Questo studio è stato sostenuto dal Cuiying Plan Project del Secondo Ospedale dell'Università di Lanzhou (Grant No. PR0121015) e il Laboratorio Chiave Provinciale del Gansu per la Ricerca sulle Malattie del Sistema Urinario (Grant No. 0412D2).

Questo studio ha aderito alle linee guida delineate nell'ottava edizione della Guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio13. La ricerca ha ricevuto l'approvazione del Comitato Etico del Secondo Ospedale dell'Università di Lanzhou ed è stata documentata in aderenza alle linee guida ARRIVE 2.014. Dodici ratti Wistar sani (sei maschi del peso di 290-330 g e sei femmine del peso di 250-280 g) di età compresa tra 12 e 16 settimane sono stati ospitati nel GLP Animal Laboratory dell'Università di Lanzhou per 3 giorni prima dell'esperimento vero e proprio. Le gabbie per topi utilizzate erano del tipo R5, misuravano 545 mm x 395 mm x 200 mm ed erano dotate di materiale di lettiera autoclavato. A tutti i ratti è stato fornito libero accesso sia al cibo che all'acqua. Il laboratorio ha mantenuto un'umidità media del 25%, una temperatura media di 24 °C e un ciclo di luce alternato tra giorno e notte (7:00/19:00). Al termine dello studio, tutti gli animali sono stati sottoposti a eutanasia utilizzando una dose eccessiva di isoflurano. Per informazioni complete sui materiali e gli strumenti utilizzati in questo studio, fare riferimento alla Tabella dei materiali.
1. Calcolo della dimensione del campione e selezione degli animali
<ol><li>Scegliere il metodo15 dell'equazione delle risorse per stimare la dimensione del campione animale utilizzando l'equazione (1). E = Numero totale di animali − Numero totale di gruppi (1) Dove E è il grado di libertà di analisi della varianza (ANOVA) e varia da 10 a 20. NOTA: In questo studio, 12 animali sono stati divisi in due gruppi A e B (tre maschi e tre femmine per gruppo).</li>
	<li>Definire l'esito primario di questo studio come il tasso di successo e il consumo di tempo di ripetuti prelievi di sangue da parte di un singolo individuo.</li>
	<li>Definire le misure di esito secondarie come variazioni del peso corporeo del ratto, dell'assunzione di cibo e acqua, nonché dell'incidenza di eventi avversi (come fratture della clavicola, ematomi sottocutanei, pneumotorace e mortalità).</li>
	<li>Definire il successo del prelievo di sangue come rispondente ai seguenti criteri: i) meno di tre punture per un singolo prelievo di sangue; ii) un tempo totale (dalla contenzione dei ratti al completamento del prelievo di sangue) non superiore a 5 minuti; e iii) raggiungere il volume sanguigno desiderato ottenendo plasma chiaro. Considerare qualsiasi deviazione da questi criteri un errore di campionamento.</li>
</ol>2. Contenzione degli animali e raccolta del sangue
NOTA: I campioni di sangue dei ratti di gruppo A e B sono stati raccolti da due ricercatori esperti, entrambi i quali avevano prelevato almeno 100 campioni di sangue. I campioni di sangue sono stati raccolti da entrambi i gruppi di ratti per un totale di 96 volte nel corso di 4 giorni. Questo metodo di raccolta del sangue non richiede anestesia o dispositivi di contenzione aggiuntivi per i ratti. Tuttavia, richiede tecniche di manipolazione esperte.
<ol><li>Alle 8:00 del giorno prima del prelievo di sangue (giorno 1), assegnare ogni ratto alla sua gabbia individuale mentre vengono pesati il cibo e l'acqua. Quindi, chiedi a un altro ricercatore, cieco alle misurazioni, di registrare il peso dei ratti, il consumo di cibo e l'assunzione di acqua ogni giorno alle 8:00 dal giorno 1 in poi.</li>
	<li>Per seguire questo protocollo, prelevare il sangue prima alle 10:00 e poi alle 22:00 ogni giorno, raccogliendo 0,15 ml di sangue alternativamente dalle vene succlavia su entrambi i lati. NOTA: La quantità di sangue da raccogliere è stata determinata dal volume massimo che il ratto di peso più basso poteva tollerare entro una settimana.</li>
	<li>Sciacquare una siringa con eparina di sodio (25 U/mL) e disinfettare il sito di iniezione con alcol.</li>
	<li>Accarezza delicatamente la pelle della schiena del ratto e pizzica ripetutamente il collo per aiutarlo a rilassarsi (Video 1).</li>
	<li>Usando il pollice e l'indice della mano non dominante, afferrare e sollevare saldamente la pelle del collo del ratto (Figura 1A e Video 1).</li>
	<li>Con la coordinazione della mano dominante, utilizzare le restanti tre dita e il palmo della mano non dominante per fissare la pelle posteriore del ratto e immobilizzare gli arti anteriori (Figura 1B, C e Video 2). NOTA: Se il ratto resiste o lotta, questa procedura può essere ripetuta più volte per aiutare il ratto ad abituarsi alla manipolazione. I seguenti passaggi sono fondamentali per il successo della raccolta del sangue.</li>
	<li>Usando il dito indice della mano non dominante, spingi delicatamente verso il basso sulla pelle della testa del ratto mentre le altre dita, insieme al palmo, aiutano a ruotare verso l'esterno l'articolazione della spalla. Durante questo processo, utilizzare la mano dominante per estendere completamente l'articolazione della spalla del ratto (Figura 1D-F e Video 2).</li>
	<li>Afferrare saldamente il ratto con la mano non dominante per allineare la testa e il corpo del ratto in linea retta (Figura 1G,H). Quindi, utilizzare la mano dominante per individuare la posizione della clavicola e confermare il sito di puntura (Figura 1I, Video 2 e Video 3). NOTA: La rasatura del ratto non è necessaria. Nella Figura 1, la rasatura è stata eseguita solo per mostrare la clavicola e la posizione della puntura in misura maggiore. Quando si trattengono i ratti, in particolare i ratti > 350 g, consentire al ratto di appoggiare le zampe su una superficie solida aiuterà a sostenere il loro peso corporeo. Inoltre, il dispositivo di ritenuta deve monitorare la frequenza respiratoria di ciascun ratto durante la raccolta del sangue per garantire che il sistema di ritenuta non sia troppo stretto, il che potrebbe causare difficoltà respiratorie.</li>
	<li>Tenendo la siringa parallela al corpo del ratto nella mano dominante, con la punta dell'ago rivolta verso l'alto e la bilancia della siringa rivolta verso lo sperimentatore, mantenere un angolo di circa 15° con la linea mediana del corpo del ratto. Inserire l'ago 0,5 cm sotto la tacca della clavicola (alla giunzione del terzo prossimale della clavicola e dello sterno), assicurandosi che l'ago rimanga parallelo al corpo del ratto (Figura 1J e Video 3). NOTA: Prestare particolare attenzione all'angolo e alla profondità di inserimento dell'ago per evitare di perforare il vaso sanguigno o causare danni involontari ai vasi adiacenti.</li>
	<li>Estrarre delicatamente la siringa per creare una pressione negativa, spesso accompagnata da una sensazione palpabile di rottura all'ingresso nel vaso sanguigno (particolarmente pronunciata durante il prelievo di sangue iniziale). Mantenere questa posizione e raccogliere 0,1-1,0 mL di sangue a velocità costante secondo necessità (seguendo le linee guida IACUC di circa 4-5,3 mL/kg di sangue a settimana1) (Figura 1K e Video 3).</li>
	<li>Se non c'è sangue durante la puntura, provare a regolare delicatamente l'angolazione e la profondità dell'ago o ruotare delicatamente la siringa (Video 3). Se tre tentativi consecutivi sullo stesso lato non hanno successo, interrompere tutte le emorragie e poi passare al lato opposto per la puntura. NOTA: Si consiglia una rapida puntura attraverso la pelle per evitare che il ratto si dibatta a causa del disagio.</li>
	<li>Applicare un batuffolo di cotone per l'emostasi e riportare il ratto nella sua gabbia (Video 4).</li>
	<li>Elaborare i campioni di sangue in base ai requisiti sperimentali.</li>
</ol>3. Elaborazione del campione di sangue
<ol><li>Smaltire l'ago della siringa in un contenitore per oggetti taglienti. Trasferire il sangue raccolto in una provetta da microcentrifuga da 1,5 mL precedentemente risciacquata con eparina. Mettere la provetta in una centrifuga, impostandola a 4 °C e 1.200 x g, e centrifugare per 10 minuti per separare il plasma. Trasferire il siero utilizzando una pipetta Pasteur da 1,0 mL in una provetta per microcentrifuga pulita e conservarlo a -80 °C. NOTA: Per prevenire l'emolisi dovuta alla pressione, rimuovere la punta dell'ago quando necessario. Durante l'aspirazione del plasma, evitare di prelevare le cellule del sangue dal fondo della provetta. Occasionalmente, la superficie della siringa potrebbe raccogliere pelo di ratto; Fare attenzione a non far entrare il pelo nel tubo, poiché può portare alla coagulazione.</li>
</ol>4. Analisi statistica
<ol><li>Presentare tutti i dati come media ± deviazione standard e testarli per l'omogeneità della varianza.</li>
	<li>Usa il test esatto di Fisher per confrontare le percentuali di successo tra i gruppi.</li>
	<li>Utilizzare un test t indipendente a due campioni per confrontare le medie complessive tra i due gruppi.</li>
	<li>Utilizzare l'analisi della varianza (ANOVA) per misurazioni continue come il tempo di prelievo del sangue, il peso corporeo, l'assunzione di cibo e il consumo di acqua. Si consideri statisticamente significativo P < 0,05.</li>
</ol>

Metodo di puntura della vena succlavia per la raccolta ripetuta del sangue nei ratti coscienti

<ol>
	<li>. Blood collection: The rat IACUC Guideline Available from: <a target="_blank" href="https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/GUIDELINE%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf">https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/GUIDELINE%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf</a> (2022)</li><li>Hattori, N., Takumi, A., Saito, K., Saito, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+serial+cervical+or+tail+blood+sampling+on+toxicity+and+toxicokinetic+evaluation+in+rats.">Effects of serial cervical or tail blood sampling on toxicity and toxicokinetic evaluation in rats.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 45 (10), 599-609 (2020).</li><li>Liu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+blood+collection+from+tail+veins+of+non-anesthetized+mice+with+a+vacuum+blood+collection+system+and+eyeglass+magnifier.">Modified blood collection from tail veins of non-anesthetized mice with a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier.</a> Journal of Visualized Experiments. (144), e65513 (2019).</li><li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repeated+blood+collection+from+tail+vein+of+non-anesthetized+rats+with+a+vacuum+blood+collection+system.">Repeated blood collection from tail vein of non-anesthetized rats with a vacuum blood collection system.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), e55852 (2017).</li><li>Charl&#232;s, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+tail+vein+and+penile+vein+puncture+for+blood+sampling+in+the+rat+model.">Modified tail vein and penile vein puncture for blood sampling in the rat model.</a> Journal of Visualized Experiments. (196), e65513 (2023).</li><li>Wang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repetitive+blood+sampling+from+the+subclavian+vein+of+conscious+rat.">Repetitive blood sampling from the subclavian vein of conscious rat.</a> Journal of Visualized Experiments. (180), e63439 (2022).</li><li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subclavian+vein+puncture+as+an+alternative+method+of+blood+sample+collection+in+rats.">Subclavian vein puncture as an alternative method of blood sample collection in rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (141), e58499 (2018).</li><li>Tochitani, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+microsampling+on+toxicity+assessment+of+hematotoxic+compounds+in+a+general+toxicity+study+in+rats.">Effects of microsampling on toxicity assessment of hematotoxic compounds in a general toxicity study in rats.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 47 (7), 269-276 (2022).</li><li>Harikrishnan, V. S., Hansen, A. K., Abelson, K. S., S&#248;rensen, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+various+methods+of+blood+sampling+in+mice+and+rats:+Effects+on+animal+welfare.">A comparison of various methods of blood sampling in mice and rats: Effects on animal welfare.</a> Laboratory Animals. 52 (3), 253-264 (2018).</li><li>Yokoyama, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lack+of+toxicological+influences+by+microsampling+(50+&#181;L)+from+jugular+vein+of+rats+in+a+collaborative+28-day+study.">Lack of toxicological influences by microsampling (50 &#181;L) from jugular vein of rats in a collaborative 28-day study.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 45 (6), 319-325 (2020).</li><li>Korfmacher, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Utility+of+capillary+microsampling+for+rat+pharmacokinetic+studies:+Comparison+of+tail-vein+bleed+to+jugular+vein+cannula+sampling.">Utility of capillary microsampling for rat pharmacokinetic studies: Comparison of tail-vein bleed to jugular vein cannula sampling.</a> Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 76, 7-14 (2015).</li><li>Lu, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microsurgical+skills+of+establishing+permanent+jugular+vein+cannulation+in+rats+for+serial+blood+sampling+of+orally+administered+drug.">Microsurgical skills of establishing permanent jugular vein cannulation in rats for serial blood sampling of orally administered drug.</a> Journal of Visualized Experiments. (178), e63167 (2021).</li><li>National Research Council of the National Academies, Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , (2011).</li><li>Perciedu Sert, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+ARRIVE+guidelines+2.0:+updated+guidelines+for+reporting+animal+research.">The ARRIVE guidelines 2.0: updated guidelines for reporting animal research.</a> The Journal of Physiology. 598 (18), 3793-3801 (2020).</li><li>Charan, J., Kantharia, N. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+to+calculate+sample+size+in+animal+studies.">How to calculate sample size in animal studies.</a> Journal of Pharmacology &amp; Pharmacotherapeutics. 4 (4), 303-306 (2013).</li><li>Turner, P. V., Pang, D. S., Lofgren, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+pain+assessment+methods+in+laboratory+rodents.">A review of pain assessment methods in laboratory rodents.</a> Comparative Medicine. 69 (6), 451-467 (2019).</li><li>Kurata, M., Misawa, K., Noguchi, N., Kasuga, Y., Matsumoto, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+blood+collection+imitating+toxicokinetic+study+on+rat+hematological+parameters.">Effect of blood collection imitating toxicokinetic study on rat hematological parameters.</a> The Journal of Toxicological Sciences. 22 (3), 231-238 (1997).</li><li>Zeller, W., Weber, H., Panoussis, B., B&#252;rge, T., Bergmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refinement+of+blood+sampling+from+the+sublingual+vein+of+rats.">Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats.</a> Laboratory Animals. 32 (4), 369-376 (1998).</li></ol>

Gli autori non hanno interessi finanziari o non finanziari rilevanti da divulgare.

Sebbene la raccolta del sangue della vena caudale sia il metodo più comune per il prelievo ripetuto di sangue nei ratti, potrebbe essere influenzata dai farmaci anestetici e, a causa delle piccole dimensioni della vena caudale, la quantità di sangue che può essere raccolta in un singolo caso è limitata, portando a una maggiore durata della raccolta del sangue 4,5. Sebbene i sistemi di cromatografia liquida ad alte prestazioni (HPLC) e spettrometria di massa t...

<a href="https://app.jove.com/t/6595">This corrects</a> the article <a href="https://dx.doi.org/10.3791/66075">10.3791/66075</a>

An erratum was issued for: <a href="https://www.jove.com/t/66075">Subclavian Vein Blood Sampling in Conscious Rats</a>. The Discussion section was&#160;updated.

Erratum: Subclavian Vein Blood Sampling in Conscious Rats

I ratti sono uno degli animali da esperimento più comuni e ci sono molti modi per ottenere campioni di sangue. Per gli esperimenti che prevedono un singolo prelievo di sangue nella fase conclusiva, è possibile ottenere una quantità sufficiente di sangue mediante puntura cardiaca o prelievo di sangue dell'aorta addominale1. Tuttavia, alcuni studi richiedono la raccolta ripetuta di sangue dai ratti per analisi del sangue o biochimiche di routine, specialmente negli studi di farmacocinetica e tossicologia, in cui è necessaria una raccolta ripetuta di sangue per determinare l'assorbimento, la distribuzione e il metabolismo dei farmaci2.
Attualmente, sebbene la raccolta del sangue della vena caudale sia il metodo più comune per il prelievo di sangue dai ratti, nonostante non richieda l'anestesia, questo metodo può essere impegnativo per raccolte ripetute e il volume di sangue raccolto è relativamente piccolo 3,4. Inoltre, sebbene il sangue possa essere raccolto dalle vene safene e del pene, la quantità di sangue ottenuta è limitata ed è necessaria l'anestesia 1,5. Inoltre, i campioni di sangue prelevati dal plesso venoso sottomandibolare, così come dalle vene sublinguali, giugulari e succlavia forniscono campioni di qualità superiore, ma in genere richiedono l'anestesia o l'assistenza di più individui 1,6,7,8,9. Infine, la raccolta di sangue del seno/canale retro-orbitale non solo richiede l'anestesia, ma può anche potenzialmente causare lesioni e stress ai ratti9.
La qualità dei campioni di sangue tipicamente ottenuti dalle vene principali è generalmente di altissimo livello1. Attualmente, alcuni studi hanno scoperto che il microcampionamento continuo attraverso la vena giugulare è un metodo molto adatto per la ricerca tossicologica nei ratti, sebbene questo metodo di solito richieda il cateterismo della vena giugulare 10,11,12. Pertanto, vale la pena esplorare come ottenere campioni di sangue di alta qualità secondo il principio delle 3R della ricerca sugli animali senza intervento chirurgico. L'obiettivo di questo studio era quello di presentare un metodo per estrarre in modo efficiente il sangue dalla vena succlavia nei ratti. Questa tecnica consente la rapida raccolta di campioni soddisfacenti attraverso una procedura da parte di una sola persona senza la necessità di anestesia.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.75% normal saline</td>
			<td>Gansu Fuzheng Pharmaceutical Technology Co., Ltd.</td>
			<td>&#8212;&#8212;</td>
			<td>Prepared heparin sodium solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL Pasteur pipette&#160;</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BS-XG-01-NS</td>
			<td>Blood collection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL syringe (26 G, 0.45 mm x 12 mm)</td>
			<td>Shinva Medical Instrument Co.,Ltd.</td>
			<td>0.45*12RWLB</td>
			<td>Blood collection&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.5 mL Eppendorf tube</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BS-15-M</td>
			<td>Blood storage and collection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>75% medical alcohol</td>
			<td>Shandong Lircon Medical Technology Co., Ltd.</td>
			<td>&#8212;&#8212;</td>
			<td>Disinfection of rat blood collection site</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge tube holder</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BS-05/15-SM60</td>
			<td>&#8212;&#8212;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electronic scale</td>
			<td>Shanghai PUCHUN Measure Instrument Co., Ltd.</td>
			<td>JE1002</td>
			<td>Weigh</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin sodium injection</td>
			<td>Hebei Changshan Biochemical Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>&#8212;&#8212;</td>
			<td>Rinse the syringe and EP tube; dilute with normal saline to 25 U/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low temperature centrifuge</td>
			<td>HuNan Xiang Yi Centrifuge Instrument&#160; Co., Ltd.</td>
			<td>&#160;H1750R</td>
			<td>Separation of serum</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

subclavian vein blood sampling in conscious rats

Esistono diversi metodi consolidati per ottenere campioni di sangue ripetuti dai ratti, con i metodi più comunemente impiegati che sono il campionamento della vena caudale laterale senza anestesia e il campionamento della vena giugulare con anestesia. Tuttavia, la maggior parte di questi metodi richiede assistenza e attrezzature anestetiche e talvolta pone difficoltà in termini di raccolta del sangue o di scarsa qualità dei campioni di sangue. Inoltre, questi metodi di raccolta del sangue consumano molto tempo e risorse umane quando è necessario un campionamento ripetuto del sangue per un gran numero di ratti. Questo studio presenta una tecnica per il campionamento ripetitivo del sangue in ratti non anestetizzati da parte di un singolo individuo esperto. Campioni di sangue altamente soddisfacenti possono essere ottenuti perforando la vena succlavia. Il metodo ha dimostrato un impressionante tasso di successo complessivo del 95%, con un tempo mediano di soli 2 minuti dalla contenzione del ratto al completamento della raccolta del sangue. Inoltre, l'esecuzione di prelievi di sangue consecutivi all'interno dell'intervallo designato non infligge alcun danno ai ratti. Questo metodo merita di essere promosso per la raccolta del sangue, soprattutto negli studi di farmacocinetica su larga scala.

Rats are one of the most common experimental animals, and there are many ways to obtain blood samples. For experiments involving a single blood collection at the concluding stage, a sufficient amount of blood can be obtained through cardiac puncture or abdominal aorta blood collection1. However, some studies require repeated blood collection from rats for routine blood or biochemical analysis, especially in pharmacokinetics and toxicology studies, where repeated blood collection is required to determine the absorption, distribution, and metabolism of drugs2.
Currently, although tail vein blood collection is the most common method for blood sampling from rats, despite not requiring anesthesia, this method can be challenging for repeated collections, and the volume of blood collected is relatively small3,4. Additionally, although blood can be collected from the saphenous and penile veins, the amount of blood obtained is limited, and anesthesia is required1,5. Furthermore, blood samples collected from the submandibular venous plexus, as well as sublingual, jugular, and subclavian veins provide higher-quality samples but typically require anesthesia or the assistance of multiple individuals1,6,7,8,9. Finally, retro-orbital sinus/canal blood collection not only necessitates anesthesia but may also potentially cause injury and stress to the rats9.
The quality of blood samples typically obtained from major veins is generally of the highest standard1. At present, some studies have found that continuous microsampling through the jugular vein is a very suitable method for toxicological research in rats although this method usually requires jugular vein catheterization10,11,12. Therefore, it is worth exploring how to obtain high-quality blood samples in accordance with the 3R principle of animal research without surgical intervention. The objective of this study was to present a method for efficiently extracting blood from the subclavian vein in rats. This technique enables the swift collection of satisfactory samples through a single-person procedure without the need for anesthesia.

Autore in primo piano: Sviluppo di un metodo efficiente di raccolta del sangue in ratti non anestetizzati 

Prelievo di sangue della vena succlavia nei ratti coscienti

The scope of our research is centered on devising infection methodologies for collecting blood samples from rats. Our aim is to ensure rapid and set procedures that align with our principle, utilizing minimal manpower and resources. One of the current experimental challenges is to effectively immobilize the rat in a manner that simultaneously maintains the subclavian vein enclosed proximately to the skin surface for optimal blood collection.The advantages of our protocol is that high quality blood samples can be obtained quickly by a person without anesthesizing the rats.

I campioni di plasma di alta qualità mostrano una tonalità giallo pallido, chiarezza e trasparenza, privi di qualsiasi sfumatura rossa o coagulazione, come illustrato nella Figura 2A. La Figura 2B mostra rispettivamente l'emolisi (lato sinistro) o la coagulazione (lato destro) a causa di procedure improprie. Nel corso di 96 sessioni di raccolta del sangue in 4 giorni, i tempi medi di prelievo di sangue singolo per i gruppi A e B</stron...

Watch this Scientific Journal Video about Developing an Efficient Blood Collection Method in Non-Anesthetized Rats at JoVE.com

Qui presentiamo una combinazione di efficaci metodi di restrizione dei ratti e puntura della vena succlavia che consentono una raccolta di sangue rapida, sicura e ripetuta nei ratti senza anestesia.

There are several established methods for obtaining repeated blood samples from rats, with the most commonly employed methods being lateral tail vein ...

Lo scopo della nostra ricerca è incentrato sull'ideazione di metodologie di infezione per la raccolta di campioni di sangue dai ratti. Il nostro obiettivo è quello di garantire procedure rapide e impostate che siano in linea con il nostro principio, utilizzando manodopera e risorse minime. Una delle attuali sfide sperimentali è quella di immobilizzare efficacemente il ratto in modo da mantenere contemporaneamente la vena succlavia chiusa prossimamente alla superficie cutanea per una raccolta ottimale del sangue.Il vantaggio del nostro protocollo è che campioni di sangue di alta qualità possono essere ottenuti rapidamente da una persona senza anestesia dei ratti.

subclavian-vein-blood-sampling-in-conscious-rats

Research

JoVE Journal

Medicine

Subclavian Vein Blood Sampling in Conscious Rats

1.2K Views.  Lanzhou University Second Hospital. Lo scopo della nostra ricerca è incentrato sull'ideazione di metodologie di infezione per la raccolta di campioni di sangue dai ratti. Il nostro obiettivo è quello di garantire procedure rapide e impostate che siano in linea con il nostro principio, utilizzando manodopera e risorse minime. Una delle attuali sfide sperimentali è quella di immobilizzare efficacemente il ratto in modo da mantenere contemporaneamente la vena succlavia chiusa prossimamente alla superficie cutanea per una raccol...

Video: Autore in primo piano: Sviluppo di un metodo efficiente di raccolta del sangue in ratti non anestetizzati 

There are several established methods for obtaining repeated blood samples from rats, with the most commonly employed methods being lateral tail vein sampling without anesthesia and jugular vein sampling with anesthesia. However, most of these methods require assistance and anesthetic equipment and sometimes pose difficulties in terms of blood collection or the poor quality of blood samples. In addition, these methods of blood collection consume significant time and human resources when repeated blood sampling is required for a large number of rats. This study presents a technique for repetitive blood sampling in non-anesthetized rats by a single proficient individual. Highly satisfactory blood samples can be obtained by puncturing the subclavian vein. The method demonstrated an impressive overall success rate of 95%, with a median time of merely 2 min from rat restraint to the completion of blood collection. Furthermore, performing consecutive blood collections within the designated range does not inflict any harm on the rats. This method is worth promoting for blood collection, especially in large-scale pharmacokinetic studies.

Here we present a combination of effective rat restriction and subclavian vein puncture methods that enable rapid, safe, and repeated blood collection in rats without anesthesia.

Ricerca

Medicina

Subclavian Vein Puncture Blood Collection and Observation of Secondary Outcome Measures in Rats

On the day of the blood sampling, place the rat in the cage at 8:00 AM.Weigh the food and water and place them in the cage. Define successful blood sampling based on the following criteria. Have a blinded researcher record the rat's weight, food consumption, and water intake daily at 8:00 AM.Next, gently stroke the rat's back skin and pinch its neck repeatedly to help the rat relax.Using the non-dominant hand's thumb and index finger, grip and lift the rat's neck skin. Using the remaining three fingers and the palm of the non-dominant hand, secure the rat's back skin, and with the help of the dominant hand, immobilize its front limbs. Using the non-dominant hand's index finger, gently push down on the rat's head skin.Rotate the shoulder joint outwardly with the other fingers along the palm while the dominant hand fully extends the shoulder joint. Grip the rat firmly with the non-dominant hand to align its head and body in a straight line. Locate the clavicle with the dominant hand and confirm the injection site.Disinfect the site with alcohol, then flush the syringe with sodium heparin. Hold the syringe parallel to the rat's body and the dominant hand with the needle tip facing upwards and the syringe scale toward the experimenter. Insert the needle 0.5 centimeters below the clavicle notch.Gently withdraw the syringe to create negative pressure, collecting 0.1 to 1 milliliters of blood at a constant speed. Apply a cotton swab for hemostasis and return the rat to its cage. Average blood collection times for groups A and B were similar over 96 hours.Blood collection success rates were 93.8%for group A and 95.8%for group B, with no significant difference. Group A had a shorter average blood collection time on the second day compared to the fourth day. The number of attempts for successful blood collection averaged 1.21 for group A and 1.17 for group B.More attempts and longer puncture times indicated higher failure rates.Both groups showed steady weight gain over four days. Water and food intake remained relatively constant among rats of the same sex.