Los autores desean expresar su gratitud por el apoyo y la experiencia técnica compartidos por el personal del Laboratorio Biomédico del Hospital Universitario de Aalborg, Dinamarca.

Todos los experimentos con animales descritos se realizaron en el Hospital Universitario de Aalborg, Dinamarca, de acuerdo con las leyes vigentes y bajo la aprobación de la Inspección Danesa de Experimentos con Animales (licencia n.º 2020-15-0201-00401). Para este estudio se utilizaron cerdos domésticos, hembras, de aproximadamente 40 kg y 3 meses de edad. Los detalles sobre los reactivos y el equipo utilizado se enumeran en la Tabla de Materiales.
1. Sujeto a la vivienda
<ol><li>Aloje a los sujetos en grupos con ciclos de luz/oscuridad de 12 h en corrales aprobados durante al menos 7 días antes del procedimiento quirúrgico para garantizar la aclimatación.</li>
</ol>2. Anestesia y monitorización
<ol><li>Sedar al animal con una inyección intramuscular de 2 mL/10 kg de una mezcla que contenga tiletamina 6,25 mg/mL, ketamina 6,25 mg/mL, Zolazepam 6,25 mg/mL, Butorfanol 1,25 mg/mL y xilacina 6,25 mg/mL.</li>
	<li>Coloque al animal en posición supina sobre una manta térmica para garantizar una termorregulación óptima.</li>
	<li>Intuble al sujeto conun tubo 7 de tamaño 6,5 y ventile mecánicamente con aire no humidificado, un volumen corriente de 8 mL/kg y una frecuencia respiratoria de 16-20 respiraciones/min según las concentraciones espiratorias de CO2 al final de la espiración <6,0 kPa. NOTA: Esto también asegura la colocación correcta del tubo dentro de la tráquea.</li>
	<li>Mantener la anestesia por inhalación de sevoflurano al 1% a 2%.</li>
	<li>Aplique el ungüento oftálmico cuidadosamente en ambos ojos del sujeto para evitar la sequedad durante la anestesia.</li>
	<li>Asegure el grado de anestesia comprobando los reflejos ciliares y ajustando el sevoflurano en consecuencia.</li>
	<li>Inserte un catéter vesical con un termómetro en la vejiga del sujeto a través de la uretra para controlar la temperatura y recolectar orina en una bolsa de catéter.</li>
	<li>Controle los signos vitales del animal durante todo el procedimiento. NOTA: Los signos vitales incluyen pulso, presión arterial continua, temperatura y CO2 al final de la espiración.</li>
	<li>Insertar un catéter venoso central (vaina de 6 Fr) en la vena yugular derecha mediante punción percutánea y utilizarlo para la infusión continua de suero fisiológico (NaCl, 0,9%), infusión de fármacos y eutanasia al final del estudio.</li>
</ol>3. Posicionamiento de los animales
<ol><li>Coloque al sujeto en posición prona con la cabeza levantada y estabilizada con sacos de arena hasta que el hueso frontal esté casi horizontal para garantizar una posición óptima. NOTA: Asegúrese de que la cabeza esté algo inmovilizada para evitar movimientos no deseados.</li>
	<li>Afeita el vello del sitio quirúrgico con una recortadora o una maquinilla de afeitar.</li>
</ol>4. Preparación del equipo quirúrgico
<ol><li>Prepare el equipo quirúrgico como se indica en la Tabla de Materiales.</li>
</ol>5. Exponer el hueso frontal
<ol><li>Identificar la prominencia nucal y la cara caudal de cada cresta orbitaria superior (Figura 1) para definir la línea media sagital esperada.</li>
	<li>Comience con una incisión en la línea media con el bisturí n.º 24 para cortar tanto la piel como la galea aponeurótica en el periostio del hueso frontal.</li>
	<li>Limpie la sangre con hisopos quirúrgicos.</li>
	<li>Separe gradualmente la galea aponeurótica del hueso frontal subyacente alrededor de la incisión con un rongeur aplanado de 12 mm.</li>
	<li>Utilice un retractor quirúrgico para separar la galea aponeurótica y exponer el hueso frontal subyacente (Figura 2).</li>
</ol>6. Identificación de puntos de referencia anatómicos del hueso frontal expuesto
<ol><li>Identificar la sutura sagital como referencia para la línea media anatómica y la sutura coronal (Figura 2).</li>
	<li>Identificar las tres estructuras óseas a través de la palpación manual: la prominencia nucal y la cara caudal de ambas crestas orbitarias superiores (Figura 1 y Figura 3). NOTA: Estos puntos de referencia forman un triángulo dentro del cual se realiza la craniectomía (Figura 1 y Figura 4A).</li>
</ol>7. Acceso a la duramadre
<ol><li>Usando un taladro neumático de alta velocidad con una rebaba redondeada recubierta de diamante (Figura 3A), defina cada esquina de un rectángulo dentro de los bordes del triángulo definido anteriormente.</li>
	<li>Conecte cada esquina con una fresa de diamante redondeada de 4 mm para asegurar la ubicación correcta de la abertura (Figura 4B).</li>
	<li>Adelgazar gradualmente el hueso frontal con la fresa de diamante redondeada de 4 mm hasta que la duramadre quede expuesta. NOTA: Evite hacer el primer punto de contacto con la duramadre en la línea media, correspondiente a la sutura sagital (Figura 1), ya que aquí se encuentra el gran seno sagital dorsal. La perforación en este punto puede causar una hemorragia venosa significativa.</li>
	<li>Utilice el primer punto de contacto con la duramadre para evaluar visualmente el grosor del hueso frontal restante.</li>
	<li>Continúe adelgazando cuidadosamente el hueso frontal en el rectángulo definido con la fresa de diamante redondeada de 4 mm. NOTA: Guarde el polvo óseo para la hemostasia posterior del sangrado de las venas o la esponjosa expuesta del hueso frontal.</li>
	<li>Deslice un disector de 3 mm por debajo del hueso suficientemente adelgazado alrededor de la placa ósea y quítelo con una suave presión manual para expandir la abertura a la duramadre. NOTA: Alterne entre perforar y astillar el hueso hasta que queden expuestos varios puntos de la duramadre alrededor de la placa ósea.</li>
	<li>Aplique solución salina estéril con una jeringa para aclarar la vista.</li>
</ol>8. Extracción de la placa ósea
<ol><li>Inserte el disector de 3 mm debajo de la placa ósea y aplique una presión gradual hacia abajo en su mango para romper la placa ósea. NOTA: La duramadre subyacente ahora debe estar expuesta, revelando los contornos de ambos hemisferios cerebrales (Figura 5 y Figura 6).</li>
	<li>Evaluar la integridad de la duramadre mediante la inspección visual de fugas de líquido cefalorraquídeo (LCR). NOTA: Ambos hemisferios se elevarán en pulsación sincrónica si no hay defectos significativos en la duramadre.</li>
	<li>Detenga las hemorragias venosas menores utilizando polvo óseo almacenado o aplicando cuidadosamente coagulación monopolar o bipolar con cauterio a bajo voltaje. NOTA: Se esperan hemorragias venosas leves de venas emisarias o diploicas.</li>
</ol>9. Protección de la duramadre expuesta
<ol><li>Cubra la duramadre expuesta con un hisopo quirúrgico estéril empapado en solución salina estéril para evitar que se seque el tejido subyacente.</li>
</ol>10. Inserción de catéteres de microdiálisis (MDC)
<ol><li>Utilice el seno sagital dorsal como referencia para la línea media. Coloque un catéter de microdiálisis (MDC) dentro de la luz de una aguja desechable de 18 G. Penetrar la duramadre 10 mm lateralmente desde el seno sagital dorsal con la aguja en un ángulo de 10°-15° en dirección cráneo-rostral hasta que 20 mm de la aguja estén dentro del tejido.</li>
	<li>Retire lentamente la aguja mientras se asegura de que el MDC permanezca en el mismo lugar dentro de la corteza cerebral superficial.</li>
	<li>Sujete firmemente el catéter a la piel cercana para evitar la dislocación del MDC. NOTA: Asegúrese de que la punta del MDC no entre en contacto con la punta afilada de la aguja para evitar daños.</li>
	<li>Repita el procedimiento utilizando el seno sagital dorsal como referencia de la línea media. Coloque un MDC dentro de una aguja como se describió anteriormente y penetre la duramadre en el hemisferio contralateral a 15 mm de la línea media con la aguja perpendicular (ángulo de 90°).<ol><li>Inserte la aguja 20 mm antes de retirarla lentamente como se describe, dejando el MDC dentro del tejido cerebral subcortical. Asegure el MDC como se ha descrito anteriormente.</li>
	</ol></li>
	<li>Prepare una jeringa de plástico desechable de 2 ml con una aguja desechable de 18 g. Llene la jeringa con 0,5 ml de solución salina estéril.</li>
	<li>Penetre la duramadre 20 mm lateralmente desde la línea media mientras mantiene la aguja en un ángulo de 45° apuntando hacia la línea media. Introduzca lentamente la aguja 1 mm a la vez mientras aspira suavemente con cada paso de inserción.</li>
	<li>Observe la jeringa durante cada aspiración hasta que se obtenga líquido cefalorraquídeo (LCR).</li>
	<li>Separe la aguja de la jeringa mientras mantiene la aguja en la misma ubicación anatómica. Inserte un MDC a través de la aguja en el ventrículo lateral hasta que se sienta resistencia.</li>
	<li>Sujete firmemente el MDC con cinta quirúrgica como se describe anteriormente.</li>
</ol>11. Microdiálisis (MD)
<ol><li>Conecte cada catéter de microdiálisis (MDC) a una bomba de microdiálisis separada.</li>
	<li>Iniciar el proceso de microdiálisis bombeando solución salina estéril a través del MDC y recogiéndola en una muestra adecuada. Asegure el flujo a través de cada MDC observando la solución salina en cada muestra.</li>
	<li>Iniciar un periodo de calibración tisular de 30 min de microdiálisis continua a un caudal de 1 μL/min.</li>
</ol>12. Eutanazinación
<ol><li>Administrar un bolo de pentobarbital intravenoso (50 mg/kg) a través del catéter venoso central (siguiendo los protocolos aprobados institucionalmente).</li>
	<li>Observe el pulso, la presión arterial y las curvas de CO2 al final de la espiración en el respirador para ver si hay una línea plana como confirmación de un paro cardíaco.</li>
</ol>

Un eficiente taladro neumático de alta velocidad Craniectomía para acceder al cerebro porcino

<ol>
	<li>Mariager, T., Bjarkam, C., Nielsen, H., Bodilsen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+animal+models+for+brain+abscess:+a+systematic+review.">Experimental animal models for brain abscess: a systematic review.</a> Br J Neurosurg. , 1-8 (2022).</li><li>Bassols, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+pig+as+an+animal+model+for+human+pathologies:+A+proteomics+perspective.">The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective.</a> Proteomics Clin Appl. 8, 715-731 (2014).</li><li>Meurens, F., Summerfield, A., Nauwynck, H., Saif, L., Gerdts, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+pig:+A+model+for+human+infectious+diseases.">The pig: A model for human infectious diseases.</a> Trends Microbiol. 20 (1), 50-57 (2012).</li><li>Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Swine+as+models+in+biomedical+research+and+toxicology+testing.">Swine as models in biomedical research and toxicology testing.</a> Vet Pathol. 49 (2), 344-356 (2012).</li><li>Lind, N. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+pigs+in+neuroscience:+Modeling+brain+disorders.">The use of pigs in neuroscience: Modeling brain disorders.</a> Neurosci Biobehav Rev. 31 (5), 728-751 (2007).</li><li>Hoffe, B., Holahan, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+pigs+as+a+translational+model+for+studying+neurodegenerative+diseases.">The use of pigs as a translational model for studying neurodegenerative diseases.</a> Front Physiol. 10, 838 (2019).</li><li>Ettrup, K. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Basic+surgical+techniques+in+the+g&#246;ttingen+minipig:+Intubation,+bladder+catheterization,+femoral+vessel+catheterization,+and+transcardial+perfusion.">Basic surgical techniques in the g&#246;ttingen minipig: Intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion.</a> J Vis Exp. (52), e2652 (2011).</li><li>Bjarkam, C. R., Glud, A. N., Orlowski, D., S&#248;rensen, J. C. H., Palomero-Gallagher, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+telencephalon+of+the+G&#246;ttingen+minipig,+cytoarchitecture+and+cortical+surface+anatomy.">The telencephalon of the G&#246;ttingen minipig, cytoarchitecture and cortical surface anatomy.</a> Brain Struct Funct. 222 (5), 2093-2114 (2017).</li><li>Hou, N., Du, X., Wu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+in+pig+models+of+human+diseases.">Advances in pig models of human diseases.</a> Animal Model Exp Med. 5 (2), 141-152 (2022).</li><li>Munk, M., Poulsen, F. R., Larsen, L., Nordstr&#246;m, C. H., Nielsen, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cerebral+metabolic+changes+related+to+oxidative+metabolism+in+a+model+of+bacterial+meningitis+induced+by+lipopolysaccharide.">Cerebral metabolic changes related to oxidative metabolism in a model of bacterial meningitis induced by lipopolysaccharide.</a> Neurocrit Care. 29 (3), 496-503 (2018).</li><li>Kyllar, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Radiography,+computed+tomography+and+magnetic+resonance+imaging+of+craniofacial+structures+in+pig.">Radiography, computed tomography and magnetic resonance imaging of craniofacial structures in pig.</a> J Vet Med C: Anat Histol Embryol. 43 (6), 435-452 (2014).</li><li>Mariager, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Continuous+evaluation+of+single-dose+moxifloxacin+concentrations+in+brain+extracellular+fluid,+cerebrospinal+fluid,+and+plasma:+A+novel+porcine+model.">Continuous evaluation of single-dose moxifloxacin concentrations in brain extracellular fluid, cerebrospinal fluid, and plasma: A novel porcine model.</a> J Antimicrobial Chemother. , (2024).</li></ol>

Los autores no tienen conflictos de intereses que declarar.

El procedimiento demostrado implica varios pasos críticos. En primer lugar, la planificación precisa de la ubicación de la craniectomía es crucial debido a la composición del cráneo porcino. Dado que el grosor del hueso frontal porcino aumenta en los bordes laterales, colocar la abertura demasiado lateralmente11 puede dificultar el alcance de la duramadre durante la perforación. Además, es importante ubicar la abertura correctamente dentro de la línea media para reducir el riesgo de daño...

En general, los modelos animales se utilizan cuando las limitaciones prácticas y/o éticas prohíben el uso de pacientes humanos para examinar enfermedades o probar métodos quirúrgicos. Por lo general, se establecen nuevos modelos animales para proporcionar nuevos conocimientos con valor traslacional a las condiciones humanas. Los roedores se utilizan a menudo debido a consideraciones prácticas y financieras, pero tienen un valor traslacional limitado para los humanos, especialmente debido a diferencias anatómicas sustanciales1. Los cerdos, sin embargo, ofrecen varias ventajas en comparación con los roedores. Los cerdos no solo comparten varias características anatómicas, fisiológicas, metabólicas y genéticas clave con los humanos, sino que el tamaño de los sistemas de órganos porcinos puede adaptarse al peso para parecerse a los órganos humanos. Esto confiere a los cerdos un papel único entre los modelos animales quirúrgicos y en el entrenamiento de procedimientos4. Aunque el uso de modelos porcinos requiere ciertas capacidades prácticas y financieras en comparación con el uso de roedores, los cerdos ofrecen una opción financiera y éticamente más aceptable en comparación con el uso de primates no humanos.
El cerebro porcino es de particular interés en la investigación en neurociencia traslacional. En primer lugar, la arquitectura del cerebro del cerdo es similar a la del cerebro humano, ya que ambos son predominantemente de materia blanca y giroencefálicos 3,5,6. En segundo lugar, el mayor tamaño del cerebro de los cerdos en comparación con el de los roedores permite el uso de equipos quirúrgicos y diversas modalidades de imagen equivalentes a las utilizadas en el ámbito clínico 7,8. En consecuencia, varios modelos porcinos se han utilizado ampliamente en la investigación en neurociencia en las últimas décadas9. Sin embargo, la mayoría de estos modelos porcinos del SNC requieren un análisis directo del tejido cerebral, que puede obtenerse de diversas maneras (por ejemplo, implantación de catéteres o electrodos, biopsias de tejido, etc.) 10. Dado que la mayoría de estas modalidades requieren cierto grado de instrumentalización y acceso directo al cerebro, se deben considerar diferentes enfoques para el acceso quirúrgico.
Este método consiste en realizar una craniectomía anterior a través del hueso frontal en una cerda Landrace danesa sedada de 3 meses de edad. El propósito general de este manuscrito es describir un método para exponer una gran proporción del cerebro porcino ventral a través de una craniectomía utilizando un taladro neumático de alta velocidad. El primer paso es colocar al sujeto en una posición adecuada con la cabeza elevada. Dado que el cráneo porcino es bastante diferente al de los humanos, el segundo paso consiste en planificar la colocación de la craniectomía utilizando varios puntos de referencia anatómicos. El tercer paso es acceder a la duramadre subyacente que cubre ambos hemisferios sin dañarla.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>10 mL plastic syrringes</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>303219</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>107 Microdialysis pump</td>
			<td>M Dialysis</td>
			<td>P000127</td>
			<td>&#160;107 Microdialysis Pump</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 mL plastic syrringes</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>300928</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25 mm, 18 G needles</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>304100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bair Hugger heater</td>
			<td>3M</td>
			<td>B5005241003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bair Hugger heating blanket</td>
			<td>3M</td>
			<td>B5005241003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Batery for microdialysis pump</td>
			<td>M Dialysis</td>
			<td>8001788</td>
			<td>Battery 6V, 106 &#38; MD Pump</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissector</td>
			<td>Karl Storz</td>
			<td>223535</td>
			<td>Flattended 3 mm dissector</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Endotracheal tube size 6.5</td>
			<td>DVMed</td>
			<td>DVM-107860</td>
			<td>Cuffed endotracheal tube</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Euthasol Vet</td>
			<td>Dechra Veterinary Products A/S</td>
			<td>380019</td>
			<td>phentobarbital for euthanazia, 400 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Farabeuf Rougine</td>
			<td>Mahr Surgical</td>
			<td></td>
			<td>Flat headed rougine (12 mm)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Foley Catheter 12 F</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>D175812E</td>
			<td>Catherter with in-built thermosensor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Intravenous sheath</td>
			<td>Coris Avanti</td>
			<td></td>
			<td>Avanti Cordis Femoral Sheath 6 F</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microdialysis brain catheters</td>
			<td>M Dialysis</td>
			<td>P000050</td>
			<td>membrane length 10 mm -shaft 100 mm 4/pkg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microdialysis syringe</td>
			<td>M Dialysis</td>
			<td>8010191</td>
			<td>&#160;106 Pump&#160;Syringe 20/pkg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microvials for microdialysis sampling</td>
			<td>M Dialysis</td>
			<td>P000001</td>
			<td>Microvials 250/pkg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Operating table</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pneumatic high-speed drill</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td></td>
			<td>Medtronic Midas Rex 7 drill</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Primus respirator</td>
			<td>Dr&#228;ger</td>
			<td></td>
			<td>Respirator with in-built vaporiser for supplementary Sevofluran anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rounded diamond drill</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>7BA40D-MN</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Self-retaining retractor</td>
			<td>World Precission Instruments</td>
			<td>501722</td>
			<td>Weitlander retractor, self-retaining, 14 cm blunt</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Saline</td>
			<td>Fresnius Kabi</td>
			<td>805541</td>
			<td>1000 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile surgical swaps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical scalpel no 24</td>
			<td>Swann Morton</td>
			<td>5.03396E+12</td>
			<td>Swann Morton Sterile Disposable Scalpel No. 24</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zoletil Vet</td>
			<td>Virbac</td>
			<td></td>
			<td>Medical mixture for induction of anesthesia</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

accessing the porcine brain via high-speed pneumatic drill craniectomy

El uso de cerdos como modelo animal experimental es especialmente relevante en la investigación en neurociencia, ya que el sistema nervioso central (SNC) porcino y humano comparten muchas propiedades funcionales y arquitectónicas importantes. En consecuencia, se espera que los cerdos tengan un papel cada vez más importante en las futuras investigaciones sobre diversas enfermedades neurológicas. En este trabajo se describe un método para realizar una craniectomía anterior a través del hueso frontal porcino. Después de una incisión en la línea media y la posterior exposición del hueso frontal porcino, se utilizan puntos de referencia anatómicos para garantizar la ubicación óptima de la craneectomía. Mediante el adelgazamiento cuidadoso y gradual del hueso frontal con una fresa redondeada, se logra una apertura rectangular a la duramadre y los hemisferios cerebrales subyacentes. El método presentado requiere ciertos materiales quirúrgicos, incluido un taladro neumático de alta velocidad, y cierto grado de experiencia quirúrgica. Las posibles complicaciones incluyen lesiones no deseadas de la duramadre o del seno sagital dorsal. Sin embargo, el método es simple, eficiente en el tiempo y ofrece un alto grado de reproducibilidad para los investigadores. Si se realiza correctamente, la técnica expone una gran parte del cerebro del cerdo no afectado para diversos análisis o neuromonitoreo.

In general, animal models are used when practical and/or ethical limitations prohibit the use of human patients to examine diseases or test surgical methods. Novel animal models are generally established to provide new knowledge with translational value to human conditions. Rodents are often utilized due to practical and financial considerations, but they have limited translational value to humans, especially due to substantial anatomical differences1. Pigs, however, offer several advantages compared to rodents. Not only do pigs share several key anatomical, physiological, metabolic, and genetic features with humans, but the size of the porcine organ systems can be weight-matched to resemble human organs2,3. This gives pigs a unique role among surgical animal models and in procedural training4. Although the use of porcine models requires certain practical and financial capabilities compared to the use of rodents, pigs offer both a financially and ethically more acceptable option compared to the use of non-human primates.
The porcine brain is of particular interest in translational neuroscience research. Firstly, the architecture of the pig brain is similar to that of the human brain, as both are white matter-predominant and gyrencephalic3,5,6. Secondly, the larger brain size in pigs compared to rodents permits the use of surgical equipment and various imaging modalities equivalent to those used in clinical settings7,8. Consequently, various porcine models have been used extensively in neuroscience research over recent decades9. The majority of these porcine CNS models, however, require direct analysis of brain tissue, which can be obtained in various ways (e.g., implantation of catheters or electrodes, tissue biopsies, etc.)10. Since most of these modalities require some degree of instrumentalization and direct access to the brain, different approaches for surgical access must be considered.
This method involves performing an anterior craniectomy through the frontal bone on a sedated 3-month-old female Danish Landrace pig. The overall purpose of this manuscript is to describe a method for exposing a large proportion of the ventral porcine brain through a craniectomy using a pneumatic high-speed drill. The first step is to place the subject in a suitable position with an elevated head. Since the porcine cranium is quite different from that of humans, the second step involves planning the placement of the craniectomy using various anatomical landmarks. The third step is to access the underlying dura mater covering both hemispheres without damaging it.

Autor destacado: Un método reproducible y eficiente para acceder al cerebro porcino a través de la craneectomía

Acceso al cerebro porcino a través de una craneectomía con taladro neumático de alta velocidad

Our research goal is to develop a reproducible and efficient method for accessing the porcine brain via caniectomy, allowing for extensive neuromonitoring and other analysis. By leveraging the anatomical similarities between the porcine and human brains, we aim to enhance translational neuroscience research. We have successfully developed a porcine model to continuously monitor intracerebral pharmacokinetics within healthy brain tissue and cerebral spinal fluid for antibiotic agents.We are currently seeking to enhance our existing model of intracerebral pharmacokinetics of antibiotics in a healthy brain by inducing controllable cerebral inflammation through immunological responses. Our objective is to characterize the pharmacokinetics in patients suffering from severe central nervous system infections.

La posición prona de la cabeza del cerdo proporciona un acceso óptimo para el cirujano durante el procedimiento, y el uso de sacos de arena estabilizadores reduce el riesgo de cambios involuntarios en la posición de la cabeza del cerdo durante la perforación.
Durante esta demostración, se utilizaron los puntos de referencia anatómicos superficiales del cráneo superior del cerdo (tanto las crestas orbitarias superiores como la cresta nucal) (Figura 1 y <stro...

Este protocolo describe la realización de una craniectomía utilizando un taladro neumático de alta velocidad en un cerdo Landrace danés de 3 meses de edad. El acceso se realiza a través del hueso frontal y revela la duramadre ventral y los hemisferios cerebrales subyacentes. Este procedimiento permite acceder a una gran parte del cerebro del cerdo.

The use of pigs as an experimental animal model is especially relevant in neuroscience research, as the porcine and human central nervous systems (CNS) ...

accessing-the-porcine-brain-via-high-speed-pneumatic-drill-craniectomy

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Accessing the Porcine Brain via High-Speed Pneumatic Drill Craniectomy

171 vistas.  Aalborg University Hospital. Nuestro objetivo de investigación es desarrollar un método reproducible y eficiente para acceder al cerebro porcino a través de la caniectomía, que permita un seguimiento neurológico exhaustivo y otros análisis. Al aprovechar las similitudes anatómicas entre los cerebros porcino y humano, nuestro objetivo es mejorar la investigación en neurociencia traslacional. Hemos desarrollado con éxito un modelo porcino para monitorizar continuamente la farmacoc...

Video: Autor destacado: Un método reproducible y eficiente para acceder al cerebro porcino a través de la craneectomía

The use of pigs as an experimental animal model is especially relevant in neuroscience research, as the porcine and human central nervous systems (CNS) share many important functional and architectural properties. Consequently, pigs are expected to have an increasingly important role in future research on various neurological diseases. Here, a method to perform an anterior craniectomy through the porcine frontal bone is described. After a midline incision and subsequent exposure of the porcine frontal bone, anatomical landmarks are used to ensure the optimal location of the craniectomy. By careful and gradual thinning of the frontal bone with a rounded drill, a rectangular opening to the dura mater and underlying cerebral hemispheres is achieved. The presented method requires certain surgical materials, including a pneumatic high-speed drill, and some degree of surgical experience. Potential complications include unintended lesions of the dura mater or dorsal sagittal sinus. However, the method is simple, time-efficient, and offers a high degree of reproducibility for researchers. If performed correctly, the technique exposes a large portion of the unaffected pig brain for various neuromonitoring or analyses.

This protocol describes performing a craniectomy using a high-speed pneumatic drill on a 3-month-old Danish Landrace pig. The access is made through the frontal bone and reveals the ventral dura mater and underlying cerebral hemispheres. This procedure allows for access to a large portion of the pig brain.

Investigación

Neurociencias

Performing Craniectomy on a Pig Using a High-Speed Pneumatic Drill to Access the Brain

Begin by optimally positioning the animal for the surgery after administering proper anesthesia. Place the animal in a prone position with the head raised and stabilized using sandbags such that the frontal bone is nearly horizontal. Identify the nuchal prominence and the caudal aspect of each superior orbital crest to define the expected sagittal midline.Next, perform a midline incision using scalpel number 24 to cut through both the skin and the galea aponeurotica onto the periosteum of the frontal bone. Wipe away the blood with surgical swabs. Using a 12-millimeter flattened rongeur, gradually separate the galea aponeurotica from the underlying frontal bone around the incision.Then use a surgical retractor to separate the galea aponeurotica and expose the underlying frontal bone. Identify the sagittal suture as a reference for the anatomical midline and the coronal suture. By manual palpation, identify the three bone structures forming a triangle, the nuchal prominence and the caudal aspect of both superior orbital crests.Using a high-speed pneumatic drill with a rounded diamond-coated burr, define each corner of a rectangle within the borders of the previously defined triangle. Connect each corner with a four-millimeter rounded diamond burr to ensure the correct location of the opening. Gradually thin the frontal bone with the four-millimeter rounded diamond burr until the dura mater is exposed.Use the first point of contact with the dura to visually assess the thickness of the remaining frontal bone. Then continue carefully thinning the frontal bone in the defined rectangle. Slide a three-millimeter dissector under the sufficiently thinned bone around the bone plate, and chip it off with gentle manual pressure to expand the opening to the dura mater.Apply sterile saline with a syringe to clear the view. Insert the three-millimeter dissector under the bone plate and apply gradual downward pressure to its handle to break off the bone plate. Assess the integrity of the dura mater by visually inspecting for cerebrospinal fluid or CSF leakage.Stop minor venous bleedings using saved bone dust or by carefully applying monopolar or bipolar coagulation with a cautery at low voltage. Finally, cover the exposed dura mater with a sterile surgical swab soaked in sterile saline to prevent the underlying tissue from drying out. After performing the craniectomy, the revealed underlying dura mater was found to be intact.The opening in the frontal bone was centered, which was confirmed by the location of the dorsal sagittal sinus. These indicated the success of the procedure.