המחברים רוצים להביע את תודתנו על התמיכה והניסיון הטכני המשותפים לצוות המעבדה הביו-רפואית, בית החולים האוניברסיטאי אלבורג, דנמרק.

כל הניסויים המתוארים בבעלי חיים בוצעו בבית החולים האוניברסיטאי אלבורג, דנמרק, בהתאם לחוקים הקיימים ובאישור המפקח הדני על ניסויים בבעלי חיים (רישיון מס' 2020-15-0201-00401). חזיר ביתי, נקבה, כ 40 ק"ג ו 3 חודשים של גיל, שימשו במחקר זה. הפרטים לגבי ריאגנטים וציוד בשימוש מפורטים בטבלת החומרים.
1. דיור נושא
<ol><li>בית נבדקים בקבוצות עם מחזורי אור/חושך של 12 שעות בעטים מאושרים לפחות 7 ימים לפני ההליך הכירורגי כדי להבטיח התאקלמות.</li>
</ol>2. הרדמה ומעקב
<ol><li>הרגיעו את בעל החיים בזריקה תוך שרירית של 2 מ"ל/10 ק"ג תערובת המכילה טילטמין 6.25 מ"ג/מ"ל, קטמין 6.25 מ"ג/מ"ל, זולאזפאם 6.25 מ"ג/מ"ל, בוטורפנול 1.25 מ"ג/מ"ל וקסילזין 6.25 מ"ג/מ"ל.</li>
	<li>הניחו את בעל החיים במצב שכיבה על שמיכת חימום כדי להבטיח ויסות תרמי אופטימלי.</li>
	<li>יש להכניס את הנבדק לאינטובציה עם צינור בגודל 6.57 ולאוורר אותו באופן מכני עם אוויר לא לח, נפח גאות של 8 מ"ל/ק"ג, וקצב נשימה של 16-20 נשימות לדקה בהתאם לריכוזיCO2 של סוף הגאות <6.0 kPa. הערה: זה גם מבטיח מיקום נכון של הצינור בתוך קנה הנשימה.</li>
	<li>יש לשמור על הרדמה על ידי שאיפה של 1% עד 2% sevoflurane.</li>
	<li>יש למרוח משחת עיניים בזהירות על שתי העיניים של הנבדק כדי למנוע יובש במהלך ההרדמה.</li>
	<li>ודא את מידת ההרדמה על ידי בדיקת רפלקסים ריסניים והתאמת sevoflurane בהתאם.</li>
	<li>הכנס קטטר שלפוחית השתן עם מדחום לשלפוחית השתן של הנבדק דרך השופכה כדי לפקח על הטמפרטורה ולאסוף שתן בשקית קטטר.</li>
	<li>עקוב אחר הסימנים החיוניים של בעל החיים לאורך כל ההליך. הערה: סימנים חיוניים כוללים דופק, לחץ דם עורקי מתמשך, טמפרטורה ו-CO2 סופי.</li>
	<li>הכנס קטטר ורידי מרכזי (נדן 6 Fr) לווריד הצוואר הימני על ידי ניקור מלעורית והשתמש בו לעירוי מלח רציף (NaCl, 0.9%), עירוי תרופות והמתת חסד בסוף המחקר.</li>
</ol>3. מיקום בעלי חיים
<ol><li>הניחו את הנושא במצב נוטה כשהראש מורם ומיוצב בעזרת שקי חול עד שהעצם הקדמית כמעט אופקית כדי להבטיח מיקום אופטימלי. הערה: ודא שהראש משותק במידה מסוימת כדי למנוע תנועה לא רצויה.</li>
	<li>יש לגלח את השיער מאתר הניתוח באמצעות גוזם או סכין גילוח.</li>
</ol>4. הכנת ציוד כירורגי
<ol><li>הכינו את ציוד הניתוח כמפורט בטבלת החומרים.</li>
</ol>5. חשיפת העצם הקדמית
<ol><li>זהו את הבולטות העורפית ואת ההיבט הקאודלי של כל פסגה מסלולית עליונה (איור 1) כדי להגדיר את קו האמצע הסגיטלי הצפוי.</li>
	<li>התחל עם חתך קו האמצע באמצעות אזמל מס '24 כדי לחתוך הן את העור ואת aponeurotica galea על periosteum של העצם הקדמית.</li>
	<li>נגבו את הדם במקלונים כירורגיים.</li>
	<li>מפרידים בהדרגה את גליאה אפונוירוטיקה מהעצם הקדמית התחתונה סביב החתך באמצעות רונגור שטוח בקוטר 12 מ"מ.</li>
	<li>השתמשו ברסרקטור כירורגי כדי להפריד את גליאה אפונוירוטיקה ולחשוף את העצם המצחית שמתחתיה (איור 2).</li>
</ol>6. זיהוי נקודות ציון אנטומיות של העצם הקדמית החשופה
<ol><li>זהו את תפר הקשת כנקודת התייחסות לקו האמצע האנטומי ולתפר העטרה (איור 2).</li>
	<li>זהו את שלושת מבני העצם באמצעות מישוש ידני: הבולטות העורפית וההיבט הקאודלי של שני הפסגות האורביטליות העליונות (איור 1 ואיור 3). הערה: ציוני הדרך האלה יוצרים משולש שבתוכו מתבצעת כריתת הגולגולת (איור 1 ואיור 4A).</li>
</ol>7. גישה לדורה מאטר
<ol><li>באמצעות מקדחה פניאומטית מהירה עם בור מעוגל מצופה יהלום (איור 3A), הגדירו כל פינה של מלבן בתוך גבולות המשולש שהוגדר קודם לכן.</li>
	<li>חברו כל פינה עם בור יהלום מעוגל בקוטר 4 מ"מ כדי להבטיח את המיקום הנכון של הפתח (איור 4B).</li>
	<li>מדללים בהדרגה את העצם הקדמית עם בור יהלום מעוגל בקוטר 4 מ"מ עד לחשיפת הדורה מאטר. הערה: הימנעו מיצירת נקודת המגע הראשונה עם הדורה מאטר בקו האמצע, המתאים לתפר הקשת (איור 1), מכיוון שהסינוס הסגיטלי הגבי הגדול נמצא כאן. ניקוב בשלב זה עלול לגרום לדימום ורידי משמעותי.</li>
	<li>השתמש בנקודת המגע הראשונה עם הדורה כדי להעריך חזותית את עובי העצם הקדמית הנותרת.</li>
	<li>ממשיכים לדלל בזהירות את העצם הקדמית במלבן המוגדר באמצעות בור יהלום מעוגל בקוטר 4 מ"מ. הערה: שמור את אבק העצם עבור hemostasis מאוחר יותר של דימום מן הוורידים או spongiosa חשוף של העצם הקדמית.</li>
	<li>יש להחליק דיסקציה בקוטר 3 מ"מ מתחת לעצם הדקה מספיק סביב צלחת העצם ולסדוק אותה בלחץ ידני עדין כדי להרחיב את הפתח לדורה מאטר. הערה: יש להחליף בין קידוח לחיתוך העצם עד לחשיפת נקודות מרובות של הדורה מאטר סביב לוחית העצם.</li>
	<li>החל מלוחים סטריליים עם מזרק כדי לנקות את הנוף.</li>
</ol>8. הסרת צלחת העצם
<ol><li>הכנס את החתך בקוטר 3 מ"מ מתחת ללוחית העצם והפעל לחץ הדרגתי כלפי מטה על הידית שלה כדי לנתק את צלחת העצם. הערה: הדורה מאטר הבסיסית צריכה כעת להיחשף, ולחשוף את קווי המתאר של שתי ההמיספרות המוחיות (איור 5 ואיור 6).</li>
	<li>להעריך את שלמות הדורה מאטר על ידי בדיקה חזותית לדליפות נוזל מוחי (CSF). הערה: שתי ההמיספרות יעלו בפעימה סינכרונית אם אין פגמים משמעותיים בדורה מאטר.</li>
	<li>עצור דימומים ורידיים קלים באמצעות אבק עצם שמור או על ידי יישום זהיר של קרישה מונופולרית או דו קוטבית עם צריבה במתח נמוך. הערה: צפויים דימומים ורידיים קלים מוורידים שליחים או דיפלואיים.</li>
</ol>9. הגנה על דורה מאטר חשופה
<ol><li>כסו את הדורה מאטר החשופה במקלון כירורגי סטרילי ספוג במי מלח סטריליים כדי למנוע התייבשות של הרקמה שמתחתיה.</li>
</ol>10. החדרת צנתרי מיקרודיאליזה (MDC)
<ol><li>השתמש בסינוס הסגיטלי הגבי כהפניה לקו האמצע. יש להניח צנתר מיקרודיאליזה (MDC) בתוך לומן של מחט חד פעמית 18 גרם. חודרים את הדורה מאטר 10 מ"מ לרוחב מהסינוס הסגיטלי הגבי עם המחט בזווית של 10°-15° בכיוון גולגולתי-רוסטרלי עד 20 מ"מ של המחט בתוך הרקמה.</li>
	<li>משכו לאט את המחט תוך הבטחה שה-MDC נשאר באותו מיקום בתוך קליפת המוח השטחית.</li>
	<li>הדקו היטב את הצנתר לעור הסמוך כדי למנוע נקע של ה-MDC. הערה: ודא שקצה ה-MDC אינו בא במגע עם הקצה החד של המחט כדי למנוע נזק.</li>
	<li>חזור על ההליך באמצעות הסינוס הסגיטלי הגבי כהפניה לקו האמצע. מניחים MDC בתוך מחט כמתואר לעיל וחודרים את הדורה מאטר על חצי הכדור הנגדי 15 מ"מ מקו האמצע עם המחט בניצב (זווית 90°).<ol><li>הכנס את המחט 20 מ"מ לפני למשוך אותו לאט כמתואר, משאיר את MDC בתוך רקמת המוח subcortical. אבטח את MDC כמתואר לעיל.</li>
	</ol></li>
	<li>הכינו מזרק פלסטיק חד פעמי 2 מ"ל עם מחט חד פעמית 18 גרם. ממלאים את המזרק עם 0.5 מ"ל של מלוחים סטריליים.</li>
	<li>חודרים את הדורה מאטר 20 מ"מ לרוחב מקו האמצע תוך שמירה על המחט בזווית של 45° מכוונת לכיוון קו האמצע. הכניסו את המחט באיטיות 1 מ"מ בכל פעם תוך שאיפה עדינה עם כל שלב של החדרה.</li>
	<li>שימו לב למזרק במהלך כל שאיפה עד לקבלת נוזל מוחי שדרתי (CSF).</li>
	<li>יש להפריד את המחט מהמזרק תוך שמירה על המחט באותו מיקום אנטומי. הכנס MDC דרך המחט לחדר הלטרלי עד שתורגש התנגדות.</li>
	<li>הדקו היטב את ה-MDC באמצעות סרט כירורגי כמתואר לעיל.</li>
</ol>11. מיקרודיאליזה (MD)
<ol><li>חבר כל צנתר מיקרודיאליזה (MDC) למשאבת מיקרודיאליזה נפרדת.</li>
	<li>להתחיל את תהליך המיקרודיאליזה על ידי שאיבת מי מלח סטריליים דרך MDC ואיסופם בדגימה מתאימה. ודא זרימה דרך כל MDC על ידי התבוננות במי מלח בכל דגימה.</li>
	<li>התחל תקופת כיול רקמות של 30 דקות של מיקרודיאליזה רציפה בקצב זרימה של 1 μL/min.</li>
</ol>12. המתת חסד
<ol><li>מתן בולוס של פנטוברביטל תוך ורידי (50 מ"ג/ק"ג) דרך הצנתר הוורידי המרכזי (בהתאם לפרוטוקולים שאושרו על ידי מוסדות).</li>
	<li>שימו לב לדופק, לחץ הדם ועקומות CO2 בסוף הגאות והשפל במכונת ההנשמה לקו שטוח כאישור לדום לב.</li>
</ol>

מקדח פניאומטי יעיל במהירות גבוהה לגישה למוח חזירי

<ol>
	<li>Mariager, T., Bjarkam, C., Nielsen, H., Bodilsen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+animal+models+for+brain+abscess:+a+systematic+review.">Experimental animal models for brain abscess: a systematic review.</a> Br J Neurosurg. , 1-8 (2022).</li><li>Bassols, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+pig+as+an+animal+model+for+human+pathologies:+A+proteomics+perspective.">The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective.</a> Proteomics Clin Appl. 8, 715-731 (2014).</li><li>Meurens, F., Summerfield, A., Nauwynck, H., Saif, L., Gerdts, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+pig:+A+model+for+human+infectious+diseases.">The pig: A model for human infectious diseases.</a> Trends Microbiol. 20 (1), 50-57 (2012).</li><li>Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Swine+as+models+in+biomedical+research+and+toxicology+testing.">Swine as models in biomedical research and toxicology testing.</a> Vet Pathol. 49 (2), 344-356 (2012).</li><li>Lind, N. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+pigs+in+neuroscience:+Modeling+brain+disorders.">The use of pigs in neuroscience: Modeling brain disorders.</a> Neurosci Biobehav Rev. 31 (5), 728-751 (2007).</li><li>Hoffe, B., Holahan, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+pigs+as+a+translational+model+for+studying+neurodegenerative+diseases.">The use of pigs as a translational model for studying neurodegenerative diseases.</a> Front Physiol. 10, 838 (2019).</li><li>Ettrup, K. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Basic+surgical+techniques+in+the+g&#246;ttingen+minipig:+Intubation,+bladder+catheterization,+femoral+vessel+catheterization,+and+transcardial+perfusion.">Basic surgical techniques in the g&#246;ttingen minipig: Intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion.</a> J Vis Exp. (52), e2652 (2011).</li><li>Bjarkam, C. R., Glud, A. N., Orlowski, D., S&#248;rensen, J. C. H., Palomero-Gallagher, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+telencephalon+of+the+G&#246;ttingen+minipig,+cytoarchitecture+and+cortical+surface+anatomy.">The telencephalon of the G&#246;ttingen minipig, cytoarchitecture and cortical surface anatomy.</a> Brain Struct Funct. 222 (5), 2093-2114 (2017).</li><li>Hou, N., Du, X., Wu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+in+pig+models+of+human+diseases.">Advances in pig models of human diseases.</a> Animal Model Exp Med. 5 (2), 141-152 (2022).</li><li>Munk, M., Poulsen, F. R., Larsen, L., Nordstr&#246;m, C. H., Nielsen, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cerebral+metabolic+changes+related+to+oxidative+metabolism+in+a+model+of+bacterial+meningitis+induced+by+lipopolysaccharide.">Cerebral metabolic changes related to oxidative metabolism in a model of bacterial meningitis induced by lipopolysaccharide.</a> Neurocrit Care. 29 (3), 496-503 (2018).</li><li>Kyllar, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Radiography,+computed+tomography+and+magnetic+resonance+imaging+of+craniofacial+structures+in+pig.">Radiography, computed tomography and magnetic resonance imaging of craniofacial structures in pig.</a> J Vet Med C: Anat Histol Embryol. 43 (6), 435-452 (2014).</li><li>Mariager, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Continuous+evaluation+of+single-dose+moxifloxacin+concentrations+in+brain+extracellular+fluid,+cerebrospinal+fluid,+and+plasma:+A+novel+porcine+model.">Continuous evaluation of single-dose moxifloxacin concentrations in brain extracellular fluid, cerebrospinal fluid, and plasma: A novel porcine model.</a> J Antimicrobial Chemother. , (2024).</li></ol>

למחברים אין ניגודי עניינים להצהיר.

ההליך המוכח כולל מספר שלבים קריטיים. ראשית, התכנון המדויק של מיקום הגולגולת הוא קריטי בשל הרכב הגולגולת החזירית. מכיוון שעובי העצם הקדמית החזירית גדל בקצוות הרוחביים, הצבת הפתח לרוחב11 עלולה להקשות על הגעה לדורה מאטר במהלך הקידוח. בנוסף, מיקום נכון של הפתח בתוך קו האמצע חשוב כד...

באופן כללי, מודלים של בעלי חיים משמשים כאשר מגבלות מעשיות ו / או אתיות אוסרות על שימוש בחולים אנושיים לבדיקת מחלות או לבדיקת שיטות ניתוח. מודלים חדשניים של בעלי חיים מבוססים בדרך כלל כדי לספק ידע חדש עם ערך תרגומי לתנאים אנושיים. מכרסמים משמשים לעתים קרובות בשל שיקולים מעשיים וכלכליים, אך יש להם ערך תרגומי מוגבל לבני אדם, במיוחד בשל הבדלים אנטומיים משמעותיים1. חזירים, לעומת זאת, מציעים מספר יתרונות בהשוואה למכרסמים. לא רק שחזירים חולקים כמה תכונות אנטומיות, פיזיולוגיות, מטבוליות וגנטיות מרכזיות עם בני אדם, אלא שניתן להתאים את גודל מערכות האיברים החזיריים למשקל כדי להידמות לאיברים אנושיים 2,3. זה נותן לחזירים תפקיד ייחודי בקרב מודלים של חיות כירורגיות ובאילוף פרוצדורלי4. למרות שהשימוש במודלים חזיריים דורש יכולות מעשיות ופיננסיות מסוימות בהשוואה לשימוש במכרסמים, חזירים מציעים אפשרות מקובלת יותר מבחינה כלכלית ואתית בהשוואה לשימוש בפרימטים שאינם אנושיים.
המוח החזירי מעניין במיוחד במחקר מדעי המוח התרגומיים. ראשית, הארכיטקטורה של מוח החזיר דומה לזו של המוח האנושי, שכן שניהם חומר לבן דומיננטי ו gyrencephalic 3,5,6. שנית, גודל המוח הגדול יותר בחזירים בהשוואה למכרסמים מאפשר שימוש בציוד כירורגי ובשיטות הדמיה שונות המקבילות לאלה המשמשות במסגרות קליניות 7,8. כתוצאה מכך, מודלים חזיריים שונים נמצאים בשימוש נרחב במחקר מדעי המוח בעשורים האחרונים9. עם זאת, רוב המודלים של מערכת העצבים המרכזית החזירית דורשים ניתוח ישיר של רקמת המוח, אותו ניתן להשיג בדרכים שונות (למשל, השתלת צנתרים או אלקטרודות, ביופסיות רקמות וכו ') 10. מכיוון שרוב השיטות הללו דורשות מידה מסוימת של אינסטרומנטליזציה וגישה ישירה למוח, יש לשקול גישות שונות לגישה כירורגית.
שיטה זו כוללת ביצוע כריתת גולגולת קדמית דרך העצם הקדמית על נקבת חזיר דנית מורדמת בת 3 חודשים. מטרתו הכוללת של כתב יד זה היא לתאר שיטה לחשיפת חלק גדול מהמוח החזירי הגחוני באמצעות כריתת גולגולת באמצעות מקדחה פנאומטית במהירות גבוהה. הצעד הראשון הוא למקם את הנושא בתנוחה מתאימה עם ראש מורם. מכיוון שהגולגולת החזירית שונה למדי מזו של בני האדם, השלב השני כרוך בתכנון המיקום של כריתת הגולגולת באמצעות ציוני דרך אנטומיים שונים. השלב השלישי הוא לגשת לדורה מאטר הבסיסית המכסה את שתי ההמיספרות מבלי לפגוע בה.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>10 mL plastic syrringes</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>303219</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>107 Microdialysis pump</td>
			<td>M Dialysis</td>
			<td>P000127</td>
			<td>&#160;107 Microdialysis Pump</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 mL plastic syrringes</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>300928</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25 mm, 18 G needles</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>304100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bair Hugger heater</td>
			<td>3M</td>
			<td>B5005241003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bair Hugger heating blanket</td>
			<td>3M</td>
			<td>B5005241003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Batery for microdialysis pump</td>
			<td>M Dialysis</td>
			<td>8001788</td>
			<td>Battery 6V, 106 &#38; MD Pump</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissector</td>
			<td>Karl Storz</td>
			<td>223535</td>
			<td>Flattended 3 mm dissector</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Endotracheal tube size 6.5</td>
			<td>DVMed</td>
			<td>DVM-107860</td>
			<td>Cuffed endotracheal tube</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Euthasol Vet</td>
			<td>Dechra Veterinary Products A/S</td>
			<td>380019</td>
			<td>phentobarbital for euthanazia, 400 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Farabeuf Rougine</td>
			<td>Mahr Surgical</td>
			<td></td>
			<td>Flat headed rougine (12 mm)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Foley Catheter 12 F</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>D175812E</td>
			<td>Catherter with in-built thermosensor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Intravenous sheath</td>
			<td>Coris Avanti</td>
			<td></td>
			<td>Avanti Cordis Femoral Sheath 6 F</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microdialysis brain catheters</td>
			<td>M Dialysis</td>
			<td>P000050</td>
			<td>membrane length 10 mm -shaft 100 mm 4/pkg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microdialysis syringe</td>
			<td>M Dialysis</td>
			<td>8010191</td>
			<td>&#160;106 Pump&#160;Syringe 20/pkg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microvials for microdialysis sampling</td>
			<td>M Dialysis</td>
			<td>P000001</td>
			<td>Microvials 250/pkg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Operating table</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pneumatic high-speed drill</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td></td>
			<td>Medtronic Midas Rex 7 drill</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Primus respirator</td>
			<td>Dr&#228;ger</td>
			<td></td>
			<td>Respirator with in-built vaporiser for supplementary Sevofluran anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rounded diamond drill</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>7BA40D-MN</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Self-retaining retractor</td>
			<td>World Precission Instruments</td>
			<td>501722</td>
			<td>Weitlander retractor, self-retaining, 14 cm blunt</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Saline</td>
			<td>Fresnius Kabi</td>
			<td>805541</td>
			<td>1000 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile surgical swaps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical scalpel no 24</td>
			<td>Swann Morton</td>
			<td>5.03396E+12</td>
			<td>Swann Morton Sterile Disposable Scalpel No. 24</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zoletil Vet</td>
			<td>Virbac</td>
			<td></td>
			<td>Medical mixture for induction of anesthesia</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

accessing the porcine brain via high-speed pneumatic drill craniectomy

השימוש בחזירים כמודל ניסיוני של בעלי חיים רלוונטי במיוחד במחקר מדעי המוח, שכן מערכת העצבים המרכזית של החזירים והאדם (CNS) חולקת תכונות תפקודיות ואדריכליות חשובות רבות. כתוצאה מכך, לחזירים צפוי להיות תפקיד חשוב יותר ויותר במחקר עתידי על מחלות נוירולוגיות שונות. כאן מתוארת שיטה לביצוע כריתת גולגולת קדמית דרך העצם הקדמית החזירית. לאחר חתך בקו האמצע וחשיפה לאחר מכן של העצם הקדמית החזירית, ציוני דרך אנטומיים משמשים כדי להבטיח את המיקום האופטימלי של כריתת הגולגולת. על ידי דילול זהיר והדרגתי של העצם הקדמית עם מקדחה מעוגלת, מושג פתח מלבני לדורה מאטר ולהמיספרות המוחיות הבסיסיות. השיטה המוצגת דורשת חומרים כירורגיים מסוימים, כולל מקדחה פנאומטית במהירות גבוהה, ומידה מסוימת של ניסיון כירורגי. סיבוכים אפשריים כוללים נגעים לא מכוונים של dura mater או סינוס sagittal גבי. עם זאת, השיטה פשוטה, חסכונית בזמן, ומציעה רמה גבוהה של יכולת שחזור לחוקרים. אם היא מבוצעת כראוי, הטכניקה חושפת חלק גדול ממוח החזיר שלא נפגע לצורך ניטור עצבי או ניתוחים שונים.

In general, animal models are used when practical and/or ethical limitations prohibit the use of human patients to examine diseases or test surgical methods. Novel animal models are generally established to provide new knowledge with translational value to human conditions. Rodents are often utilized due to practical and financial considerations, but they have limited translational value to humans, especially due to substantial anatomical differences1. Pigs, however, offer several advantages compared to rodents. Not only do pigs share several key anatomical, physiological, metabolic, and genetic features with humans, but the size of the porcine organ systems can be weight-matched to resemble human organs2,3. This gives pigs a unique role among surgical animal models and in procedural training4. Although the use of porcine models requires certain practical and financial capabilities compared to the use of rodents, pigs offer both a financially and ethically more acceptable option compared to the use of non-human primates.
The porcine brain is of particular interest in translational neuroscience research. Firstly, the architecture of the pig brain is similar to that of the human brain, as both are white matter-predominant and gyrencephalic3,5,6. Secondly, the larger brain size in pigs compared to rodents permits the use of surgical equipment and various imaging modalities equivalent to those used in clinical settings7,8. Consequently, various porcine models have been used extensively in neuroscience research over recent decades9. The majority of these porcine CNS models, however, require direct analysis of brain tissue, which can be obtained in various ways (e.g., implantation of catheters or electrodes, tissue biopsies, etc.)10. Since most of these modalities require some degree of instrumentalization and direct access to the brain, different approaches for surgical access must be considered.
This method involves performing an anterior craniectomy through the frontal bone on a sedated 3-month-old female Danish Landrace pig. The overall purpose of this manuscript is to describe a method for exposing a large proportion of the ventral porcine brain through a craniectomy using a pneumatic high-speed drill. The first step is to place the subject in a suitable position with an elevated head. Since the porcine cranium is quite different from that of humans, the second step involves planning the placement of the craniectomy using various anatomical landmarks. The third step is to access the underlying dura mater covering both hemispheres without damaging it.

Author Spotlight: שיטה ניתנת לשחזור ויעילה לגישה למוח חזירי באמצעות קרנייקטומיה

גישה למוח החזירי באמצעות כריתת מקדח פניאומטי במהירות גבוהה

Our research goal is to develop a reproducible and efficient method for accessing the porcine brain via caniectomy, allowing for extensive neuromonitoring and other analysis. By leveraging the anatomical similarities between the porcine and human brains, we aim to enhance translational neuroscience research. We have successfully developed a porcine model to continuously monitor intracerebral pharmacokinetics within healthy brain tissue and cerebral spinal fluid for antibiotic agents.We are currently seeking to enhance our existing model of intracerebral pharmacokinetics of antibiotics in a healthy brain by inducing controllable cerebral inflammation through immunological responses. Our objective is to characterize the pharmacokinetics in patients suffering from severe central nervous system infections.

תנוחת הנטייה של ראש החזיר מספקת גישה אופטימלית למנתח במהלך ההליך, והשימוש בשקי חול מייצבים מפחית את הסיכון לתזוזות לא מכוונות בתנוחת ראש החזיר בזמן הקידוח.
במהלך הדגמה זו, ציוני הדרך האנטומיים השטחיים של הגולגולת העליונה של החזיר (הן פסגות אורביטליות עליונות והן סמל העורף) ...

פרוטוקול זה מתאר ביצוע כריתת גולגולת באמצעות מקדחה פניאומטית במהירות גבוהה על חזיר דני בן 3 חודשים. הגישה נעשית דרך העצם הקדמית וחושפת את הדורה מאטר הגחוני ואת ההמיספרות המוחיות שמתחתיו. הליך זה מאפשר גישה לחלק גדול של מוח החזיר.

The use of pigs as an experimental animal model is especially relevant in neuroscience research, as the porcine and human central nervous systems (CNS) ...

accessing-the-porcine-brain-via-high-speed-pneumatic-drill-craniectomy

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Accessing the Porcine Brain via High-Speed Pneumatic Drill Craniectomy

171 Views.  Aalborg University Hospital. מטרת המחקר שלנו היא לפתח שיטה יעילה וניתנת לשחזור לגישה למוח החזירי באמצעות קניקטומיה, המאפשרת ניטור עצבי נרחב וניתוחים אחרים. על ידי מינוף הדמיון האנטומי בין המוח החזירי למוח האנושי, אנו שואפים לשפר את המחקר התרגומי במדעי המוח. פיתחנו בהצלחה מודל חזירי ?...

Video: Author Spotlight: שיטה ניתנת לשחזור ויעילה לגישה למוח חזירי באמצעות קרנייקטומיה

The use of pigs as an experimental animal model is especially relevant in neuroscience research, as the porcine and human central nervous systems (CNS) share many important functional and architectural properties. Consequently, pigs are expected to have an increasingly important role in future research on various neurological diseases. Here, a method to perform an anterior craniectomy through the porcine frontal bone is described. After a midline incision and subsequent exposure of the porcine frontal bone, anatomical landmarks are used to ensure the optimal location of the craniectomy. By careful and gradual thinning of the frontal bone with a rounded drill, a rectangular opening to the dura mater and underlying cerebral hemispheres is achieved. The presented method requires certain surgical materials, including a pneumatic high-speed drill, and some degree of surgical experience. Potential complications include unintended lesions of the dura mater or dorsal sagittal sinus. However, the method is simple, time-efficient, and offers a high degree of reproducibility for researchers. If performed correctly, the technique exposes a large portion of the unaffected pig brain for various neuromonitoring or analyses.

This protocol describes performing a craniectomy using a high-speed pneumatic drill on a 3-month-old Danish Landrace pig. The access is made through the frontal bone and reveals the ventral dura mater and underlying cerebral hemispheres. This procedure allows for access to a large portion of the pig brain.

Performing Craniectomy on a Pig Using a High-Speed Pneumatic Drill to Access the Brain

Begin by optimally positioning the animal for the surgery after administering proper anesthesia. Place the animal in a prone position with the head raised and stabilized using sandbags such that the frontal bone is nearly horizontal. Identify the nuchal prominence and the caudal aspect of each superior orbital crest to define the expected sagittal midline.Next, perform a midline incision using scalpel number 24 to cut through both the skin and the galea aponeurotica onto the periosteum of the frontal bone. Wipe away the blood with surgical swabs. Using a 12-millimeter flattened rongeur, gradually separate the galea aponeurotica from the underlying frontal bone around the incision.Then use a surgical retractor to separate the galea aponeurotica and expose the underlying frontal bone. Identify the sagittal suture as a reference for the anatomical midline and the coronal suture. By manual palpation, identify the three bone structures forming a triangle, the nuchal prominence and the caudal aspect of both superior orbital crests.Using a high-speed pneumatic drill with a rounded diamond-coated burr, define each corner of a rectangle within the borders of the previously defined triangle. Connect each corner with a four-millimeter rounded diamond burr to ensure the correct location of the opening. Gradually thin the frontal bone with the four-millimeter rounded diamond burr until the dura mater is exposed.Use the first point of contact with the dura to visually assess the thickness of the remaining frontal bone. Then continue carefully thinning the frontal bone in the defined rectangle. Slide a three-millimeter dissector under the sufficiently thinned bone around the bone plate, and chip it off with gentle manual pressure to expand the opening to the dura mater.Apply sterile saline with a syringe to clear the view. Insert the three-millimeter dissector under the bone plate and apply gradual downward pressure to its handle to break off the bone plate. Assess the integrity of the dura mater by visually inspecting for cerebrospinal fluid or CSF leakage.Stop minor venous bleedings using saved bone dust or by carefully applying monopolar or bipolar coagulation with a cautery at low voltage. Finally, cover the exposed dura mater with a sterile surgical swab soaked in sterile saline to prevent the underlying tissue from drying out. After performing the craniectomy, the revealed underlying dura mater was found to be intact.The opening in the frontal bone was centered, which was confirmed by the location of the dorsal sagittal sinus. These indicated the success of the procedure.