Autori
Contattaci

Accedi

È necessario avere un abbonamento a JoVE per visualizzare questo. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

In questo articolo

  • Riepilogo
  • Abstract
  • Introduzione
  • Protocollo
  • Risultati
  • Discussione
  • Divulgazioni
  • Riconoscimenti
  • Materiali
  • Riferimenti
  • Ristampe e Autorizzazioni

Riepilogo

We describe whole-animal imaging and flow cytometry-based techniques for monitoring expansion of antigen-specific CD8+ T cells in response to immunization with nanoparticles in a murine model of vaccination.

Abstract

Traditional vaccine adjuvants, such as alum, elicit suboptimal CD8+ T cell responses. To address this major challenge in vaccine development, various nanoparticle systems have been engineered to mimic features of pathogens to improve antigen delivery to draining lymph nodes and increase antigen uptake by antigen-presenting cells, leading to new vaccine formulations optimized for induction of antigen-specific CD8+ T cell responses. In this article, we describe the synthesis of a “pathogen-mimicking” nanoparticle system, termed interbilayer-crosslinked multilamellar vesicles (ICMVs) that can serve as an effective vaccine carrier for co-delivery of subunit antigens and immunostimulatory agents and elicitation of potent cytotoxic CD8+ T lymphocyte (CTL) responses. We describe methods for characterizing hydrodynamic size and surface charge of vaccine nanoparticles with dynamic light scattering and zeta potential analyzer and present a confocal microscopy-based procedure to analyze nanoparticle-mediated antigen delivery to draining lymph nodes. Furthermore, we show a new bioluminescence whole-animal imaging technique utilizing adoptive transfer of luciferase-expressing, antigen-specific CD8+ T cells into recipient mice, followed by nanoparticle vaccination, which permits non-invasive interrogation of expansion and trafficking patterns of CTLs in real time. We also describe tetramer staining and flow cytometric analysis of peripheral blood mononuclear cells for longitudinal quantification of endogenous T cell responses in mice vaccinated with nanoparticles.

Introduzione

Sviluppo di un vaccino tradizionale è principalmente impiegato l'approccio empirico di tentativi ed errori. Tuttavia, con il recente sviluppo di una vasta gamma di biomateriali e scoperta di determinanti molecolari di attivazione immunitaria, è ora possibile progettare razionalmente formulazioni di vaccino con spunti biofisici e biochimici derivati ​​da agenti patogeni 1,2. In particolare, diverse piattaforme di distribuzione di droga di particolato sono stati esaminati come portatori di vaccini in quanto possono essere co-caricati con antigeni subunità e agenti immunostimolanti, proteggere i componenti del vaccino dal degrado, e migliorare la loro co-consegna all'antigene cellule presentanti (APC) residente in linfa nodi (LNS), massimizzando in tal modo la stimolazione immunitaria e l'attivazione 3-5. In questo rapporto, descriviamo la sintesi di un sistema di nanoparticelle "-patogeno imitando", chiamato interbilayer reticolato vescicole multilamellari (ICMVs), che sono stati precedentemente dimostrato come platfor potente vaccinom per lo scatenamento di robusta linfociti T citotossici (CTL) e le risposte immunitarie umorali in entrambi i compartimenti sistemiche e delle mucose 6-9. In particolare, la vaccinazione con ICMVs ottenuti in sostanzialmente migliorata livelli di IgG sieriche contro un antigene della malaria, in confronto con la vaccinazione con adiuvanti convenzionali (ad esempio, allume e Montanide) 7 e anche suscitato risposte CTL potenti contro le cellule tumorali e modelli sfida virali nei topi 9. Qui, utilizzando ICMVs come sistema di nanoparticelle modello di vaccino, si descrivono i metodi per la caratterizzazione di vaccini nano-formulazioni, tra cui le dimensioni delle particelle e le misure di potenziale zeta e il monitoraggio del traffico di particelle per LNs drenanti (dLNs) utilizzando confocale dei tessuti cryosectioned 7. Inoltre, vi presentiamo un metodo basato imaging intero animale di analizzare l'espansione delle risposte CTL nei topi dopo il trasferimento adottivo di antigene-specifiche cellule T CD8 +-luciferasi che esprimono 9,10. Infine, describa tetramero colorazione delle cellule mononucleari del sangue periferico (PBMC) per la quantificazione longitudinale risposte delle cellule T endogene nei topi vaccinati con nanoparticelle 6,9.

ICMVs sono una formulazione di nanoparticelle a base lipidica sintetizzata da fusione controllata di liposomi multilamellari semplici in strutture, che vengono poi stabilizzati chimicamente mediante gruppi di testa di fosfolipidi maleimmide-funzionalizzati reticolanti all'interno di strati lipidici con ditiolo reticolanti 6. Una volta che sono sintetizzati ICMVs, una piccola frazione di nanoparticelle può essere utilizzata per determinare la dimensione delle particelle e il potenziale zeta (cioè, carica superficiale di particelle) con un sistema di dispersione dinamica della luce (DLS) e un analizzatore di potenziale zeta. DLS misura le variazioni nella diffusione della luce in sospensioni di particelle, permettendo la determinazione del coefficiente di diffusione e la dimensione idrodinamica delle particelle 11. Il raggiungimento di dimensioni coerente delle particelle da lotto a lotto sintesi è fondamentaledal momento che la dimensione delle particelle è uno dei principali fattori che influenzano drenaggio linfatico di particelle di vaccini per dLNs e la successiva captazione cellulare da APC 12,13. Inoltre, il potenziale zeta può essere ottenuto misurando la velocità della particella quando viene applicata una corrente elettrica, che permette di determinare la mobilità elettroforetica di particelle e superficie delle particelle di carica 11. Assicurare coerenti valori di potenziale zeta delle particelle è importante poiché carica superficiale delle particelle determina stabilità colloidale, che ha un impatto diretto sulla dispersione di particelle durante la conservazione e dopo somministrazione in vivo 14,15. Al fine di monitorare la localizzazione delle particelle di dLNs, ICMVs possono essere etichettati con fluorofori desiderati incluse tinture lipofile e antigeni covalente-tag. A seguito di vaccinazione, i topi possono essere sacrificati in vari momenti, dLNs asportato, cryosectioned, e analizzati con microscopia confocale. Questa tecnica permette la visualizzazione di Drai linfaticaning di entrambi i vettori di vaccino nanoparticelle e antigene dLNs. Le sezioni di tessuto possono inoltre essere marcate con fluorescenza etichettati anticorpi e utilizzati per ottenere ulteriori informazioni, come i tipi di cellule associate con l'antigene e formazione di centri germinali come abbiamo mostrato in precedenza 7.

Una volta che la sintesi delle particelle è ottimizzata e la tratta ai dLNs è confermato, è importante per convalidare elicitation in vivo espansione CTL. Al fine di analizzare scatenamento di cellule antigene-specifiche T CD8 + in risposta alla vaccinazione delle nanoparticelle, abbiamo utilizzato un modello di antigene ovalbumina (OVA), con OVA 257-264 peptide (SIINFEKL) immunodominante epitopi delle cellule T CD8 +, che permette analisi dettagliate immunologici di risposte delle cellule T antigene-specifiche per iniziale 16,17 lo sviluppo di vaccini. In particolare, per interrogare le dinamiche di espansione e la migrazione delle cellule antigene-specifiche CD8 + T, abbiamo generato undoppio modello di topo transgenico incrociando lucciola luciferasi che esprimono topi transgenici (Luc) con OT-I topi transgenici che possiedono le cellule CD8 + T con recettore delle cellule T (TCR) specifico per SIINFEKL (in associazione con H-2K b). Da questi topi OT-I / Luc, luciferasi che esprimono, le cellule OT-I T CD8 + possono essere isolati e preparati per il trasferimento adottivo in naïve topi C57BL / 6. Una volta seminato, l'immunizzazione con successo nanoparticelle-OVA contenente comporterà l'espansione delle cellule T trasferiti che possono essere monitorati dal monitoraggio del segnale bioluminescenza con un intero sistema di imaging 9,10 animale. Questa tecnica di imaging corpo intero non invasiva è stato usato con altri antigeni virali o tumorali in passato 18-20, processi di espansione delle cellule T nei tessuti linfoidi e diffusione ai tessuti periferici in modo longitudinale rivelare.

Complementare all'analisi di adoptively cellule T CD8 + antigene-specifici trasferiti, endogenole risposte delle cellule T a noi dopo la vaccinazione può essere esaminata con il complesso peptide-maggiore di istocompatibilità (MHC) test tetramero 21, in cui un complesso tetramero peptide-MHC, composta da quattro MHC di classe fluoroforo-tagged molecole I caricato con epitopi peptidici, è impiegato di legare TCR ed etichettare le cellule T CD8 + in modo antigene-specifica. Il test tetramero peptide-MHC può essere effettuata sia in studi della necroscopia terminali per identificare le cellule CD8 + T antigene-specifiche in linfoidi e tessuti periferici o in studi longitudinali con le cellule mononucleate del sangue periferico (PBMC) ottenuti da sangue di serie pareggi. Dopo la colorazione linfociti con peptide-MHC tetramero, citofluorimetria analisi viene eseguita per analisi dettagliate sul fenotipo di CTL o la quantificazione della loro frequenza tra cellule T CD8 +.

Protocollo

Tutti gli esperimenti descritti in questo protocollo sono state approvate dal Comitato Università sull'uso e la custodia degli animali (UCUCA) presso l'Università del Michigan ed eseguito secondo le politiche e le linee guida stabilite.

1. Sintesi e caratterizzazione di ICMVs Co-caricato con proteine ​​antigene e adiuvante Molecole

  1. Mescolare 1: 1 rapporto molare di 1,2-dioleoyl- sn -glycero-3-fosfocolina (DOPC) e 1,2-dioleoyl- sn -glycero-3-phosphoethanolamine- N - [4- (p -maleimidophenyl) butyramide] (MPB) in cloroformio, mantenendo la quantità totale di lipidi a 1,26 mmol per batch (cioè, 500 mg di DOPC e 630 pg di MPB) in una fiala di vetro da 20 ml (diametro = 28 mm e altezza = 61 mm).
  2. Aggiungere farmaci lipofili, come monofosforil lipide A (MPLA) o coloranti lipofili (ad esempio, DID), alla soluzione lipidica a concentrazione desiderata. Rimuovere accuratamente il solvente organico da spurgo con nitroge extra dryn gas e ponendo i campioni sotto vuoto O / N.
  3. Idratare il film lipidico aggiungendo 200 ml di 10 mM bis-tris propano (BTP, pH 7.0) contenente idrosolubili farmaci (ad esempio, antigeni proteici). Vortex per 10 sec ogni 10 min per 1 ora a RT.
  4. Trasferire il contenuto della fiala di vetro in una provetta da 1,5 ml microcentrifuga, posto i campioni in un bagno di acqua e ghiaccio, e sonicare continuamente per 5 minuti con l'impostazione su una 125 W / 20 kHz sonda punta sonicatore intensità del 40%.
  5. Aggiungere 4 ml di ditiotreitolo 150 mm (DTT) per ogni lotto (Concentrazione di impiego 2,4 mm), vortex e centrifugare brevemente con una microcentrifuga da tavolo.
  6. Aggiungere 40 ml di 200 mM CaCl 2 e mescolare con la pipetta (Concentrazione di impiego 33 mm). Incubare i campioni a 37 ° C per 1 ora per permettere la reticolazione di MPB contenenti strati lipidici con DTT.
  7. Campioni centrifugare a 20.000 g per 15 minuti, rimuovere il surnatante e risospendere in 200 ml di ddiH 2 O.
  8. Ripetere il passaggio 1.7 e centrifugare di nuovo dopo il secondo ddiH 2 O lavaggio per rimuovere CaCl 2, che non ha reagito DTT, e materiali di carico non incapsulate dal surnatante.
  9. Preparare 10 mg / ml di 2 kDa polietilenglicole-tiolo (PEG-SH) in ddiH 2 O. Risospendere ogni campione ICMV in 100 ml di soluzione di PEG-SH e incubare a 37 ° C per 30 min.
  10. Eseguire due ddiH 2 O lavaggi (passo 1,7) e risospendere il pellet ICMV finale in PBS e conservare a 4 ° C. Prima dell'uso, mescolare la sospensione ICMV, come particelle possono depositarsi sul fondo dopo una conservazione prolungata.
  11. Per la caratterizzazione di particelle, rimuovere una piccola aliquota (~ 10%) di ICMVs da ogni lotto e diluire singolarmente in un volume totale di 1 ml di ddiH 2 O. Mettere un unico campione in una dimensione Zetasizer cellulare e misura delle particelle, indice di polidispersità, e il potenziale zeta dei campioni con un sistema di misura e DLS potenziale zeta (secondo il protocollo del produttore).

2. Esame del linfonodo drenante di ICMVs fluorescenza-etichettato con Microscopia confocale

  1. Preparazione di ICMVs caricato con l'antigene fluoroforo marcatura ed colorante fluorescente lipofile
    1. Preparare proteina fluoroforo-tag, come ovalbumina reagito con Alexa Fluor 555-succinimidile estere, seguendo le istruzioni del produttore.
    2. Per preparare ICMVs taggati con fluoroforo nella shell di lipidi, aggiungere colorante fluorescente lipofile, (ad esempio, 1,1'-diottadecil-3,3,3 ', 3'-Tetramethylindodicarbocyanine, (DID)) durante la preparazione del film lipidico (Step 1.2) al 0,05% dell'importo di lipidi molare. Per lipidi idratazione pellicola (Step 1.3), tampone uso contenente antigene fluoroforo-tag, e completa la sintesi ICMV come indicato dal passo 1,4-1,11.
  2. La somministrazione sottocutanea di nanoparticelle a base di coda
    1. Anestetizzare mouse usando un vaporizzatore flusso controllato dotato di una camera di induzione urazie 3% isoflurano e 1.5 L / min di flusso di ossigeno secondo un protocollo approvato IACUC animale. Una volta che il mouse è inconscia, effettuare le seguenti operazioni rapidamente prima dell'anestesia indossa off per consentire l'accesso ottimale al sito di iniezione e minimizzare il disagio per l'animale. In alternativa, utilizzare un adeguato cono adatto per mantenere l'anestesia. Se i topi vengono anestetizzati per più di 5 minuti, applicare lubrificante necessario per ridurre al minimo l'irritazione degli occhi dopo la procedura.
    2. Spruzzare la base della coda con il 70% di etanolo per disinfettare e bagnare la parte pelliccia capelli bagnati evidenziare una piccola zona di pelle visibile, che può essere usato per visualizzare l'ago sotto la pelle.
    3. Preparare sospensione iniettabile contenente particelle desiderata quantità di antigene e adiuvante per 100 ml di dose vaccinale in PBS (es, 10 mg e 0,3 mg OVA MPLA per 100 ml di dosaggio di iniezione è stato utilizzato in passato 6,9).
    4. Disegnare il int sospensione di particellesiringa oa con un ago G 27-29 e inserire l'ago alla base della coda (~ 5 mm dalla linea sottile) con lo smusso rivolto verso l'alto e iniettare 50 ml di sospensione di particelle 22.
    5. Attendere qualche secondo per la pressione di pareggiare per evitare un eccessivo riflusso ed estrarre l'ago. Ripetere l'iniezione sul lato opposto della base della coda di indirizzare entrambi drenanti LNs inguinali.
  3. Preparazione di criosezioni linfonodali e l'esame con la microscopia confocale.
    1. Euthanize il mouse con CO 2 asfissia seguita da pneumotorace indotta secondo un protocollo approvato IACUC animale. Estrarre LNs inguinali secondo il protocollo dimostrato in Bedoya 23 e lavare il sangue ponendo i tessuti in 1 ml di 4 ° C PBS.
    2. Assorbire il PBS dai tessuti con i tessuti e posizionare il tessuto in cryomolds tessuto (10 x 10 x 5 mm 3) pre-riempita fino all'orlo con ottobre congelamento media 24. Snap congelare il tiscitare blocco in azoto liquido per 30 sec. In alternativa, posizionare blocco tessuto in ghiaccio secco per 30 min. Conservare tessuti congelati in -80 ° C freezer.
    3. Tagliare sezioni di tessuto di spessore 5-10 micron di un criostato fissato a -20 ° C 24.
    4. Se necessario, eseguire l'etichettatura immunofluorescenza, ed esaminare il tessuto con la microscopia confocale come precedentemente dimostrato 24.

3. Monitoraggio espansione di antigene-specifica, luciferasi che esprimono CD8 + cellule T dopo nanoparticelle vaccinazione con Whole Animal Imaging

  1. Isolamento di OVA 257-264 -specific, le cellule-luciferasi che esprimono CD8 + T da OT-I / Luc topi transgenici
    1. Eutanasia di un topo transgenico OT-I / Luc con CO 2 asfissia e indurre un pneumotorace secondo un protocollo approvato IACUC animale. Raccolto milza in modo sterile accedendo cavità peritoneale e staccare il tessuto dal pancreas 23 accuratamente, eposto in 5 ml di 4 ° C PBS + 2% FBS per trasferimento a cappa coltura tissutale.
    2. Posizionare la milza su un nylon colino 70 micron su un 50 ml conica tubo da centrifuga (fino a 3 milze alla volta). Utilizzando un pistone da una siringa da 3 ml, macinare le cellule attraverso il filtro.
    3. Lavare il pistone e il filtro con PBS + 2% FBS e scartare. Portare il volume totale di 10 ml / milza nel tubo 50 ml, prelevare un piccolo campione della sospensione cellulare a contare con un emocitometro e centrifugare per 10 min a 300 x g.
    4. Utilizzando un kit magnetico selezione negativa in commercio, isolare la popolazione di cellule T CD8 +, seguendo le istruzioni del produttore.
    5. Dopo aver lavato le cellule con PBS, contare il numero di isolate cellule T CD8 +. Per valutare la purezza delle isolate cellule T CD8 +, incubare ~ 20.000-30.000 cellule in 20 ml di topo CD16 / 32 anticorpo (0,025 mg / ml) per 10 minuti, quindi aggiungere 20 ml di anticorpi αCD8-APC (0,005 mg / ml) e incubare per 30 min. Perform tutte le incubazioni a 4 ° C in PBS + 1% w / v BSA. Eseguire l'analisi di citometria di flusso 25.
  2. Trasferimento adottivo di isolate cellule T CD8 + e la visualizzazione della loro vaccinazione posto espansione
    1. Eseguire trasferimento adottivo di cellule isolate OT-I / Luc CD8 + T in naive C57BL / 6 topi somministrando 1-10 × 10 5 cellule in un volume di 200 microlitri di PBS via endovenosa coda vena 22 (giorno -1). Considerando che in pelliccia e pelle nera patch in topi C57BL / 6 può interferire con il segnale bioluminescente, albini rasato C57BL / 6 topi sono l'ideale per questi studi.
    2. Dopo una giornata (giorno 0), somministrare il vaccino, come descritto in precedenza (paragrafo 2.2).
    3. Somministrare 150 mg di luciferina per kg di peso corporeo per via intraperitoneale topo in un volume di 300 ml di PBS. Dopo 10 minuti, anestetizzare i topi con isoflurano (come al punto 2.2.1) e visualizzare le cellule OT-I / Luc CD8 + T con l'acquisizione del segnale di bioluminescenza per 5-10 min wesimo un intero sistema di imaging animale (IVIS, fare riferimento a Wilson 26 per istruzioni dettagliate). Ripetere se necessario per studi longitudinali.

4. Peptide-MHC Tetramero colorazione di PBMC per l'analisi di Antigen-specific cellule T CD8 +

Nota: La seguente procedura di protocollo può essere effettuata sia utilizzando i topi C57BL / 6 adoptively trasferiti con cellule OT-I / Luc CD8 + T o C57BL / 6 topi senza il trasferimento adottivo.

  1. In un punto di tempo desiderato dopo la vaccinazione, raccogliere circa 100 ml di sangue (4-6 gocce) di topi tramite sottomandibolare tecnica sanguinamento 27 in un tubo rivestito di K 2 EDTA e capovolgere più volte per impedire la coagulazione.
  2. Trasferire 100 ml di sangue in una provetta, aggiungere 1 ml di tampone di lisi, e incubare per 2-3 minuti per rimuovere i globuli rossi (RBC). Campioni di centrifugazione per 5 min a 1500 xg e rimuovere il surnatante. Se il pellet ancorappears rossi (che indicano la rimozione incompleta di globuli rossi), ripetere il passo lisi con una breve incubazione (<1 min) di tampone di lisi.
  3. Lavare le rimanenti PBMC con 1 ml di tampone FACS (PBS + 1% w / v BSA) e centrifugare a 1500 xg per 5 min.
  4. Aspirare il surnatante e risospendere il campione in 20 ml di topo CD16 / 32 anticorpo (0,025 mg / ml) per bloccare il legame degli anticorpi specifici e FCR-mediata. Incubare per 10 minuti a temperatura ambiente.
  5. Trasferire le cellule da microprovette in 4 ml tubi FACS con fondo arrotondato. Aggiungere 20 ml di H-2K b soluzione OVA Tetramero-SIINFEKL-PE secondo le specifiche del costruttore per ogni campione e incubare per 30 minuti in ghiaccio.
  6. Preparare il cocktail di anticorpi (ad esempio, αCD8-APC, αCD44-FITC e αCD62L-PECy7 anticorpi (0.005, 0.005, e 0.002 mg / ml di concentrazione, rispettivamente)). Aggiungere 20 microlitri di ciascun campione sperimentale, e incubare per 20 min in ghiaccio. Preparare controlli singoli fluorofori per labeling cellule con ogni tetramero fluoroforo-tag o anticorpi alla concentrazione sopra indicato.
  7. Lavare 2 volte con tampone FACS e risospendere il pellet finale in tampone FACS contenente 2 mg / ml di DAPI. Le cellule sono ora pronti per citometria a flusso di analisi (dettagli ed esempi possono essere trovati in Scheffold 25).

Risultati

I passi necessari per la sintesi di ICMVs sono illustrati in Figura 1 6. In breve, un film lipidico contenenti farmaci lipofili o coloranti fluorescenti è idratata in presenza di farmaci idrofili. Cationi divalenti, quali Ca 2+, si aggiungono a guidare fusione dei liposomi anionici in vescicole multilamellari. Ditiolo crosslinker, come DTT, è aggiunto il "fiocco" lipidi maleimmide-funzionalizzati su apposing strati lipidici, e, infine, rimanendo gruppi maleimmide estern...

Discussione

Il protocollo fornito in questo articolo descrive la sintesi e la caratterizzazione di un nuovo sistema di nanoparticelle a base lipidica, chiamato ICMVs, e fornisce il processo di convalida dell'efficacia delle formulazioni di vaccino a base di nanoparticelle di indurre risposte delle cellule CD8 + T antigene-specifiche. Sintesi ICMV si completa in tutte le condizioni acquosa, che è un importante vantaggio rispetto ad altri sistemi comunemente utilizzati polimerici nanoparticelle (ad esempio, poli (lattid...

Divulgazioni

Perkin Elmer a condizione che il costo di produzione sostenuti durante la pubblicazione di questo articolo.

Riconoscimenti

Questo studio è stato sostenuto dal National Institute of Health concedere 1K22AI097291-01 e dal Centro Nazionale per l'avanzamento delle Scienze di traslazione del National Institutes of Health sotto Premio Numero UL1TR000433. Riconosciamo inoltre Prof. Darrell Irvine al MIT e il Prof. Matthias Stephan Fred Hutchinson Cancer Center per il loro contributo al lavoro iniziale sulle nanoparticelle vaccino e OT-I / Luc topi transgenici.

Materiali

NameCompanyCatalog NumberComments
1. Synthesis and characterization of ICMVs co-loaded with protein antigen and adjuvant molecules
1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-[4-(p-maleimidophenyl)butyramide] (sodium salt) (MPB)Avanti Polar Lipids, INC.870012
1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DOPC)Avanti Polar Lipids, INC.850375
Monophosphoryl Lipid A (Synthetic) (PHAD™) (MPLA)Avanti Polar Lipids, INC.699800
20 mL glass vialsWheaton0334125D
Symphny Vacuum OvenVWR414004-580
Ovalbumin (OVA)Worthington3054
Bis-Tris Propane (BTP)FisherBP2943
Q125 Sonicator (125W/20kHz)QsonicaQ125-110
Dithiothreitol (DTT)FisherBP172
2 kDa Thiolated Polyethylene Glycol (PEG-SH)Laysan BioMPEG-SH-2000-1g
Malvern ZetaSizer Nano ZSP Malvern
ZetaSizer CuvettesMalvernDTS1070
2. Examination of lymph node draining of fluorescence-tagged ICMVs with confocal microscopy
1,1'-Dioctadecyl-3,3,3',3'-Tetramethylindodicarbocyanine, 4-Chlorobenzenesulfonate Salt (DID)Life TechnologiesD-7757
Alexa Fluor 555-succinimidyl ester (AF555-NHS)Life TechnologiesA37571
Tissue-Tek OCT freezing medium VWR25608-930
Tissue CryomoldsVWR25608-922
3. Monitoring expansion of antigen-specific, luciferase-expressing CD8+ T cells after nanoparticle vaccination with whole animal imaging
C57BL/6 miceJackson000664
Albino C57BL/6 miceJackson000058
OT-1 C57BL/6 miceJackson003831
70 μm nylon strainerBD352350
EasySep™ Mouse CD8+ T Cell Isolation KitStemCell19853
IVIS® whole animal imaging systemPerkin Elmer
4. Peptide-MHC tetramer staining of peripheral blood mononuclear cells (PBMCs) for flow cytometric analysis of antigen-specific CD8+ T cells
K2EDTA tubesBD365974
ACK lysis bufferLife TechnologiesA10492-01 
Anti-CD16/32 Fc BlockEbioscience14-0161-86
H-2Kb OVA TetramerMBLTS-5001-1C
Anti-CD8-APCBD553031
Anti-CD44-FITCBD553133
Anti-CD62L-PECy7Ebioscience25-0621-82
4′,6-Diamidino-2-phenylindole dihydrochloride (DAPI)SIGMAD8417-10MG
CyAn Flow CytometerBeckman Coulter
FlowJo SoftwareFlowJo

Riferimenti

  1. Irvine, D. J., Swartz, M. A., Szeto, G. L. Engineering synthetic vaccines using cues from natural immunity. Nature materials. 12, 978-990 (2013).
  2. Moon, J. J., Huang, B., Irvine, D. J. Engineering nano- and microparticles to tune immunity. Advanced materials. 24, 3724-3746 (2012).
  3. Sahdev, P., Ochyl, L. J., Moon, J. J. Biomaterials for nanoparticle vaccine delivery systems. Pharmaceutical Research. , (2014).
  4. Zhao, L., et al. Nanoparticle vaccines. Vaccine. 32, 327-337 (2014).
  5. Riet, E., Ainai, A., Suzuki, T., Kersten, G., Hasegawa, H. Combatting infectious diseases; nanotechnology as a platform for rational vaccine design. Advanced drug delivery reviews. 74C, 28-34 (2014).
  6. Moon, J. J., et al. Interbilayer-crosslinked multilamellar vesicles as synthetic vaccines for potent humoral and cellular immune responses. Nature Materials. 10, 243-251 (2011).
  7. Moon, J. J., et al. Enhancing humoral responses to a malaria antigen with nanoparticle vaccines that expand Tfh cells and promote germinal center induction. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109, 1080-1085 (2012).
  8. DeMuth, P. C., Moon, J. J., Suh, H., Hammond, P. T., Irvine, D. J. Releasable layer-by-layer assembly of stabilized lipid nanocapsules on microneedles for enhanced transcutaneous vaccine delivery. ACS Nano. 6, 8041-8051 (2012).
  9. Li, A. V., et al. Generation of Effector Memory T Cell-Based Mucosal and Systemic Immunity with Pulmonary Nanoparticle Vaccination. Science Translational Medicine. 5, 204ra130 (2013).
  10. Stephan, M. T., Moon, J. J., Um, S. H., Bershteyn, A., Irvine, D. J. Therapeutic cell engineering with surface-conjugated synthetic nanoparticles. Nature Medicine. 16, 1035-1041 (2010).
  11. Murdock, R. C., Braydich-Stolle, L., Schrand, A. M., Schlager, J. J., Hussain, S. M. Characterization of nanomaterial dispersion in solution prior to In vitro exposure using dynamic light scattering technique. Toxicological Sciences. 101, 239-253 (2008).
  12. Manolova, V., et al. Nanoparticles target distinct dendritic cell populations according to their size. European Journal of Immunology. 38, 1404-1413 (2008).
  13. Reddy, S. T., et al. Exploiting lymphatic transport and complement activation in nanoparticle vaccines. Nature Biotechnology. 25, 1159-1164 (2007).
  14. Kaur, R., Bramwell, V. W., Kirby, D. J., Perrie, Y. Manipulation of the surface pegylation in combination with reduced vesicle size of cationic liposomal adjuvants modifies their clearance kinetics from the injection site, and the rate and type of T cell response. Journal of Controlled Release. 164, 331-337 (2012).
  15. Zhuang, Y., et al. PEGylated cationic liposomes robustly augment vaccine-induced immune responses: Role of lymphatic trafficking and biodistribution. Journal of Controlled Release. 159, 135-142 (2012).
  16. Hogquist, K. A., et al. T cell receptor antagonist peptides induce positive selection. Cell. 76, 17-27 (1994).
  17. Clarke, S. R. M., et al. Characterization of the ovalbumin-specific TCR transgenic line OT-I: MHC elements for positive and negative selection. Immunology and Cell Biology. 78, 110-117 (2000).
  18. Azadniv, M., Dugger, K., Bowers, W. J., Weaver, C., Crispe, I. N. Imaging CD8(+) T cell dynamics in vivo using a transgenic luciferase reporter. International Immunology. 19, 1165-1173 (2007).
  19. Kim, D., Hung, C. F., Wu, T. C. Monitoring the trafficking of adoptively transferred antigen- specific CD8-positive T cells in vivo, using noninvasive luminescence imaging. Human gene therapy. 18, 575-588 (2007).
  20. Rabinovich, B. A., et al. Visualizing fewer than 10 mouse T cells with an enhanced firefly luciferase in immunocompetent mouse models of cancer. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105, 14342-14346 (2008).
  21. Altman, J. D., et al. Phenotypic analysis of antigen-specific T lymphocytes. Science. 274, 94-96 (1996).
  22. Machholz, E., Mulder, G., Ruiz, C., Corning, B. F., Pritchett-Corning, K. R. Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats. Journal of Visualized Experiments. , e2771 (2012).
  23. Bedoya, S. K., Wilson, T. D., Collins, E. L., Lau, K., Larkin Iii, J. Isolation and Th17 Differentiation of Naive CD4 T Lymphocytes. Journal of Visualized Experiments. , e50765 (2013).
  24. Chen, Y., et al. Visualization of the interstitial cells of cajal (ICC) network in mice. Journal of Visualized Experiments. , (2011).
  25. Scheffold, A., Busch, D. H., Kern, F., Sack, U., Tárnok, D. H., Rothe, G. In Cellular Diagnostics Basics, Methods and Clinical Applications of Flow Cytometry. Karger. , 476-502 (2009).
  26. Wilson, K., Yu, J., Lee, A., Wu, J. C. In vitro and in vivo Bioluminescence Reporter Gene Imaging of Human Embryonic Stem Cells. Journal of Visualized Experiments. , e740 (2008).
  27. Golde, W. T., Gollobin, P., Rodriguez, L. L. A rapid, simple, and humane method for submandibular bleeding of mice using a lancet. Lab Animal. 34, 39-43 (2005).
  28. Tilney, N. L. Patterns of lymphatic drainage in the adult laboratory rat. Journal of Anatomy. 109, 369-383 (1971).
  29. Stivaktakis, N., et al. PLA and PLGA microspheres of beta-galactosidase: Effect of formulation factors on protein antigenicity and immunogenicity. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 70A, 139-148 (2004).
  30. Bilati, U., Allemann, E., Doelker, E. Nanoprecipitation versus emulsion-based techniques for the encapsulation of proteins into biodegradable nanoparticles and process-related stability issues. AAPS PharmSciTech. 6, E594-E604 (2005).
  31. Blander, J. M., Medzhitov, R. Toll-dependent selection of microbial antigens for presentation by dendritic cells. Nature. 440, 808-812 (2006).
  32. Iwasaki, A., Medzhitov, R. Regulation of adaptive immunity by the innate immune system. Science. 327, 291-295 (2010).
  33. Dubochet, J., et al. Cryo-electron microscopy of vitrified specimens. Quarterly reviews of biophysics. 21, 129-228 (1988).
  34. Vinson, P. K., Talmon, Y., Walter, A. Vesicle-micelle transition of phosphatidylcholine and octyl glucoside elucidated by cryo-transmission electron microscopy. Biophysical Journal. 56, 669-681 (1989).
  35. Schagger, H. Tricine-SDS-PAGE. Nature Protocols. 1, 16-22 (2006).
  36. Chevallet, M., Luche, S., Rabilloud, T. Silver staining of proteins in polyacrylamide gels. Nat Protoc. 1, 1852-1858 (2006).
  37. Randolph, G. J., Angeli, V., Swartz, M. A. Dendritic-cell trafficking to lymph nodes through lymphatic vessels. Nature Reviews Immunology. 5, 617-628 (2005).
  38. Liu, H., et al. Structure-based programming of lymph-node targeting in molecular vaccines. Nature. 507, 519-522 (2014).
  39. Xu, Z., et al. Multifunctional nanoparticles co-delivering Trp2 peptide and CpG adjuvant induce potent cytotoxic T-lymphocyte response against melanoma and its lung metastasis. Journal of Controlled Release. 172, 259-265 (2013).
  40. Hailemichael, Y., et al. Persistent antigen at vaccination sites induces tumor-specific CD8(+) T cell sequestration, dysfunction and deletion. Nature Medicine. 19, 465 (2013).
  41. Slingluff, C. L., et al. Phase I trial of a melanoma vaccine with gp100(280-288) peptide and tetanus helper peptide in adjuvant: Immunologic and clinical outcomes. Clinical Cancer Research. 7, 3012-3024 (2001).
  42. Speiser, D. E., et al. Rapid and strong human CD8(+) T cell responses to vaccination with peptide, IFA, and CpG oligodeoxynucleotide 7909. Journal of Clinical Investigation. 115, 739-746 (2005).
  43. Araki, K., et al. mTOR regulates memory CD8 T-cell differentiation. Nature. 460, 108-112 (2009).
  44. Masopust, D., Vezys, V., Marzo, A. L., Lefrancois, L. Preferential localization of effector memory cells in nonlymphoid tissue. Science. 291, 2413-2417 (2001).
  45. Cuburu, N., et al. Intravaginal immunization with HPV vectors induces tissue-resident CD8+ T cell responses. Journal of Clinical Investigation. 122, 4606-4620 (2012).
  46. Ahlers, J. D., Belyakov, I. M. Memories that last forever: strategies for optimizing vaccine T-cell memory. Blood. 115, 1678-1689 (2010).
  47. Seder, R. A., Darrah, P. A., Roederer, M. T-cell quality in memory and protection: implications for vaccine design. Nature Reviews Immunology. 8, 247-258 (2008).
  48. Barber, D. L., et al. Restoring function in exhausted CD8 T cells during chronic viral infection. Nature. 439, 682-687 (2006).
  49. Wherry, E. J., et al. Molecular signature of CD8+ T cell exhaustion during chronic viral infection. Immunity. 27, 670-684 (2007).
  50. Czerkinsky, C. C., Nilsson, L. A., Nygren, H., Ouchterlony, O., Tarkowski, A. A solid-phase enzyme-linked immunospot (ELISPOT) assay for enumeration of specific antibody-secreting cells. Journal of Immunological Methods. 65, 109-121 (1983).
  51. Foster, B., Prussin, C., Liu, F., Whitmire, J. K., Whitton, J. L. Detection of intracellular cytokines by flow cytometry. Current Protocols in Immunology. Chapter 6 (Unit 6 24), (2007).
  52. Wonderlich, J., Shearer, G., Livingstone, A., Brooks, A. Induction and measurement of cytotoxic T lymphocyte activity. Current protocols in immunology. Chapter 3 (Unit 6 24), (2006).
  53. Betts, M. R., et al. Sensitive and viable identification of antigen-specific CD8+T cells by a flow cytometric assay for degranulation. Journal of Immunological Methods. 281, 65-78 (2003).
  54. Brunner, K. T., Mauel, J., Cerottini, J. C., Chapuis, B. Quantitative assay of the lytic action of immune lymphoid cells on 51-Cr-labelled allogeneic target cells in vitro; inhibition by isoantibody and by drugs. Immunology. 14, 181-196 (1968).
  55. Noto, A., Ngauv, P., Trautmann, L. Cell-based flow cytometry assay to measure cytotoxic activity. Journal of Visualized Experiments. , e51105 (2013).
  56. Quah, B. J., Wijesundara, D. K., Ranasinghe, C., Parish, C. R. The use of fluorescent target arrays for assessment of T cell responses in vivo. Journal of visualized experiments. , e51627 (2014).
  57. Crotty, S. Follicular helper CD4 T cells (TFH). Annual review of immunology. 29, 621-663 (2011).

Ristampe e Autorizzazioni

Richiedi autorizzazione per utilizzare il testo o le figure di questo articolo JoVE

Richiedi Autorizzazione

Esplora altri articoli

Immunologiananoparticellevaccinobiomaterialil antigene subunitadiuvantecitotossici CD8 T linfocititutta l imaging animaletetramero colorazionee linfonodo

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Riservatezza

Condizioni di utilizzo

Politiche

Contattaci

SUGGERISCI JOVE ALLA BIBLIOTECA

Newsletter di JoVE

Ricerca

Didattica

Autori

Personale delle biblioteche

CHI SIAMO

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati