Los autores desean reconocer los empleados y personal de investigación que ha participado en las sesiones de formación anestesia y manejo del conejo por sus comentarios mientras se aprende esta técnica de intubación.

el procedimiento de intubación se detallan a continuación fue aprobado por la Mayo Clinic institucional Animal cuidado y uso.
 1. preparación ( figura 1) <ol><li>obtener un catéter de polipropileno 5 French y cortar el extremo no-redondeadas por lo que la longitud total es de 8-10 pulgadas. Marcar el extremo cortado de la tubería para indicar claramente que el extremo debe no se inserta en la tráquea (flecha, figura 1).</li>
	<li>Poner una hoja de laringoscopio Miller tamaño 0 o 1 en el laringoscopio y comprobar que la luz funciona.</li>
	<li>Dibujar 0,25 mL de lidocaína al 2% en una jeringa de 1 mL.</li>
	<li>Aplique lubricante estéril al final de un tubo endotraqueal tamaño adecuado (típicamente 2.5-4.0 mm ID).</li>
	<li>Preparar suministros para fijación del tubo endotraqueal en su lugar una vez que inserta (por ejemplo, cinta umbilical).</li>
	<li>Obtener un dispositivo para detectar el flujo de aire al final del procedimiento para confirmar la intubación exitosa (#5, figura 1). Esto es opcional.</li>
</ol> 2. Anestesia <ol><li>administrar anestesia inyectable, como 35 mg/kg ketamina y 5 mg/kg xilacina intramuscular utilizando una jeringa de 3 mL con una aguja de 25 calibre en el músculo cuadriceps de la pierna trasera de 3.0-3.5 aproximadamente 4 meses, kg, blanco de Nueva Zelanda conejo. 
	Nota: Este régimen anestésico es una combinación inyectable utilizada en conejos jóvenes, saludables, específicos investigación libre de patógeno, pero basado en condiciones clínicas o experimentales objetivos, un protocolo diferente puede ser más apropiado.</li>
	<li>Después de que el conejo está anestesiado, aplicar lubricante oftálmico estéril en los ojos para preservar el tejido córneo.</li>
</ol> 3. Intubación <ol><li>medida el tubo endotraqueal desde los incisivos a la torácica de entrada para determinar la longitud adecuada para la inserción del tubo endotraqueal. Colocación del extremo del tubo a nivel de la entrada torácica asegura que la abertura del tubo es más allá de la laringe pero craneal a la bifurcación traqueal.</li>
	<li>Posición del conejo sternally en la mesa de preparación con la cabeza ligeramente extendida sobre el borde de la mesa ( figura 2). El conejo debe colocarse la plaza con la cabeza y la columna vertebral en alineación recta.</li>
	<li>Levantando la cabeza, utilice una gasa para tirar al conejo &#39; s lengüeta lateral a los conejos &#39; s derecho de los incisivos inferiores (en diastemas), teniendo cuidado de evitar el trauma de los incisivos.</li>
	<li>Sujete el laringoscopio y la cuchilla con la mano derecha y lo coloca en la boca detrás de los incisivos, entrando por el conejo &#39; s hacia la izquierda.</li>
	<li>Seguir el techo de la boca con la punta de la cuchilla en dirección caudal hasta el paladar blando es visible.</li>
	<li>Con la mano derecha, punta el laringoscopio hacia adelante (doblar la muñeca, manteniendo el laringoscopio hacia abajo) mientras que el conejo se extiende &#39; cabeza hacia atrás y el cuello hacia delante para mantener una vía aérea abierta y ve la laringe ( figura 3 A). como respiradores nasales obligados, la epiglotis es a menudo por encima del velo del paladar, y uso de este método comprime la base de la lengua para desplazar la epiglotis y exponer la glotis. Para evitar la desaturación de oxígeno, es importante mantener el cuello extendido como se describe para mantener una vía aérea abierta durante la intubación.</li>
	<li>Soltar la lengua y cambiar la pala del laringoscopio en la mano izquierda para liberar la mano derecha para la colocación del catéter guía.</li>
	<li>Mientras que sostiene el laringoscopio y mantener la visión de la glotis ( figura 3 B), haga avanzar la punta redondeada del catéter guía a través de la abertura más allá de la laringe ( figura 4 ). El catéter va a venir a una parada natural en la bifurcación traqueal.</li>
	<li>Manteniendo pulsado del catéter guía, sujete el tubo endotraqueal y enrosque sobre el catéter, cuidando de no para aplicar fuerza al catéter por la captura en el conector del tubo endotraqueal. Avanzar el tubo hasta que haya resistencia de las cuerdas vocales ( figura 5).</li>
	<li>Gotas 0,25 mL de lidocaína al 2% en la apertura del tubo endotraqueal. La lidocaína viajará por el tubo endotraqueal para anestesiar localmente las cuerdas vocales, prevenir Laringoespasmo 22 ( figura 6).</li>
	<li>Espere aproximadamente dos minutos para la anestesia tópica tomar efecto y seguir girando suavemente el tubo endotraqueal, avanzando a través de las cuerdas vocales ( figura 7). Una vez que el tubo ha pasado las cuerdas vocales, quite la hoja del laringoscopio y el catéter, cuidando de no para desplazar el tubo de.</li>
	<li>Verificar la colocación del tubo endotraqueal mediante la observación de flujo de aire. Hay múltiples maneras de lograr esto, incluyendo la colocación de un tejido o de piel en el extremo del tubo para detectar flujo de aire, en busca de empañamiento del tubo o empañamiento de un espejo de cristal/el final del tubo y escuchar para flujo de aire. Dispositivos diseñados para detectar flujo de aire 23 o respiraciones pueden también ser utilizado ( figura 8) para determinar si la intubación fue exitosa (véase Tabla de materiales para las opciones). Fije el tubo endotraqueal mediante un método preferido, como cinta umbilical atado alrededor del tubo y la cabeza. Conecte el circuito de anestesia y auscult ambos lados del tórax dando respiros para asegurar la ventilación a ambos lados del pulmón.</li>
</ol>

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Los autores no tienen nada que revelar.

Aquí ofrecemos una descripción detallada de un conejo de técnica de intubación que puede dominarse fácilmente en cualquier entorno clínico. Esta técnica es similar a la visualización directa previamente publicado técnicas10,15,20,25 con algunos otros refinamientos, incluyendo el uso de un tubo endotraqueal sin manguito de 3,5 mm y un 5 francés catéter urinario como la guía de nuestro elegido, que ha sido cortado y marcado con un rotulador permanente en el extremo cortado. La tráquea de conejos es fácilmente propensa a lesiones y por lo tanto el uso de tubos endotraqueales recomienda generalmente cuando intubación conejos para evitar daños a la mucosa traqueal por la presión del manguito. 26 el catéter urinario francés 5 elegimos como guía es lo suficientemente pequeño como para pasar fácilmente a través de las cuerdas vocales sin obstruir la vista durante la visualización directa de la laringe. Aunque pequeños, este catéter es lo suficientemente rígido para permanecer en lugar como una guía para el tubo endotraqueal. Se redondea la punta distal del catéter para ayudar a reducir el trauma cuando se llega a la bifurcación. Se corta el extremo proximal del catéter para que el catéter esté en una longitud realizable (no excesivamente larga) y retire el extremo que se ensancha para el accesorio a una jeringa. El extremo cortado se marca con rotulador permanente como un indicador visual que no introduzca este extremo en la tráquea, que puede causar daño a la mucosa traqueal.
La principal limitación de esta técnica es que, porque requiere el uso de una hoja de laringoscopio, puede no ser factible para los conejos muy jóvenes o de razas muy pequeñas debido al pequeño tamaño de la boca. Además, algunas instalaciones no tengan este tamaño de hoja del laringoscopio fácilmente disponible. En la institución del autor, este método se utiliza para el Nueva Zelanda blanco (≥ 6 semanas) y conejos adultos con cinturón holandés, pero no hemos intentado este método en animales más jóvenes o de razas pequeñas. En situaciones donde el paciente conejo es pequeño, o si un laringoscopio con una hoja pequeña de Miller no está disponible, una alternativa es utilizar un otoscopio portátil, en lugar de laringoscopio. 15 , 20 utilizando un otoscopio con un espéculo de oído #5, se visualiza la laringe, se coloca el catéter guía por visualización directa, y se retira el espéculo antes de proceder siguiendo los mismos pasos señalados anteriormente.
Es importante que tenga mucho cuidado cuando se coloca el catéter guía para evitar la posibilidad de causar trauma o broncoespasmo como el extremo del catéter se pasa a la tráquea y toca la bifurcación traqueal. El riesgo de estas complicaciones puede reducirse o evitar alimentar la sonda con movimientos muy suaves, parando en cuanto resistencia y evitando el movimiento de la cabeza y cuello una vez que el catéter está en su lugar. Además, al avanzar el tubo endotraqueal sobre el catéter, existe la posibilidad de que el catéter coger en el conector del tubo endotraqueal. Por lo tanto, es importante asegurarse de que el catéter se desliza a través del conector sin coger; Alternativamente, el conector se puede quitar y reemplazar al asegurar la endotraqueal tubo o conexión al circuito anestésico.
Con cualquier método de intubación, existe la posibilidad de complicaciones y efectos adversos. El método de visualización directa con un laringoscopio, inserción incorrecta de la pala del laringoscopio o agresiva colocación del tubo endotraqueal puede en laringe, lengua, o lesiones del diente. Colocación correcta de los animales es el primer paso crítico para minimizar el trauma durante la visualización de la laringe. La columna vertebral debe estar recta, con la cabeza en alineación directa con la columna vertebral; Si el animal no es recto, o si el cuello se tuerce a la izquierda o la derecha, esto hará más difícil la visualización de la laringe y puede resultar en trauma excesivo con la pala del laringoscopio. Otra clave fundamental para el éxito cuando se utiliza esta técnica es seguir el techo de la boca hacia la laringe y una vez que se visualiza el paladar blando, cambiar la cuchilla en una posición adecuada por flexión en la muñeca. Esto mantiene la cabeza en su lugar, mientras se mueve la punta de la hoja en la posición de visualización óptima de las cuerdas vocales, que se encuentran bastante ventral en el conejo20,24.
Porque la visualización directa de la laringe puede ser complicada si no se siguen las técnicas precisas que describimos arriba, el uso de estrategias de intubación alternativo que no requieren la visualización de la laringe puede ser atractivo. Por ejemplo, la técnica del ciega es una opción que no requiere el uso de un laringoscopio16,17,18,19,20. Sin embargo, esta técnica se basa en la capacidad para detectar flujo de aire a través del tubo endotraqueal para dirigir la colocación de la sonda y si respiraciones del animal son muy poco profundas o arrestado, el uso de este método no es confiable. Supraglótica dispositivos también pueden ser considerados, ya que la colocación de estos dispositivos no requiere visualización de la laringe y son generalmente muy fáciles de colocar. Estos dispositivos no entrarán directamente en la tráquea, sin embargo y por lo tanto existe la posibilidad por falta de flujo directo a la vía aérea, incapacidad para ventilar si se presenta Laringoespasmo, falta de un sello lo suficientemente apretado como para ventilación durante procedimientos de pecho abierto o emergencia reanimación y el desarrollo de tympany gástrico3,4,8. Más nuevos dispositivos específicamente diseñados para conejos pueden ofrecer una alternativa prometedora, pero se necesitan más estudios para evaluar estos dispositivos, y siguen las preocupaciones sobre la falta de entrada en la tráquea. Tympany gástrica también puede ser una complicación potencial en un animal intubado si accidentalmente se coloca el tubo endotraqueal en el esófago; sin embargo, el uso de una técnica de visualización directa minimiza el riesgo de esta complicación al verificar la colocación correcta del catéter guía en la laringe.
Trauma a la mucosa aritenoidea o traqueal es otra preocupación potencial cuando se inserta un tubo endotraqueal, sobre todo cuando uso inflable esposadas tubos26,27,28. La tráquea de conejos puede ser fácilmente lesionada, que puede llevar a complicaciones como enfisema subcutáneo, neumotórax y hasta la muerte10,27,28,29. Al realizar la técnica que Describimos aquí, debe tenerse cuidado para evitar lesiones traqueales por el uso de tubos endotraqueales, asegurando que la punta redondeada del catéter guía se inserta en la tráquea y no forzar el catéter guía en la glotis. Además, la selección de un tubo endotraqueal de tamaño adecuado es de vital importancia. Tamaño del tubo endotraqueal debe ser considerado con el tamaño del animal, así como en comparación con la apertura de la entrada de la laringe ya que es más pequeño en diámetro que la tráquea. Un tubo endotraqueal demasiado grande de diámetro puede causar trauma a la mucosa aritenoidea o cartílago. Por el contrario, utilizar un tubo endotraqueal más pequeño resulta en resistencia de vía aérea mayor y aumenta las posibilidades de obstrucción por moco o una torcedura. Por esta razón, la monitorización respiratoria es muy importante en conejos intubados. Además de la oximetría de pulso, medición de flujo de aire debe ser monitored con capnografía; Si no está disponible un capnógrafo, monitores de las vías respiratorias son una alternativa que puede utilizarse para detectar flujo de aire (pero no proporcionan mediciones de dióxido de carbono espirado). Además, provisión de asistencia respiratoria puede ser valiosa, particularmente en casos en los que son de tubos de diámetro más pequeño usado24,30.
Además de los ya mencionados beneficios de la utilización de esta técnica, otra gran ventaja de este método es que puede ser realizada por una sola persona sin necesidad de un asistente, que puede ser importante en un ajuste clínico ocupado. En esta situación, es importante recopilar todos los suministros necesarios y tenerlos dentro de fácil alcance durante el proceso de la intubación, particularmente cuando el catéter guía está en su lugar y debe evitarse el movimiento de la cabeza.
La técnica que Describimos aquí es utilizada por el personal veterinario y de investigación en nuestra institución para todos intubaciones de conejo, que asciende a aproximadamente 200-400 intubaciones por año. Muy fácilmente se imparte en una sesión de entrenamiento típica conejo anestesia, que dura aproximadamente 30 minutos. Hemos encontrado que es relativamente fácil de aprender, con estudiantes dentro de los 3 primeros intentos y generalmente capaz de aprender a repetir el proceso con éxito en el próximo intento adicional. Para el futuro estudio, sería útil comparar tiempo de competencia y capacidad para mantener la competencia en el tiempo para este método en comparación con otras técnicas de intubación. Mientras que esto se ha estudiado las variaciones de técnicas ciegas16, una evaluación integral de la curva de aprendizaje para una gran variedad de técnicas de intubación sin embargo se han realizado. Otra posible dirección futura de estudio podría incluir comparar intubación endotraqueal directa a los más nuevos dispositivos de vía aérea supraglótica propios de cada especie, particularmente con respecto a la función durante la ventilación con presión positiva.
En conclusión, la técnica para la intubación de conejos que Describimos aquí es no invasivo, confiable, no requiere el uso de equipo especializado, es fácil de dominar y puede realizarse por una sola persona sin necesidad de un asistente. Todas las técnicas de acceso presentan algún nivel de riesgo, pero utilizando una técnica de visualización directa y siguiendo los pasos que describimos anteriormente para minimizar las complicaciones, los riesgos ahora son superados por los beneficios de tener una adecuada vía aérea durante la anestesia.

Los conejos tienen una cavidad estrecha, profunda oral que restringe la visibilidad de la laringe para la intubación endotraqueal. También tienen una lengua carnosa muy grande y los dientes de la mejilla que, cuando se combina con la cavidad bucal estrecha, puede causar problemas al insertar un laringoscopio y visualización de la glotis para insertar un tubo endotraqueal1. Debe tener gran cuidado para evitar causar daños a la cavidad oral y vía aérea al intentar la intubación. Los tejidos laríngeos son muy friables y trauma excesivo de repetidos intentos de intubación puede causar inflamación significativa, haciendo que la intubación más difícil2.
Por estas razones, se han descrito una variedad de técnicas alternativas, en particular dispositivos de vía aérea supraglótica incluyendo la laríngea tubo3,4, la máscara laríngea (LMA) de la vía aérea4,5, 6 y vía aérea supraglótica específicos dispositivo7. Un tubo laríngeo consiste en un tubo con dos globos que dirija el aire en la tráquea: un globo más grande en el centro el tubo forma un sello en la faringe superior y un pequeño globo en el extremo distal sella la entrada del esófago3. El LMA consiste en un tubo con una máscara elíptica en el extremo distal que se hincha para formar un sello hermético sobre la glotis4,5,6. El dispositivo específicos es el primer dispositivo de vía aérea supraglótica específicos veterinarios, disponible actualmente para los gatos y conejos, diseñados para adaptarse a las estructuras anatómicas de cada especie crear una presión del sello en la faringe7. Sin embargo, porque estos dispositivos no entrar directamente en la tráquea, que pueden presentar riesgos para complicaciones como tympany gástrico. La falta de un sello adecuado dentro de la tráquea presenta una preocupación por la adecuación para el uso de estos dispositivos para ventilación de presión positiva para asistencia respiratoria, situaciones de emergencia o cirugía torácica3,8. Además, falta de directa intubación de la tráquea puede resultar en la exposición personal a residuos de gases anestésicos5.
Han sido muchos los métodos para la intubación endotraqueal directa descrito9,10,11,12,13,14,15. Un método popular es la técnica ciega, que puede disminuir la posibilidad de lesiones en la cavidad orofaríngea, ya que la inserción de un laringoscopio no es necesario16,17,18,19 , 20. como una técnica visual ciega, este método requiere control de flujo de aire a través del tubo endotraqueal y la manipulación cuidadosa a la colocación de la guía. Aunque este método es utilizado en la investigación y práctica clínica veterinaria, en la experiencia de los autores, esta técnica puede ser desperdiciador de tiempo y no siempre exitoso y así es más difícil enseñar y puede requerir de dosis adicionales de los agentes anestésicos 9 , 10. Además, porque el control de la respiración se utiliza para guiar la colocación correcta del tubo, este método sería más difícil y menos confiable durante paro respiratorio. Otro método popular es usar una técnica de laringoscopio tradicional para intubar como se hace con especies más grandes. Sin embargo, la técnica de laringoscopio tradicional en conejos es difícil en que se obstruye la visión de las cuerdas vocales cuando el tubo endotraqueal se inserta en la boca. Por lo tanto, la utilización de este método puede resultar en intentos repetidos de intubación, aumento de dosificación anestésica y lesiones en la cavidad y la vía aérea oral10.
También existen opciones más costosas y técnicamente desafiantes para la intubación. El laringoscopio de fibra óptica permite la fácil inserción del tubo endotraqueal por insertar el laringoscopio en el tubo y visualizar la inserción dentro de la tráquea en una pantalla. Del mismo modo, endoscopios pueden utilizarse para visualizar la zona laríngea y guía de colocación de la sonda. Sin embargo, estos métodos requieren el uso de equipos costosos que no pueden ser fácilmente disponible en ajustes clínicos típico9,11,12. Intubación a través de la cavidad nasal es un método alternativo que se ha descrito, aunque esto presenta un riesgo de introducir patógenos oportunistas de la cavidad nasal hacia los pulmones, especialmente en los conejos que no están libres de patógenos específicos21. Por último, métodos más invasivos de la intubación también han sido publicados, incluyendo inserción retrógrada de un catéter guía a través de una aguja colocada por vía percutánea en la tráquea, así como el uso de una cricothyroidotomy aguja seguido por la colocación de un alambre guía, vaso dilatador y vaina introductora13,14. Como técnicas invasivas, estos métodos tienen potenciales complicaciones como infección y dolor posterior al procedimiento. La técnica que Describimos aquí, usando un laringoscopio y el catéter guía, se les puede enseñar con una formación mínima con un tiempo corto para competencia, es no invasiva, puede realizarse por una sola persona sin necesidad de un asistente y no requiere el uso de equipo especializado.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Ketalar 
			Ketamine HCl Inj.</td>
			<td>JHP Pharmaceuticals</td>
			<td>NDC 42023-113-10</td>
			<td>35mg/kg IM in epaxial muscles or quadriceps muscle (preferred)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anased 
			Xylazine (100mg/ml)</td>
			<td>Lloyd Labs</td>
			<td>NADA #139-236</td>
			<td>5mg/kg IM in epaxial muscles or quadriceps muscle (preferred)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Welch Allyn Laryngoscope Handle</td>
			<td>Welch Allyn</td>
			<td>60300</td>
			<td>Requires 2 size C alkaline batteries</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Size 0 or 1 Miller Laryngoscope Blade</td>
			<td>Welch Allyn</td>
			<td>68040</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2.5 &#8211; 4.0 mm ID uncuffed endotracheal tube</td>
			<td>Jorgenson</td>
			<td>J0149V</td>
			<td>Suitable for 2.5-5 kg rabbits 
			3.5 mm most commonly used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="2">Sovereign polypropylene catheter, 5 Fr x 22&#8221;</td>
			<td rowspan="2">Medtronic</td>
			<td rowspan="2">8890703310</td>
			<td rowspan="2">Cut to 8-10 inches 
			Mark the cut end with permanent marker to indicate which end not to insert</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lidocaine 2% HCL Inj</td>
			<td>VetOne</td>
			<td>L-2000-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-Ply Nonsterile, Bulk Packed Versalon Sponges (Gauze pads)</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>KC9024A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tape, Twill, Bleached &#189;&#8221; x 72 yds</td>
			<td>Encompass Textiles</td>
			<td>48210-025</td>
			<td>Used for securing endotracheal tube</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HR Lubricating Jelly</td>
			<td>HR Pharmaceuticals</td>
			<td>201</td>
			<td>For lubricating endotracheal tube tip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Great Plains Ballistics: BAAM (Beck Airway Airflow Monitor) 22</td>
			<td>BoundTree Medical</td>
			<td>21410</td>
			<td>For confirmation of successful intubation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ambu Pediatric Co2 Detector</td>
			<td>AMBU INC</td>
			<td>172713</td>
			<td>For confirmation of successful intubation</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

endotracheal intubation of rabbits using a polypropylene guide catheter

Intubación endotraqueal en los conejos puede ser difícil debido a su inusual anatomía. Lograr una vía aérea patente durante la anestesia es fundamental para evitar la obstrucción de vía aérea, prevención de tympany gástrico y permitir la ayuda ventilatoria. Debido a la dificultad de la intubación, se han explorado métodos alternativos como el uso de máscara laríngea o tubos laríngeos. Sin embargo, estos métodos no resultan en acceso directo a la tráquea y por lo tanto pueden presentar un riesgo para el desarrollo de complicaciones. Además, falta de directa intubación de la tráquea puede resultar en la exposición personal a gases anestésicos residuales. Se han descrito numerosos métodos para la intubación endotraqueal, incluyendo colocación de ciega, el uso de un laringoscopio o endoscopio y cricoides la colocación de la fibra óptica. A pesar de estas numerosas publicaciones, muchas aún luchan por alcanzar el éxito. Aquí ofrecemos una descripción detallada de una técnica de intubación que se le puede enseñar con una formación mínima con un tiempo corto para competencia. Brevemente, después de la administración de anestesia inyectable y la colocación apropiada del conejo, se coloca un catéter de polipropileno en la tráquea por visualización directa con un laringoscopio. El catéter se utiliza como guía para dirigir el tubo endotraqueal en la tráquea. Este método permite la intubación sin necesidad de equipo costoso y puede realizarse por una sola persona sin necesidad de un asistente. En conclusión, esta técnica puede ser fácilmente enseñada y realizada con muy poco costo en cualquiera clínico o de investigación de ajuste.

En institución el authors', esta técnica se enseña típicamente a personal de laboratorio y veterinarios durante sesiones de entrenamiento en técnicas de anestesia y manejo del conejo. Sesiones de enseñanza se realizan con animales dedicado entrenamiento. El formador demuestra la técnica una vez y luego los alumnos realizan la técnica bajo la dirección del entrenador. Los alumnos normalmente alcanzan éxito dentro de 1-3 intentos. Después de que exitosamente han intubado el conejo una vez, individuos están obligados a realizar la intubación una segunda vez y son típicamente capaces de intubar exitosamente el conejo otra vez en el primer intento adicional. Retroalimentación durante estas sesiones de formación, particularmente de los individuos que han sido previamente entrenados con técnicas alternativas, incluye constantemente comentarios sobre lo fácil que es esta técnica aprender y completar con éxito.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig1.jpg"> 
Figura 1. Suministros para intubación endotraqueal: 1) laringoscopio con tamaño 0 o 1 Miller hoja de laringoscopio, cinta 2) umbilical (u otras fuentes para asegurar el tubo endotraqueal), 3) 0.25 mL de lidocaína al 2%, 4) 5-francés catéter de polipropileno cortado a 8-10 pulgadas con el extremo redondeado no marcado con un marcador permanente para indicar claramente que el extremo no debe ser introducido en la tráquea (flecha), 5) dispositivo de detección de flujo de aire, 6) lubricante estéril para ser aplicado en el extremo distal del tubo, 7) sin Manguito tubo endotraqueal. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig1large.jpg" style="font-size: 14px;" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig2.jpg"> 
Figura 2 : Posición esternal para intubación endotraqueal. El conejo se coloca sternally con los miembros anteriores extendidos hasta el final de la tabla. Los miembros posteriores se extiende hacia atrás y la cabeza del conejo está alineada con la columna vertebral. La mano izquierda se utiliza para elevar la cabeza en extensión en preparación para la inserción del laringoscopio. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig3.jpg"> 
Figura 3 : Inserción del laringoscopio. A) el laringoscopio se introduce en el diastema izquierdo con la mano derecha, después el techo de la boca con la punta de la hoja hasta el paladar blando es visible. Una vez que el paladar blando es visible, el laringoscopio se inclina hacia adelante al extender la cabeza hacia atrás y el cuello hacia adelante el conejo para visualizar la laringe. B) visualización de la laringe. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig4.jpg"> 
Figura 4 : Avance del catéter guía. A) después de cambiar la hoja del laringoscopio en la mano izquierda, la derecha avanza con la punta redondeada del catéter guía a través de la abertura más allá de la laringe. B) el catéter guía atraviesa las cuerdas vocales con la visualización directa. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig4large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig5.jpg"> 
Figura 5 : Adelanto del tubo traqueal de. El tubo endotraqueal se rosca sobre el catéter guía y se avanza hasta que no haya resistencia de las cuerdas vocales. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig5large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig6.jpg"> 
Figura 6 : instilación lidocaína. Lidocaína (2%, 0,25 mL) es inculcada en la abertura del tubo endotraqueal. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig6large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig7.jpg"> 
Figura 7 : Avance del tubo endotraqueal. Dos minutos después de la instilación de lidocaína, el tubo endotraqueal se avanza girando suavemente para pasar a través de las cuerdas vocales. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig7large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig8.jpg"> 
Figura 8 : Verificación del flujo de aire a través del tubo endotraqueal. Un dispositivo de detección de flujo de aire puede usarse para verificar el flujo de aire a través del tubo endotraqueal, o un espejo dental puede también usarse para detectar la condensación de respiraciones que indica intubación exitosa. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig8large.jpg" style="font-size: 14px;" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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Endotracheal Intubation of Rabbits Using a Polypropylene Guide Catheter

Intubación endotraqueal en los conejos es desafiante debido a su inusual anatomía. Aquí presentamos una técnica para la intubación de la tráquea con un catéter de polipropileno como guía directa. Este método utiliza materiales relativamente baratos, requiere una formación mínima y puede realizarse fácilmente en cualquier entorno clínico.

Intubación endotraqueal de conejos usando un catéter guía polipropileno

Endotracheal intubation in rabbits can be challenging due to their unusual anatomy. Achieving a patent airway during anesthesia is critical for the ...

endotracheal-intubation-rabbits-using-polypropylene-guide

Research

JoVE Journal

Biology

33.3K vistas.  Mayo Clinic. Intubación endotraqueal en los conejos es desafiante debido a su inusual anatomía. Aquí presentamos una técnica para la intubación de la tráquea con un catéter de polipropileno como guía directa. Este método utiliza materiales relativamente baratos, requiere una formación mínima y puede realizarse fácilmente en cualquier entorno clínico.

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Generation of Stable Transgenic C. elegans Using Microinjection

Transgenic Caenorhabditis elegans can be readily created via microinjection of a DNA plasmid solution into the gonad 1. The plasmid DNA rearranges to form extrachromosomal concatamers that are stably inherited, though not with the same efficiency as actual chromosomes 2. A gene of interest is co-injected with an obvious phenotypic marker, such as rol-6 or GFP, to allow selection of transgenic animals under a dissecting microscope. The exogenous gene may be expressed from its native promoter for cellular localization studies. Alternatively, the transgene can be driven by a different tissue-specific promoter to assess the role of the gene product in that particular cell or tissue. This technique efficiently drives gene expression in all tissues of C. elegans except for the germline or early embryo 3. Creation of transgenic animals is widely utilized for a range of experimental paradigms. This video demonstrates the microinjection procedure to generate transgenic worms. Furthermore, selection and maintenance of stable transgenic C. elegans lines is described.

This video demonstrates the technique of microinjection into the gonad of C. elegans to create transgenic animals.

Generación de transgénicos estable C. elegans con microinyección

Transgenic Caenorhabditis elegans can be readily created via microinjection of a DNA plasmid solution into the gonad 1.  The plasmid DNA rearranges to ...

Investigación

Biología

A Practical Approach to Genetic Inducible Fate Mapping: A Visual Guide to Mark and Track Cells In Vivo

Fate maps are generated by marking and tracking cells in vivo to determine how progenitors contribute to specific structures and cell types in developing and adult tissue. An advance in this concept is Genetic Inducible Fate Mapping (GIFM), linking gene expression, cell fate, and cell behaviors in vivo, to create fate maps based on genetic lineage.
GIFM exploits X-CreER lines where X is a gene or set of gene regulatory elements that confers spatial expression of a modified bacteriophage protein, Cre recombinase (CreERT). CreERT contains a modified estrogen receptor ligand binding domain which renders CreERT sequestered in the cytoplasm in the absence of the drug tamoxifen. The binding of tamoxifen releases CreERT, which translocates to the nucleus and mediates recombination between DNA sequences flanked by loxP sites. In GIFM, recombination typically occurs between a loxP flanked Stop cassette preceding a reporter gene such as GFP.
Mice are bred to contain either a region- or cell type-specific CreER and a conditional reporter allele. Untreated mice will not have marking because the Stop cassette in the reporter prevents further transcription of the reporter gene. We administer tamoxifen by oral gavage to timed-pregnant females, which provides temporal control of CreERT release and subsequent translocation to the nucleus removing the Stop cassette from the reporter. Following recombination, the reporter allele is constitutively and heritably expressed. This series of events marks cells such that their genetic history is indelibly recorded. The recombined reporter thus serves as a high fidelity genetic lineage tracer that, once on, is uncoupled from the gene expression initially used to drive CreERT.
We apply GIFM in mouse to study normal development and ascertain the contribution of genetic lineages to adult cell types and tissues. We also use GIFM to follow cells on mutant genetic backgrounds to better understand complex phenotypes that mimic salient features of human genetic disorders.
This video article guides researchers through experimental methods to successfully apply GIFM. We demonstrate the method using our well characterized Wnt1-CreERT;mGFP mice by administering tamoxifen at embryonic day (E)8.5 via oral gavage followed by dissection at E12.5 and analysis by epifluorescence stereomicroscopy. We also demonstrate how to micro-dissect fate mapped domains for explant preparation or FACS analysis and dissect adult fate-mapped brains for whole mount fluorescent imaging. Collectively, these procedures allow researchers to address critical questions in developmental biology and disease models.

A Practical Approach to Genetic Inducible Fate Mapping: A Visual Guide to Mark and Track Cells In Vivo

Genetic Inducible Fate Mapping (GIFM) marks and tracks cells with fine spatial and temporal control in vivo and elucidates how cells from a specific genetic lineage contribute to developing and adult tissues. Demonstrated here are the techniques required to fate map E12.5 mouse embryos for epifluorescent and explant analysis.

Un enfoque práctico de elaboración de mapas genéticos inducible destino: una guía visual para marcar y rastrear las células En Vivo</em

Fate maps are generated by marking and tracking cells in vivo to determine how progenitors contribute to specific structures and cell types in developing ...

Rapid PCR Thermocycling using Microscale Thermal Convection

Many molecular biology assays depend in some way on the polymerase chain reaction (PCR) to amplify an initially dilute target DNA sample to a detectable concentration level. But the design of conventional PCR thermocycling hardware, predominantly based on massive metal heating blocks whose temperature is regulated by thermoelectric heaters, severely limits the achievable reaction speed1. Considerable electrical power is also required to repeatedly heat and cool the reagent mixture, limiting the ability to deploy these instruments in a portable format.
Thermal convection has emerged as a promising alternative thermocycling approach that has the potential to overcome these limitations2-9. Convective flows are an everyday occurrence in a diverse array of settings ranging from the Earth's atmosphere, oceans, and interior, to decorative and colorful lava lamps. Fluid motion is initiated in the same way in each case: a buoyancy driven instability arises when a confined volume of fluid is subjected to a spatial temperature gradient. These same phenomena offer an attractive way to perform PCR thermocycling. By applying a static temperature gradient across an appropriately designed reactor geometry, a continuous circulatory flow can be established that will repeatedly transport PCR reagents through temperature zones associated with the denaturing, annealing, and extension stages of the reaction (Figure 1). Thermocycling can therefore be actuated in a pseudo-isothermal manner by simply holding two opposing surfaces at fixed temperatures, completely eliminating the need to repeatedly heat and cool the instrument.
One of the main challenges facing design of convective thermocyclers is the need to precisely control the spatial velocity and temperature distributions within the reactor to ensure that the reagents sequentially occupy the correct temperature zones for a sufficient period of time10,11. Here we describe results of our efforts to probe the full 3-D velocity and temperature distributions in microscale convective thermocyclers12. Unexpectedly, we have discovered a subset of complex flow trajectories that are highly favorable for PCR due to a synergistic combination of (1) continuous exchange among flow paths that provides an enhanced opportunity for reagents to sample the full range of optimal temperature profiles, and (2) increased time spent within the extension temperature zone the rate limiting step of PCR. Extremely rapid DNA amplification times (under 10 min) are achievable in reactors designed to generate these flows.

We describe a novel method to perform DNA replication via the polymerase chain reaction (PCR). Thermal convection is harnessed to continuously shuttle reagents between denaturing, annealing, and extension conditions by maintaining opposing surfaces of the reactor at constant temperature. This inherently simple design promises to make rapid PCR more accessible.

PCR rápido ciclo térmico con convección térmica microescala

Many molecular biology assays depend in some way on the polymerase chain reaction (PCR) to amplify an initially dilute target DNA sample to a detectable ...

A Practical Guide to Phylogenetics for Nonexperts

Many researchers, across incredibly diverse foci, are applying phylogenetics to their research question(s). However, many researchers are new to this topic and so it presents inherent problems. Here we compile a practical introduction to phylogenetics for nonexperts.&#160;We outline in a step-by-step manner, a pipeline for generating reliable phylogenies from gene sequence datasets. We begin with a user-guide for similarity search tools via online interfaces as well as local executables. Next, we explore programs for generating multiple sequence alignments followed by protocols for using software to determine best-fit models of evolution. We then outline protocols for reconstructing phylogenetic relationships via maximum likelihood and Bayesian criteria&#160;and finally describe tools for visualizing phylogenetic trees. While this is not by any means an exhaustive description of phylogenetic approaches, it does provide the reader with practical starting information on key software applications commonly utilized by phylogeneticists. The vision for this article would be that it could serve as a practical training tool for researchers embarking on phylogenetic studies&#160;and also serve as an educational resource that could be incorporated into a classroom or teaching-lab.

Here we describe a step-by-step pipeline for generating reliable phylogenies from nucleotide or amino acid sequence datasets. This guide aims to serve researchers or students new to phylogenetic analysis.&#160;

Una guía práctica para Phylogenetics para no expertos

Many researchers, across incredibly diverse foci, are applying phylogenetics to their research question(s). However, many researchers are new to this ...

Determination of Protein-ligand Interactions Using Differential Scanning Fluorimetry

A wide range of methods are currently available for determining the dissociation constant between a protein and interacting small molecules. However, most of these require access to specialist equipment, and often require a degree of expertise to effectively establish reliable experiments and analyze data. Differential scanning fluorimetry (DSF) is being increasingly used as a robust method for initial screening of proteins for interacting small molecules, either for identifying physiological partners or for hit discovery. This technique has the advantage that it requires only a PCR machine suitable for quantitative PCR, and so suitable instrumentation is available in most institutions; an excellent range of protocols are already available; and there are strong precedents in the literature for multiple uses of the method. Past work has proposed several means of calculating dissociation constants from DSF data, but these are mathematically demanding. Here, we demonstrate a method for estimating dissociation constants from a moderate amount of DSF experimental data. These data can typically be collected and analyzed within a single day. We demonstrate how different models can be used to fit data collected from simple binding events, and where cooperative binding or independent binding sites are present. Finally, we present an example of data analysis in a case where standard models do not apply. These methods are illustrated with data collected on commercially available control proteins, and two proteins from our research program. Overall, our method provides a straightforward way for researchers to rapidly gain further insight into protein-ligand interactions using DSF.

Differential scanning fluorimetry is a widely used method for screening libraries of small molecules for interactions with proteins. Here, we present a straightforward method to extend these analyses to provide an estimate of the dissociation constant between a small molecule and its protein partner.

Determinación de las interacciones proteína-ligando Uso diferencial de barrido Fluorimetría

A wide range of methods are currently available for determining the dissociation constant between a protein and interacting small molecules. However, most ...

A Guide to Modern Quantitative Fluorescent Western Blotting with Troubleshooting Strategies

The late 1970s saw the first publicly reported use of the western blot, a technique for assessing the presence and relative abundance of specific proteins within complex biological samples. Since then, western blotting methodology has become a common component of the molecular biologists experimental repertoire. A cursory search of PubMed using the term &#8220;western blot&#8221; suggests that in excess of two hundred and twenty thousand published manuscripts have made use of this technique by the year 2014. Importantly, the last ten years have seen technical imaging advances coupled with the development of sensitive fluorescent labels which have improved sensitivity and yielded even greater ranges of linear detection. The result is a now truly Quantifiable Fluorescence based Western Blot (QFWB) that allows biologists to carry out comparative expression analysis with greater sensitivity and accuracy than ever before. Many &#8220;optimized&#8221; western blotting methodologies exist and are utilized in different laboratories. These often prove difficult to implement due to the requirement of subtle but undocumented procedural amendments. This protocol provides a comprehensive description of an established and robust QFWB method, complete with troubleshooting strategies.

The advancement of western blotting using fluorescence has allowed detection of subtle changes in protein expression enabling quantitative analyses. Here we describe a robust methodology for detection of a range of proteins across a variety of species and tissue types. A strategy to overcome common technical problems is also provided.

Una guía para la moderna cuantitativa fluorescente Western Blot con las estrategias de solución de problemas

The late 1970s saw the first publicly reported use of the western blot, a technique for assessing the presence and relative abundance of specific proteins ...

Discrimination and Characterization of Heterocellular Populations Using Quantitative Imaging Techniques

Cellular processes are complex and result from the interplay between multiple cell types and their environment. Existing cell biology techniques often do not allow for accurate interpretation of this interplay. Using a quantitative imaging-based approach, we present a high-content protocol for characterizing the dynamic phenotypic responses (i.e. morphology changes, proliferation, apoptosis) of heterogeneous cell populations to changes in environmental stimuli. We highlight our ability to distinguish between cell types based upon either fluorescence intensity or inherent morphology features depending on the application. This platform allows for a more comprehensive characterization of subpopulation response to perturbation while utilizing shorter time, smaller amounts of reagents, and lower likelihood of error than traditional cell biology assays. However, in some cases, cell populations may be difficult to identify and quantitate based on complex cellular features and will require additional troubleshooting; we highlight some of these circumstances in the protocol. We demonstrate this application using response to drug in a cancer model; however, it can easily be applied more broadly to other physiological processes. This protocol allows one to identify subpopulations within a co-culture system and characterize the particular response of each to external stimuli.

We have developed a novel protocol for studying heterocellular population dynamics in response to perturbations. This manuscript describes an imaging-based platform that produces quantitative datasets for simultaneous characterization of multiple cellular phenotypes of heterocellular populations in a robust manner.

Discriminación y Caracterización de las Poblaciones Heterocelulares Usando Técnicas de Imagen Cuantitativa

Cellular processes are complex and result from the interplay between multiple cell types and their environment. Existing cell biology techniques often do ...

A Versatile Model of Hard Tick Infestation on Laboratory Rabbits

The use of live animals in tick research is crucial for a variety of experimental purposes including the maintenance of hard tick colonies in the laboratory. In ticks, all developmental stages (except egg) are hematophagous, and acquiring a blood-meal when attached to their vertebrate hosts is essential for the successful completion of their life cycle. Here we demonstrate a simple method that uses easily openable capsules for feeding of hard ticks on rabbits. The advantages of the proposed method include its simplicity, short duration and most importantly versatile adjustment to the needs of specific experimental requirements. The method makes possible the use of multiple chambers (of various sizes) on the same animal, which permits feeding of multiple stages or different experimental groups while reducing the overall animal requirement. The non-irritating and easily accessible materials used minimizes discomfort to the animals, which can be easily recovered from an experiment and offered for adoption or reused if the ethical protocol allows it.

We have developed a simple and versatile system to feed hard ticks on laboratory rabbits. Our non-laborious protocol uses easily accessible materials and can be adjusted depending on the requirements of the various experimental settings. The method allows comfortable monitoring and/or sampling of ticks during the entire feeding period.

Un modelo versátil de la infestación de la señal dura en conejos de laboratorio

The use of live animals in tick research is crucial for a variety of experimental purposes including the maintenance of hard tick colonies in the ...

A Sectioning, Coring, and Image Processing Guide for High-Throughput Cortical Bone Sample Procurement and Analysis for Synchrotron Micro-CT

Bone is a dynamic and mechanically active tissue that changes in structure over the human lifespan. The products of the bone remodeling process have been studied substantially using traditional two-dimensional techniques. Recent advancements in X-ray imaging technology via desktop micro-computed tomography (&#181;CT) and synchrotron radiation micro-computed tomography (SR&#181;CT) have allowed for the acquisition of high-resolution three-dimensional (3D) scans of a larger field of view (FOV) than other 3D imaging techniques (e.g., SEM) providing a more complete picture of microscopic structures within human cortical bone. The specimen should be accurately centered within the FOV, however, to limit the appearance of streak artifacts known to impact data analysis. Previous studies have reported procurement of irregularly shaped rectilinear bone blocks that result in imaging artifacts due to uneven edges or image truncation. We have applied a geological sampling protocol (coring) to procure consistently sized cortical bone core specimens for SR&#181;CT experiments from the anterior aspect of human femora. This coring method is efficient and minimally destructive to tissue. It creates uniform cylindrical samples that decrease imaging artifacts by nature of being isometric during rotation and providing a uniform path length for X-ray beams throughout scanning. Image processing of X-ray tomographic data of cored and irregularly shaped samples confirms the potential of the technique to improve visualization and analysis of cortical bone microarchitecture. A goal of this protocol is to deliver a reliable and repeatable method for the extraction of cortical bone cores that is adaptable for various types of high-resolution bone imaging experiments. An overarching goal of the work is to create a standardized cortical bone procurement for SR&#181;CT that is affordable, consistent, and straightforward. This procedure may further be adapted by researchers in related fields who commonly evaluate hard composite materials such as in biological anthropology, geosciences, or material sciences.

We employed a geological (coring) sampling protocol to procure cortical bone specimens of uniform size for SR&#181;CT experiments from the anterior aspect of human femora. This method is minimally destructive, efficient, results in cylindrical specimens that minimize imaging artifacts from irregular sample shapes and improves microarchitectural visualization and analysis.

Una guía de sección, corte y procesamiento de imágenes para adquisición y análisis de muestras óseas corticales de alto rendimiento para Micro-TC sincrotrón

Bone is a dynamic and mechanically active tissue that changes in structure over the human lifespan. The products of the bone remodeling process have been ...

A Step-by-Step Guide to Mosquito Electroantennography

Female mosquitoes are the deadliest animals on earth, claiming the lives of more than 1 million people every year due to pathogens they transmit when acquiring a blood-meal. To locate a host to feed on, mosquitoes rely on a wide range of sensory cues, including visual, mechanical, thermal, and olfactory. The study details a technique, electroantennography (EAG), that allows researchers to assess whether the mosquitoes can detect individual chemicals and blends of chemicals in a concentration-dependent manner. When coupled with gas-chromatography (GC-EAG), this technique allows to expose the antennae to a full headspace/complex mixture and determines which chemicals present in the sample of interest, the mosquito can detect. This is applicable to host body odors as well as plant floral bouquets or other ecologically relevant odors (e.g., oviposition sites odorants). Here, we described a protocol that permits long durations of preparation responsiveness time and is applicable to both female and male mosquitoes from multiple genera, including Aedes, Culex, Anopheles, and Toxorhynchites mosquitoes. As olfaction plays a major part in mosquito-host interactions and mosquito biology in general, EAGs and GC-EAG can reveal compounds of interest for the development of new disease vector control strategies (e.g., baits). Complemented with behavioral assays, the valence (e.g., attractant, repellent) of each chemical can be determined.

The present article details a step-by-step protocol for successful and low noise electroantennograms in several genera of mosquitoes, including both females and males.

Una guía paso a paso para la electroantenografía de mosquitos

Female mosquitoes are the deadliest animals on earth, claiming the lives of more than 1 million people every year due to pathogens they transmit when ...