JoVE Logo
Autori
Contattaci

Accedi

È necessario avere un abbonamento a JoVE per visualizzare questo. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

In questo articolo

  • Riepilogo
  • Abstract
  • Introduzione
  • Protocollo
  • Risultati
  • Discussione
  • Divulgazioni
  • Riconoscimenti
  • Materiali
  • Riferimenti
  • Ristampe e Autorizzazioni

Riepilogo

This protocol describes the process of constructing an insect-machine hybrid system and carrying out wireless electrical stimulation of the flight muscles required to control the turning motion of a flying insect.

Abstract

L'aumento dei dispositivi elettronici digitali di radio-enabled ha spinto l'uso di piccoli registratori neuromuscolari wireless e stimolatori per studiare il comportamento degli insetti in volo. Questa tecnologia consente lo sviluppo di un sistema ibrido insetto-macchina utilizzando una piattaforma di insetto che vive descritto in questo protocollo. Inoltre, questo protocollo presenta la configurazione del sistema e ponti procedure sperimentali gratuiti per valutare la funzione dei muscoli di volo in un insetto untethered. Per la dimostrazione, abbiamo mirato al terzo muscolo ascellare sclerite (3AX) per controllare e raggiungere svolta a sinistra oa destra di un coleottero che vola. Un sottile elettrodo filo d'argento è stato impiantato sul muscolo 3AX su ciascun lato del coleottero. Questi sono stati collegati alle uscite di uno zaino wireless (cioè, uno stimolatore elettrico neuromuscolare) montato sul pronoto del coleottero. Il muscolo è stata stimolata in volo libero, alternando il lato stimolazione (sinistra o destra) oppure variando la stimulatiofrequenza n. Il coleottero si voltò verso il lato ipsilaterale quando il muscolo è stata stimolata ed esposto una risposta graduata ad una frequenza crescente. Il processo di impiantazione e calibrazione del volume del sistema di telecamere capture 3 dimensionale motion devono essere effettuate con cura per evitare di danneggiare il muscolo e perdere traccia del marcatore, rispettivamente. Questo metodo è estremamente utile per studiare volo degli insetti, in quanto contribuisce a rivelare le funzioni del muscolo volo di interesse volo libero.

Introduzione

An insect-machine hybrid system, often referred to as a cyborg insect or biobot, is the fusion of a living insect platform with a miniature mounted electronic device. The electronic device, which is wirelessly commanded by a remote user, outputs an electrical signal to electrically stimulate neuromuscular sites in the insect via implanted wire electrodes to induce user desired motor actions and behaviors. In the early stages of this research field, researchers were limited to conducting wireless recording of the muscular action of an insect, using simple analog circuits comprised of surface-mounted components1-3. The development of system-on-a-chip technology with radio frequency functionality enabled not only the wireless recording of neuromuscular signals but also the electrical stimulation of the neuromuscular sites in living insects. At present, a built-in radio microcontroller is small enough to be mounted on living insects without causing any obstructions to their locomotion4-13.

The development of the built-in radio microcontroller allows researchers to determine electrical stimulation protocols to induce desired motor actions to control the locomotion of the insect of interest. On the ground, researchers have demonstrated walking control by stimulating the neuromuscular sites of cockroaches4,12,14, spiders15, and beetles16,17. In the air, the initiation and cessation of flight were achieved using different methods such as the stimulation of the optic lobes (the massive neural cluster of a compound eye) in beetles7,9 and brain sub-regions in bees18, whereas turning control has been demonstrated by stimulating the antennae muscles and nervous system of the abdomens in moths11,19 and the flight muscles of beetles7,9,13. In most cases, a built-in radio microcontroller was integrated on a custom-designed printed circuit board to produce a miniature wireless stimulator (backpack), which was mounted on the insect of interest. This allows wireless electrical stimulation to be applied to a freely walking or flying insect. Such a microcontroller-mounted insect is what is referred to as an insect-machine hybrid system.

This study describes the experimental protocols for building an insect-machine hybrid system, wherein a living beetle is employed as the insect platform, and instructs on how to operate the robot and test its flight control systems. The third axillary sclerite (3Ax) muscle was chosen as the muscle of interest for electrical stimulation and demonstration of left or right turning control13. A pair of thin silver wire electrodes was implanted in both the left and right 3Ax muscles. Moreover, a backpack was mounted on the living beetle. The other ends of the wire electrode were connected to the output pins of the microcontroller. The backpack was small enough for the beetle to carry in flight. Thus, this allows an experimentalist to remotely stimulate the muscle of interest of an insect in free flight and investigate its reactions to the stimulations.

Protocollo

1. Animal Studio

  1. Posteriori singoli coleotteri torquata Mecynorrhina (6 cm, 8 g) in contenitori di plastica separati con biancheria pellet.
  2. Alimentare ogni coleottero una tazza di gelatina di zucchero (12 ml) ogni 3 giorni.
  3. Mantenere la temperatura e l'umidità della stanza allevamento a 25 ° C e 60%, rispettivamente.
  4. Testare la capacità di volo di ogni coleottero prima di impiantare elettrodi a filo sottile.
    1. gettare delicatamente un coleottero in aria. Se lo scarafaggio può volare per più di 10 secondi per 5 prove consecutive, concludere che il coleottero ha capacità di volo regolari e impiegare per esperimenti di volo successivo. Per riprendere il coleottero, spegnere tutte le luci in sala per renderlo scuro. Questo fa sì che il coleottero di interrompere volo.
      Nota: Un coleottero inizia spontaneamente a volare via quando rilasciato nell'aria. E 'meglio condurre gli esperimenti di volo in una grande camera chiusa come quella mostrata in Figura 1 (16 x 8 x 4 m 3 con uno spazio di motion capture di 12,5 x 8 x 4 m 3), un coleottero volanti si muove molto velocemente (circa 3-5 m / sec) e attira grandi archi quando si gira in aria.

2. impianto di elettrodi

  1. Anestetizzare il coleottero ponendolo in un contenitore di plastica pieno di CO 2 per 1 min 13,16,20-24.
  2. Ammorbidire impronte dentarie immergendolo in acqua calda per 10 secondi. Posizionare il coleottero anestetizzato su un blocco di legno e immobilizzarlo con la cera dentale ammorbidita. La cera dentale raffredda naturalmente e solidifica in pochi minuti.
  3. Tagliare i fili d'argento isolati (127 micron di diametro nuda, 178 micron di diametro, quando rivestito con perfluoroalkoxy) in lunghezze di 25 mm da utilizzare come elettrodi a filo sottile per l'impianto.
  4. Esporre 3 mm di argento nuda sfiammando l'isolatore a entrambe le estremità di ogni filo.
  5. Sezionare la superficie superiore della cuticola del coleottero utilizzando una forbice a punta fine di creare un small finestra di circa 4 x 4 mm sulla metepisternum (figura 2c). Nota: Un cuticola morbida color marrone viene quindi esposto, come illustrato nelle figure 2c - e. Il muscolo 3AX si trova sotto la cuticola morbida.
  6. Pierce due fori sulla cuticola marrone esposto usando un perno insetto (dimensione 00) con una distanza di 2 mm tra i due fori (figura 2d).
  7. Inserire due elettrodi a filo (di cui uno elettrodi attivi e uno di ritorno previste al punto 2.4) con attenzione attraverso i fori e impiantare in ogni muscolo 3AX ad una profondità di 3 mm.
  8. Fissare gli elettrodi impiantati e tenerli in atto per evitare il contatto e cortocircuiti facendo cadere la cera d'api fusa sui fori. Se necessario, ridisporre la cera d'api sopra la cuticola toccando la cera con la punta di un saldatore. La cera d'api solidifica rapidamente e rafforza l'impianto.
    Nota: Per verificare se l'impianto è corretta, elitre della barbabietolale può essere sollevato per osservare il movimento del muscolo 3AX durante la stimolazione elettrica.

3. Montaggio zaino senza fili

Nota: Lo zaino consisteva in un armadio a microcontrollore radio una stratificata FR-4 scheda 4 (1,6 x 1,6 cm 2). Lo zaino è stato guidato da un microbattery ai polimeri di litio (3,7 V, 350 mg, 10 mAh). La massa totale dello zaino compresa la batteria era 1,2 ± 0,26 g, che è inferiore alla capacità di carico utile del coleottero (30% di 10 g di peso corporeo). Lo zaino è stato pre-programmato per ricevere le comunicazioni wireless e aveva due canali di uscita.

  1. Pulire la superficie pronoto (rimuovere lo strato di cera sulla cuticola) usando del nastro biadesivo. Quindi, fissare lo zaino sul pronoto del coleottero con un pezzo di nastro biadesivo.
  2. Collegare le estremità degli elettrodi impiantati alle uscite dello zaino.
  3. Avvolgere nastro retro-riflettente intorno al microbattery per produrre un marcatore FOr telecamere motion capture per rilevare.
  4. Fissare la microbattery all'inizio dello zaino con un pezzo di nastro biadesivo in modo che il nastro retroriflettente può essere rilevato da telecamere motion capture.

4. Wireless Control System

Nota: In questo caso, il sistema di controllo senza fili termine comprende un ricevitore per il telecomando, un computer portatile per eseguire il software di controllo di volo personalizzato, una stazione base, lo zaino, e il sistema di cattura di movimento.

  1. Collegare la stazione base e il ricevitore del telecomando al computer portatile tramite porte USB.
  2. Accendere il sistema di motion capture e collegarlo al computer portatile tramite una porta Ethernet.
  3. Eseguire la taratura del volume agitando la bacchetta di calibrazione (fornito dalla società fornitore del sistema di motion capture) per coprire completamente lo spazio motion capture.
    1. Aprire il software di motion capture dal desktop del portatile. Fare clic e drAG per selezionare tutte le telecamere sul menu "Sistema" del pannello "Risorse".
    2. Fare clic sul menu "Prospettiva 3D" e selezionare "Camera" per passare alla visualizzazione della telecamera. Fare clic sulla scheda "Camera" sul pannello "Strumenti" per mostrare l'impostazione di calibrazione. Fai clic su "Start" sul menu "creare maschere telecamera" per eliminare il rumore dalle telecamere e poi "Stop" dopo il rumore è mascherato in blu.
    3. Fare clic e selezionare "5 Marker Wand & L-Frame" dal menu "Wand" e il menu "L-Frame" sulla scheda "Camera". Impostare il "conte Wand" a 2.500, fai clic su "Start" sul menu "Calibrate Telecamere", e sventolare la bacchetta di calibrazione attraverso l'intero spazio motion capture. Il processo di calibrazione si arresta quando il conteggio raggiunge bacchetta 2.500.
    4. Ripetere il processo di calibrazione se l'errore di immagine (nella parte inferiore della scheda "Camera" del pannello "Strumenti") è superiore a 0,3 fo di qualsiasi fotocamera. Dopo aver calibrato, mettere la bacchetta sul pavimento al centro dello spazio motion capture e fare clic su "Start" sul menu "Imposta volume d'origine" per impostare l'origine dello spazio motion capture.
  4. Verificare la copertura del sistema di motion capture con una prova senza per registrare il tracciato del movimento di un marcatore sventolato da un utente nello spazio motion capture e confermare se il marcatore viene rilevato e monitorato. Se l'indicatore è spesso persa durante il rilevamento, ripetere la calibrazione del volume fino a quando il manichino di prova ha esito positivo.
    1. Fare clic sulla scheda "Capture" sul pannello "Strumenti" e poi "Start" sul menu "Capture" prima agitando il marcatore campione attraverso l'intero spazio motion capture per registrare la sua traiettoria.
    2. Dopo la registrazione, clicca su "Esegue il gasdotto Ricostruire" per ricostruire le posizioni del marcatore e controllare la qualità della registrazione.
  5. Collegare i terminali del MicroBattery (allegato al zaino nel passaggio 3.4) per i piedini di alimentazione dello zaino.
  6. Testare la comunicazione wireless tra il computer portatile e lo zaino con il software di controllo di volo personalizzato. Fare clic sul comando "Start" sul software e verificare lo stato della connessione visualizzato.

Esperimento 5. Volo Libero

  1. Effettuare l'esperimento volo libero in un'arena volo misura 16 x 8 x 4 m 3.
  2. Inserire i parametri appropriati per il software di controllo di volo (tensione, larghezza d'impulso, la frequenza, la durata e la stimolazione). Nota: Per la dimostrazione, abbiamo risolto la tensione di 3 V, durata dell'impulso di 3 msec, e durata stimolo per 1 sec e varia la frequenza da 60 a 100 Hz.
    1. Nella schermata del software, tipo 3 per 3 V nella casella "tensione", 1.000 per 1.000 msec nel box "Stimolazione Durata", 3 per 3 ms nella casella "Pulse Width", e una frequenza desiderata in Hz nel " Frequenza "scatola on la finestra di comando.
  3. Rilasciare il coleottero zaino montato in aria permettendo di volare liberamente all'interno dell'arena di volo. attivare manualmente la stimolazione quando il coleottero entra nello spazio motion capture. Premere il pulsante appropriato di comando (sinistra o destra) sul telecomando per stimolare il muscolo bersaglio sul lato sinistro o destro del coleottero.
    Nota: Una volta che il pulsante viene premuto, il software di controllo di volo in esecuzione sul computer portatile genera il comando e lo invia allo zaino. Lo zaino irradia il stimolo elettrico al muscolo di interesse (sul lato sinistro o destro).
  4. Osservare la reazione del coleottero in tempo reale durante la stimolazione e ricostruire i dati utilizzando il software rappresentazione grafica 3D.
    1. Selezionare una delle prove registrate nella lista di dati della finestra "Maggiolino Display" e fare clic su "Esporta Panda" per copiare i dati di quel processo nella cartella di analisi ed eseguire il modulo di rappresentazione grafica 3D.
    2. Premere il tasto "N" sula tastiera per combinare il segnale di stimolo con la traiettoria registrata. Premere I per mostrare la traiettoria del coleottero con i periodi di stimolazione evidenziati.

Risultati

La procedura di impianto di elettrodi è presentato in figura 2 elettrodi a filo d'argento sottile sono stati impiantati nel muscolo 3AX del coleottero attraverso piccoli fori trafitto sulla cuticola morbida sul muscolo (figure 2d - e).. Questo cuticola morbida si trova appena sopra il apodema del muscolo basalar dopo aver rimosso la parte anteriore del metepisternum (figure 2d - c). Gli elettrodi so...

Discussione

Il processo di impianto è importante, in quanto compromettono l'affidabilità dell'esperimento. Gli elettrodi devono essere inseriti nel muscolo ad una profondità pari o inferiore a seconda delle dimensioni del coleottero (evitando il contatto con muscoli adiacenti) 3 mm. Se gli elettrodi si toccano i muscoli circostanti, azioni motorie indesiderate e comportamenti si possono verificare a causa della contrazione dei muscoli vicini. I due elettrodi devono essere ben allineati per garantire che non si verifichin...

Divulgazioni

The authors declare that there are no conflicts of interest.

Riconoscimenti

This material is based on the works supported by Nanyang Assistant Professorship (NAP, M4080740), Agency for Science, Technology and Research (A*STAR) Public Sector Research Funding (PSF, M4070190), A*STAR-JST (The Japan Science and Technology Agency) joint grant (M4070198), and Singapore Ministry of Education (MOE2013-T2-2-049). The authors would like to thank Mr. Roger Tan Kay Chia, Prof. Low Kin Huat, Mr. Poon Kee Chun, Mr. Chew Hock See, Mr. Lam Kim Kheong and Dr. Mao Shixin at School of MAE for their support in setting up and maintaining the research facilities. The authors thank Prof. Michel Maharbiz (U.C. Berkeley) his advice and discussion, Prof. Kris Pister and his group (U.C. Berkeley) for their support in providing the GINA used in this study.

Materiali

NameCompanyCatalog NumberComments
Mecynorrhina torquata beetleKingdom of Beetle Taiwan10 g, 8 cm, pay load capacity is 30% of the body mass
Aproval of importing and using by Agri-Food and Veterinary Authority of Singapore (AVA; HS code: 01069000, product code: ALV002).
Wireless backpack stimulatorCustomTI CC2431 micocontroler
The board is custom made based on the GINA board from Prof. Kris Pister’s lab. The layout of GINA board can be found at    https://openwsn.atlassian.net/wiki/display/OW/GINA
Wii Remote controlNintendoBluetooth remote control to send the command to the operator laptop
BeetleCommander v1.8Custom. Maharbiz group at UC Berkeley and Sato group at NTUEstablish the wireless communication of the backpack and the operator laptop. Configure the stimulus parameters and log the positional data. Visualize the flight data.
GINA base stationKris Pister group at UC BerkeleyTI MSP430F2618 and AT86RF231
Motion capture systemVICONT1608 cameras for a flight arena of 12.5 m x 8 m x 4 m
Motion capture systemVICONT40s12 cameras for a flight arena of 12.5 x 8 x 4 m
Micro batteryFullriver 201013HS10C 3.7V, 10 mAh
Retro reflective tapeReflexiteV92-1549-010150V92 reflective tape, silver color
PFA-Insulated Silver Wire A-M systems786000127 µm bare, 177.8 µm coated, 3 mm bare silver flame exposed at tips
SMT Micro Header SAMTECFTSH-110-01-L-DV0.3 mm x 6 mm, bend to make a 3 mm long slider to secure the electrode into the PCB header.
BeeswaxSecure the electrodes
Dental WaxVertexImmobilize the beetle
Insect pinROBOZRS-6082-30Size  00; 0.3 mm Rod diameter; 0.03 mm tip width; 38 mm Length 
Make electrode guiding holes on cuticle
TweezersDUMONTRS-5015Pattern #5; .05 mm x .01 mm Tip Size; 110 mm Length
Dissecting and implantation
ScissorsROBOZRS-5620Vannas Micro Dissecting Spring Scissors; Straight; 3mm Cutting Edge; 0.1 mm Tip Width; 3" Overall Length 
Dissecting and implantation
Potable soldering ironDAIYODS241Reflow beeswax
Hotplate CORNINGPC-400DMelting beeswax and dental wax
Flourescent lampPhilipsTL5 14WLight the entire flight arena with 30 panels (60 x 60 cm2). Each panel has 3 lamps.
14 W, 549 mm x 17 mm 

Riferimenti

  1. Kutsch, W., Schwarz, G., Fischer, H., Kautz, H. Wireless Transmission of Muscle Potentials During Free Flight of a Locust. J. Exp. Biol. 185 (1), 367-373 (1993).
  2. Fischer, H., Kautz, H., Kutsch, W. A Radiotelemetric 2-Channel Unit for Transmission of Muscle Potentials During Free Flight of the Desert Locust, Schistocerca Gregaria. J. Neurosci. Methods. 64 (1), 39-45 (1996).
  3. Ando, N., Shimoyama, I., Kanzaki, R. A Dual-Channel FM Transmitter for Acquisition of Flight Muscle Activities from the Freely Flying Hawkmoth, Agrius Convolvuli. J. Neurosci. Methods. 115 (2), 181-187 (2002).
  4. Sanchez, C. J., et al. Locomotion control of hybrid cockroach robots. J. R. Soc. Interface. 12 (105), (2015).
  5. Sato, H., et al. A cyborg beetle: insect flight control through an implantable, tetherless microsystem. , 164-167 (2008).
  6. Bozkurt, A., Gilmour, R. F., Lal, A. Balloon-Assisted Flight of Radio-Controlled Insect Biobots. IEEE Trans. Biomed. Eng. 56 (9), 2304-2307 (2009).
  7. Sato, H., et al. Remote Radio Control of Insect Flight. Front. Neurosci. 3, (2009).
  8. Daly, D. C., et al. A Pulsed UWB Receiver SoC for Insect Motion Control. IEEE J. Solid-State Circuits. 45 (1), 153-166 (2010).
  9. Maharbiz, M. M., Sato, H. Cyborg Beetles. Sci. Am. 303 (6), 94-99 (2010).
  10. Tsang, W. M., et al. Remote control of a cyborg moth using carbon nanotube-enhanced flexible neuroprosthetic probe. , 39-42 (2010).
  11. Hinterwirth, A. J., et al. Wireless Stimulation of Antennal Muscles in Freely Flying Hawkmoths Leads to Flight Path Changes. PloS ONE. 7 (12), (2012).
  12. Whitmire, E., Latif, T., Bozkurt, A. Kinect-based system for automated control of terrestrial insect biobots. , 1470-1473 (2013).
  13. Sato, H., et al. Deciphering the Role of a Coleopteran Steering Muscle via Free Flight Stimulation. Curr. Biol. 25 (6), 798-803 (2015).
  14. Erickson, J. C., Herrera, M., Bustamante, M., Shingiro, A., Bowen, T. Effective Stimulus Parameters for Directed Locomotion in Madagascar Hissing Cockroach Biobot. PLoS ONE. 10 (8), e0134348 (2015).
  15. Zhaolin, Y., et al. A preliminary study of motion control patterns for biorobotic spiders. , 128-132 (2014).
  16. Feng, C., Chao, Z., Hao Yu, C., Sato, H. Insect-machine hybrid robot: Insect walking control by sequential electrical stimulation of leg muscles. , 4576-4582 (2015).
  17. Cao, F., et al. A Biological Micro Actuator: Graded and Closed-Loop Control of Insect Leg Motion by Electrical Stimulation of Muscles. PLoS ONE. 9 (8), e105389 (2014).
  18. Zhao, H., et al. Neuromechanism Study of Insect-Machine Interface: Flight Control by Neural Electrical Stimulation. PLoS ONE. 9 (11), e113012 (2014).
  19. Tsang, W. M., et al. Flexible Split-Ring Electrode for Insect Flight Biasing Using Multisite Neural Stimulation. IEEE Trans. Biomed. Eng. 57 (7), 1757-1764 (2010).
  20. Barron, A. B. Anaesthetising Drosophila for behavioural studies. J. Insect Physiol. 46 (4), 439-442 (2000).
  21. Cooper, J. E. Anesthesia, Analgesia, and Euthanasia of Invertebrates. ILAR Journal. 52 (2), 196-204 (2011).
  22. Miller, T. A. . Insect neurophysiological techniques. , (2012).
  23. Leary, S., et al. . AVMA guidelines for the euthanasia of animals. , (2013).
  24. Heath, B., West, G., Heard, D., Caulkett, N. Mobile Inhalant Anesthesia Techniques. in Zoo Animal and Wildlife Immobilization and Anesthesia. , 75-80 (2008).
  25. Mischiati, M., et al. Internal models direct dragonfly interception steering. Nature. 517 (7534), 333-338 (2015).
  26. Kutsch, W., Berger, S., Kautz, H. Turning Manoeuvres in Free-Flying Locusts: Two-Channel Radio-Telemetric Transmission of Muscle Activity. J. Exp. Zoolog. Part A Comp. Exp. Biol. 299 (2), 139-150 (2003).
  27. Wang, H., Ando, N., Kanzaki, R. Active Control of Free Flight Manoeuvres in a Hawkmoth, Agrius Convolvuli. J. Exp. Biol. 211 (3), 423-432 (2008).
  28. Sato, H., Maharbiz, M. M. Recent developments in the remote radio control of insect flight. Front. Neurosci. 4, (2010).
  29. Tien Van, T., et al. Flight behavior of the rhinoceros beetle Trypoxylus dichotomus during electrical nerve stimulation. Bioinsp. Biomim. 7 (3), 036021 (2012).
  30. Sane, S. P., Dickinson, M. H. The control of flight force by a flapping wing: lift and drag production. J. Exp. Biol. 204 (15), 2607-2626 (2001).
  31. de Croon, G. C., et al. Design, aerodynamics and autonomy of the DelFly. Bioinsp. Biomim. 7 (2), 025003 (2012).
  32. Ma, K. Y., Chirarattananon, P., Fuller, S. B., Wood, R. J. Controlled Flight of a Biologically Inspired, Insect-Scale Robot. Science. 340 (6132), 603-607 (2013).

Ristampe e Autorizzazioni

Richiedi autorizzazione per utilizzare il testo o le figure di questo articolo JoVE

Richiedi Autorizzazione

Esplora altri articoli

NeuroscienzeNumero 115il comportamento degli insettiil sistema ibrido insetto macchinal interfaccia insetto macchinamuscolare volo degli insetticoleotterila stimolazione volo liberotelemetria

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Riservatezza

Condizioni di utilizzo

Politiche

Contattaci

SUGGERISCI JOVE ALLA BIBLIOTECA

Newsletter di JoVE

Ricerca

Didattica

Autori

Personale delle biblioteche

CHI SIAMO

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati