מחקר זה נתמך על ידי Cuiying Plan Project של בית החולים השני של אוניברסיטת Lanzhou (מענק מס '. PR0121015) ומעבדת המפתח המחוזית של גאנסו לחקר מחלות מערכת השתן (מענק מס' 0412D2).

מחקר זה דבק בהנחיות המפורטות במהדורה השמינית של המדריך לטיפול ושימוש בחיות מעבדה13. המחקר קיבל אישור מוועדת האתיקה של בית החולים השני של אוניברסיטת לאנז'ו ותועד בהתאם להנחיות ARRIVE 2.014. 12-16 חולדות וויסטאר בריאות (שישה זכרים במשקל 290-330 גרם ושש נקבות במשקל 250-280 גרם) בגילאי 12-16 שבועות שוכנו במעבדת בעלי החיים GLP באוניברסיטת לאנז'ו במשך 3 ימים לפני הניסוי בפועל. כלובי החולדות בהם נעשה שימוש היו מסוג R5, בגודל 545 מ"מ x 395 מ"מ x 200 מ"מ, וצוידו בחומר מצע אוטוקלאבי. לכל החולדות ניתנה גישה בלתי מוגבלת הן למזון והן למים. המעבדה שמרה על לחות ממוצעת של 25%, טמפרטורה ממוצעת של 24 מעלות צלזיוס ומחזור אור לסירוגין בין היום ללילה (7:00 בבוקר/19:00). בסיום המחקר, כל בעלי החיים עברו המתת חסד הומנית באמצעות מנת יתר של איזופלורן. למידע מקיף על החומרים והמכשירים בהם נעשה שימוש במחקר זה, עיין בטבלת החומרים.
1. חישוב גודל מדגם ובחירת בעלי חיים
<ol><li>בחר את משוואת המשאבים בשיטה15 כדי להעריך את גודל מדגם בעלי החיים באמצעות משוואה (1). E = המספר הכולל של בעלי חיים − מספר כולל של קבוצות (1) כאשר E היא מידת חופש הניתוח של השונות (ANOVA) ונעה בין 10 ל -20. הערה: במחקר זה, 12 בעלי חיים חולקו לשתי קבוצות A ו - B (שלושה זכרים ושלוש נקבות בכל קבוצה).</li>
	<li>הגדר את התוצאה העיקרית של מחקר זה כשיעור ההצלחה וצריכת הזמן של דגימת דם חוזרת על ידי אדם יחיד.</li>
	<li>הגדירו את מדדי התוצאה המשניים כשינויים במשקל גוף החולדה, צריכת מזון ומים, וכן שכיחות תופעות לוואי (כגון שברים בעצם הבריח, המטומות תת עוריות, דלקת ריאות ותמותה).</li>
	<li>להגדיר דגימת דם מוצלחת כעונה על הקריטריונים הבאים: 1) פחות משלושה נקבים לאיסוף דם יחיד; 2) זמן כולל (מריסון חולדות ועד השלמת איסוף הדם) שלא יעלה על 5 דקות; ו-3) השגת נפח הדם הממוקד תוך קבלת פלזמה שקופה. ראו בכל חריגה מקריטריונים אלה כשל דגימה.</li>
</ol>2. ריסון בעלי חיים ואיסוף דם
הערה: דגימות דם מחולדות מקבוצה A ו-B נאספו על ידי שני חוקרים מנוסים, ששניהם לקחו לפחות 100 דגימות דם. דגימות דם נאספו משתי קבוצות החולדות במשך 96 פעמים במשך 4 ימים. שיטת איסוף דם זו אינה דורשת הרדמה או אמצעי ריסון נוספים עבור החולדות. עם זאת, זה דורש טכניקות טיפול מיומנות.
<ol><li>בשעה 8:00 בבוקר ביום שלפני דגימת הדם (יום 1), הקצו כל חולדה לכלוב האישי שלה בזמן שקילת המזון והמים שלה. לאחר מכן, בקשו מחוקר נוסף, עיוור למדידות, לרשום את משקל החולדות, צריכת המזון וצריכת המים שלהן בכל יום בשעה 8:00 בבוקר מהיום הראשון ואילך.</li>
	<li>כדי לעקוב אחר פרוטוקול זה, תחילה לשאוב דם בשעה 10:00 בבוקר ולאחר מכן בשעה 22:00 בכל יום, לאסוף 0.15 מ"ל של דם לסירוגין מן הוורידים subclavian משני הצדדים. הערה: כמות הדם שיש לאסוף נקבעה לפי הנפח המרבי שהחולדה בעלת המשקל הנמוך ביותר יכלה לסבול תוך שבוע.</li>
	<li>שוטפים מזרק בנתרן הפרין (25 U/mL) ומחטאים את מקום ההזרקה באלכוהול.</li>
	<li>לטפו בעדינות את עורה האחורי של החולדה וצבטו את צווארה שוב ושוב כדי לעזור לחולדה להירגע (סרטון 1).</li>
	<li>בעזרת האגודל והאצבע המורה של היד הלא דומיננטית, אחזו והרימו את עור הצוואר של החולדה בחוזקה (איור 1A ווידאו 1).</li>
	<li>בעזרת קואורדינציה מהיד הדומיננטית, השתמשו בשלוש האצבעות ובכף היד הנותרות כדי לאבטח את העור האחורי של החולדה ולשתק את הגפיים הקדמיות שלה (איור 1B,C ווידיאו 2). הערה: אם החולדה מתנגדת או נאבקת, ניתן לחזור על הליך זה מספר פעמים כדי לעזור לחולדה להתרגל לטיפול. השלבים הבאים הם המפתח לאיסוף דם מוצלח.</li>
	<li>בעזרת האצבע המורה של היד הלא דומיננטית, דחפו בעדינות כלפי מטה את עור ראשה של החולדה בעוד האצבעות האחרות, יחד עם כף היד, מסייעות לסובב כלפי חוץ את מפרק הכתף. במהלך התהליך הזה, השתמשו ביד הדומיננטית כדי להאריך באופן מלא את מפרק הכתף של החולדה (איור 1D-F ווידאו 2).</li>
	<li>אחזו בחולדה בחוזקה ביד הלא דומיננטית כדי ליישר את ראשה וגופה של החולדה בקו ישר (איור 1G,H). לאחר מכן, השתמשו ביד הדומיננטית כדי לאתר את מיקום עצם הבריח ולאשר את מיקום הניקוב (איור 1I, וידאו 2 ווידאו 3). הערה: גילוח החולדה אינו הכרחי. באיור 1, הגילוח נעשה רק כדי להראות את תנוחת עצם הבריח והניקוב במידה רבה יותר. כאשר מרסנים חולדות, במיוחד חולדות >350 גרם, מתן אפשרות לחולדה להניח את רגליה על משטח מוצק יעזור לתמוך במשקל גופם. בנוסף, על המשנן לעקוב אחר קצב הנשימה של כל חולדה בזמן איסוף הדם כדי לוודא שהריסון אינו הדוק מדי, מה שעלול לגרום למצוקה נשימתית.</li>
	<li>החזקת המזרק במקביל לגוף החולדה ביד הדומיננטית, כאשר קצה המחט פונה כלפי מעלה וסולם המזרק לכיוון הנסיין, שומרים על זווית של כ-15 מעלות עם קו האמצע של גוף החולדה. הכניסו את המחט 0.5 ס"מ מתחת לחריץ עצם הבריח (בצומת של השליש הפרוקסימלי של עצם הבריח ועצם החזה), וודאו שהמחט נשארת מקבילה לגוף החולדה (איור 1J ווידאו 3). הערה: יש להקדיש תשומת לב מיוחדת לזווית ולעומק החדרת המחט כדי למנוע פירסינג בכלי הדם או גרימת נזק בשוגג לכלי דם סמוכים.</li>
	<li>משכו מעט בעדינות את המזרק כדי ליצור לחץ שלילי, המלווה לעיתים קרובות בתחושה מוחשית של פריצת דרך עם הכניסה לכלי הדם (בולט במיוחד במהלך איסוף הדם הראשוני). שמרו על תנוחה זו ואספו 0.1-1.0 מ"ל דם במהירות קבועה לפי הצורך (בהתאם להנחיות IACUC של כ-4-5.3 מ"ל/ק"ג דם בשבוע1) (איור 1K ווידאו 3).</li>
	<li>אם אין דם בעת הניקוב, נסה לכוונן בעדינות את הזווית והעומק של המחט או סובב בעדינות את המזרק (וידאו 3). אם שלושה ניסיונות רצופים באותו צד לא צלחו, עצור את כל הדימום ולאחר מכן עבור לצד הנגדי עבור הנקב. הערה: מומלץ לנקב במהירות דרך העור כדי למנוע מהחולדה להיאבק עקב אי נוחות.</li>
	<li>מרחו צמר גפן נגד המוסטאזיס והחזירו את החולדה לכלוב שלה (סרטון 4).</li>
	<li>לעבד את דגימות הדם בהתאם לדרישות הניסוי.</li>
</ol>3. עיבוד דגימות דם
<ol><li>יש להשליך את מחט המזרק למיכל חד. העבר את הדם שנאסף לתוך צינור מיקרוצנטריפוגה 1.5 מ"ל שנשטף בעבר עם הפרין. הכניסו את הצינור לצנטריפוגה, כוונו אותה לטמפרטורה של 4°C ו-1,200 x g, וצנטריפוגה למשך 10 דקות להפרדת פלזמה. מעבירים את הסרום באמצעות פיפטה פסטר 1.0 מ"ל לתוך צינור מיקרוצנטריפוגה נקי ומאחסנים אותו ב -80 מעלות צלזיוס. הערה: כדי למנוע המוליזה כתוצאה מלחץ, הסר את קצה המחט בעת הצורך. במהלך שאיפת פלזמה, הימנע ציור תאי דם מתחתית הצינור. לעיתים, פני השטח של המזרק עשויים לאסוף פרוות חולדה; היזהר לא לאפשר כל פרווה להיכנס הצינור, כפי שהוא יכול להוביל קרישה.</li>
</ol>4. ניתוח סטטיסטי
<ol><li>להציג את כל הנתונים כממוצע ± סטיית תקן ולבדוק אותם להומוגניות של שונות.</li>
	<li>השתמש במבחן המדויק של פישר כדי להשוות את שיעורי ההצלחה בין קבוצות.</li>
	<li>השתמש במבחן t עצמאי בן שני מדגמים כדי להשוות את האמצעים הכוללים בין שתי הקבוצות.</li>
	<li>השתמש בניתוח שונות (ANOVA) למדידות רציפות כגון זמן דגימת דם, משקל גוף, צריכת מזון וצריכת מים. ניקח בחשבון את P < 0.05 מובהק סטטיסטית.</li>
</ol>

שיטת ניקוב ורידים תת-קלאבית לאיסוף דם חוזר בחולדות מודעות

<ol>
	<li>. Blood collection: The rat IACUC Guideline Available from: <a target="_blank" href="https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/GUIDELINE%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf">https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/GUIDELINE%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf</a> (2022)</li><li>Hattori, N., Takumi, A., Saito, K., Saito, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+serial+cervical+or+tail+blood+sampling+on+toxicity+and+toxicokinetic+evaluation+in+rats.">Effects of serial cervical or tail blood sampling on toxicity and toxicokinetic evaluation in rats.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 45 (10), 599-609 (2020).</li><li>Liu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+blood+collection+from+tail+veins+of+non-anesthetized+mice+with+a+vacuum+blood+collection+system+and+eyeglass+magnifier.">Modified blood collection from tail veins of non-anesthetized mice with a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier.</a> Journal of Visualized Experiments. (144), e65513 (2019).</li><li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repeated+blood+collection+from+tail+vein+of+non-anesthetized+rats+with+a+vacuum+blood+collection+system.">Repeated blood collection from tail vein of non-anesthetized rats with a vacuum blood collection system.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), e55852 (2017).</li><li>Charl&#232;s, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+tail+vein+and+penile+vein+puncture+for+blood+sampling+in+the+rat+model.">Modified tail vein and penile vein puncture for blood sampling in the rat model.</a> Journal of Visualized Experiments. (196), e65513 (2023).</li><li>Wang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repetitive+blood+sampling+from+the+subclavian+vein+of+conscious+rat.">Repetitive blood sampling from the subclavian vein of conscious rat.</a> Journal of Visualized Experiments. (180), e63439 (2022).</li><li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subclavian+vein+puncture+as+an+alternative+method+of+blood+sample+collection+in+rats.">Subclavian vein puncture as an alternative method of blood sample collection in rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (141), e58499 (2018).</li><li>Tochitani, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+microsampling+on+toxicity+assessment+of+hematotoxic+compounds+in+a+general+toxicity+study+in+rats.">Effects of microsampling on toxicity assessment of hematotoxic compounds in a general toxicity study in rats.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 47 (7), 269-276 (2022).</li><li>Harikrishnan, V. S., Hansen, A. K., Abelson, K. S., S&#248;rensen, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+various+methods+of+blood+sampling+in+mice+and+rats:+Effects+on+animal+welfare.">A comparison of various methods of blood sampling in mice and rats: Effects on animal welfare.</a> Laboratory Animals. 52 (3), 253-264 (2018).</li><li>Yokoyama, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lack+of+toxicological+influences+by+microsampling+(50+&#181;L)+from+jugular+vein+of+rats+in+a+collaborative+28-day+study.">Lack of toxicological influences by microsampling (50 &#181;L) from jugular vein of rats in a collaborative 28-day study.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 45 (6), 319-325 (2020).</li><li>Korfmacher, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Utility+of+capillary+microsampling+for+rat+pharmacokinetic+studies:+Comparison+of+tail-vein+bleed+to+jugular+vein+cannula+sampling.">Utility of capillary microsampling for rat pharmacokinetic studies: Comparison of tail-vein bleed to jugular vein cannula sampling.</a> Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 76, 7-14 (2015).</li><li>Lu, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microsurgical+skills+of+establishing+permanent+jugular+vein+cannulation+in+rats+for+serial+blood+sampling+of+orally+administered+drug.">Microsurgical skills of establishing permanent jugular vein cannulation in rats for serial blood sampling of orally administered drug.</a> Journal of Visualized Experiments. (178), e63167 (2021).</li><li>National Research Council of the National Academies, Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , (2011).</li><li>Perciedu Sert, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+ARRIVE+guidelines+2.0:+updated+guidelines+for+reporting+animal+research.">The ARRIVE guidelines 2.0: updated guidelines for reporting animal research.</a> The Journal of Physiology. 598 (18), 3793-3801 (2020).</li><li>Charan, J., Kantharia, N. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+to+calculate+sample+size+in+animal+studies.">How to calculate sample size in animal studies.</a> Journal of Pharmacology &amp; Pharmacotherapeutics. 4 (4), 303-306 (2013).</li><li>Turner, P. V., Pang, D. S., Lofgren, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+pain+assessment+methods+in+laboratory+rodents.">A review of pain assessment methods in laboratory rodents.</a> Comparative Medicine. 69 (6), 451-467 (2019).</li><li>Kurata, M., Misawa, K., Noguchi, N., Kasuga, Y., Matsumoto, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+blood+collection+imitating+toxicokinetic+study+on+rat+hematological+parameters.">Effect of blood collection imitating toxicokinetic study on rat hematological parameters.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 22 (3), 231-238 (1997).</li><li>Zeller, W., Weber, H., Panoussis, B., B&#252;rge, T., Bergmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refinement+of+blood+sampling+from+the+sublingual+vein+of+rats.">Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats.</a> Laboratory Animals. 32 (4), 369-376 (1998).</li></ol>

למחברים אין אינטרסים כספיים או לא פיננסיים רלוונטיים לחשוף.

למרות שאיסוף דם של ורידים בזנב הוא השיטה הנפוצה ביותר לדגימת דם חוזרת בחולדות, הוא עשוי להיות מושפע מתרופות הרדמה, ובשל גודלו הקטן של וריד הזנב, כמות הדם שניתן לאסוף במקרה אחד מוגבלת, מה שמוביל למשך איסוף דם ארוך יותר 4,5. למרות שמערכות ספקטרומטריית מסה דו-צדד?...

<a href="https://app.jove.com/t/6595">This corrects</a> the article <a href="https://dx.doi.org/10.3791/66075">10.3791/66075</a>

An erratum was issued for: <a href="https://www.jove.com/t/66075">Subclavian Vein Blood Sampling in Conscious Rats</a>. The Discussion section was&#160;updated.

Erratum: Subclavian Vein Blood Sampling in Conscious Rats

חולדות הן אחת מחיות הניסוי הנפוצות ביותר, וישנן דרכים רבות להשיג דגימות דם. עבור ניסויים הכוללים איסוף דם יחיד בשלב הסיום, כמות מספקת של דם ניתן להשיג באמצעות ניקוב לב או איסוף דם אבי העורקים הבטני1. עם זאת, מחקרים מסוימים דורשים איסוף דם חוזר מחולדות לצורך בדיקת דם שגרתית או ביוכימית, במיוחד במחקרי פרמקוקינטיקה וטוקסיקולוגיה, שבהם נדרשת איסוף דם חוזר כדי לקבוע את הספיגה, ההפצה והמטבוליזם של תרופות2.
כיום, למרות שאיסוף דם וורידי זנב היא השיטה הנפוצה ביותר לדגימת דם מחולדות, למרות שאינה דורשת הרדמה, שיטה זו יכולה להיות מאתגרת לאיסוף חוזר, ונפח הדם שנאסף קטן יחסית 3,4. בנוסף, למרות שניתן לאסוף דם מהוורידים הספנוס והפין , כמות הדם המתקבלת מוגבלת, והרדמה נדרשת 1,5. יתר על כן, דגימות דם שנאספו ממקלעת הוורידים התת-לסתית, כמו גם ורידים תת-לשוניים, ג'וגולריים וסובקלאביים מספקים דגימות באיכות גבוהה יותר, אך בדרך כלל דורשים הרדמה או סיוע של מספר אנשים 1,6,7,8,9. לבסוף, איסוף דם רטרו-אורביטלי בסינוסים/תעלה לא רק מצריך הרדמה, אלא גם עלול לגרום לפציעה ולחץ לחולדות9.
איכות דגימות הדם המתקבלות בדרך כלל מוורידים ראשיים היא בדרך כלל ברמה הגבוהה ביותר1. כיום, מחקרים מסוימים מצאו כי מיקרו-דגימה רציפה דרך הווריד הצווארי היא שיטה מתאימה מאוד למחקר טוקסיקולוגי בחולדות, אם כי שיטה זו דורשת בדרך כלל צנתור ורידים ג'וגולרי 10,11,12. לכן, כדאי לבחון כיצד להשיג דגימות דם באיכות גבוהה בהתאם לעיקרון 3R של מחקר בבעלי חיים ללא התערבות כירורגית. מטרת המחקר הייתה להציג שיטה לשאיבה יעילה של דם מהווריד הסובקלאבי בחולדות. טכניקה זו מאפשרת איסוף מהיר של דגימות משביעות רצון באמצעות הליך של אדם אחד ללא צורך בהרדמה.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.75% normal saline</td>
			<td>Gansu Fuzheng Pharmaceutical Technology Co., Ltd.</td>
			<td>&#8212;&#8212;</td>
			<td>Prepared heparin sodium solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL Pasteur pipette&#160;</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BS-XG-01-NS</td>
			<td>Blood collection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL syringe (26 G, 0.45 mm x 12 mm)</td>
			<td>Shinva Medical Instrument Co.,Ltd.</td>
			<td>0.45*12RWLB</td>
			<td>Blood collection&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.5 mL Eppendorf tube</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BS-15-M</td>
			<td>Blood storage and collection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>75% medical alcohol</td>
			<td>Shandong Lircon Medical Technology Co., Ltd.</td>
			<td>&#8212;&#8212;</td>
			<td>Disinfection of rat blood collection site</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge tube holder</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BS-05/15-SM60</td>
			<td>&#8212;&#8212;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electronic scale</td>
			<td>Shanghai PUCHUN Measure Instrument Co., Ltd.</td>
			<td>JE1002</td>
			<td>Weigh</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin sodium injection</td>
			<td>Hebei Changshan Biochemical Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>&#8212;&#8212;</td>
			<td>Rinse the syringe and EP tube; dilute with normal saline to 25 U/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low temperature centrifuge</td>
			<td>HuNan Xiang Yi Centrifuge Instrument&#160; Co., Ltd.</td>
			<td>&#160;H1750R</td>
			<td>Separation of serum</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

subclavian vein blood sampling in conscious rats

ישנן מספר שיטות מבוססות לקבלת דגימות דם חוזרות מחולדות, כאשר השיטות הנפוצות ביותר הן דגימת ורידים צידיים בזנב ללא הרדמה ודגימת ורידים ג'וגולריים בהרדמה. עם זאת, רוב השיטות הללו דורשות סיוע וציוד הרדמה ולעיתים מציבות קשיים מבחינת איסוף הדם או האיכות הירודה של דגימות הדם. בנוסף, שיטות איסוף דם אלה גוזלות זמן ומשאבי אנוש משמעותיים כאשר נדרשת דגימת דם חוזרת למספר רב של חולדות. מחקר זה מציג טכניקה לדגימת דם חוזרת בחולדות לא מורדמות על ידי אדם מיומן יחיד. דגימות דם משביעות רצון מאוד ניתן להשיג על ידי ניקוב הווריד subclavian. השיטה הדגימה שיעור הצלחה כולל מרשים של 95%, עם זמן חציוני של 2 דקות בלבד מריסון החולדות ועד להשלמת איסוף הדם. יתר על כן, ביצוע איסוף דם רצוף בטווח המיועד אינו גורם נזק לחולדות. שיטה זו שווה לקדם לאיסוף הדם, במיוחד במחקרים פרמקוקינטיים בקנה מידה גדול.

Rats are one of the most common experimental animals, and there are many ways to obtain blood samples. For experiments involving a single blood collection at the concluding stage, a sufficient amount of blood can be obtained through cardiac puncture or abdominal aorta blood collection1. However, some studies require repeated blood collection from rats for routine blood or biochemical analysis, especially in pharmacokinetics and toxicology studies, where repeated blood collection is required to determine the absorption, distribution, and metabolism of drugs2.
Currently, although tail vein blood collection is the most common method for blood sampling from rats, despite not requiring anesthesia, this method can be challenging for repeated collections, and the volume of blood collected is relatively small3,4. Additionally, although blood can be collected from the saphenous and penile veins, the amount of blood obtained is limited, and anesthesia is required1,5. Furthermore, blood samples collected from the submandibular venous plexus, as well as sublingual, jugular, and subclavian veins provide higher-quality samples but typically require anesthesia or the assistance of multiple individuals1,6,7,8,9. Finally, retro-orbital sinus/canal blood collection not only necessitates anesthesia but may also potentially cause injury and stress to the rats9.
The quality of blood samples typically obtained from major veins is generally of the highest standard1. At present, some studies have found that continuous microsampling through the jugular vein is a very suitable method for toxicological research in rats although this method usually requires jugular vein catheterization10,11,12. Therefore, it is worth exploring how to obtain high-quality blood samples in accordance with the 3R principle of animal research without surgical intervention. The objective of this study was to present a method for efficiently extracting blood from the subclavian vein in rats. This technique enables the swift collection of satisfactory samples through a single-person procedure without the need for anesthesia.

מחבר זרקור: פיתוח שיטת איסוף דם יעילה בחולדות לא מורדמות 

דגימת דם של ורידים תת-קלאביים בחולדות מודעות

The scope of our research is centered on devising infection methodologies for collecting blood samples from rats. Our aim is to ensure rapid and set procedures that align with our principle, utilizing minimal manpower and resources. One of the current experimental challenges is to effectively immobilize the rat in a manner that simultaneously maintains the subclavian vein enclosed proximately to the skin surface for optimal blood collection.The advantages of our protocol is that high quality blood samples can be obtained quickly by a person without anesthesizing the rats.

דגימות פלזמה באיכות גבוהה מציגות גוון, בהירות ושקיפות בצבע צהוב-בהיר, ללא כל גוון אדום או קרישה, כפי שמתואר באיור 2A. איור 2B מראה המוליזה (צד שמאל) או קרישה (צד ימין) כתוצאה מפרוצדורות לא נאותות, בהתאמה. במהלך 96 מפגשי איסוף דם בתוך 4 ימים, זמני איסוף הדם היחידים ה...

Watch this Scientific Journal Video about Developing an Efficient Blood Collection Method in Non-Anesthetized Rats at JoVE.com

כאן אנו מציגים שילוב של הגבלת חולדות יעילה ושיטות ניקור ורידים תת-קרקעיות המאפשרות איסוף דם מהיר, בטוח וחוזר בחולדות ללא הרדמה.

There are several established methods for obtaining repeated blood samples from rats, with the most commonly employed methods being lateral tail vein ...

היקף המחקר שלנו מתמקד בפיתוח מתודולוגיות זיהום לאיסוף דגימות דם מחולדות. מטרתנו היא להבטיח נהלים מהירים וקבועים התואמים את העיקרון שלנו, תוך ניצול כוח אדם ומשאבים מינימליים. אחד האתגרים הניסיוניים הנוכחיים הוא לשתק את החולדה ביעילות באופן ששומר בו זמנית על הווריד הסובקלאבי סגור קרוב לפני העור לאיסוף דם אופטימלי.היתרונות של הפרוטוקול שלנו הם שאדם יכול לקבל דגימות דם באיכות גבוהה במהירות מבלי להרדים את החולדות.

subclavian-vein-blood-sampling-in-conscious-rats

Research

JoVE Journal

Medicine

Subclavian Vein Blood Sampling in Conscious Rats

1.2K Views.  Lanzhou University Second Hospital. היקף המחקר שלנו מתמקד בפיתוח מתודולוגיות זיהום לאיסוף דגימות דם מחולדות. מטרתנו היא להבטיח נהלים מהירים וקבועים התואמים את העיקרון שלנו, תוך ניצול כוח אדם ומשאבים מינימליים. אחד האתגרים הניסיוניים הנוכחיים הוא לשתק את החולדה ביעילות באופן ששומר בו זמנית על הווריד הסובקלא...

Video: מחבר זרקור: פיתוח שיטת איסוף דם יעילה בחולדות לא מורדמות 

There are several established methods for obtaining repeated blood samples from rats, with the most commonly employed methods being lateral tail vein sampling without anesthesia and jugular vein sampling with anesthesia. However, most of these methods require assistance and anesthetic equipment and sometimes pose difficulties in terms of blood collection or the poor quality of blood samples. In addition, these methods of blood collection consume significant time and human resources when repeated blood sampling is required for a large number of rats. This study presents a technique for repetitive blood sampling in non-anesthetized rats by a single proficient individual. Highly satisfactory blood samples can be obtained by puncturing the subclavian vein. The method demonstrated an impressive overall success rate of 95%, with a median time of merely 2 min from rat restraint to the completion of blood collection. Furthermore, performing consecutive blood collections within the designated range does not inflict any harm on the rats. This method is worth promoting for blood collection, especially in large-scale pharmacokinetic studies.

Here we present a combination of effective rat restriction and subclavian vein puncture methods that enable rapid, safe, and repeated blood collection in rats without anesthesia.

Subclavian Vein Puncture Blood Collection and Observation of Secondary Outcome Measures in Rats

On the day of the blood sampling, place the rat in the cage at 8:00 AM.Weigh the food and water and place them in the cage. Define successful blood sampling based on the following criteria. Have a blinded researcher record the rat's weight, food consumption, and water intake daily at 8:00 AM.Next, gently stroke the rat's back skin and pinch its neck repeatedly to help the rat relax.Using the non-dominant hand's thumb and index finger, grip and lift the rat's neck skin. Using the remaining three fingers and the palm of the non-dominant hand, secure the rat's back skin, and with the help of the dominant hand, immobilize its front limbs. Using the non-dominant hand's index finger, gently push down on the rat's head skin.Rotate the shoulder joint outwardly with the other fingers along the palm while the dominant hand fully extends the shoulder joint. Grip the rat firmly with the non-dominant hand to align its head and body in a straight line. Locate the clavicle with the dominant hand and confirm the injection site.Disinfect the site with alcohol, then flush the syringe with sodium heparin. Hold the syringe parallel to the rat's body and the dominant hand with the needle tip facing upwards and the syringe scale toward the experimenter. Insert the needle 0.5 centimeters below the clavicle notch.Gently withdraw the syringe to create negative pressure, collecting 0.1 to 1 milliliters of blood at a constant speed. Apply a cotton swab for hemostasis and return the rat to its cage. Average blood collection times for groups A and B were similar over 96 hours.Blood collection success rates were 93.8%for group A and 95.8%for group B, with no significant difference. Group A had a shorter average blood collection time on the second day compared to the fourth day. The number of attempts for successful blood collection averaged 1.21 for group A and 1.17 for group B.More attempts and longer puncture times indicated higher failure rates.Both groups showed steady weight gain over four days. Water and food intake remained relatively constant among rats of the same sex.