Intubazione endotracheale in Mouse<em&gt; Via</em&gt; Laringoscopia diretta usando un otoscopio

Riepilogo

Abbiamo sviluppato un metodo semplice, affidabile e relativamente poco costoso per l'intubazione endotracheale nei topi mediante laringoscopia diretta con un otoscopio con un speculum 2,0 millimetri. Questa tecnica è atraumatica e può essere utilizzato per misurazioni ripetute in esperimenti cronici. Troviamo superiore a tracheostomia o riportato in precedenza tecniche non chirurgiche.

Abstract

Mice, sia di tipo selvatico e transgenici, sono il modello mammiferi principale nella ricerca biomedica attualmente. Intubazione e ventilazione meccanica sono necessari per gli esperimenti sugli animali integrali che richiedono un intervento chirurgico in anestesia profonde o misure della funzione polmonare. Tracheostomia è stato lo standard per intubazione delle vie aeree in questi topi per consentire la ventilazione meccanica. Intubazione orotracheale è stata riportata, ma non è stato usato con successo in molti studi per la difficoltà tecnica sostanziale o un requisito di apparecchiature altamente specializzate e costose. Qui riportiamo una tecnica di laringoscopia diretta utilizzando un otoscopio dotato di uno speculum 2,0 mm utilizzando un catetere venoso 20 G come un tubo endotracheale. Abbiamo utilizzato questa tecnica ampiamente e affidabile per intubare e condurre accurate valutazioni della funzione polmonare nei topi. Questa tecnica si è dimostrato sicuro, con essenzialmente senza perdita degli animali in mani esperte. Inoltre, questa tecnicapuò essere utilizzato per studi ripetuti di topi in modelli cronici.

Introduzione

Il topo di laboratorio ha soppiantato quasi tutte le specie di mammiferi come il modello principale della biologia e patobiologia. Il topo di laboratorio è la più piccola specie di mammiferi che è stato chiaramente e ampiamente dimostrato di essere di valore come modello di malattia umana e si è dimostrato prezioso anticipi della nostra comprensione della biologia umana e della malattia. Il tempo di gestazione breve e un costo sostanzialmente inferiore ha permesso lo sviluppo e lo studio di topi nulli e transgenici come strumento comune nella ricerca biomedica. Tuttavia, la dimensione del topo di laboratorio media (20-25 g) ha limitato il loro studio in studi basati fisiologicamente o chirurgicamente e, di conseguenza, alcuni ricercatori studiano grandi mammiferi. Un ostacolo all'utilizzo di topi in questi studi è la difficoltà incontrata con tecniche di intubazione che consentano misurazioni fisiologiche o estesi interventi chirurgici in anestesia profonda. Tracheostomia ¹ è stato utilizzato come standard di TEchnique invece di intubazione per la maggiore facilità di esecuzione di questa tecnica e modesta abilità richiesto. Tuttavia, tracheostomia non è favorevole agli studi cronici o di recupero di chirurgia; quindi, è limitato agli esperimenti acuti. Tracheostomia può anche essere una variabile di confusione nella ricerca in cui l'infiammazione o riflessi fisiologici sensibili sono importanti.

Il nostro laboratorio ha provato più delle tecniche descritte da altri ricercatori e trovato inadeguate per una serie di motivi. Tracheostomia è troppo traumatico e induce sanguinamento e infiammazione delle vie aeree. Molto più problematico è che non possono in pratica essere ripetuto. Molte tecniche relativamente invasive che richiedono un modesto investimento in attrezzature non sono sufficientemente affidabili. Altre tecniche richiedono costose attrezzature che è difficile giustificare senza sapere se l'apparecchiatura funziona in una specifica applicazione. Così, abbiamo cercato di sviluppare una tecnica non traumatica che ha richiesto non più than un modesto investimento in attrezzature specializzate, potrebbe essere realizzato in modo rapido e affidabile, potrebbe essere ripetuta in modelli cronici, e potrebbe essere utilizzata in un gran numero di animali. Qui riportiamo tale tecnica.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocollo

1. Preparazione degli animali

1. Ottenere i topi che sono più vecchi di 8 settimane e più di 20 g (i topi più piccoli possono essere intubati da un esperto).
2. Anestesia
   1. Iniettare topi con 20 mg / kg, ciascuno, di chetamina e xilazina intraperitoneale come preanesthetic. (Questa dose è sufficiente per anestetizzare completamente il mouse, ma facilita il trasferimento, dopo l'intubazione, alla ventilazione meccanica.) Tuttavia, la regolazione dei dosaggi può essere necessario in base alla risposta anestetico in consultazione con il veterinario istituzionale.)
   2. Indurre l'anestesia nei topi con il 3,5% isoflurano / ossigeno in una camera di induzione per 90-120 sec.
   3. Osservare attentamente la frequenza respiratoria. Si dovrebbe rallentare progressivamente a non meno di 45 bpm.

2. Preparazione per l'intubazione

1. Rimuovere il mouse dalla camera di induzione e Scruff ermeticamente.
2. Utilizzare imbottiti pinza sottile a gently estendere la lingua dalla bocca.
3. Mantenere l'estensione della lingua tenendo la lingua tra due dita e applicando la forza gentile.
4. Estrarre il mouse sulla speculum del otoscopio con un movimento verticale.
5. Guardare attraverso l'oculare del otoscopio mentre scruffing strettamente e tirare il mouse verso l'alto delicatamente la lingua e la collottola.
6. Guardate attentamente per le corde vocali. Essi dovrebbero essere facilmente visibile in questo momento. Il aditus laryngis (la struttura dell'apertura laringeo) dovrebbe essere relativamente bianco. Dovrebbe esserci movimento delle cordicelle con ogni respiro. Se i cavi non si muovono o sono scarsamente visualizzate, ruotare leggermente l'animale e iperestendersi delicatamente il collo.
7. Con la mano dominante, tenere il 20 G, 1 a catetere, con una lunghezza di 1 cm dalla tubazione PE10 estendentesi attraverso la punta del catetere, come una matita e inserirlo nel lato della speculum. Il tubo PE serve come uno stiletto o bougie.
8. Dirigere il tubi PE10ng (mandrino) attraverso le corde vocali e far avanzare il catetere G 20 (tubo endotracheale) sopra il tubo PE finché il mozzo è a livello dell'incisivo inferiore. Rimuovi questo stiletto in fretta.
9. Estrarre delicatamente l'animale fuori della speculum e verificare la posizione del tubo ponendo l'animale in un ventilatore meccanico con continua 2% isoflurano per mantenere l'anestesia generale tutto l'esperimento. Visualizza aria espirata (bolle) passando attraverso una trappola PEEP per confermare l'intubazione. Anche se l'intubazione esofagea può causare alcune bolle, non sarà così pronunciati o coerente con intubazione endotracheale. Inoltre, osservare un tracciato pressione delle vie aeree per le deviazioni negative (Figura 1). Questi confermano il corretto posizionamento del tubo. In alternativa, mettere una piccola quantità di acqua nel tubo IV e collegarlo al tubo ET. Verifica circolazione con il mouse con respirazione ^2. Nel caso di intubazione esofagea, il pressione tracciamento rivelerà pressioni significativamente più elevati e senza deviazioni negative. Sebbene end-tidal CO ₂ sarebbe utile, tecnicamente questo sarebbe molto difficile visti i piccoli volumi correnti (~ 200 microlitri) e l'attrezzatura per fare questo sarebbe molto costoso. Le semplici tecniche descritte sono pienamente sufficienti e molto meno costoso. Se l'anestesia isoflurano non è disponibile, tutte le procedure possono essere effettuate utilizzando la ketamina 80-120 mg / kg in combinazione con xylazina 10-20 mg / kg per l'anestesia generale.

3. Tecnica alternativa: laringoscopia diretta con la Tecnica otoscopio è facilmente utilizzate per altri scopi, principalmente per la diretta instillazione di sostanze di studio nei polmoni.

1. Indurre anestesia negli animali con isoflurano solo per questa procedura al 3,5% per 90-120 secondi nella camera di induzione.
2. Scruff l'animale saldamente alla base del cranio e prolungare la lingua delicatamentecon una pinza sottile.
3. Tenendo la lingua con delicatezza, tirare l'animale verso l'alto della speculum (non modificato) fino a quando l'animale non può essere tirato ulteriormente.
4. Le corde vocali possono essere visualizzate più frequentemente questa tecnica da sola, ma ruotare l'animale e iper-esteso il collo per portarli in piena vista.
5. Anticipo di una pipetta di caricamento del gel contenente il instillate alla glottide e infondere il liquido. Poiché la speculum fa un sigillo con nell'ipofaringe il mouse aspirare qualsiasi liquido residuo che non passa attraverso le corde. Questo è facilmente verificabile dalla rhonchorous suoni il mouse ora fa quando il respiro fino a quando il liquido è distribuito pienamente nei polmoni.
6. In alternativa, collegare il tubo PE10 a una siringa da 0,5 ml contenente 50 ml di fluido con un bolo aria dietro il liquido. Far avanzare il tubo PE attentamente le corde vocali di 0,5 centimetri e scaricare il contenuto nelle vie aeree lentamente. Tuttavia, trauma occasionale alle vie aeree inferiori si verifica ucantare questa tecnica senza migliore consegna del campione.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Risultati

Intubazione con la tecnica di cui sopra è affidabile e veloce. Il posizionamento appropriato del tubo endotracheale è più facilmente verificato osservando gorgogliare gas espirato dal espiratorio sommersa del del circuito di ventilazione (di solito in una trappola PEEP) e deviazioni negative su una pressione delle vie aeree tracciamento (Figura 1). Le deviazioni negative sulla pressione delle vie aeree tracciato sono i più affidabili. Altri hanno usato circolazione di una piccola goccia di fluido ne...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussione

In questo rapporto descriviamo una tecnica semplice e affidabile per intubare i topi che è traumatica e può essere utilizzato più volte nello stesso animale. Questa tecnica può essere realizzato con semplice laboratorio o dispositivo medico che può essere acquistato per una somma modesta. La tecnica di laringoscopia diretta, originalmente riportata da Hastings e colleghi ^4, può anche essere utilizzato per una varietà di scopi, ma principalmente per fornire precisione sostanze in esame per il tratto res...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
Operating Otoscope Head	Welch Allyn	21700	$188.98
Otoscope Handle	Welch Allyn	71000	$112.20
Reuseable Speculum	Welch Allyn	22002	$3.98
Fine Forceps	Miltex	18-779	$107.18
Small clamp stand to hold otoscope
Isoflurane Vaporizer (multiple circuit with vacuum waste gas handling)	Summit Medical		$3,000
Flexivent (Animal Ventilator)	SCIREQ		$35,000
Intravenous catheter (20 G, 1 in)	BD	381233	$9.62
Polyethylene tubing (PE10) (0.011 in I.D., 0.024 in O.D.) 100 ft	Intramedic, Clay-Adams	427401	$115.70
Ketamine 100 mg/ml (10 ml bottle)	Butler	23061	$10.00
Xylazine (100 ml bottle)	Vedco	24105	$20.00
Isoflurane (250 ml bottle)			$15.00
Vecuronium bromide 10 mg/10 ml	Pfizer	NDC 0069-0094-01	$15.00