracheal Procedures. , (2006).</li><li>Cook, R. T., Stene, J. K., Marcolina, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+a+Beck+Airway+Airflow+Monitor+and+controllable-tip+endotracheal+tube+in+two+cases+of+nonlaryngoscopic+oral+intubation.">Use of a Beck Airway Airflow Monitor and controllable-tip endotracheal tube in two cases of nonlaryngoscopic oral intubation.</a> Am J Emerg Med. 13 (2), 180-183 (1995).</li><li>Fish, R. E., Brown, M. J., Danneman, P. J., Karas, A. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals. , (2008).</li><li>Gografe, S. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+management+of+long-term+general+anesthesia+in+rabbits+used+as+an+animal+model+of+human+disease.">Successful management of long-term general anesthesia in rabbits used as an animal model of human disease.</a> Contemp Top Lab Anim Sci. 42 (2), 16-19 (2003).</li><li>Nordin, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+trachea+and+cuff-induced+tracheal+injury.+An+experimental+study+on+causative+factors+and+prevention.">The trachea and cuff-induced tracheal injury. An experimental study on causative factors and prevention.</a> Acta Otolaryngol Suppl. 345, 1-71 (1977).</li><li>Phaneuf, L. R., Barker, S., Groleau, M. A., Turner, P. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracheal+injury+after+endotracheal+intubation+and+anesthesia+in+rabbits.">Tracheal injury after endotracheal intubation and anesthesia in rabbits.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 45 (6), 67-72 (2006).</li><li>Grint, N. J., Sayers, I. R., Cecchi, R., Harley, R., Day, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Postanaesthetic+tracheal+strictures+in+three+rabbits.">Postanaesthetic tracheal strictures in three rabbits.</a> Lab Anim. 40 (3), 301-308 (2006).</li><li>Squire, R., Siddiqui, S. Q., DiNunizio, G., Brodsky, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+study+of+the+tracheotomy+and+endotracheal+intubation+on+the+rabbit+tracheobronchial+tree.">Quantitative study of the tracheotomy and endotracheal intubation on the rabbit tracheobronchial tree.</a> Ann Otol Rhinol. , (1990).</li><li>Kumar, R. A., Boyer, M. I., Bowen, C. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+reliable+method+of+anesthesia+for+extensive+surgery+in+small+rabbits.">A reliable method of anesthesia for extensive surgery in small rabbits.</a> Lab Anim Sci. 43 (3), 265-266 (1993).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Aquí ofrecemos una descripción detallada de un conejo de técnica de intubación que puede dominarse fácilmente en cualquier entorno clínico. Esta técnica es similar a la visualización directa previamente publicado técnicas10,15,20,25 con algunos otros refinamientos, incluyendo el uso de un tubo endotraqueal sin manguito de 3,5 mm y un 5 francés catéter urinario como la guía de nuestro elegido, que ha sido cortado y marcado con un rotulador permanente en el extremo cortado. La tráquea de conejos es fácilmente propensa a lesiones y por lo tanto el uso de tubos endotraqueales recomienda generalmente cuando intubación conejos para evitar daños a la mucosa traqueal por la presión del manguito. 26 el catéter urinario francés 5 elegimos como guía es lo suficientemente pequeño como para pasar fácilmente a través de las cuerdas vocales sin obstruir la vista durante la visualización directa de la laringe. Aunque pequeños, este catéter es lo suficientemente rígido para permanecer en lugar como una guía para el tubo endotraqueal. Se redondea la punta distal del catéter para ayudar a reducir el trauma cuando se llega a la bifurcación. Se corta el extremo proximal del catéter para que el catéter esté en una longitud realizable (no excesivamente larga) y retire el extremo que se ensancha para el accesorio a una jeringa. El extremo cortado se marca con rotulador permanente como un indicador visual que no introduzca este extremo en la tráquea, que puede causar daño a la mucosa traqueal.
La principal limitación de esta técnica es que, porque requiere el uso de una hoja de laringoscopio, puede no ser factible para los conejos muy jóvenes o de razas muy pequeñas debido al pequeño tamaño de la boca. Además, algunas instalaciones no tengan este tamaño de hoja del laringoscopio fácilmente disponible. En la institución del autor, este método se utiliza para el Nueva Zelanda blanco (≥ 6 semanas) y conejos adultos con cinturón holandés, pero no hemos intentado este método en animales más jóvenes o de razas pequeñas. En situaciones donde el paciente conejo es pequeño, o si un laringoscopio con una hoja pequeña de Miller no está disponible, una alternativa es utilizar un otoscopio portátil, en lugar de laringoscopio. 15 , 20 utilizando un otoscopio con un espéculo de oído #5, se visualiza la laringe, se coloca el catéter guía por visualización directa, y se retira el espéculo antes de proceder siguiendo los mismos pasos señalados anteriormente.
Es importante que tenga mucho cuidado cuando se coloca el catéter guía para evitar la posibilidad de causar trauma o broncoespasmo como el extremo del catéter se pasa a la tráquea y toca la bifurcación traqueal. El riesgo de estas complicaciones puede reducirse o evitar alimentar la sonda con movimientos muy suaves, parando en cuanto resistencia y evitando el movimiento de la cabeza y cuello una vez que el catéter está en su lugar. Además, al avanzar el tubo endotraqueal sobre el catéter, existe la posibilidad de que el catéter coger en el conector del tubo endotraqueal. Por lo tanto, es importante asegurarse de que el catéter se desliza a través del conector sin coger; Alternativamente, el conector se puede quitar y reemplazar al asegurar la endotraqueal tubo o conexión al circuito anestésico.
Con cualquier método de intubación, existe la posibilidad de complicaciones y efectos adversos. El método de visualización directa con un laringoscopio, inserción incorrecta de la pala del laringoscopio o agresiva colocación del tubo endotraqueal puede en laringe, lengua, o lesiones del diente. Colocación correcta de los animales es el primer paso crítico para minimizar el trauma durante la visualización de la laringe. La columna vertebral debe estar recta, con la cabeza en alineación directa con la columna vertebral; Si el animal no es recto, o si el cuello se tuerce a la izquierda o la derecha, esto hará más difícil la visualización de la laringe y puede resultar en trauma excesivo con la pala del laringoscopio. Otra clave fundamental para el éxito cuando se utiliza esta técnica es seguir el techo de la boca hacia la laringe y una vez que se visualiza el paladar blando, cambiar la cuchilla en una posición adecuada por flexión en la muñeca. Esto mantiene la cabeza en su lugar, mientras se mueve la punta de la hoja en la posición de visualización óptima de las cuerdas vocales, que se encuentran bastante ventral en el conejo20,24.
Porque la visualización directa de la laringe puede ser complicada si no se siguen las técnicas precisas que describimos arriba, el uso de estrategias de intubación alternativo que no requieren la visualización de la laringe puede ser atractivo. Por ejemplo, la técnica del ciega es una opción que no requiere el uso de un laringoscopio16,17,18,19,20. Sin embargo, esta técnica se basa en la capacidad para detectar flujo de aire a través del tubo endotraqueal para dirigir la colocación de la sonda y si respiraciones del animal son muy poco profundas o arrestado, el uso de este método no es confiable. Supraglótica dispositivos también pueden ser considerados, ya que la colocación de estos dispositivos no requiere visualización de la laringe y son generalmente muy fáciles de colocar. Estos dispositivos no entrarán directamente en la tráquea, sin embargo y por lo tanto existe la posibilidad por falta de flujo directo a la vía aérea, incapacidad para ventilar si se presenta Laringoespasmo, falta de un sello lo suficientemente apretado como para ventilación durante procedimientos de pecho abierto o emergencia reanimación y el desarrollo de tympany gástrico3,4,8. Más nuevos dispositivos específicamente diseñados para conejos pueden ofrecer una alternativa prometedora, pero se necesitan más estudios para evaluar estos dispositivos, y siguen las preocupaciones sobre la falta de entrada en la tráquea. Tympany gástrica también puede ser una complicación potencial en un animal intubado si accidentalmente se coloca el tubo endotraqueal en el esófago; sin embargo, el uso de una técnica de visualización directa minimiza el riesgo de esta complicación al verificar la colocación correcta del catéter guía en la laringe.
Trauma a la mucosa aritenoidea o traqueal es otra preocupación potencial cuando se inserta un tubo endotraqueal, sobre todo cuando uso inflable esposadas tubos26,27,28. La tráquea de conejos puede ser fácilmente lesionada, que puede llevar a complicaciones como enfisema subcutáneo, neumotórax y hasta la muerte10,27,28,29. Al realizar la técnica que Describimos aquí, debe tenerse cuidado para evitar lesiones traqueales por el uso de tubos endotraqueales, asegurando que la punta redondeada del catéter guía se inserta en la tráquea y no forzar el catéter guía en la glotis. Además, la selección de un tubo endotraqueal de tamaño adecuado es de vital importancia. Tamaño del tubo endotraqueal debe ser considerado con el tamaño del animal, así como en comparación con la apertura de la entrada de la laringe ya que es más pequeño en diámetro que la tráquea. Un tubo endotraqueal demasiado grande de diámetro puede causar trauma a la mucosa aritenoidea o cartílago. Por el contrario, utilizar un tubo endotraqueal más pequeño resulta en resistencia de vía aérea mayor y aumenta las posibilidades de obstrucción por moco o una torcedura. Por esta razón, la monitorización respiratoria es muy importante en conejos intubados. Además de la oximetría de pulso, medición de flujo de aire debe ser monitored con capnografía; Si no está disponible un capnógrafo, monitores de las vías respiratorias son una alternativa que puede utilizarse para detectar flujo de aire (pero no proporcionan mediciones de dióxido de carbono espirado). Además, provisión de asistencia respiratoria puede ser valiosa, particularmente en casos en los que son de tubos de diámetro más pequeño usado24,30.
Además de los ya mencionados beneficios de la utilización de esta técnica, otra gran ventaja de este método es que puede ser realizada por una sola persona sin necesidad de un asistente, que puede ser importante en un ajuste clínico ocupado. En esta situación, es importante recopilar todos los suministros necesarios y tenerlos dentro de fácil alcance durante el proceso de la intubación, particularmente cuando el catéter guía está en su lugar y debe evitarse el movimiento de la cabeza.
La técnica que Describimos aquí es utilizada por el personal veterinario y de investigación en nuestra institución para todos intubaciones de conejo, que asciende a aproximadamente 200-400 intubaciones por año. Muy fácilmente se imparte en una sesión de entrenamiento típica conejo anestesia, que dura aproximadamente 30 minutos. Hemos encontrado que es relativamente fácil de aprender, con estudiantes dentro de los 3 primeros intentos y generalmente capaz de aprender a repetir el proceso con éxito en el próximo intento adicional. Para el futuro estudio, sería útil comparar tiempo de competencia y capacidad para mantener la competencia en el tiempo para este método en comparación con otras técnicas de intubación. Mientras que esto se ha estudiado las variaciones de técnicas ciegas16, una evaluación integral de la curva de aprendizaje para una gran variedad de técnicas de intubación sin embargo se han realizado. Otra posible dirección futura de estudio podría incluir comparar intubación endotraqueal directa a los más nuevos dispositivos de vía aérea supraglótica propios de cada especie, particularmente con respecto a la función durante la ventilación con presión positiva.
En conclusión, la técnica para la intubación de conejos que Describimos aquí es no invasivo, confiable, no requiere el uso de equipo especializado, es fácil de dominar y puede realizarse por una sola persona sin necesidad de un asistente. Todas las técnicas de acceso presentan algún nivel de riesgo, pero utilizando una técnica de visualización directa y siguiendo los pasos que describimos anteriormente para minimizar las complicaciones, los riesgos ahora son superados por los beneficios de tener una adecuada vía aérea durante la anestesia.

Los conejos tienen una cavidad estrecha, profunda oral que restringe la visibilidad de la laringe para la intubación endotraqueal. También tienen una lengua carnosa muy grande y los dientes de la mejilla que, cuando se combina con la cavidad bucal estrecha, puede causar problemas al insertar un laringoscopio y visualización de la glotis para insertar un tubo endotraqueal1. Debe tener gran cuidado para evitar causar daños a la cavidad oral y vía aérea al intentar la intubación. Los tejidos laríngeos son muy friables y trauma excesivo de repetidos intentos de intubación puede causar inflamación significativa, haciendo que la intubación más difícil2.
Por estas razones, se han descrito una variedad de técnicas alternativas, en particular dispositivos de vía aérea supraglótica incluyendo la laríngea tubo3,4, la máscara laríngea (LMA) de la vía aérea4,5, 6 y vía aérea supraglótica específicos dispositivo7. Un tubo laríngeo consiste en un tubo con dos globos que dirija el aire en la tráquea: un globo más grande en el centro el tubo forma un sello en la faringe superior y un pequeño globo en el extremo distal sella la entrada del esófago3. El LMA consiste en un tubo con una máscara elíptica en el extremo distal que se hincha para formar un sello hermético sobre la glotis4,5,6. El dispositivo específicos es el primer dispositivo de vía aérea supraglótica específicos veterinarios, disponible actualmente para los gatos y conejos, diseñados para adaptarse a las estructuras anatómicas de cada especie crear una presión del sello en la faringe7. Sin embargo, porque estos dispositivos no entrar directamente en la tráquea, que pueden presentar riesgos para complicaciones como tympany gástrico. La falta de un sello adecuado dentro de la tráquea presenta una preocupación por la adecuación para el uso de estos dispositivos para ventilación de presión positiva para asistencia respiratoria, situaciones de emergencia o cirugía torácica3,8. Además, falta de directa intubación de la tráquea puede resultar en la exposición personal a residuos de gases anestésicos5.
Han sido muchos los métodos para la intubación endotraqueal directa descrito9,10,11,12,13,14,15. Un método popular es la técnica ciega, que puede disminuir la posibilidad de lesiones en la cavidad orofaríngea, ya que la inserción de un laringoscopio no es necesario16,17,18,19 , 20. como una técnica visual ciega, este método requiere control de flujo de aire a través del tubo endotraqueal y la manipulación cuidadosa a la colocación de la guía. Aunque este método es utilizado en la investigación y práctica clínica veterinaria, en la experiencia de los autores, esta técnica puede ser desperdiciador de tiempo y no siempre exitoso y así es más difícil enseñar y puede requerir de dosis adicionales de los agentes anestésicos 9 , 10. Además, porque el control de la respiración se utiliza para guiar la colocación correcta del tubo, este método sería más difícil y menos confiable durante paro respiratorio. Otro método popular es usar una técnica de laringoscopio tradicional para intubar como se hace con especies más grandes. Sin embargo, la técnica de laringoscopio tradicional en conejos es difícil en que se obstruye la visión de las cuerdas vocales cuando el tubo endotraqueal se inserta en la boca. Por lo tanto, la utilización de este método puede resultar en intentos repetidos de intubación, aumento de dosificación anestésica y lesiones en la cavidad y la vía aérea oral10.
También existen opciones más costosas y técnicamente desafiantes para la intubación. El laringoscopio de fibra óptica permite la fácil inserción del tubo endotraqueal por insertar el laringoscopio en el tubo y visualizar la inserción dentro de la tráquea en una pantalla. Del mismo modo, endoscopios pueden utilizarse para visualizar la zona laríngea y guía de colocación de la sonda. Sin embargo, estos métodos requieren el uso de equipos costosos que no pueden ser fácilmente disponible en ajustes clínicos típico9,11,12. Intubación a través de la cavidad nasal es un método alternativo que se ha descrito, aunque esto presenta un riesgo de introducir patógenos oportunistas de la cavidad nasal hacia los pulmones, especialmente en los conejos que no están libres de patógenos específicos21. Por último, métodos más invasivos de la intubación también han sido publicados, incluyendo inserción retrógrada de un catéter guía a través de una aguja colocada por vía percutánea en la tráquea, así como el uso de una cricothyroidotomy aguja seguido por la colocación de un alambre guía, vaso dilatador y vaina introductora13,14. Como técnicas invasivas, estos métodos tienen potenciales complicaciones como infección y dolor posterior al procedimiento. La técnica que Describimos aquí, usando un laringoscopio y el catéter guía, se les puede enseñar con una formación mínima con un tiempo corto para competencia, es no invasiva, puede realizarse por una sola persona sin necesidad de un asistente y no requiere el uso de equipo especializado.

<table><tbody><tr><td>Ketalar&lt;br/&gt; Ketamine HCl Inj.</td><td>JHP Pharmaceuticals</td><td>NDC 42023-113-10</td><td>35mg/kg IM in epaxial muscles or quadriceps muscle (preferred)</td></tr><tr><td>Anased&lt;br/&gt; Xylazine (100mg/ml)</td><td>Lloyd Labs</td><td>NADA #139-236</td><td>5mg/kg IM in epaxial muscles or quadriceps muscle (preferred)</td></tr><tr><td>Welch Allyn Laryngoscope Handle</td><td>Welch Allyn</td><td>60300</td><td>Requires 2 size C alkaline batteries</td></tr><tr><td>Size 0 or 1 Miller Laryngoscope Blade</td><td>Welch Allyn</td><td>68040</td><td></td></tr><tr><td>2.5 &amp;ndash; 4.0 mm ID uncuffed endotracheal tube</td><td>Jorgenson</td><td>J0149V</td><td>Suitable for 2.5-5 kg rabbits&lt;br/&gt; 3.5 mm most commonly used</td></tr><tr><td>Sovereign polypropylene catheter, 5 Fr x 22&amp;rdquo;</td><td>Medtronic</td><td>8890703310</td><td>Cut to 8-10 inches&lt;br/&gt; Mark the cut end with permanent marker to indicate which end not to insert</td></tr><tr><td>Lidocaine 2% HCL Inj</td><td>VetOne</td><td>L-2000-04</td><td></td></tr><tr><td>4-Ply Nonsterile, Bulk Packed Versalon Sponges (Gauze pads)</td><td>Covidien</td><td>KC9024A</td><td></td></tr><tr><td>Tape, Twill, Bleached &amp;frac12;&amp;rdquo; x 72 yds</td><td>Encompass Textiles</td><td>48210-025</td><td>Used for securing endotracheal tube</td></tr><tr><td>HR Lubricating Jelly</td><td>HR Pharmaceuticals</td><td>201</td><td>For lubricating endotracheal tube tip</td></tr><tr><td>Great Plains Ballistics: BAAM (Beck Airway Airflow Monitor) 22</td><td>BoundTree Medical</td><td>21410</td><td>For confirmation of successful intubation</td></tr><tr><td>Ambu Pediatric Co2 Detector</td><td>AMBU INC</td><td>172713</td><td>For confirmation of successful intubation</td></tr></tbody></table>

endotracheal intubation of rabbits using a polypropylene guide catheter

Intubación endotraqueal en los conejos puede ser difícil debido a su inusual anatomía. Lograr una vía aérea patente durante la anestesia es fundamental para evitar la obstrucción de vía aérea, prevención de tympany gástrico y permitir la ayuda ventilatoria. Debido a la dificultad de la intubación, se han explorado métodos alternativos como el uso de máscara laríngea o tubos laríngeos. Sin embargo, estos métodos no resultan en acceso directo a la tráquea y por lo tanto pueden presentar un riesgo para el desarrollo de complicaciones. Además, falta de directa intubación de la tráquea puede resultar en la exposición personal a gases anestésicos residuales. Se han descrito numerosos métodos para la intubación endotraqueal, incluyendo colocación de ciega, el uso de un laringoscopio o endoscopio y cricoides la colocación de la fibra óptica. A pesar de estas numerosas publicaciones, muchas aún luchan por alcanzar el éxito. Aquí ofrecemos una descripción detallada de una técnica de intubación que se le puede enseñar con una formación mínima con un tiempo corto para competencia. Brevemente, después de la administración de anestesia inyectable y la colocación apropiada del conejo, se coloca un catéter de polipropileno en la tráquea por visualización directa con un laringoscopio. El catéter se utiliza como guía para dirigir el tubo endotraqueal en la tráquea. Este método permite la intubación sin necesidad de equipo costoso y puede realizarse por una sola persona sin necesidad de un asistente. En conclusión, esta técnica puede ser fácilmente enseñada y realizada con muy poco costo en cualquiera clínico o de investigación de ajuste.

En institución el authors', esta técnica se enseña típicamente a personal de laboratorio y veterinarios durante sesiones de entrenamiento en técnicas de anestesia y manejo del conejo. Sesiones de enseñanza se realizan con animales dedicado entrenamiento. El formador demuestra la técnica una vez y luego los alumnos realizan la técnica bajo la dirección del entrenador. Los alumnos normalmente alcanzan éxito dentro de 1-3 intentos. Después de que exitosamente han intubado el conejo una vez, individuos están obligados a realizar la intubación una segunda vez y son típicamente capaces de intubar exitosamente el conejo otra vez en el primer intento adicional. Retroalimentación durante estas sesiones de formación, particularmente de los individuos que han sido previamente entrenados con técnicas alternativas, incluye constantemente comentarios sobre lo fácil que es esta técnica aprender y completar con éxito.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig1.jpg"> 
Figura 1. Suministros para intubación endotraqueal: 1) laringoscopio con tamaño 0 o 1 Miller hoja de laringoscopio, cinta 2) umbilical (u otras fuentes para asegurar el tubo endotraqueal), 3) 0.25 mL de lidocaína al 2%, 4) 5-francés catéter de polipropileno cortado a 8-10 pulgadas con el extremo redondeado no marcado con un marcador permanente para indicar claramente que el extremo no debe ser introducido en la tráquea (flecha), 5) dispositivo de detección de flujo de aire, 6) lubricante estéril para ser aplicado en el extremo distal del tubo, 7) sin Manguito tubo endotraqueal. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig1large.jpg" style="font-size: 14px;" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig2.jpg"> 
Figura 2 : Posición esternal para intubación endotraqueal. El conejo se coloca sternally con los miembros anteriores extendidos hasta el final de la tabla. Los miembros posteriores se extiende hacia atrás y la cabeza del conejo está alineada con la columna vertebral. La mano izquierda se utiliza para elevar la cabeza en extensión en preparación para la inserción del laringoscopio. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig3.jpg"> 
Figura 3 : Inserción del laringoscopio. A) el laringoscopio se introduce en el diastema izquierdo con la mano derecha, después el techo de la boca con la punta de la hoja hasta el paladar blando es visible. Una vez que el paladar blando es visible, el laringoscopio se inclina hacia adelante al extender la cabeza hacia atrás y el cuello hacia adelante el conejo para visualizar la laringe. B) visualización de la laringe. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig4.jpg"> 
Figura 4 : Avance del catéter guía. A) después de cambiar la hoja del laringoscopio en la mano izquierda, la derecha avanza con la punta redondeada del catéter guía a través de la abertura más allá de la laringe. B) el catéter guía atraviesa las cuerdas vocales con la visualización directa. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig4large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig5.jpg"> 
Figura 5 : Adelanto del tubo traqueal de. El tubo endotraqueal se rosca sobre el catéter guía y se avanza hasta que no haya resistencia de las cuerdas vocales. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig5large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig6.jpg"> 
Figura 6 : instilación lidocaína. Lidocaína (2%, 0,25 mL) es inculcada en la abertura del tubo endotraqueal. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig6large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig7.jpg"> 
Figura 7 : Avance del tubo endotraqueal. Dos minutos después de la instilación de lidocaína, el tubo endotraqueal se avanza girando suavemente para pasar a través de las cuerdas vocales. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig7large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig8.jpg"> 
Figura 8 : Verificación del flujo de aire a través del tubo endotraqueal. Un dispositivo de detección de flujo de aire puede usarse para verificar el flujo de aire a través del tubo endotraqueal, o un espejo dental puede también usarse para detectar la condensación de respiraciones que indica intubación exitosa. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig8large.jpg" style="font-size: 14px;" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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Endotracheal Intubation of Rabbits Using a Polypropylene Guide Catheter

Intubación endotraqueal en los conejos es desafiante debido a su inusual anatomía. Aquí presentamos una técnica para la intubación de la tráquea con un catéter de polipropileno como guía directa. Este método utiliza materiales relativamente baratos, requiere una formación mínima y puede realizarse fácilmente en cualquier entorno clínico.

Intubación endotraqueal de conejos usando un catéter guía polipropileno

Endotracheal intubation in rabbits can be challenging due to their unusual anatomy. Achieving a patent airway during anesthesia is critical for the ...

endotracheal-intubation-rabbits-using-polypropylene-guide

Research

JoVE Journal

Biology

33.4K vistas.  Mayo Clinic. Intubación endotraqueal en los conejos es desafiante debido a su inusual anatomía. Aquí presentamos una técnica para la intubación de la tráquea con un catéter de polipropileno como guía directa. Este método utiliza materiales relativamente baratos, requiere una formación mínima y puede realizarse fácilmente en cualquier entorno clínico.

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Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are necessary for whole animal experiments that require surgery under deep anesthesia or measurements of lung function. Tracheostomy has been the standard for intubating the airway in these mice to allow mechanical ventilation. Orotracheal intubation has been reported but has not been successfully used in many studies because of the substantial technical difficulty or a requirement for highly specialized and expensive equipment. Here we report a technique of direct laryngoscopy using an otoscope fitted with a 2.0 mm speculum and using a 20 G&#160;intravenous catheter as an endotracheal tube. We have used this technique extensively and reliably to intubate and conduct accurate assessments of lung function in mice. This technique has proven safe, with essentially no animal loss in experienced hands. Moreover, this technique can be used for repeated studies of mice in chronic models.

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

We have developed a simple, reliable, and relatively inexpensive method for endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope with a 2.0 mm speculum. This technique is atraumatic and can be used for repeated measurements in chronic experiments. We find it superior to tracheostomy or previously reported nonsurgical techniques.

Intubación endotraqueal en ratones<em&gt; Vía</em&gt; La laringoscopia directa utilizando un otoscopio

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

Investigación

Medicina

A Reversible, Non-invasive Method for Airway Resistance Measurements and Bronchoalveolar Lavage Fluid Sampling in Mice

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated procedures to obtain such measurements in the same animal are generally not feasible.  Here, we demonstrate protocols for obtaining from mice repeated measurements of AHR and bronchoalveolar lavage fluid samples.  Mice were challenged intranasally seven times over 14 days with a potent allergen or sham treated.  Prior to the initial challenge, and within 24 hours following each intranasal challenge, the same animals were anesthetized, orally intubated and mechanically ventilated.  AHR, assessed by comparing dose response curves of respiratory system resistance (RRS) induced by increasing intravenous doses of acetylcholine (Ach) chloride between sham and allergen-challenged animals, were determined.  Afterwards, and via the same intubation, the left lung was lavaged so that differential enumeration of airway cells could be performed.  These studies reveal that repeated measurements of AHR and BAL fluid collection are possible from the same animals and that maximal airway hyperresponsiveness and airway eosinophilia are achieved within 7-10 days of initiating allergen challenge.  This novel technique significantly reduces the number of mice required for longitudinal experimentation and is applicable to diverse rodent species, disease models and airway physiology instruments.  

Repeated measurements of rodent respiratory physiology and sampling of airway inflammatory cells are desirable, but generally not feasible. Here we describe a repeatable method for orally intubating mice that permits repeated measurements of airway hyperreactivity and sampling of airway inflammatory cells.

A reversible, método no invasivo para las mediciones de resistencia de las vías y Toma de Muestras Líquido del Lavado broncoalveolar en ratones

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated ...

Biología

Blind Endotracheal Intubation in Neonatal Rabbits

The newborn rabbit is a useful animal model for various pathologies and procedures. Airway management of the rabbit is complex due to its anatomical characteristics, which is further complicated in the case of the newborn. Of the different methods of advanced airway management, endotracheal intubation is less aggressive than tracheostomy, and is more feasible than supraglottic management given the lack of supraglottic devices of such a small size. As direct glottis visualization is very difficult in animals this size, this blind intubation model is presented as an effective alternative, especially for experiments requiring prolonged anesthesia. Using this method, we performed blind intubations with a 90% success rate.

We describe a technique of endotracheal intubation in newborn rabbits after esophageal catheterization with a gastric tube.

Intubación endotraqueal ciega en conejos neonatales

The newborn rabbit is a useful animal model for various pathologies and procedures. Airway management of the rabbit is complex due to its anatomical ...

Simplifying Transcutaneous Intratracheal Drug Delivery in the Newborn Preterm Rabbit

Intratracheal (IT) drug delivery allows the direct delivery of pharmaceutical substances to the lung, maximizing potential pulmonary benefit and minimizing systemic drug exposure. The transcutaneous technique is simple and allows for the IT delivery of substances to the lung of prematurely born rabbits shortly after birth. Newborn pups are anesthetized with inhaled Isoflurane before being placed in a supine position with the neck extended. The larynx is identified and stabilized before transcutaneous placement of a 26-gauge (G) catheter into the trachea. Following catheterization of the trachea, a 30 G blunt needle attached to a Hamilton syringe is introduced into the IT catheter and is used for delivering a precise volume into the trachea during spontaneous respiration. After the IT injection is completed, the needle and catheter are withdrawn, and the pup is allowed to recover from anesthesia. Transcutaneous IT injection delivers a large proportion of the injected substance to the lung, with the majority remaining in the lung 3 hours after the intervention. The injections are well tolerated from the day of birth and can be repeated for multiple consecutive days without influencing survival. This technique can be used to investigate the effect of pharmaceutical agents on lung development and in the prevention of neonatal lung injury in preterm rabbits.

<meta charset="utf8"></head><body>Simplificación de la administración transcutánea de fármacos intratraqueales en el conejo prematuro recién nacido

Transcutaneous intratracheal injection allows for effective intrapulmonary drug delivery during spontaneous respiration. Single and multiple injections are well tolerated with no effect on survival. The technique is simple to perform and can examine the effect of substances on lung development and the prevention of lung injury in newborn rabbits.

Simplificación de la administración transcutánea de fármacos intratraqueales en el conejo prematuro recién nacido

Intratracheal (IT) drug delivery allows the direct delivery of pharmaceutical substances to the lung, maximizing potential pulmonary benefit and ...

Isolated Lung Perfusion System in the Rabbit Model

The isolated lung perfusion system has been widely used in pulmonary research, contributing to elucidate the lungs&#39; inner workings, both micro and macroscopically. This technique is useful in the characterization of pulmonary physiology and pathology by measuring metabolic activities and respiratory functions, including interactions between circulatory substances and the effects of inhaled or perfused substances, as in drug testing. While in vitro methods involve the slicing and culturing of tissues, the isolated ex vivo lung perfusion system allows to work with a complete functional organ making possible the study of a continuous physiological function while recreating ventilation and perfusion. However, it should be noted that the effects of the absence of central innervation and lymphatic drainage still have to be fully assessed. This protocol aims to describe the assembly of the isolated lung apparatus, followed by the surgical extraction and cannulation of lungs and heart from experimental lab animals, as well as to display the perfusion technique and signal processing of data. The average viability of the isolated lung ranges between 5-8 h; during this period, the pulmonary capillary permeability increases, causing edema and lung injury. The functionality of preserved pulmonary tissue is measured by the capillary filtration coefficient (Kfc), used to determine the extent of pulmonary edema through time.

The isolated rabbit lung preparation is a gold standard tool in pulmonary research. This publication aims to describe the technique as developed for the study of physiological and pathological mechanisms involved in airway reactivity, lung preservation, and preclinical research in lung transplantation and pulmonary edema.

Sistema de perfusión pulmonar aislada en el modelo de conejo

The isolated lung perfusion system has been widely used in pulmonary research, contributing to elucidate the lungs&#39; inner workings, both micro and ...

Endotracheal Intubation Using a Flexible Intubation Endoscope as a Standardized Model for Safe Airway Management in Swine

Endotracheal intubation is often a basic requirement for translational research in porcine models for various interventions that require a secured airway or high ventilation pressures. Endotracheal intubation is a challenging skill,&#160;requiring a minimum number of successful endotracheal intubations to achieve a high success rate under optimal conditions, which is often unachievable for non-anaesthesiology researchers. Due to the specific porcine airway anatomy, a difficult airway can usually be assumed. The impossibility of establishing a secure airway can result in injury, adverse events, or death of the laboratory animal. Using a prospective, randomized, controlled evaluation approach, it has been shown that fiberoptic-assisted endotracheal intubation takes longer but has a higher first-pass success rate than conventional intubation without causing clinically relevant drops in oxygen saturation. This model presents a standardized regimen for endoscopically guided endotracheal intubation, providing a secured airway, especially for researchers who are inexperienced in the technique of endotracheal intubation via direct laryngoscopy. This procedure is expected to minimize animal suffering and unnecessary animal losses.

The use of pigs in research has increased in recent years. Nevertheless, pigs are characterized by difficult airway anatomy. By demonstrating how to perform endoscopically guided endotracheal intubation, the present protocol aims to further increase laboratory animals' safety to avoid animal suffering and unnecessary death.

Intubación endotraqueal con un endoscopio de intubación flexible como modelo estandarizado para el manejo seguro de las vías respiratorias en cerdos

Endotracheal intubation is often a basic requirement for translational research in porcine models for various interventions that require a secured airway ...

Model of Ischemia and Reperfusion Injury in Rabbits

The protocol here provides a simple, highly replicable methodology to induce in situ acute regional myocardial ischemia in the rabbit for non-survival and survival experiments. New Zealand White adult rabbit is sedated with atropine, acepromazine, butorphanol, and isoflurane. The animal is intubated and placed on mechanical ventilation. An intravenous catheter is inserted into the marginal ear vein for the infusion of medications. The animal is pre-medicated with heparin, lidocaine, and lactated Ringer&#39;s solution. A carotid cut-down is performed to obtain arterial line access for blood pressure monitoring. Select physiologic and mechanical parameters are monitored and recorded by continuous real-time analysis.
With the animal sedated and fully anesthetized, either a fourth intercostal space small left thoracotomy (survival) or midline sternotomy (non-survival) is performed. The pericardium is opened, and the left anterior descending (LAD) artery is located.
A polypropylene suture is passed around the second or third diagonal branch of the LAD artery, and the polypropylene filament is threaded through a small vinyl tube, forming a snare. The animal is subjected to 30 min of regional ischemia, achieved by occluding the LAD by tightening the snare. Myocardial ischemia is confirmed visually by regional cyanosis of the epicardium. Following regional ischemia, the ligature is loosened, and the heart is allowed to re-perfuse.
For both survival and non-survival experiments, the myocardial function can be assessed via an echocardiography (ECHO) measurement of the fractional shortening. For non-survival studies, data from sonomicrometry collected using three digital piezoelectric ultrasonic probes implanted within the ischemic area and the left ventricle developed pressure (LVDP) using an apically inserted left ventricle (LV) catheter can be continuously acquired for evaluating the regional and global myocardial function, respectively.
For survival studies, the incision is closed, a left needle thoracentesis is performed for pleural air evacuation, and postoperative pain control is achieved.

The present study demonstrates a highly reproducible animal model of acute regional myocardial ischemia and reperfusion injury in rabbits using a left mini-thoracotomy for survival cases or a midline sternotomy for non-survival cases.

Modelo de lesión por isquemia y reperfusión en conejos

The protocol here provides a simple, highly replicable methodology to induce in situ acute regional myocardial ischemia in the rabbit for non-survival and ...

<meta charset="utf8"></head><body>Protocolo de intubación endotraqueal basado en traqueotomía para modelos de ratas que no sobreviven

Endotracheal Intubation via Tracheotomy and Subsequent Thoracotomy in Rats for Non-Survival Applications

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that require controlled or high ventilation pressures or access to the thoracic cavity and organs. Conventional endoorotracheal intubation using the anatomically existing route through the mouth is well suited for survival experiments. However, this procedure poses some challenges, including generally higher levels of the required experience and technical skill, more advanced equipment, and greater time effort with relevant intubation failure rates and complications such as tracheal perforation, temporary systemic hypooxygenation, and relevant aerial leakage.
This manuscript, therefore, presents a detailed step-by-step protocol for endotracheal intubation through tracheotomy in non-survival rat models when guaranteed intubation success, constant oxygenation levels, high ventilation pressures, or open thoracotomy are required.
The protocol emphasizes the importance of meticulous surgical technique to ensure consistent and reliable outcomes, especially for researchers who are inexperienced or lack routine in the technique of endoorotracheal intubation via direct laryngoscopy. This procedure is, therefore, expected to minimize animal suffering and unnecessary animal losses.

<meta charset="utf8"></head><body>Intubación endotraqueal mediante traqueotomía y posterior toracotomía en ratas para aplicaciones no relacionadas con la supervivencia

Here we introduce a standardized procedure for endotracheal intubation via tracheotomy followed by thoracotomy in rats, aimed at enhancing the precision and reproducibility of non-survival applications requiring invasive ventilation and exposure of thoracic organs in in vivo rat models.

Intubación endotraqueal mediante traqueotomía y posterior toracotomía en ratas para aplicaciones no relacionadas con la supervivencia

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that ...

Intubación endotraqueal de conejos usando un catéter guía polipropileno

Resumen

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Capítulos en este video

Intubación endotraqueal en ratones

A reversible, método no invasivo para las mediciones de resistencia de las vías y Toma de Muestras Líquido del Lavado broncoalveolar en ratones

Intubación endotraqueal ciega en conejos neonatales

Simplificación de la administración transcutánea de fármacos intratraqueales en el conejo prematuro recién nacido

Simplificación de la administración transcutánea de fármacos intratraqueales en el conejo prematuro recién nacido

Sistema de perfusión pulmonar aislada en el modelo de conejo

Intubación endotraqueal con un endoscopio de intubación flexible como modelo estandarizado para el manejo seguro de las vías respiratorias en cerdos

Modelo de lesión por isquemia y reperfusión en conejos

Intubación endotraqueal mediante traqueotomía y posterior toracotomía en ratas para aplicaciones no relacionadas con la supervivencia

Intubación endotraqueal mediante traqueotomía y posterior toracotomía en ratas para aplicaciones no relacionadas con la supervivencia