Este estudo foi apoiado pelo Projeto Plano Cuiying do Lanzhou University Second Hospital (Grant No. PR0121015) e Gansu Provincial Key Laboratory of Urinary System Disease Research (Processo nº 0412D2).

Este estudo seguiu as diretrizes descritas na 8ª edição do Guide for the Care and Use of Laboratory Animals13. A pesquisa recebeu aprovação do Comitê de Ética do Lanzhou University Second Hospital e foi documentada em conformidade com as diretrizes do ARRIVE 2.014. Doze ratos Wistar saudáveis (seis machos pesando 290-330 g e seis fêmeas pesando 250-280 g) com idades entre 12-16 semanas foram acomodados no Laboratório de Animais GLP da Universidade de Lanzhou por 3 dias antes do experimento real. As gaiolas utilizadas foram do tipo R5, medindo 545 mm x 395 mm x 200 mm, e equipadas com material de cama autoclavado. Todos os ratos tiveram acesso irrestrito a água e ração. O laboratório manteve umidade média de 25%, temperatura média de 24 °C e ciclo de luz alternado entre dia e noite (7h00/19h00). Na conclusão do estudo, todos os animais foram sacrificados humanamente usando uma overdose de isoflurano. Para obter informações abrangentes sobre os materiais e instrumentos empregados neste estudo, consulte a Tabela de Materiais.
1. Cálculo do tamanho da amostra e seleção dos animais
<ol><li>Escolha o método da equação do recurso15 para estimar o tamanho da amostra animal usando a equação (1). E = Número total de animais − Número total de grupos (1) Onde E é o grau de liberdade de análise de variância (ANOVA) e varia de 10 a 20. OBS: Neste estudo, 12 animais foram divididos em dois grupos A e B (três machos e três fêmeas por grupo).</li>
	<li>Definir o desfecho primário deste estudo como a taxa de sucesso e o consumo de tempo de repetidas coletas de sangue por um único indivíduo.</li>
	<li>Definir as medidas de desfecho secundário como alterações no peso corporal do rato, ingestão de alimento e água, bem como a incidência de eventos adversos (como fraturas da clavícula, hematomas subcutâneos, pneumotórax e mortalidade).</li>
	<li>Definir coleta de sangue bem-sucedida como atendendo aos seguintes critérios: i) menos de três punções para uma única coleta de sangue; ii) um tempo total (desde a contenção do rato até a conclusão da coleta de sangue) não superior a 5 min; e iii) atingir o volume sanguíneo desejado durante a obtenção de plasma claro. Considere qualquer desvio desses critérios uma falha de amostragem.</li>
</ol>2. Contenção de animais e coleta de sangue
NOTA: Amostras de sangue de ratos do grupo A e B foram coletadas por dois pesquisadores experientes, ambos com pelo menos 100 amostras de sangue. Amostras de sangue foram coletadas de ambos os grupos de ratos por um total de 96 vezes ao longo de 4 dias. Este método de coleta de sangue não requer anestesia ou dispositivos de retenção adicionais para os ratos. No entanto, necessita de técnicas de manuseio hábeis.
<ol><li>Às 8:00 da manhã do dia anterior à coleta de sangue (dia 1), atribua cada rato à sua gaiola individual enquanto sua comida e água são pesadas. Em seguida, peça a outro pesquisador, cego para as medidas, que registre o peso, o consumo de alimentos e a ingestão de água dos ratos todos os dias às 8:00 da manhã a partir do dia 1.</li>
	<li>Para seguir esse protocolo, primeiramente a coleta de sangue às 10:00 horas e depois às 22:00 horas todos os dias, coletando-se 0,15 mL de sangue alternadamente das veias subclávias de ambos os lados. NOTA: A quantidade de sangue a ser coletada foi determinada pelo volume máximo que o rato de menor peso poderia tolerar dentro de uma semana.</li>
	<li>Lave uma seringa com heparina sódica (25 U/mL) e desinfete o local da injeção com álcool.</li>
	<li>Acaricie suavemente a pele das costas do rato e aperte seu pescoço repetidamente para ajudar o rato a relaxar (Vídeo 1).</li>
	<li>Com o polegar e o indicador da mão não dominante, segure e levante firmemente a pele do pescoço do rato (Figura 1A e Vídeo 1).</li>
	<li>Com coordenação da mão dominante, utilizar os três dedos restantes e a palma da mão não dominante para fixar a pele posterior do rato e imobilizar seus membros anteriores (Figura 1B,C e Vídeo 2). NOTA: Se o rato resistir ou lutar, este procedimento pode ser repetido várias vezes para ajudar o rato a se acostumar com o manuseio. Os passos a seguir são fundamentais para o sucesso da coleta de sangue.</li>
	<li>Usando o dedo indicador da mão não dominante, empurre suavemente para baixo a pele da cabeça do rato, enquanto os outros dedos, juntamente com a palma da mão, ajudam a girar externamente a articulação do ombro. Durante esse processo, utilizar a mão dominante para estender totalmente a articulação do ombro do rato (Figura 1D-F e Vídeo 2).</li>
	<li>Segure o rato firmemente com a mão não dominante para alinhar a cabeça e o corpo do rato em linha reta (Figura 1G,H). Em seguida, utilizar a mão dominante para localizar a posição da clavícula e confirmar o local da punção (Figura 1I, Vídeo 2 e Vídeo 3). NOTA: Não é necessário raspar o rato. Na Figura 1, a tricotomia foi realizada apenas para maior extensão da clavícula e da punção. Ao conter ratos, especialmente ratos >350 g, permitir que o rato apoie seus pés em uma superfície sólida ajudará a suportar seu peso corporal. Além disso, o retentor deve monitorar a frequência respiratória de cada rato durante a coleta de sangue para garantir que a contenção não seja muito apertada, o que pode causar desconforto respiratório.</li>
	<li>Segurando a seringa paralela ao corpo do rato na mão dominante, com a ponta da agulha voltada para cima e a escala da seringa em direção ao experimentador, mantenha um ângulo de aproximadamente 15° com a linha média do corpo do rato. Inserir a agulha 0,5 cm abaixo da incisura da clavícula (na junção do terço proximal da clavícula com o esterno), garantindo que a agulha permaneça paralela ao corpo do rato (Figura 1J e Vídeo 3). NOTA: Atenção especial deve ser dada ao ângulo e profundidade da inserção da agulha para evitar perfurar o vaso sanguíneo ou causar danos inadvertidos aos vasos adjacentes.</li>
	<li>Retire suavemente a seringa ligeiramente para criar uma pressão negativa, muitas vezes acompanhada por uma sensação palpável de ruptura ao entrar no vaso sanguíneo (particularmente pronunciada durante a colheita de sangue inicial). Manter essa posição e coletar 0,1-1,0 mL de sangue em velocidade constante, conforme necessário (seguindo as diretrizes da IACUC de aproximadamente 4-5,3 mL/kg de sangue por semana1) (Figura 1K e Vídeo 3).</li>
	<li>Se não houver sangue no momento da punção, tente ajustar suavemente o ângulo e a profundidade da agulha ou gire suavemente a seringa (Vídeo 3). Se três tentativas consecutivas do mesmo lado não forem bem-sucedidas, pare todo o sangramento e, em seguida, mude para o lado oposto para a punção. NOTA: A punção rápida através da pele é aconselhável para evitar que o rato lute devido ao desconforto.</li>
	<li>Aplicar um cotonete para hemostasia e retornar o rato à sua gaiola (Vídeo 4).</li>
	<li>Processar as amostras de sangue de acordo com as exigências experimentais.</li>
</ol>3. Processamento de amostras de sangue
<ol><li>Descarte a agulha da seringa em um recipiente para materiais perfurocortantes. Transferir o sangue coletado para um tubo de microcentrífuga de 1,5 mL previamente lavado com heparina. Coloque o tubo em uma centrífuga, fixando-o a 4 °C e 1.200 x g, e centrifugue por 10 min para separar o plasma. Transfira o soro utilizando uma pipeta de Pasteur de 1,0 ml para um tubo de microcentrífuga limpo e armazene-o a -80 °C. NOTA: Para evitar hemólise devido à pressão, remova a ponta da agulha quando necessário. Durante a aspiração de plasma, evite retirar células sanguíneas do fundo do tubo. Ocasionalmente, a superfície da seringa pode coletar pelos de ratos; Tome cuidado para não permitir que nenhum pelo entre no tubo, pois pode levar à coagulação.</li>
</ol>4. Análise estatística
<ol><li>Apresentar todos os dados como média ± desvio padrão e testá-los quanto à homogeneidade da variância.</li>
	<li>Use o teste exato de Fisher para comparar as taxas de sucesso entre os grupos.</li>
	<li>Use um teste t independente para duas amostras para comparar as médias gerais entre os dois grupos.</li>
	<li>Use a análise de variância (ANOVA) para medidas contínuas, como tempo de coleta de sangue, peso corporal, ingestão alimentar e consumo de água. Considere P < 0,05 estatisticamente significante.</li>
</ol>

Método de punção da veia subclávia para coleta repetida de sangue em ratos conscientes

<ol>
	<li>. Blood collection: The rat IACUC Guideline Available from: <a target="_blank" href="https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/GUIDELINE%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf">https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/GUIDELINE%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf</a> (2022)</li><li>Hattori, N., Takumi, A., Saito, K., Saito, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+serial+cervical+or+tail+blood+sampling+on+toxicity+and+toxicokinetic+evaluation+in+rats.">Effects of serial cervical or tail blood sampling on toxicity and toxicokinetic evaluation in rats.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 45 (10), 599-609 (2020).</li><li>Liu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+blood+collection+from+tail+veins+of+non-anesthetized+mice+with+a+vacuum+blood+collection+system+and+eyeglass+magnifier.">Modified blood collection from tail veins of non-anesthetized mice with a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier.</a> Journal of Visualized Experiments. (144), e65513 (2019).</li><li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repeated+blood+collection+from+tail+vein+of+non-anesthetized+rats+with+a+vacuum+blood+collection+system.">Repeated blood collection from tail vein of non-anesthetized rats with a vacuum blood collection system.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), e55852 (2017).</li><li>Charl&#232;s, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+tail+vein+and+penile+vein+puncture+for+blood+sampling+in+the+rat+model.">Modified tail vein and penile vein puncture for blood sampling in the rat model.</a> Journal of Visualized Experiments. (196), e65513 (2023).</li><li>Wang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repetitive+blood+sampling+from+the+subclavian+vein+of+conscious+rat.">Repetitive blood sampling from the subclavian vein of conscious rat.</a> Journal of Visualized Experiments. (180), e63439 (2022).</li><li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subclavian+vein+puncture+as+an+alternative+method+of+blood+sample+collection+in+rats.">Subclavian vein puncture as an alternative method of blood sample collection in rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (141), e58499 (2018).</li><li>Tochitani, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+microsampling+on+toxicity+assessment+of+hematotoxic+compounds+in+a+general+toxicity+study+in+rats.">Effects of microsampling on toxicity assessment of hematotoxic compounds in a general toxicity study in rats.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 47 (7), 269-276 (2022).</li><li>Harikrishnan, V. S., Hansen, A. K., Abelson, K. S., S&#248;rensen, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+various+methods+of+blood+sampling+in+mice+and+rats:+Effects+on+animal+welfare.">A comparison of various methods of blood sampling in mice and rats: Effects on animal welfare.</a> Laboratory Animals. 52 (3), 253-264 (2018).</li><li>Yokoyama, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lack+of+toxicological+influences+by+microsampling+(50+&#181;L)+from+jugular+vein+of+rats+in+a+collaborative+28-day+study.">Lack of toxicological influences by microsampling (50 &#181;L) from jugular vein of rats in a collaborative 28-day study.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 45 (6), 319-325 (2020).</li><li>Korfmacher, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Utility+of+capillary+microsampling+for+rat+pharmacokinetic+studies:+Comparison+of+tail-vein+bleed+to+jugular+vein+cannula+sampling.">Utility of capillary microsampling for rat pharmacokinetic studies: Comparison of tail-vein bleed to jugular vein cannula sampling.</a> Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 76, 7-14 (2015).</li><li>Lu, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microsurgical+skills+of+establishing+permanent+jugular+vein+cannulation+in+rats+for+serial+blood+sampling+of+orally+administered+drug.">Microsurgical skills of establishing permanent jugular vein cannulation in rats for serial blood sampling of orally administered drug.</a> Journal of Visualized Experiments. (178), e63167 (2021).</li><li>National Research Council of the National Academies, Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , (2011).</li><li>Perciedu Sert, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+ARRIVE+guidelines+2.0:+updated+guidelines+for+reporting+animal+research.">The ARRIVE guidelines 2.0: updated guidelines for reporting animal research.</a> The Journal of Physiology. 598 (18), 3793-3801 (2020).</li><li>Charan, J., Kantharia, N. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+to+calculate+sample+size+in+animal+studies.">How to calculate sample size in animal studies.</a> Journal of Pharmacology &amp; Pharmacotherapeutics. 4 (4), 303-306 (2013).</li><li>Turner, P. V., Pang, D. S., Lofgren, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+pain+assessment+methods+in+laboratory+rodents.">A review of pain assessment methods in laboratory rodents.</a> Comparative Medicine. 69 (6), 451-467 (2019).</li><li>Kurata, M., Misawa, K., Noguchi, N., Kasuga, Y., Matsumoto, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+blood+collection+imitating+toxicokinetic+study+on+rat+hematological+parameters.">Effect of blood collection imitating toxicokinetic study on rat hematological parameters.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 22 (3), 231-238 (1997).</li><li>Zeller, W., Weber, H., Panoussis, B., B&#252;rge, T., Bergmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refinement+of+blood+sampling+from+the+sublingual+vein+of+rats.">Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats.</a> Laboratory Animals. 32 (4), 369-376 (1998).</li></ol>

Os autores não têm interesses financeiros ou não financeiros relevantes a divulgar.

Embora a coleta de sangue da veia caudal seja o método mais comum para repetidas coletas de sangue em ratos, ela pode ser influenciada por drogas anestésicas e, devido ao pequeno tamanho da veia caudal, a quantidade de sangue que pode ser coletada em um único momento é limitada, levando a um maior tempo de coleta de sangue 4,5. Embora sistemas de cromatografia líquida de alta eficiência (HPLC) - espectrometria de massas em tandem (MS/MS) combinados com micr...

<a href="https://app.jove.com/t/6595">This corrects</a> the article <a href="https://dx.doi.org/10.3791/66075">10.3791/66075</a>

An erratum was issued for: <a href="https://www.jove.com/t/66075">Subclavian Vein Blood Sampling in Conscious Rats</a>. The Discussion section was&#160;updated.

Erratum: Subclavian Vein Blood Sampling in Conscious Rats

Os ratos são um dos animais experimentais mais comuns, e existem muitas maneiras de obter amostras de sangue. Para experimentos que envolvam uma única coleta de sangue na fase final, uma quantidade suficiente de sangue pode ser obtida por punção cardíaca ou coleta de sangue da aorta abdominal1. No entanto, alguns estudos requerem repetidas coletas de sangue de ratos para análises de rotina de sangue ou bioquímicas, especialmente em estudos farmacocinéticos e toxicológicos, onde coletas repetidas de sangue são necessárias para determinar a absorção, distribuição e metabolismo de drogas2.
Atualmente, embora a coleta de sangue da veia caudal seja o método mais comum para coleta de sangue de ratos, apesar de não necessitar de anestesia, esse método pode ser desafiador para coletas repetidas, e o volume de sangue coletado é relativamente pequeno 3,4. Além disso, embora o sangue possa ser coletado das veias safena e peniana, a quantidade de sangue obtida é limitada, sendo necessária anestesia 1,5. Além disso, amostras de sangue coletadas do plexo venoso submandibular, bem como das veias sublingual, jugular e subclávia fornecem amostras de melhor qualidade, mas tipicamente requerem anestesia ou assistência de múltiplos indivíduos 1,6,7,8,9. Finalmente, a coleta de sangue do seio retro-orbital/canal não só necessita de anestesia, mas também pode potencialmente causar lesão e estresse aos ratos9.
A qualidade das amostras de sangue tipicamente obtidas das principais veias é geralmente do mais alto padrão1. Atualmente, alguns estudos constataram que a microamostragem contínua através da veia jugular é um método muito adequado para pesquisa toxicológica em ratos, embora esse método geralmente necessite de cateterização da veia jugular10,11,12. Portanto, vale a pena explorar como obter amostras de sangue de alta qualidade de acordo com o princípio 3R da pesquisa animal sem intervenção cirúrgica. O objetivo deste estudo foi apresentar um método eficiente de extração de sangue da veia subclávia em ratos. Esta técnica permite a rápida coleta de amostras satisfatórias através de um procedimento unipessoal, sem a necessidade de anestesia.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.75% normal saline</td>
			<td>Gansu Fuzheng Pharmaceutical Technology Co., Ltd.</td>
			<td>&#8212;&#8212;</td>
			<td>Prepared heparin sodium solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL Pasteur pipette&#160;</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BS-XG-01-NS</td>
			<td>Blood collection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL syringe (26 G, 0.45 mm x 12 mm)</td>
			<td>Shinva Medical Instrument Co.,Ltd.</td>
			<td>0.45*12RWLB</td>
			<td>Blood collection&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.5 mL Eppendorf tube</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BS-15-M</td>
			<td>Blood storage and collection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>75% medical alcohol</td>
			<td>Shandong Lircon Medical Technology Co., Ltd.</td>
			<td>&#8212;&#8212;</td>
			<td>Disinfection of rat blood collection site</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge tube holder</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BS-05/15-SM60</td>
			<td>&#8212;&#8212;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electronic scale</td>
			<td>Shanghai PUCHUN Measure Instrument Co., Ltd.</td>
			<td>JE1002</td>
			<td>Weigh</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin sodium injection</td>
			<td>Hebei Changshan Biochemical Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>&#8212;&#8212;</td>
			<td>Rinse the syringe and EP tube; dilute with normal saline to 25 U/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low temperature centrifuge</td>
			<td>HuNan Xiang Yi Centrifuge Instrument&#160; Co., Ltd.</td>
			<td>&#160;H1750R</td>
			<td>Separation of serum</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

subclavian vein blood sampling in conscious rats

Existem vários métodos estabelecidos para a obtenção de repetidas amostras de sangue de ratos, sendo os métodos mais comumente empregados a amostragem da veia caudal lateral sem anestesia e a amostragem da veia jugular com anestesia. No entanto, a maioria desses métodos requer assistência e equipamentos anestésicos e, por vezes, apresentam dificuldades em termos de coleta de sangue ou da má qualidade das amostras de sangue. Além disso, esses métodos de coleta de sangue consomem tempo e recursos humanos significativos quando amostras repetidas de sangue são necessárias para um grande número de ratos. Este estudo apresenta uma técnica de coleta repetitiva de sangue em ratos não anestesiados por um único indivíduo proficiente . Amostras de sangue altamente satisfatórias podem ser obtidas puncionando a veia subclávia. O método demonstrou uma impressionante taxa de sucesso global de 95%, com um tempo mediano de apenas 2 min desde a contenção do rato até a conclusão da coleta de sangue. Além disso, a realização de coletas consecutivas de sangue dentro da faixa designada não causa nenhum dano aos ratos. Este método vale a pena promover para a coleta de sangue, especialmente em estudos farmacocinéticos em larga escala.

Rats are one of the most common experimental animals, and there are many ways to obtain blood samples. For experiments involving a single blood collection at the concluding stage, a sufficient amount of blood can be obtained through cardiac puncture or abdominal aorta blood collection1. However, some studies require repeated blood collection from rats for routine blood or biochemical analysis, especially in pharmacokinetics and toxicology studies, where repeated blood collection is required to determine the absorption, distribution, and metabolism of drugs2.
Currently, although tail vein blood collection is the most common method for blood sampling from rats, despite not requiring anesthesia, this method can be challenging for repeated collections, and the volume of blood collected is relatively small3,4. Additionally, although blood can be collected from the saphenous and penile veins, the amount of blood obtained is limited, and anesthesia is required1,5. Furthermore, blood samples collected from the submandibular venous plexus, as well as sublingual, jugular, and subclavian veins provide higher-quality samples but typically require anesthesia or the assistance of multiple individuals1,6,7,8,9. Finally, retro-orbital sinus/canal blood collection not only necessitates anesthesia but may also potentially cause injury and stress to the rats9.
The quality of blood samples typically obtained from major veins is generally of the highest standard1. At present, some studies have found that continuous microsampling through the jugular vein is a very suitable method for toxicological research in rats although this method usually requires jugular vein catheterization10,11,12. Therefore, it is worth exploring how to obtain high-quality blood samples in accordance with the 3R principle of animal research without surgical intervention. The objective of this study was to present a method for efficiently extracting blood from the subclavian vein in rats. This technique enables the swift collection of satisfactory samples through a single-person procedure without the need for anesthesia.

Autor em destaque: Desenvolvendo um método eficiente de coleta de sangue em ratos não anestesiados 

Coleta de sangue da veia subclávia em ratos conscientes

The scope of our research is centered on devising infection methodologies for collecting blood samples from rats. Our aim is to ensure rapid and set procedures that align with our principle, utilizing minimal manpower and resources. One of the current experimental challenges is to effectively immobilize the rat in a manner that simultaneously maintains the subclavian vein enclosed proximately to the skin surface for optimal blood collection.The advantages of our protocol is that high quality blood samples can be obtained quickly by a person without anesthesizing the rats.

Espécimes de plasma de alta qualidade exibem uma tonalidade amarelo-pálida, clareza e transparência, desprovidos de qualquer coloração vermelha ou coagulação, como mostrado na Figura 2A. A Figura 2B mostra hemólise (lado esquerdo) ou coagulação (lado direito) como resultado de procedimentos inadequados, respectivamente. Ao longo de 96 sessões de coleta de sangue em 4 dias, os tempos médios de coleta única para os grupos A e ...

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Apresentamos aqui uma combinação de métodos eficazes de restrição em ratos e punção da veia subclávia que permitem a coleta de sangue rápida, segura e repetida em ratos sem anestesia.

There are several established methods for obtaining repeated blood samples from rats, with the most commonly employed methods being lateral tail vein ...

O escopo de nossa pesquisa está centrado na elaboração de metodologias de infecção para coleta de amostras de sangue de ratos. Nosso objetivo é garantir procedimentos rápidos e alinhados com nosso princípio, utilizando o mínimo de mão de obra e recursos. Um dos desafios experimentais atuais é imobilizar efetivamente o rato de forma a manter simultaneamente a veia subclávia fechada proximalmente à superfície da pele para uma ótima coleta de sangue.As vantagens do nosso protocolo é que amostras de sangue de alta qualidade podem ser obtidas rapidamente por uma pessoa sem anestesiar os ratos.

subclavian-vein-blood-sampling-in-conscious-rats

Research

JoVE Journal

Medicine

Subclavian Vein Blood Sampling in Conscious Rats

1.2K visualizações.  Lanzhou University Second Hospital. O escopo de nossa pesquisa está centrado na elaboração de metodologias de infecção para coleta de amostras de sangue de ratos. Nosso objetivo é garantir procedimentos rápidos e alinhados com nosso princípio, utilizando o mínimo de mão de obra e recursos. Um dos desafios experimentais atuais é imobilizar efetivamente o rato de forma a manter simultaneamente a veia subclávia fechada proximalmente à superfície da pele para uma ótima coleta de sangue.As vantagens do nosso pr...

Vídeo: Autor em destaque: Desenvolvendo um método eficiente de coleta de sangue em ratos não anestesiados 

There are several established methods for obtaining repeated blood samples from rats, with the most commonly employed methods being lateral tail vein sampling without anesthesia and jugular vein sampling with anesthesia. However, most of these methods require assistance and anesthetic equipment and sometimes pose difficulties in terms of blood collection or the poor quality of blood samples. In addition, these methods of blood collection consume significant time and human resources when repeated blood sampling is required for a large number of rats. This study presents a technique for repetitive blood sampling in non-anesthetized rats by a single proficient individual. Highly satisfactory blood samples can be obtained by puncturing the subclavian vein. The method demonstrated an impressive overall success rate of 95%, with a median time of merely 2 min from rat restraint to the completion of blood collection. Furthermore, performing consecutive blood collections within the designated range does not inflict any harm on the rats. This method is worth promoting for blood collection, especially in large-scale pharmacokinetic studies.

Here we present a combination of effective rat restriction and subclavian vein puncture methods that enable rapid, safe, and repeated blood collection in rats without anesthesia.

Medicina

Subclavian Vein Puncture Blood Collection and Observation of Secondary Outcome Measures in Rats

On the day of the blood sampling, place the rat in the cage at 8:00 AM.Weigh the food and water and place them in the cage. Define successful blood sampling based on the following criteria. Have a blinded researcher record the rat's weight, food consumption, and water intake daily at 8:00 AM.Next, gently stroke the rat's back skin and pinch its neck repeatedly to help the rat relax.Using the non-dominant hand's thumb and index finger, grip and lift the rat's neck skin. Using the remaining three fingers and the palm of the non-dominant hand, secure the rat's back skin, and with the help of the dominant hand, immobilize its front limbs. Using the non-dominant hand's index finger, gently push down on the rat's head skin.Rotate the shoulder joint outwardly with the other fingers along the palm while the dominant hand fully extends the shoulder joint. Grip the rat firmly with the non-dominant hand to align its head and body in a straight line. Locate the clavicle with the dominant hand and confirm the injection site.Disinfect the site with alcohol, then flush the syringe with sodium heparin. Hold the syringe parallel to the rat's body and the dominant hand with the needle tip facing upwards and the syringe scale toward the experimenter. Insert the needle 0.5 centimeters below the clavicle notch.Gently withdraw the syringe to create negative pressure, collecting 0.1 to 1 milliliters of blood at a constant speed. Apply a cotton swab for hemostasis and return the rat to its cage. Average blood collection times for groups A and B were similar over 96 hours.Blood collection success rates were 93.8%for group A and 95.8%for group B, with no significant difference. Group A had a shorter average blood collection time on the second day compared to the fourth day. The number of attempts for successful blood collection averaged 1.21 for group A and 1.17 for group B.More attempts and longer puncture times indicated higher failure rates.Both groups showed steady weight gain over four days. Water and food intake remained relatively constant among rats of the same sex.