Les auteurs tiennent à exprimer leur gratitude pour le soutien et l’expérience technique partagés par le personnel du laboratoire biomédical de l’hôpital universitaire d’Aalborg, au Danemark.

Toutes les expériences sur les animaux décrites ont été effectuées à l’hôpital universitaire d’Aalborg, au Danemark, conformément aux lois en vigueur et avec l’approbation de l’Inspection danoise de l’expérimentation animale (licence n° 2020-15-0201-00401). Des porcs domestiques, femelles, d’environ 40 kg et âgées de 3 mois, ont été utilisés pour cette étude. Les détails concernant les réactifs et l’équipement utilisés sont répertoriés dans la table des matériaux.
1. Logement du sujet
<ol><li>Hébergez les sujets en groupes avec des cycles lumière/obscurité de 12 h dans des enclos approuvés pendant au moins 7 jours avant l’intervention chirurgicale pour assurer l’acclimatation.</li>
</ol>2. Anesthésie et surveillance
<ol><li>Sédater l’animal par injection intramusculaire de 2 mL/10 kg d’un mélange contenant 6,25 mg/mL de tiletamine, 6,25 mg/mL de kétamine, 6,25 mg/mL de zolazapm, 1,25 mg/mL de butorphanol et 6,25 mg/mL de xylazine.</li>
	<li>Placez l’animal en position couchée sur une couverture chauffante pour assurer une thermorégulation optimale.</li>
	<li>Intuber le sujet à l’aide d’untube 7 de taille 6,5 et le ventiler mécaniquement avec de l’air non humidifié, un volume courant de 8 mL/kg et une fréquence respiratoire de 16 à 20 respirations/min selon les concentrations expiratoires de CO2 en fin d’expiration <6,0 kPa. REMARQUE : Cela garantit également un placement correct du tube dans la trachée.</li>
	<li>Maintenir l’anesthésie par inhalation de 1 % à 2 % de sévoflurane.</li>
	<li>Appliquez soigneusement la pommade ophtalmique sur les deux yeux du sujet pour éviter la sécheresse pendant l’anesthésie.</li>
	<li>Assurez-vous du degré d’anesthésie en vérifiant les réflexes ciliaires et en ajustant le sévoflurane en conséquence.</li>
	<li>Insérez un cathéter vésical avec un thermomètre dans la vessie du sujet à travers l’urètre pour surveiller la température et recueillir l’urine dans un sac de cathéter.</li>
	<li>Surveillez les signes vitaux de l’animal tout au long de la procédure. REMARQUE : Les signes vitaux comprennent le pouls, la pression artérielle continue, la température et le CO2 en fin d’expiration.</li>
	<li>Insérez un cathéter veineux central (gaine 6 Fr) dans la veine jugulaire droite par ponction percutanée et utilisez-le pour une perfusion saline continue (NaCl, 0,9%), une perfusion de médicament et une euthanasie à la fin de l’étude.</li>
</ol>3. Positionnement de l’animal
<ol><li>Placez le sujet en position couchée avec la tête levée et stabilisée avec des sacs de sable jusqu’à ce que l’os frontal soit presque horizontal pour assurer un positionnement optimal. REMARQUE : Assurez-vous que la tête est quelque peu immobilisée pour éviter tout mouvement indésirable.</li>
	<li>Rasez les poils du site chirurgical à l’aide d’une tondeuse ou d’un rasoir.</li>
</ol>4. Préparation du matériel chirurgical
<ol><li>Préparez l’équipement chirurgical comme indiqué dans la table des matériaux.</li>
</ol>5. Exposer l’os frontal
<ol><li>Identifiez la proéminence nucale et l’aspect caudal de chaque crête orbitale supérieure (Figure 1) pour définir la ligne médiane sagittale attendue.</li>
	<li>Commencez par une incision médiane à l’aide du scalpel n° 24 pour couper à la fois la peau et la galée aponévrotique sur le périoste de l’os frontal.</li>
	<li>Essuyez le sang avec des écouvillons chirurgicaux.</li>
	<li>Séparez progressivement la galée aponévrotique de l’os frontal sous-jacent autour de l’incision à l’aide d’un rongeur aplati de 12 mm.</li>
	<li>À l’aide d’un écarteur chirurgical, séparez la galée aponévrotique et exposez l’os frontal sous-jacent (Figure 2).</li>
</ol>6. Identification des repères anatomiques de l’os frontal exposé
<ol><li>Identifiez la suture sagittale comme référence pour la ligne médiane anatomique et la suture coronale (Figure 2).</li>
	<li>Identifiez les trois structures osseuses par palpation manuelle : la proéminence nucale et la face caudale des deux crêtes orbitaires supérieures (Figure 1 et Figure 3). REMARQUE : Ces repères forment un triangle à l’intérieur duquel la craniectomie est effectuée (Figure 1 et Figure 4A).</li>
</ol>7. Accès à la dure-mère
<ol><li>À l’aide d’une perceuse pneumatique à grande vitesse avec une meule arrondie recouverte de diamant (figure 3A), définissez chaque coin d’un rectangle à l’intérieur des limites du triangle précédemment défini.</li>
	<li>Connectez chaque coin à l’aide d’une meule diamantée arrondie de 4 mm pour assurer le bon emplacement de l’ouverture (Figure 4B).</li>
	<li>Amincissez progressivement l’os frontal avec la fraise diamantée arrondie de 4 mm jusqu’à ce que la dure-mère soit exposée. REMARQUE : Évitez d’établir le premier point de contact avec la dure-mère sur la ligne médiane, correspondant à la suture sagittale (Figure 1), car le grand sinus sagittal dorsal est situé ici. Une perforation à ce stade peut provoquer une hémorragie veineuse importante.</li>
	<li>Utilisez le premier point de contact avec la dure-mère pour évaluer visuellement l’épaisseur de l’os frontal restant.</li>
	<li>Continuez à amincir soigneusement l’os frontal dans le rectangle défini à l’aide de la fraise diamantée arrondie de 4 mm. REMARQUE : Conservez la poussière osseuse pour l’hémostase ultérieure des saignements des veines ou de la spongiose exposée de l’os frontal.</li>
	<li>Faites glisser un dissecteur de 3 mm sous l’os suffisamment aminci autour de la plaque osseuse et ébréchez-le avec une légère pression manuelle pour élargir l’ouverture vers la dure-mère. REMARQUE : Alternez entre le forage et l’écaillage de l’os jusqu’à ce que plusieurs points de la dure-mère autour de la plaque osseuse soient exposés.</li>
	<li>Appliquez une solution saline stérile à l’aide d’une seringue pour dégager la vue.</li>
</ol>8. Retrait de la plaque osseuse
<ol><li>Insérez le dissecteur de 3 mm sous la plaque osseuse et appliquez une pression progressive vers le bas sur sa poignée pour casser la plaque osseuse. REMARQUE : La dure-mère sous-jacente doit maintenant être exposée, révélant les contours des deux hémisphères cérébraux (Figure 5 et Figure 6).</li>
	<li>Évaluez l’intégrité de la dure-mère en inspectant visuellement les fuites de liquide céphalo-rachidien (LCR). REMARQUE : Les deux hémisphères s’élèveront en pulsation synchrone s’il n’y a pas de défauts significatifs dans la dure-mère.</li>
	<li>Arrêtez les hémorragies veineuses mineures en utilisant de la poussière d’os économisée ou en appliquant soigneusement une coagulation monopolaire ou bipolaire avec un cautère à basse tension. REMARQUE : Des saignements veineux mineurs provenant des veines émissaires ou diploïques sont à prévoir.</li>
</ol>9. Protection de la dure-mère exposée
<ol><li>Couvrez la dure-mère exposée avec un écouvillon chirurgical stérile imbibé d’une solution saline stérile pour éviter le dessèchement des tissus sous-jacents.</li>
</ol>10. Insertion de cathéters de microdialyse (MDC)
<ol><li>Utilisez le sinus sagittal dorsal comme référence pour la ligne médiane. Placez un cathéter de microdialyse (MDC) dans la lumière d’une aiguille jetable de 18 G. Pénétrez la dure-mère à 10 mm latéralement du sinus sagittal dorsal avec l’aiguille à un angle de 10°-15° dans une direction crânienne-rostrale jusqu’à ce que 20 mm de l’aiguille se trouvent à l’intérieur du tissu.</li>
	<li>Retirez lentement l’aiguille tout en vous assurant que le MDC reste au même endroit dans le cortex cérébral superficiel.</li>
	<li>Fixez solidement le cathéter à la peau voisine pour éviter la luxation du MDC. REMARQUE : Assurez-vous que la pointe du MDC n’entre pas en contact avec la pointe pointue de l’aiguille pour éviter de l’endommager.</li>
	<li>Répétez la procédure en utilisant le sinus sagittal dorsal comme référence médiane. Placez un MDC dans une aiguille comme décrit ci-dessus et pénétrez la dure-mère sur l’hémisphère controlatéral à 15 mm de la ligne médiane avec l’aiguille perpendiculaire (angle de 90°).<ol><li>Insérez l’aiguille sur 20 mm avant de la retirer lentement comme décrit, en laissant le MDC dans le tissu cérébral sous-cortical. Sécurisez le MDC comme décrit ci-dessus.</li>
	</ol></li>
	<li>Préparez une seringue en plastique jetable de 2 ml avec une aiguille jetable de 18 g. Remplissez la seringue avec 0,5 mL de solution saline stérile.</li>
	<li>Pénétrez la dure-mère à 20 mm latéralement de la ligne médiane tout en maintenant l’aiguille à un angle de 45° dirigée vers la ligne médiane. Introduisez lentement l’aiguille 1 mm à la fois tout en aspirant doucement à chaque étape d’insertion.</li>
	<li>Observez la seringue lors de chaque aspiration jusqu’à l’obtention de liquide céphalo-rachidien (LCR).</li>
	<li>Séparez l’aiguille de la seringue tout en gardant l’aiguille au même endroit anatomique. Insérez un MDC à travers l’aiguille dans le ventricule latéral jusqu’à ce qu’une résistance se fasse sentir.</li>
	<li>Fixez solidement le MDC avec du ruban chirurgical comme décrit ci-dessus.</li>
</ol>11. Microdialyse (MD)
<ol><li>Connectez chaque cathéter de microdialyse (MDC) à une pompe de microdialyse distincte.</li>
	<li>Lancez le processus de microdialyse en pompant une solution saline stérile à travers le MDC et en la recueillant dans un échantillon approprié. Assurez-vous que chaque MDC s’écoule en observant une solution saline dans chaque échantillon.</li>
	<li>Commencer une période d’étalonnage tissulaire de 30 min de microdialyse continue à un débit de 1 μL/min.</li>
</ol>12. Euthanasie
<ol><li>Administrer un bolus de pentobarbital intraveineux (50 mg/kg) par le cathéter veineux central (en suivant les protocoles approuvés par l’établissement).</li>
	<li>Observez le pouls, la pression artérielle et les courbes de CO2 en fin d’expiration sur le respirateur pour détecter une stagnation comme confirmation d’un arrêt cardiaque.</li>
</ol>

Une craniectomie par forage pneumatique efficace à grande vitesse pour accéder au cerveau porcin

<ol>
	<li>Mariager, T., Bjarkam, C., Nielsen, H., Bodilsen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+animal+models+for+brain+abscess:+a+systematic+review.">Experimental animal models for brain abscess: a systematic review.</a> Br J Neurosurg. , 1-8 (2022).</li><li>Bassols, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+pig+as+an+animal+model+for+human+pathologies:+A+proteomics+perspective.">The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective.</a> Proteomics Clin Appl. 8, 715-731 (2014).</li><li>Meurens, F., Summerfield, A., Nauwynck, H., Saif, L., Gerdts, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+pig:+A+model+for+human+infectious+diseases.">The pig: A model for human infectious diseases.</a> Trends Microbiol. 20 (1), 50-57 (2012).</li><li>Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Swine+as+models+in+biomedical+research+and+toxicology+testing.">Swine as models in biomedical research and toxicology testing.</a> Vet Pathol. 49 (2), 344-356 (2012).</li><li>Lind, N. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+pigs+in+neuroscience:+Modeling+brain+disorders.">The use of pigs in neuroscience: Modeling brain disorders.</a> Neurosci Biobehav Rev. 31 (5), 728-751 (2007).</li><li>Hoffe, B., Holahan, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+pigs+as+a+translational+model+for+studying+neurodegenerative+diseases.">The use of pigs as a translational model for studying neurodegenerative diseases.</a> Front Physiol. 10, 838 (2019).</li><li>Ettrup, K. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Basic+surgical+techniques+in+the+g&#246;ttingen+minipig:+Intubation,+bladder+catheterization,+femoral+vessel+catheterization,+and+transcardial+perfusion.">Basic surgical techniques in the g&#246;ttingen minipig: Intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion.</a> J Vis Exp. (52), e2652 (2011).</li><li>Bjarkam, C. R., Glud, A. N., Orlowski, D., S&#248;rensen, J. C. H., Palomero-Gallagher, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+telencephalon+of+the+G&#246;ttingen+minipig,+cytoarchitecture+and+cortical+surface+anatomy.">The telencephalon of the G&#246;ttingen minipig, cytoarchitecture and cortical surface anatomy.</a> Brain Struct Funct. 222 (5), 2093-2114 (2017).</li><li>Hou, N., Du, X., Wu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+in+pig+models+of+human+diseases.">Advances in pig models of human diseases.</a> Animal Model Exp Med. 5 (2), 141-152 (2022).</li><li>Munk, M., Poulsen, F. R., Larsen, L., Nordstr&#246;m, C. H., Nielsen, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cerebral+metabolic+changes+related+to+oxidative+metabolism+in+a+model+of+bacterial+meningitis+induced+by+lipopolysaccharide.">Cerebral metabolic changes related to oxidative metabolism in a model of bacterial meningitis induced by lipopolysaccharide.</a> Neurocrit Care. 29 (3), 496-503 (2018).</li><li>Kyllar, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Radiography,+computed+tomography+and+magnetic+resonance+imaging+of+craniofacial+structures+in+pig.">Radiography, computed tomography and magnetic resonance imaging of craniofacial structures in pig.</a> J Vet Med C: Anat Histol Embryol. 43 (6), 435-452 (2014).</li><li>Mariager, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Continuous+evaluation+of+single-dose+moxifloxacin+concentrations+in+brain+extracellular+fluid,+cerebrospinal+fluid,+and+plasma:+A+novel+porcine+model.">Continuous evaluation of single-dose moxifloxacin concentrations in brain extracellular fluid, cerebrospinal fluid, and plasma: A novel porcine model.</a> J Antimicrobial Chemother. , (2024).</li></ol>

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

La procédure démontrée comporte plusieurs étapes critiques. Tout d’abord, la planification précise de l’emplacement de la craniectomie est cruciale en raison de la composition du crâne porcin. Étant donné que l’épaisseur de l’os frontal porcin augmente sur les bords latéraux, placer l’ouverture trop latéralement11 peut rendre difficile l’atteinte de la dure-mère pendant le forage. De plus, il est important de localiser correctement l’ouverture dans la ligne médiane pour ...

En général, les modèles animaux sont utilisés lorsque des limites pratiques et/ou éthiques interdisent l’utilisation de patients humains pour examiner des maladies ou tester des méthodes chirurgicales. De nouveaux modèles animaux sont généralement établis pour fournir de nouvelles connaissances ayant une valeur translationnelle aux conditions humaines. Les rongeurs sont souvent utilisés pour des raisons pratiques et financières, mais ils ont une valeur translationnelle limitée pour les humains, notamment en raison de différences anatomiques substantielles1. Les porcs, cependant, offrent plusieurs avantages par rapport aux rongeurs. Non seulement les porcs partagent plusieurs caractéristiques anatomiques, physiologiques, métaboliques et génétiques clés avec les humains, mais la taille des systèmes d’organes porcins peut être adaptée au poids pour ressembler aux organes humains 2,3. Cela donne aux porcs un rôle unique parmi les modèles animaux chirurgicaux et dans la formation procédurale4. Bien que l’utilisation de modèles porcins nécessite certaines capacités pratiques et financières par rapport à l’utilisation de rongeurs, les porcs offrent une option à la fois financièrement et éthiquement plus acceptable par rapport à l’utilisation de primates non humains.
Le cerveau porcin présente un intérêt particulier dans la recherche translationnelle en neurosciences. Tout d’abord, l’architecture du cerveau du porc est similaire à celle du cerveau humain, car les deux sont prédominants en matière blanche et gyrencéphaliques 3,5,6. Deuxièmement, la taille plus grande du cerveau chez les porcs par rapport aux rongeurs permet l’utilisation d’équipements chirurgicaux et de diverses modalités d’imagerie équivalentes à celles utilisées en milieu clinique 7,8. Par conséquent, divers modèles porcins ont été largement utilisés dans la recherche en neurosciences au cours des dernières décennies9. Cependant, la majorité de ces modèles du SNC porcin nécessitent une analyse directe du tissu cérébral, qui peut être obtenue de diverses manières (par exemple, implantation de cathéters ou d’électrodes, biopsies tissulaires, etc.) 10. Étant donné que la plupart de ces modalités nécessitent un certain degré d’instrumentalisation et un accès direct au cerveau, différentes approches d’accès chirurgical doivent être envisagées.
Cette méthode consiste à effectuer une craniectomie antérieure à travers l’os frontal sur une cochonne danoise Landrace âgée de 3 mois sous sédation. L’objectif général de ce manuscrit est de décrire une méthode permettant d’exposer une grande partie du cerveau porcin ventral par une craniectomie à l’aide d’une perceuse pneumatique à grande vitesse. La première étape consiste à placer le sujet dans une position appropriée avec la tête surélevée. Étant donné que le crâne porcin est très différent de celui de l’homme, la deuxième étape consiste à planifier la mise en place de la craniectomie à l’aide de divers repères anatomiques. La troisième étape consiste à accéder à la dure-mère sous-jacente couvrant les deux hémisphères sans l’endommager.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>10 mL plastic syrringes</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>303219</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>107 Microdialysis pump</td>
			<td>M Dialysis</td>
			<td>P000127</td>
			<td>&#160;107 Microdialysis Pump</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 mL plastic syrringes</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>300928</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25 mm, 18 G needles</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>304100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bair Hugger heater</td>
			<td>3M</td>
			<td>B5005241003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bair Hugger heating blanket</td>
			<td>3M</td>
			<td>B5005241003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Batery for microdialysis pump</td>
			<td>M Dialysis</td>
			<td>8001788</td>
			<td>Battery 6V, 106 &#38; MD Pump</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissector</td>
			<td>Karl Storz</td>
			<td>223535</td>
			<td>Flattended 3 mm dissector</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Endotracheal tube size 6.5</td>
			<td>DVMed</td>
			<td>DVM-107860</td>
			<td>Cuffed endotracheal tube</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Euthasol Vet</td>
			<td>Dechra Veterinary Products A/S</td>
			<td>380019</td>
			<td>phentobarbital for euthanazia, 400 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Farabeuf Rougine</td>
			<td>Mahr Surgical</td>
			<td></td>
			<td>Flat headed rougine (12 mm)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Foley Catheter 12 F</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>D175812E</td>
			<td>Catherter with in-built thermosensor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Intravenous sheath</td>
			<td>Coris Avanti</td>
			<td></td>
			<td>Avanti Cordis Femoral Sheath 6 F</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microdialysis brain catheters</td>
			<td>M Dialysis</td>
			<td>P000050</td>
			<td>membrane length 10 mm -shaft 100 mm 4/pkg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microdialysis syringe</td>
			<td>M Dialysis</td>
			<td>8010191</td>
			<td>&#160;106 Pump&#160;Syringe 20/pkg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microvials for microdialysis sampling</td>
			<td>M Dialysis</td>
			<td>P000001</td>
			<td>Microvials 250/pkg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Operating table</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pneumatic high-speed drill</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td></td>
			<td>Medtronic Midas Rex 7 drill</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Primus respirator</td>
			<td>Dr&#228;ger</td>
			<td></td>
			<td>Respirator with in-built vaporiser for supplementary Sevofluran anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rounded diamond drill</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>7BA40D-MN</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Self-retaining retractor</td>
			<td>World Precission Instruments</td>
			<td>501722</td>
			<td>Weitlander retractor, self-retaining, 14 cm blunt</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Saline</td>
			<td>Fresnius Kabi</td>
			<td>805541</td>
			<td>1000 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile surgical swaps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical scalpel no 24</td>
			<td>Swann Morton</td>
			<td>5.03396E+12</td>
			<td>Swann Morton Sterile Disposable Scalpel No. 24</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zoletil Vet</td>
			<td>Virbac</td>
			<td></td>
			<td>Medical mixture for induction of anesthesia</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

accessing the porcine brain via high-speed pneumatic drill craniectomy

L’utilisation de porcs comme modèle animal expérimental est particulièrement pertinente dans la recherche en neurosciences, car les systèmes nerveux central (SNC) porcin et humain partagent de nombreuses propriétés fonctionnelles et architecturales importantes. Par conséquent, on s’attend à ce que les porcs jouent un rôle de plus en plus important dans les recherches futures sur diverses maladies neurologiques. Ici, une méthode pour effectuer une craniectomie antérieure à travers l’os frontal porcin est décrite. Après une incision médiane et l’exposition ultérieure de l’os frontal porcin, des repères anatomiques sont utilisés pour assurer l’emplacement optimal de la craniectomie. En amincissant soigneusement et progressivement l’os frontal avec une perceuse arrondie, une ouverture rectangulaire vers la dure-mère et les hémisphères cérébraux sous-jacents est obtenue. La méthode présentée nécessite certains matériaux chirurgicaux, y compris une perceuse pneumatique à grande vitesse, et un certain degré d’expérience chirurgicale. Les complications potentielles comprennent des lésions involontaires de la dure-mère ou du sinus sagittal dorsal. Cependant, la méthode est simple, rapide et offre un haut degré de reproductibilité pour les chercheurs. Si elle est correctement exécutée, la technique expose une grande partie du cerveau de porc non affecté à divers contrôles ou analyses neurologiques.

In general, animal models are used when practical and/or ethical limitations prohibit the use of human patients to examine diseases or test surgical methods. Novel animal models are generally established to provide new knowledge with translational value to human conditions. Rodents are often utilized due to practical and financial considerations, but they have limited translational value to humans, especially due to substantial anatomical differences1. Pigs, however, offer several advantages compared to rodents. Not only do pigs share several key anatomical, physiological, metabolic, and genetic features with humans, but the size of the porcine organ systems can be weight-matched to resemble human organs2,3. This gives pigs a unique role among surgical animal models and in procedural training4. Although the use of porcine models requires certain practical and financial capabilities compared to the use of rodents, pigs offer both a financially and ethically more acceptable option compared to the use of non-human primates.
The porcine brain is of particular interest in translational neuroscience research. Firstly, the architecture of the pig brain is similar to that of the human brain, as both are white matter-predominant and gyrencephalic3,5,6. Secondly, the larger brain size in pigs compared to rodents permits the use of surgical equipment and various imaging modalities equivalent to those used in clinical settings7,8. Consequently, various porcine models have been used extensively in neuroscience research over recent decades9. The majority of these porcine CNS models, however, require direct analysis of brain tissue, which can be obtained in various ways (e.g., implantation of catheters or electrodes, tissue biopsies, etc.)10. Since most of these modalities require some degree of instrumentalization and direct access to the brain, different approaches for surgical access must be considered.
This method involves performing an anterior craniectomy through the frontal bone on a sedated 3-month-old female Danish Landrace pig. The overall purpose of this manuscript is to describe a method for exposing a large proportion of the ventral porcine brain through a craniectomy using a pneumatic high-speed drill. The first step is to place the subject in a suitable position with an elevated head. Since the porcine cranium is quite different from that of humans, the second step involves planning the placement of the craniectomy using various anatomical landmarks. The third step is to access the underlying dura mater covering both hemispheres without damaging it.

Pleins feux sur l’auteur : Une méthode reproductible et efficace pour accéder au cerveau porcin via la craniectomie

Accès au cerveau porcin par forage pneumatique à grande vitesse

Our research goal is to develop a reproducible and efficient method for accessing the porcine brain via caniectomy, allowing for extensive neuromonitoring and other analysis. By leveraging the anatomical similarities between the porcine and human brains, we aim to enhance translational neuroscience research. We have successfully developed a porcine model to continuously monitor intracerebral pharmacokinetics within healthy brain tissue and cerebral spinal fluid for antibiotic agents.We are currently seeking to enhance our existing model of intracerebral pharmacokinetics of antibiotics in a healthy brain by inducing controllable cerebral inflammation through immunological responses. Our objective is to characterize the pharmacokinetics in patients suffering from severe central nervous system infections.

La position couchée de la tête du porc offre un accès optimal au chirurgien pendant la procédure, et l’utilisation de sacs de sable stabilisateurs réduit le risque de changements involontaires de la position de la tête du porc pendant le forage.
Au cours de cette démonstration, les repères anatomiques superficiels du crâne supérieur du porc (les deux crêtes orbitaires supérieures et la crête nucale) (Figure 1 et Figure 3</strong...

Ce protocole décrit la réalisation d’une craniectomie à l’aide d’une perceuse pneumatique à grande vitesse sur un porc Landrace danois âgé de 3 mois. L’accès se fait par l’os frontal et révèle la dure-mère ventrale et les hémisphères cérébraux sous-jacents. Cette procédure permet d’accéder à une grande partie du cerveau du porc.

The use of pigs as an experimental animal model is especially relevant in neuroscience research, as the porcine and human central nervous systems (CNS) ...

accessing-the-porcine-brain-via-high-speed-pneumatic-drill-craniectomy

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Accessing the Porcine Brain via High-Speed Pneumatic Drill Craniectomy

149 vues.  Aalborg University Hospital. Notre objectif de recherche est de développer une méthode reproductible et efficace pour accéder au cerveau porcin via la caniectomie, permettant une surveillance neurologique approfondie et d’autres analyses. En exploitant les similitudes anatomiques entre le cerveau porcin et le cerveau humain, nous visons à améliorer la recherche translationnelle en neurosciences. Nous avons réussi à développer un modèle porcin pour surveiller en permanence la p...