ברצוננו להודות יהושע זינגר, ג'ונתן שנק, כמו גם מתחשב בודקים עבור הערות על כתב היד. כן נרצה להודות לבן בן, הרולד אשות לדיונים על הטכניקה. ג'ונתן שנק סיפקה את הנתונים עבור איור 3A. עבודה זו נתמכה על ידי מענק קרן וייטהול, R21 של NIH על QG.

1. מכינים זבובים וקווים יזם לזהות GAL4
<ol><li>בחר קו יזם GAL4 וחצו אותה עם זבובים נושאת את transgene UAS-NaChBac והן של transgene optogenetic עבור הפעלה. הערה: UAS-CsChrimson11 נבחרה בשל מוליכות גבוהה שלה ואת הקלות שבה היא מפעילה בתיווך NaChBac פוטנציאל פעולה. UAS-NaChBac והן UAS-CsChrimson זמינים מהמאגר מניות בבלומינגטון.</li>
	<li>להכין כל טרנס רשתית כפתרון מניות אתנול (35 מ מ) ולאחסן את הפתרון במקפיא ב-20 ° C.</li>
	<li>מיקס 28 µL של המניה הזו אל תוך כ- 5 מ של תפוחי אדמה ולמיומנות אגיע מזון ומוסיפים תערובת זו העליון של הבקבוקון של מדיום דרוזופילה קונבנציונלי.</li>
	<li>להעלות את הזבוב הבוגר לבטא csChrimson על מזון המכיל 0.2 מ מ כל-טרנס-רשתית 1 – 3 ימים11.</li>
</ol>2. מכינים TTX מניות
<ol><li>ליצור פתרון מניות של 1 מ מ TTX במים מזוקקים או יונים. לאחסן פתרון זה מקרר מעבדה במשך מספר חודשים. בדוק את מדיניות מוסדות לגבי האחסון של TTX כמו מוסדות רבים לסווג TTX בתור חומר מסוכן או מבוקר.</li>
</ol>3. מכינים את הזבובים עבור אלקטרופיזיולוגיה
<ol><li>לאסוף יום 1 – 3 זבובים מבוגר בן מגודלים על האוכל עם כל-טרנס-רשתית. הערה: עיין Murthy ואת טרנר בשנת 2013 לתיאור מפורט של תיקון מחבר חובק למעקה דרוזופילה נוירונים12,13.</li>
	<li>הכניסו את הזבובים בקבוקון זכוכית נצנוץ. מקם את המבחנה לתוך קרח 1 דקות לשתק את הזבובים.</li>
	<li>להשתמש מלקחיים גס להוסיף לעוף לתוך חדר הקלטה בהזמנה אישית. התא מורכב 3 ½" מעגל לייזר לחתוך מ" 1/16" אקריליק. לחתוך חור ¾" היא המרכז שבו תשובה מכשילה מותאמת אישית מצורפת באפוקסי בשני חלקים. מסכל מכיל של משולש בצורת תקווה כי הזבוב מוכנס לתוך.</li>
	<li>החל שעווה או UV לריפוי אפוקסי סביב החיה לאבטח אותו בחוזקה בתוך תא הקלטה.</li>
	<li>יאיר ההכנה עם סיב אופטי מתכווננת ויזואליזציה תחת stereomicroscope. הגדר את הסיבים מתכווננת לתאורת עקיפה על ידי התאמת אותם כך מאירים לטוס ישירות מן הצד.</li>
	<li>להתאים את רמת האור הנמוך ביותר להגדרת אפשרי זה עדיין מאפשר הדמיה ברורה של הזבוב. עוצמת האור הזה ישתנו לאורך ניסויים בודדים. הערה: פרוטוקול זה ניתן להתאים באמצעות בתוך המוח באתרו explant השיטה14.</li>
	<li>אחזר הקלטה חיצוני תמיסת מלח. תמיסת המלח מכיל במ מ: 103 NaCl, 3 אשלגן כלורי, חומצה מתיל-2-aminoethane-sulfonic 5 N-טריס (hydroxymethyl), טרהלוז 8, גלוקוז 10, 26 NaHCO3,2פו ' NaH 1 '4, 1.5 CaCl2ו- 4 MgCl2 (מותאם mΩ 270-275). תמיסת המלח הוא מבעבע עם 95% או2/5% CO2 (carbogen), הסתגל pH 7.315.</li>
	<li>מקום 4-6 טיפות של תמיסת מלח הקלטה חוץ-תאית על הכנת לעוף. בשלב זה, להגביר את רמת האור-המיקרוסקופ לנתיחה עבור ניראות טובה יותר.</li>
	<li>בצעו חידוד חוט טונגסטן באמצעות אלקטרוליזה. כדי להפוך את החוט, להכין תמיסה רוויה של יודע3 ולהחיל כ 20 V של AC זרם בעודכם טובלים את קצה החוט בתוך תמיסת 20 פעמים למשך 100 אלפיות השניה עד קצהו הוא מחודד. להשתמש את החוט טונגסטן מחודדים כדי להסיר את הקוטיקולה על ראשו של הזבוב, ובכך חושף את המוח.</li>
	<li>בהמשך חושפים את המוח על-ידי הסרת קנה הנשימה וגופים שומן המקיפים אותו. אם ניגש האונות antennal, השתמש כפופות טונגסטן תילים או כלי דומה להכניס בעדינות אנטנות מתחת רדיד האלומיניום הקלטה קאמרית כדי להגדיל את הנראות. להשתמש מלקחיים חדה בעדינות תקרע מעליך את לנדן גליה המכסים את שטח עניין שבו יבוצעו הקלטות.</li>
	<li>העברה לחדר ההקלטה המתקן אלקטרופיזיולוגיה. מיד להתחיל זלוף בתמיסת הקלטה חיצוני מבעבע עם carbogen כדי לשמר את המוח. המאגר תמיסת ממוקמת מעל הבמה מיקרוסקופ, כוח המשיכה-מוזן ההכנה. השתמש קו ואקום, בקבוקון 2 ל' Erlenmeyer כדי לאסוף את תמיסת המלח פסולת.</li>
</ol>4. להשיג את הקלטת כולה-תא
<ol><li>משוך תיקון פיפטות פולר פיפטה מסחרי. עיין במדריך של הגדרות להגיע עם פיפטה המתאים עם התנגדות עצה ליד 7 mΩ.</li>
	<li>להוסיף 4 µL של פתרון הקלטה פנימית פיפטה תיקון. תמיסת המלח פנימי מורכב אספרטט אשלגן 140, 10 HEPES, 4 MgATP, 0.5 נה3GTP, 1 EGTA ו- 1 אשלגן כלורי במ מ.</li>
	<li>להגדיר את תיקון מגבר המלחציים עבור הקלטת כל תא. אפס היסט של המגבר ולהגדיר המגבר להעביר מבחן פולסים. . הנה, משמש מגבר מלחציים תיקון מערכות 2,400 AM.</li>
	<li>החל בלחץ חיובי פיפטה, מתקרבים התא. השתמש micromanipulator כדי לכוון את פיפטה ולפנות אל התא. שחרור הלחץ. ערכת הפוטנציאל החזקה של הקרום ל-60 mV. פיפטה יוצרות גושפנקה ג'יגה אוהם עם הממברנה של התא כפי שמעידים נמוך sub-picoamp מחזיק הנוכחי. הערה: אם באמצעות ה-GFP מודרכת תא מיקוד, לנסות לצמצם השימוש אור פלורסנטי כדי למנוע הפעלת ChR2 ודיכאון סינפטית פוטנציאליים. בנוסף להמתין כמה דקות לפני יישום שלב 5.</li>
	<li>להגדיר את מגבר להעברת פולסים מבחן מ-50 mV ל-60 mV. הגדרה זו היא תקן על תיקון-קלאמפ מגברים. מבחן פולסים תחשוף גדול capacitative הציעה שתושב זמני המייצג את הצורך הנוכחי כדי לחייב את פיפטה תיקון. הסר שנחשולי capacitative על-ידי התאמת בידית פיצוי קיבולת על אני 2400 או מגבר דומה.</li>
	<li>החל פולסים קצרים של לחץ שלילי לקרע קרום התא ולקבל כל-תא תצורה. הערה: תצורה התא כולו הוא ציין כאשר יש עלייה גדולה תופעות מעבר capacitative מציג את קיבול של הנוירון. עלייה קטנה במעצר הנוכחי (בסיסית) גם סביר להניח יתקיימו. הגדרת המגבר למצב הנוכחי של קלאמפ ולהתאים את הפוטנציאל של התא-50 עד-60 mV.</li>
</ol>5. בדיקת קישוריות סינפטית
<ol><li>תצורת המערכת רכישה (DAQ) נתונים כדי להפעיל התקן LED כדי להפיק להבזקי האור. כאן, מערכת DAQ מכשירים הלאומית משמשת עם Matlab להעביר אות אנלוגי נהג LED. עוצמת LED מותאמת באמצעות האות האנלוגי לנהג. ה-LED הוא 620-630 ננומטר אורך גל LED.</li>
	<li>מקם את עוצמה אדום LED ישירות מתחת ההכנה. להתאים את עוצמת האור כך mW/מ מ 0.2382 מגיע הזבוב.</li>
	<li>להפעיל את הנוירונים presynaptic תוך כדי הקלטה מהתא postsynaptic עניין. להשיג תא הפעלה optogenetically, pharmacogentically, או באמצעות גירוי עצבי. כאן, csChrimson, פולסים קצרים של אור אדום מוחלים. הערה: קשרים סינפטיים ניתן לנטר קלאמפ הנוכחי כמו EPSPs או מתח קלאמפ כמו EPSCs. חיבור סינפטית צריכים להיות גלויים לפני החלת TTX בתגובה פולס אור של 40 אלפיות. אם אין קשר הוא ציין, אין זה סביר כי הנוירונים synaptically מחוברים או מונו - או polysynaptically. החזקת פוטנציאלי עשוי להיות מותאם כדי להדגיש את חיבורי סינאפסות או מעכבות בהתאם.</li>
	<li>אם חיבור נצפית בתמיסת מלח, להוסיף TTX למערכת זלוף להשגת ריכוז סופי של 1 מיקרומטר. השתמש משאבה recirculating ללכוד ולהשתמש את תמיסת המלח כדי לחסוך טטרודוטוקסין. משאבת סחרור לצייר את תמיסת מהאמבטיה ולהחזיר אותה למאגר המים מלוחים.</li>
	<li>להתאים את מהירות המשאבה לספק ואקום קבוע חזק שאינו מאפשר את רמת מלוחים באמבטיה עם תוכי. הערה: היישום של TTX צריך לגרום הפסקת spiking פעילות הנוירון המנוטר בתא-שלם. זה מאשר כי מספיק TTX נוספה מלוחים...</li>
	<li>החל פולסים קצרים של אור אדום (40 ms לכל פעימה) שוב. בשלב זה, כל קשר סינפטית הנשאר סביר monosynaptic. להוסיף היריבים תרופתי מלוחים recirculating לבחון את האופי הכימי של קשרים סינפטיים שנותרו ב טטרודוטוקסין. הערה: כאשר שילוב של optogenetics ומיקוד פלורסנט של נוירונים, זה עשוי להיות חשוב לא לבצע את הפעלת בהתמדה את האוכלוסייה presynaptic של הנוירונים ניסה להשיג הקלטה. זה יכול להוביל לדיכאון סינפטית והופכת אותו קשה לראות את החיבורים. מכיוון csChrimson יש להקה עירור ארוכות המרחיבה בהרחבה לתוך הטווח של חלבון פלואורסצנטי ירוק, fluorophore אדום יכול לשמש כדי להמחיש נוירונים ו- channel2rhodopsin (Ch2R) יכול לשמש כדי לרגש אוכלוסיות תאים. כך דורש גנטיקה מסוימת קוביה מסנן מותאם אישית. כדי ליצור זבובים מתאימים, להפוך זבובים המבטאים את fluorophore אדום (RFP או mCherry) תחת מערכת בינארית ביטוי מערכת לקסה או Q. אלה יצטרכו חצה עם זבובים לבטא מקדם Gal4 וגם הגנים אפקטור UAS-Ch2R ו- UAS-NaChBac. הקוביה מסנן אופטימלי עבור epifluorescence יהיה מגוון עירור צר כדי לרגש את fluorophore אדום, אבל לא לרגש את Ch2R. בנוסף, ערכת מסנן צריכה לכלול מסנן פליטה מסירה ארוכה כדי לאסוף כמה שיותר האור הנפלט. השתמשנו מסנן מותאם אישית של Chroma שכלל חלק מספרי et580/25 x ו- t600lpxr (מקבוצת 49306), אבל עם מסנן פליטה/מכשול et610lp.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Petreanu, L., Huber, D., Sobczyk, A., Svoboda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Channelrhodopsin-2-assisted+circuit+mapping+of+long-range+callosal+projections.">Channelrhodopsin-2-assisted circuit mapping of long-range callosal projections.</a> Nat Neurosci. 10, 663-668 (2007).</li><li>Yao, Z., Macara, A. M., Lelito, K. R., Minosyan, T. Y., Shafer, O. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+functional+neuronal+connectivity+in+the+Drosophila+brain.">Analysis of functional neuronal connectivity in the Drosophila brain.</a> J Neurophysiol. , 684-696 (2012).</li><li>Doyle, M. W., Andresen, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reliability+of+monosynaptic+sensory+transmission+in+brain+stem+neurons+in+vitro.">Reliability of monosynaptic sensory transmission in brain stem neurons in vitro.</a> J Neurophysiol. 85, 2213-2223 (2001).</li><li>Nicholls, J. G., Purves, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monosynaptic+chemical+and+electrical+connexions+between+sensory+and+motor+cells+in+the+central+nervous+system+of+the+leech.">Monosynaptic chemical and electrical connexions between sensory and motor cells in the central nervous system of the leech.</a> J Physiol-London. 209, 647-667 (1970).</li><li>Byrne, J. H., Castellucci, V. F., Kandel, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contribution+of+individual+mechanoreceptor+sensory+neurons+to+defensive+gill-withdrawal+reflex+in+Aplysia.">Contribution of individual mechanoreceptor sensory neurons to defensive gill-withdrawal reflex in Aplysia.</a> J Neurophysiol. 41, 418-431 (1978).</li><li>Liao, X., Walters, E. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+elevated+divalent+cation+solutions+to+isolate+monosynaptic+components+of+sensorimotor+connections+in+Aplysia.">The use of elevated divalent cation solutions to isolate monosynaptic components of sensorimotor connections in Aplysia.</a> J Neurosci Meth. 120, 45-54 (2002).</li><li>Feinberg, E. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GFP+Reconstitution+Across+Synaptic+Partners+(GRASP)+Defines+Cell+Contacts+and+Synapses+in+Living+Nervous+Systems.">GFP Reconstitution Across Synaptic Partners (GRASP) Defines Cell Contacts and Synapses in Living Nervous Systems.</a> Neuron. 57, 353-363 (2008).</li><li>Macpherson, L. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+labelling+of+neural+connections+in+multiple+colours+by+trans-synaptic+fluorescence+complementation.">Dynamic labelling of neural connections in multiple colours by trans-synaptic fluorescence complementation.</a> Nat Commun. 6, 10024-10029 (2015).</li><li>Zhang, X., Gaudry, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+integration+of+a+serotonergic+neuron+in+the+Drosophila+antennal+lobe.">Functional integration of a serotonergic neuron in the Drosophila antennal lobe.</a> Elife. 5, (2016).</li><li>Wilson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+olfactory+processing+in+Drosophila:+mechanisms+and+principles.">Early olfactory processing in Drosophila: mechanisms and principles.</a> Annu Rev Neurosci. 36, 217-241 (2013).</li><li>Klapoetke, N. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Independent+optical+excitation+of+distinct+neural+populations.">Independent optical excitation of distinct neural populations.</a> Nat Methods. 11, 338-346 (2014).</li><li>Murthy, M., Turner, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole-cell+in+vivo+patch-clamp+recordings+in+the+Drosophila+brain.">Whole-cell in vivo patch-clamp recordings in the Drosophila brain.</a> Cold Spring Harb Protoc. , 140-148 (2013).</li><li>Murthy, M., Turner, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissection+of+the+head+cuticle+and+sheath+of+living+flies+for+whole-cell+patch-clamp+recordings+in+the+brain.">Dissection of the head cuticle and sheath of living flies for whole-cell patch-clamp recordings in the brain.</a> Cold Spring Harb Protoc. 2013, 134-139 (2013).</li><li>Gu, H., O'Dowd, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole+Cell+Recordings+from+Brain+of+Adult+Drosophila.">Whole Cell Recordings from Brain of Adult Drosophila.</a> J Vis Exp. , (2007).</li><li>Wilson, R. I., Turner, G. C., Laurent, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transformation+of+olfactory+representations+in+the+Drosophila+antennal+lobe.">Transformation of olfactory representations in the Drosophila antennal lobe.</a> Science. 303, 366-370 (2004).</li><li>Kazama, H., Wilson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Homeostatic+Matching+and+Nonlinear+Amplification+at+Identified+Central+Synapses.">Homeostatic Matching and Nonlinear Amplification at Identified Central Synapses.</a> Neuron. 58, 401-413 (2008).</li><li>Becnel, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DREADDs+in+Drosophila:+a+pharmacogenetic+approach+for+controlling+behavior,+neuronal+signaling,+and+physiology+in+the+fly.">DREADDs in Drosophila: a pharmacogenetic approach for controlling behavior, neuronal signaling, and physiology in the fly.</a> Cell Reports. 4, 1049-1059 (2013).</li><li>Armbruster, B. N., Li, X., Pausch, M. H., Herlitze, S., Roth, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolving+the+lock+to+fit+the+key+to+create+a+family+of+G+protein-coupled+receptors+potently+activated+by+an+inert+ligand.">Evolving the lock to fit the key to create a family of G protein-coupled receptors potently activated by an inert ligand.</a> P Natl Acad Sci USA. 104, 5163-5168 (2007).</li><li>Sun, Q. Q., Wang, X., Yang, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laserspritzer:+A+Simple+Method+for+Optogenetic+Investigation+with+Subcellular+Resolutions.">Laserspritzer: A Simple Method for Optogenetic Investigation with Subcellular Resolutions.</a> PLoS One. 9, e101600-e101608 (2014).</li><li>Holloway, B. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monosynaptic+Glutamatergic+Activation+of+Locus+Coeruleus+and+Other+Lower+Brainstem+Noradrenergic+Neurons+by+the+C1+Cells+in+Mice.">Monosynaptic Glutamatergic Activation of Locus Coeruleus and Other Lower Brainstem Noradrenergic Neurons by the C1 Cells in Mice.</a> J Neurosci. 33, 18792-18805 (2013).</li><li>Petreanu, L., Mao, T., Sternson, S. M., Svoboda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+subcellular+organization+of+neocortical+excitatory+connections.">The subcellular organization of neocortical excitatory connections.</a> Nature. 457, 1142-1145 (2009).</li><li>Kloppenburg, P., Ferns, D., Mercer, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Serotonin+enhances+central+olfactory+neuron+responses+to+female+sex+pheromone+in+the+male+sphinx+moth+manduca+sexta.">Serotonin enhances central olfactory neuron responses to female sex pheromone in the male sphinx moth manduca sexta.</a> J Neurosci. 19, 8172-8181 (1999).</li><li>Suster, M. L., Seugnet, L., Bate, M., Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refining+GAL4-driven+transgene+expression+in+Drosophila+with+a+GAL80+enhancer-trap.">Refining GAL4-driven transgene expression in Drosophila with a GAL80 enhancer-trap.</a> Genesis. 39, 240-245 (2004).</li></ol>

המחברים אין לחשוף.

ניתוח TERPS מחמאות הנוכחי טכניקות המשמשות עבור מעגל פיצוח על-ידי הפיכת זיהוי הסינפסות בין נוירונים שזוהה. באופן ספציפי, הגישה חושף קשרים monosynaptic על ידי בהרחבה להשתיק פוטנציאל פעולה עם TTX בעת שיחזור דעתנית אוכלוסיה בחירה של נוירונים עם תעלת נתרן TTX-רגישות NaChBac. שחרור סינפטית היא שהפיק optogenetic גי?...

יעד מרכזי של מדעי המוח הוא למפות את הקשרים בין הנוירונים כדי להבין כיצד מידע זורם דרך מעגלים. גישות ומשאבים רבים הפכו להיות זמין לבדוק את תפקודי קישוריות בין הנוירונים בטווח של דגם מערכות1,2. כדי להפיק את תרשימים בחיווט המדויקות ביותר באמצעות אלקטרופיזיולוגיה, חשוב לפתור אם חיבורים שנצפה בין שני תאים הם monosynaptic לעומת עקיף ו polysynaptic הישירים. תקן הזהב להכנת הבחנה זו בנוירונים יונקים זה מודדים ההשהיה בין יחיד action potentials בתאים presynaptic תחילתה של זרמי postsynaptic מעוררים (EPSCs) בתוך הנוירון השני. חיבורים monosynaptic צריך השהיות ארוכות יותר קצר של כמה אלפיות השניה, השתנות נמוכה3. גישה זו יכולה להיות מסובכת בנוירונים הגעה מכיוון הסינפסות עלולה להתרחש שלהם דנדריטים רחוק באתר הקלטה הסומטית, גרימת עיכובים בזיהוי בשל המרחקים זמן electrotonic בין postsynaptic conductances את ההקלטה אלקטרודה. עיכובים כאלה יכולים להציג את עמימות בנוגע פולי-לעומת תרומות monosynaptic. בנוסף, אירועים קטנים סינפטית ייתכן ריקבון לפני שמגיעים לאתר הקלטות הסומטית, נהיגה פעילות presynaptic חזק יותר, סביר להניח לגייס אירועים polysynaptic.
טכניקות שונות פותחו כדי לבדוק חיבורים monosynaptic חסרי חוליות. גישה אחת משתמשת הקטיון כלט גבוהה פתרונות (Hi-Di) המכילים עודף מ ג++ ו- Ca++. פתרון זה חוסמת חיבורים polysynaptic על-ידי הפחתת שחרור ההסתברות הסף הגדלת פוטנציאל הפעולה לטובת גילוי של קלט monosynaptic4,5. קביעת היחס המדויק של מ ג++ ל Ca++ הנדרשים, עם זאת, לא טריוויאלי, תרומות polysynaptic עלול להימשך אפילו צנוע גירוי6. גישה חלופית בשם GFP שיחזור על פני סינפטית שותפים (תפיסה) מנצל הקירבה בין ממברנות קדם ו postsynaptic ב הסינפסות להסיק חיבור monosynaptic 7. . הנה, רכיב של חלבון פלואורסצנטי ירוק (GFP), מתבטאת נוירון אחד, הרסיס משלימים של המולקולה מתבטאת שותף postsynaptic בשם. הנוכחות של קרינה פלואורסצנטית מציין כי שני הנוירונים נמצאים מספיק קרוב מאוד להתיר הכינון של מולקולת ה-GFP, מרמז על קיום סינפסה. תפיסתו יכולים לדווח הסינפסות זכריה, אם שני תאים יש קשר הדוק אני בטוחה ממברנות, כמו עצב או fascicle. וריאציות של תפיסתו לחסל תוצאות חיוביות שגויות כאלה על ידי קשירה של שבר presynaptic של GFP ישירות אל synaptobrevin, ובכך מאפשר שיחזור רק ב הסינפסות פעיל8. בעוד תפיסתו והווריאנטים שלה היה תפקיד חשוב בקביעת פונקציונלי קישוריות דרוזופילה CNS, קשרים לא עשויים להיות גלויים לפי תפיסתו אם המרחקים בין שותפים קדם ו postsynaptic גדול יחסית. זה רלוונטי במיוחד על פי הערכות של העברת אמצעי האחסון המשויך neuromodulation9 או עיכוב GABAergic10.
כאן, טכניקה משלימה ואת הרומן הוא הפגין לבדיקה חיבורים ישירים monosynaptic דרוזופילה CNS. שיטה זו, הנקראת טטרודוטוקסין מהונדסים ההתנגדות על חיטוט Synapses (TERPS), פועלת על-ידי ביטוי משותף טטרודוקסין (TTX)-ערוץ נתרן עמידים NaChBac, של optogenetic activator בתא presynaptic תוך כדי הקלטה מ בשם שותפים postsynaptic9. בנוכחות TTX, מדוכא כל פעילות בתיווך פוטנציאל הפעולה בתאים שאינם לבטא NaChBac. ערוץ NaChBac משחזר באופן סלקטיבי דעתנית ב יישוב presynaptic תא (ים), המתיר הסינאפסית עורר-אור. שיטה זו מאפשרת הפעלה חזקה של הנוירונים presynaptic, כך חיבורים יכולים להיפתר postsynaptically על ידי הקלטה סומאטית תוך צמצום ההסתברות של גיוס מעגלים polysynaptic. חשוב, טכניקה זו מאפשרת לימוד אמצעי שידור, חושף את התפשטות המשדר שוחררו נוירון בודד לאורך כל מעגל. בנוסף, TERPS יכול לחשוף הטבע כימי של החיבור באמצעות פרמקולוגיה קונבנציונלי. TERPS מתאים לשימוש בכל מערכת מודל המאפשר את הביטוי הטרנסגניים של תעלות נתרן TTX-רגישות.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="946">
	<tbody>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">UAS-csChrimson</td>
			<td style="width:219px;">Bloomington Drosophila Stock Center</td>
			<td style="width:344px;">55135</td>
			<td style="width:167px;">Used as a neural activator</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">UAS-NaChBac</td>
			<td>Bloomington Drosophila Stock Center</td>
			<td>9466</td>
			<td style="width:167px;">Resotores excitibility in cells in TTX</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Tetrodotoxin</td>
			<td>Tochris</td>
			<td>1078</td>
			<td style="width:167px;">Special permission may be needed to purchase TTX as it is a controlled substance</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">all trans-Retinal</td>
			<td>Sigma-Aldrichall trans-Retinal</td>
			<td>R2500</td>
			<td style="width:167px;">Require co-factor for channelrhodopsin</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">Weldable 321 Stainless Steel&#160;Sheet,&#160;0.002&#34;&#160;Thick,&#160;10&#34;&#160;Wide</td>
			<td>McMaster Carr</td>
			<td>3254K7</td>
			<td style="width:167px;">Used to make custom fly holder. Custom foil can be laser cut at pololu.com from the provided PDF file</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Dissection Microscope</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>Stemi 2000-C</td>
			<td style="width:167px;">Used for dissection of preparation</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Waxer</td>
			<td>Almore</td>
			<td>Eectra Waxer 66000</td>
			<td style="width:167px;">Used during dissection to secure fly in foil</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Paraffin Wax</td>
			<td>Joann</td>
			<td>4917217</td>
			<td style="width:167px;">Used with waxer</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Number 5 forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>#5CO</td>
			<td style="width:167px;">Used for dissection and desheathing</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Dissection Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15001-08</td>
			<td style="width:167px;">Used to remove parts of the cuticle during dissection</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Tungsten wire</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>797500</td>
			<td style="width:167px;">Use with electrolysis to make sharpened needles for dissection</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Reciculating Peristaltic Pump</td>
			<td>Simply Pumps (Amazon)</td>
			<td>PM200S</td>
			<td style="width:167px;">for recirculating TTX</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Speed Controller for peristaltic pump</td>
			<td>Zitrades (Amazon)</td>
			<td style="width:344px;">N/A</td>
			<td style="width:167px;">PWM Dimming Controller For LED Lights or Ribbon, 12 Volt 8 Amp,Adjustable Brightness Light Switch Dimmer Controller DC12V 8A 96W for Led Strip Light B</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Versa-Mount&#160;Precision Compressed Air Regulator</td>
			<td>McMaster Carr</td>
			<td style="width:344px;">1804T1</td>
			<td style="width:167px;">For applying positive pressure during patching</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Glass capilaries</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td style="width:344px;">TW150F-3</td>
			<td style="width:167px;">For patch pipettes</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Multipurpose Gauge</td>
			<td>McMaster Carr</td>
			<td>3846K431</td>
			<td style="width:167px;">Gauge for pressure regulator</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Electrophysiology Camera</td>
			<td>Dage MTI&#160;</td>
			<td>IR-1000</td>
			<td style="width:167px;">Any camera that works in the IR range (850 nm) will work. You do not want to use red illumination as this can activate csChrimson</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">IR LED</td>
			<td>Thorlabs&#160;</td>
			<td>M850F2</td>
			<td style="width:167px;">For oblique illumination</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">fiber optic for IR LED</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>M89L01</td>
			<td style="width:167px;">Couples to IR LED</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Objective lens&#160;</td>
			<td>Olympus 40X</td>
			<td>LUMPlanFLN</td>
			<td style="width:167px;">This can be used on most microscipes and works well for visualizing fly neurons.</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Amber LED</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>M590L3d</td>
			<td style="width:167px;">For visualizing RFP and mCherry</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Blue LED</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>M470L3d</td>
			<td style="width:167px;">For visualizing GFP</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">GFP filter set</td>
			<td>Chroma</td>
			<td>49011</td>
			<td style="width:167px;">For visualizing GFP or stimulating channel2rhodopsin</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Custom mCherry Filter Set</td>
			<td>Chroma</td>
			<td style="width:344px;">&#160;et580/25x and t600lpxr (from the 49306 set) but with an et610lp barrier/emission optic</td>
			<td style="width:167px;">Use only if you wish to patch identified neurons with channel2rhodopsin</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Dichroic to combine Amber and blue LED</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td style="width:344px;">DMLP550R</td>
			<td style="width:167px;">Use only patch under mCherry and excite channel2rhodopsin with blue light.</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Red LED</td>
			<td>LEDSupply</td>
			<td>Cree XPE 620 - 630 nm</td>
			<td style="width:167px;">Used to drive csChrimson</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">LED Driver</td>
			<td>LEDSupply</td>
			<td>3021-D-E-1000</td>
			<td style="width:167px;">Used to drive LEDs for optogenetic stimulation</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Manipulator</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td>MP-225</td>
			<td style="width:167px;">Used to position pipette during recordings</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Patchclamp Amplifier</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>Model 2400</td>
			<td style="width:167px;">An equivalent amplifier is suitable</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Bessel Filter</td>
			<td>Warner Instruments&#160;</td>
			<td>LPF 202A</td>
			<td style="width:167px;">Auxillary filter used to filter current trace to oscilloscope during patching.</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Data Acquisition System&#160;</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>NI PCIe-6321&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; 781044-01</td>
			<td style="width:167px;">Used to record data from amplifier to computer</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Connector Block - BNC Terminal BNC-2090A</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>779556-01</td>
			<td style="width:167px;">Used to connect amplifier to DAQ card.</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Steel Foil&#160;</td>
			<td>McMaster Carr</td>
			<td>3254K7</td>
			<td style="width:167px;">Steel foil for custom recording chamber</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Magnets</td>
			<td>K&#38;J Magnetics</td>
			<td>D42</td>
			<td style="width:167px;">To secure recording chamber to ring stand</td>
		</tr>
		<tr height="100">
			<td height="100" style="height:100px;">1/16&#34; Cell Cast Acrylic Clear</td>
			<td>Pololu</td>
			<td></td>
			<td style="width:167px;">Used to make custom recording chamber. Acrylic can be laser cut at pololu.com from the provided PDF file</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

examining monosynaptic connections in drosophila using tetrodotoxin resistant sodium channels

. הנה, טכניקה חדשה כינה Tetrotoxin (TTX) מהונדסים ההתנגדות של חיטוט Synapses (TERPS) מוחל לבדיקת monosynaptic קשרים בין נוירונים היעד. השיטה מסתמכת על ביטוי משותף activator הטרנסגניים עם הערוץ עמידים טטרודוטוקסין נתרן, NaChBac, ב presynaptic נוירון מסוים. קשרים עם שותפים הפוסט-סינפטית בשם נקבעים לפי כל-תא הקלטות בנוכחות TTX, אשר חוסם פעילות חשמלית בנוירונים המבטאים לא NaChBac. גישה זו יכול להיות שונה כדי לעבוד עם activator או סידן הדמיה ככתב של חיבורים. TERPS מוסיף ערכת הכלים הזמינים עבור קביעת קישוריות בתוך רשתות הולך וגדל. עם זאת, TERPS הוא ייחודי בכך שהוא גם אמין ידווח בצובר או אמצעי שידור ושידור והתאמת.

TERPS משמש להבחנה בין מונו - polysynaptic סיועה של קשרים סינפטיים בין נוירונים. בזמן גירוי חלשים של תא עשוי לשמש כדי לבדוק חיבורים ישירים, נהיגה יותר פעילות presynaptic לעיתים קרובות מגייס חיבורים polysynaptic (איור 1 א'). TERPS עובד על-ידי שיתוף לבטא תעלת נתרן TTX-רגישות NaChBac ו- activat...

Watch this Scientific Journal Video about Examining Monosynaptic Connections in Drosophila Using Tetrodotoxin Resistant Sodium Channels at JoVE.com

Examining Monosynaptic Connections in Drosophila Using Tetrodotoxin Resistant Sodium Channels

מאמר זה כולל שיטה לבדוק את החיבורים monosynaptic בין נוירונים בהחלת טטרודוטוקסין וערוץ עמידים טטרודוטוקסין נתרן, NaChBac.

בחינת חיבורים Monosynaptic דרוזופילה באמצעות ערוצי נתרן עמיד לטטרודוקסין

Here, a new technique termed Tetrotoxin (TTX) Engineered Resistance for Probing Synapses (TERPS) is applied to test for monosynaptic connections between ...

examining-monosynaptic-connections-drosophila-using-tetrodotoxin

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Examining Monosynaptic Connections in Drosophila Using Tetrodotoxin Resistant Sodium Channels

9.9K Views.  University of Maryland. מאמר זה כולל שיטה לבדוק את החיבורים monosynaptic בין נוירונים בהחלת טטרודוטוקסין וערוץ עמידים טטרודוטוקסין נתרן, NaChBac.

Video: Examining Monosynaptic Connections in Drosophila Using Tetrodotoxin Resistant Sodium Channels

The Organotypic Hippocampal Slice Culture Model for Examining Neuronal Injury

Organotypic hippocampal slice culture is an in vitro method to examine mechanisms of neuronal injury in which the basic architecture and composition of the hippocampus is relatively preserved 1. The organotypic culture system allows for the examination of neuronal, astrocytic and microglial effects, but as an ex vivo preparation, does not address effects of blood flow, or recruitment of peripheral inflammatory cells. To that end, this culture method is frequently used to examine excitotoxic and hypoxic injury to pyramidal neurons of the hippocampus, but has also been used to examine the inflammatory response. Herein we describe the methods for generating hippocampal slice cultures from postnatal rodent brain, administering toxic stimuli to induce neuronal injury, and assaying and quantifying hippocampal neuronal death.

The organoptypic hippocampal slice culture model is an in vitro model used to examine neuronal injury in a variety of paradigms. In this article, we describe the methods for generating slice cultures and quantifying neuronal injury.

תרבות Organotypic בהיפוקמפוס Slice דגם לבחינת פגיעה עצבית

Organotypic hippocampal slice culture is an in vitro method to examine mechanisms of neuronal injury in which the basic architecture and composition of ...

Examining Local Network Processing using Multi-contact Laminar Electrode Recording

Cortical layers are ubiquitous structures throughout neocortex1-4 that consist of highly recurrent local networks. In recent years, significant progress has been made in our understanding of differences in response properties of neurons in different cortical layers5-8, yet there is still a great deal left to learn about whether and how neuronal populations encode information in a laminar-specific manner.
Existing multi-electrode array techniques, although informative for measuring responses across many millimeters of cortical space along the cortical surface, are unsuitable to approach the issue of laminar cortical circuits. Here, we present our method for setting up and recording individual neurons and local field potentials (LFPs) across cortical layers of primary visual cortex (V1) utilizing multi-contact laminar electrodes (Figure 1; Plextrode U-Probe, Plexon Inc).
The methods included are recording device construction, identification of cortical layers, and identification of receptive fields of individual neurons. To identify cortical layers, we measure the evoked response potentials (ERPs) of the LFP time-series using full-field flashed stimuli. We then perform current-source density (CSD) analysis to identify the polarity inversion accompanied by the sink-source configuration at the base of layer 4 (the sink is inside layer 4, subsequently referred to as granular layer9-12). Current-source density is useful because it provides an index of the location, direction, and density of transmembrane current flow, allowing us to accurately position electrodes to record from all layers in a single penetration6, 11, 12.

A fundamental issue in our understanding of cortical circuitry is how networks in different cortical layers encode sensory information. Here we describe electrophysiological techniques utilizing multi-contact laminar electrodes to record single-units and local field potentials and present analyses to identify cortical layers.

בחינת עיבוד הרשת המקומית באמצעות מגע Multi-אלקטרודה למינרית הקלטה

Cortical layers are ubiquitous structures throughout neocortex1-4 that consist of highly recurrent local networks. In recent years, significant progress ...

Correlating Behavioral Responses to fMRI Signals from Human Prefrontal Cortex: Examining Cognitive Processes Using Task Analysis

The aim of this methods paper is to describe how to implement a neuroimaging technique to examine complementary brain processes engaged by two similar tasks. Participants' behavior during task performance in an fMRI scanner can then be correlated to the brain activity using the blood-oxygen-level-dependent signal. We measure behavior to be able to sort correct trials, where the subject performed the task correctly and then be able to examine the brain signals related to correct performance. Conversely, if subjects do not perform the task correctly, and these trials are included in the same analysis with the correct trials we would introduce trials that were not only for correct performance. Thus, in many cases these errors can be used themselves to then correlate brain activity to them. We describe two complementary tasks that are used in our lab to examine the brain during suppression of an automatic responses: the stroop1 and anti-saccade tasks. The emotional stroop paradigm instructs participants to either report the superimposed emotional 'word' across the affective faces or the facial 'expressions' of the face stimuli1,2. When the word and the facial expression refer to different emotions, a conflict between what must be said and what is automatically read occurs. The participant has to resolve the conflict between two simultaneously competing processes of word reading and facial expression. Our urge to read out a word leads to strong 'stimulus-response (SR)' associations; hence inhibiting these strong SR's is difficult and participants are prone to making errors. Overcoming this conflict and directing attention away from the face or the word requires the subject to inhibit bottom up processes which typically directs attention to the more salient stimulus. Similarly, in the anti-saccade task3,4,5,6, where an instruction cue is used to direct only attention to a peripheral stimulus location but then the eye movement is made to the mirror opposite position. Yet again we measure behavior by recording the eye movements of participants which allows for the sorting of the behavioral responses into correct and error trials7 which then can be correlated to brain activity. Neuroimaging now allows researchers to measure different behaviors of correct and error trials that are indicative of different cognitive processes and pinpoint the different neural networks involved.

The goal of our research is to correlate behavior to brain activity. Accurate behavioral measures and imaging techniques allow us to elucidate brain-behavior relationships.

התאמת תגובות התנהגותיות לאותות-fMRI של קליפת המוח הקדם חזיתית האנושי: בחינת תהליכים קוגניטיביים באמצעות ניתוח משימה

The aim of this methods paper is to describe how to implement a neuroimaging technique to examine complementary brain processes engaged by two similar ...

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

ויזואליזציה של Proprioceptors ב<em&gt; תסיסנית</em&gt; זחלים וגלמים

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Multi-photon Intracellular Sodium Imaging Combined with UV-mediated Focal Uncaging of Glutamate in CA1 Pyramidal Neurons

Multi-photon fluorescence microscopy has enabled the analysis of morphological and physiological parameters of brain cells in the intact tissue with high spatial and temporal resolution. Combined with electrophysiology, it is widely used to study activity-related calcium signals in small subcellular compartments such as dendrites and dendritic spines. In addition to calcium transients, synaptic activity also induces postsynaptic sodium signals, the properties of which are only marginally understood. Here, we describe a method for combined whole-cell patch-clamp and multi-photon sodium imaging in cellular micro domains of central neurons. Furthermore, we introduce a modified procedure for ultra-violet (UV)-light-induced uncaging of glutamate, which allows reliable and focal activation of glutamate receptors in the tissue. To this end, whole-cell recordings were performed on Cornu Ammonis subdivision 1 (CA1) pyramidal neurons in acute tissue slices of the mouse hippocampus. Neurons were filled with the sodium-sensitive fluorescent dye SBFI through the patch-pipette, and multi-photon excitation of SBFI enabled the visualization of dendrites and adjacent spines. To establish UV-induced focal uncaging, several parameters including light intensity, volume affected by the UV uncaging beam, positioning of the beam as well as concentration of the caged compound were tested and optimized. Our results show that local perfusion with caged glutamate (MNI-Glutamate) and its focal UV-uncaging result in inward currents and sodium transients in dendrites and spines. Time course and amplitude of both inward currents and sodium signals correlate with the duration of the uncaging pulse. Furthermore, our results show that intracellular sodium signals are blocked in the presence of blockers for ionotropic glutamate receptors, demonstrating that they are mediated by sodium influx though this pathway. In summary, our method provides a reliable tool for the investigation of intracellular sodium signals induced by focal receptor activation in intact brain tissue.

We describe the combination of focal UV-induced photo-activation of neuro-active compounds with whole-cell patch-clamp and multi-photon imaging of intracellular sodium transients in dendrites and spines of hippocampal neurons in acute tissue slices of the mouse brain.

רב פוטון תאית נתרן הדמיה בשילוב עם משחרר רפרוף מיקוד בתיווך UV של גלוטמט בCA1 פירמידת נוירונים

Multi-photon fluorescence microscopy has enabled the analysis of morphological and physiological parameters of brain cells in the intact tissue with high ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

כימות ברזולוציה גבוהה של התנהגות מודרכת ריח<em&gt; תסיסנית melanogaster</em&gt; שימוש ב<em&gt; Flywalk</em&gt; פרדיגמה

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat open surfaces is complex,&#160;including: pausing, turning, and meandering. This complexity in the repertoire of movement hinders detailed analysis of the events occurring during a single crawl stride cycle. To overcome this obstacle, linear agarose channels were made that constrain larval behavior to straight, sustained, rhythmic crawling. In principle, because agarose channels and the Drosophila larval body are both optically clear, the movement of larval structures labeled by genetically-encoded fluorescent probes can be monitored in intact, freely-moving larvae. In the past, larvae were placed in linear channels and crawling at the level of whole organism, segment, and muscle were analyzed1. In the future, larvae crawling in channels can be used for calcium imaging to monitor neuronal activity. Moreover, these methods can be used with larvae of any genotype and with any researcher-designed channel. Thus the protocol presented below is widely applicable for studies using the Drosophila larva as a model to understand motor control.

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

The Drosophila larva is a powerful model system to study neural control of behavior. This publication describes the use of linear agarose channels to elicit sustained bouts of linear crawling and methods to quantify the dynamics of larval structures during repetitive crawling behavior.

שימוש בערוצי Agarose לינארית ללמוד<em&gt; תסיסנית</em&gt; התנהגות זחל זחילה

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

דרך פשוטה למדוד שינויים בהתנהגות שוחרת זכה שימוש<em&gt; תסיסנית</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...

Quantitative Cell Biology of Neurodegeneration in Drosophila Through Unbiased Analysis of Fluorescently Tagged Proteins Using ImageJ

With the rising prevalence of neurodegenerative diseases, it is increasingly important to understand the underlying pathophysiology that leads to neuronal dysfunction and loss. Fluorescence-based imaging tools and technologies enable unprecedented analysis of subcellular neurobiological processes, yet there is still a need for unbiased, reproducible, and accessible approaches for extracting quantifiable data from imaging studies. We have developed a simple and adaptable workflow to extract quantitative data from fluorescence-based imaging studies using Drosophila models of neurodegeneration. Specifically, we describe an easy-to-follow, semi-automated approach using Fiji/ImageJ to analyze two cellular processes: first, we quantify protein aggregate content and profile in the Drosophila optic lobe using fluorescent-tagged mutant huntingtin proteins; and second, we assess autophagy-lysosome flux in the Drosophila visual system with ratiometric-based quantification of a tandem fluorescent reporter of autophagy. Importantly, the protocol outlined here includes a semi-automated segmentation step to ensure all fluorescent structures are analyzed to minimize selection bias and to increase resolution of subtle comparisons. This approach can be extended for the analysis of other cell biological structures and processes implicated in neurodegeneration, such as proteinaceous puncta (stress granules and synaptic complexes), as well as membrane-bound compartments (mitochondria and membrane trafficking vesicles). This method provides a standardized, yet adaptable reference point for image analysis and quantification, and could facilitate reliability and reproducibility across the field, and ultimately enhance mechanistic understanding of neurodegeneration.

Quantitative Cell Biology of Neurodegeneration in Drosophila Through Unbiased Analysis of Fluorescently Tagged Proteins Using ImageJ

We have developed a simple and adaptable workflow to extract quantitative data from fluorescence-imaging-based cell biological studies of protein aggregation and autophagic flux in the central nervous system of Drosophila models of neurodegeneration.

ביולוגיה של התא כמותית של הקשורים ניוון מוחיים ב דרוזופילה דרך ניתוח לא משוחדת של חלבונים מתויגות Fluorescently באמצעות ImageJ

With the rising prevalence of neurodegenerative diseases, it is increasingly important to understand the underlying pathophysiology that leads to neuronal ...

Quantification of Macronutrients Intake in a Thermogenetic Neuronal Screen using Drosophila Larvae

Foraging and feeding behaviors allow animals to access sources of energy and nutrients essential for their development, health, and fitness. Investigating the neuronal regulation of these behaviors is essential for the understanding of the physiological and molecular mechanisms underlying nutritional homeostasis. The use of genetically tractable animal models such as worms, flies, and fish greatly facilitates these types of studies. In the last decade, the fruit fly Drosophila melanogaster has been used as a powerful animal model by neurobiologists investigating the neuronal control of feeding and foraging behaviors. While undoubtedly valuable, most studies examine adult flies. Here, we describe a protocol that takes advantage of the simpler larval nervous system to investigate neuronal substrates controlling feeding behaviors when larvae are exposed to diets differing in their protein and carbohydrates content. Our methods are based on a quantitative colorimetric no-choice feeding assay, performed in the context of a neuronal thermogenetic-activation screen. As a read-out, the amount of food eaten by larvae over a 1 h interval was used when exposed to one of the three dye-labeled diets that differ in their protein to carbohydrates (P:C) ratios. The efficacy of this protocol is demonstrated in the context of a neurogenetic screen in larval Drosophila, by identifying candidate neuronal populations regulating the amount of food eaten in diets of different macronutrient quality. We were also able to classify and group the genotypes tested into phenotypic classes. Besides a brief review of the currently available methods in the literature, the advantages and limitations of these methods are discussed and, also, some suggestions are provided about how this protocol might be adapted to other specific experiments.

Quantification of Macronutrients Intake in a Thermogenetic Neuronal Screen using Drosophila Larvae

Described here is a protocol that enables the colorimetric quantification of the amount of food eaten within a defined interval of time by Drosophila melanogaster larvae exposed to diets of different macronutrient quality. These assays are conducted in the context of a neuronal thermogenetic screen.

כימות צריכת מקרונוטריאנטים במסך עצבי תרמוגנטי באמצעות זחלי דרוזופילה

Foraging and feeding behaviors allow animals to access sources of energy and nutrients essential for their development, health, and fitness. Investigating ...