Sviluppo di un protocollo di raffinata per Trans-sclerale Subretinal trapianto delle cellule epiteliali del pigmento retinico umano negli occhi di topo

Riepilogo

Iniezione subretinal è stato ampiamente applicato negli studi preclinici di terapia sostitutiva delle cellule staminali per degenerazione maculare senile. In questo articolo visualizzato in quel momento, descriviamo una tecnica di iniezione subretinal meno rischioso, riproducibile e precisamente modificati tramite l'approccio trans-sclerale per fornire cellule negli occhi del ratto.

Abstract

Malattie degenerative retiniche come la degenerazione maculare senile (AMD) sono la principale causa di perdita irreversibile di visione in tutto il mondo. AMD è caratterizzata dalla degenerazione delle cellule epiteliali del pigmento retinico (RPE), che sono un monostrato di cellule funzionalmente sostenendo e anatomicamente avvolgendo intorno alla retina neurale. Gli attuali trattamenti farmacologici per non neovascular AMD (AMD secca) solo rallentano la progressione della malattia ma non possono ripristinare la visione, che necessitano di studi finalizzati ad individuare nuove strategie terapeutiche. Sostituendo le cellule RPE degenerative con cellule sane detiene promessa per il trattamento di AMD secca in futuro. Vasti studi preclinici di terapie di sostituzione della cellula staminale per AMD prevedono il trapianto di cellule staminali derivate cellule RPE nello spazio subretinal di modelli animali, in cui viene applicata la tecnica di iniezione subretinal. L'approccio più frequentemente utilizzato in questi studi sugli animali preclinici è attraverso la via trans-sclerale, che è reso difficile dalla mancanza di visualizzazione diretta dell'estremità dell'ago e spesso può provocare danni alla retina. Un approccio alternativo attraverso il vitroso consente per l'osservazione diretta della posizione di estremità dell'ago, ma trasporta un alto rischio di traumi chirurgici come altri tessuti dell'occhio sono disturbati. Abbiamo sviluppato un metodo di iniezione trans-sclerale modificate meno rischioso e riproducibile che utilizza aghi definito diverse angolazioni e profondità correttamente e costantemente fornire cellule RPE nello spazio subretinal ratto ed evitare eccessivi danni alla retina. Trasportati in questo modo le cellule sono state dimostrate in precedenza per essere efficace nel ratto Royal College of Surgeons (RCS) per almeno 2 mesi. Questa tecnica può essere utilizzata non solo per trapianto di cellule, ma anche per la consegna di piccole molecole o terapie geniche.

Introduzione

La retina umana situato sul retro le funzioni dell'occhio come un leggero tessuto sensoriale e svolge un ruolo critico nella percezione visiva. Disfunzione delle cellule retiniche o morte delle cellule di conseguenza causa problemi alla vista o cecità permanente. Disordini che coinvolgono la degenerazione o disfunzione delle cellule in diversi strati della retina sono conosciuti come malattie degenerative retiniche, tra cui AMD è il tipo più comune e la causa principale di cecità irreversibile negli anziani nei paesi sviluppati ^1,2. Il processo patologico di AMD è associato con accumulazione "drusen" tra lo strato RPE e della membrana di Bruch sottostante, che a sua volta altera supporto RPE di fisiologia del fotoricettore, che conduce all'atrofia della retina neurale e visione perdita^{3, 4,5}. Finora, non esiste una cura per avanzati (non neovascolare) DMLE secca. L'emergere della terapia con cellule staminali come un nuovo paradigma nella medicina rigenerativa porta la speranza di sostituire le cellule RPE disfunzionali o morte con cellule staminali derivate le cellule sane. Infatti, vasti studi preclinici di trapianto staminali (ad es., cellule staminali embrionali umane)-derivate cellule RPE in RPE-degenerativa modelli animali sono stati eseguiti^6,7, alcuni dei quali hanno progredetto per studi clinici^8,9 (NCT01344993, ClinicalTrials.gov). Recentemente, una fonte alternativa di cellule staminali residenti nel livello RPE umano, le cellule staminali umane di RPE (hRPESCs), è stata identificata dal nostro laboratorio e attualmente è utilizzata negli studi preclinici di terapia di trapianto cellulare (hRPESC-RPE) di hRPESC derivato-RPE per AMD ^{10 , 11 , 12 , 13}.

La tecnica di iniezione subretinal è applicata negli studi preclinici citati sopra da più gruppi, tra cui il nostro gruppo. Ci sono due approcci generali per iniezione subretinal negli animali: trans-vitreal e trans-sclerale. L'approccio trans-vitreal ha il vantaggio del chirurgo essendo in grado di osservare direttamente l'estremità dell'ago come penetra l'occhio anteriore, attraversa la cavità intera vitreal adiacente alla lente e penetra la retina sul retro per l'occhio per raggiungere il subretinal spazio^14,15,16. Tuttavia, occorre interrompere la retina in due posizioni (anteriore e posteriore), comporta il rischio di danneggiare la lente e può causare riflusso delle cellule nel corpo vitreo quando l'ago è ritirato. Al contrario, l'approccio trans-sclera, in linea di principio, evita il coinvolgimento della retina e vitreo e riflusso esce l'occhio. In roditori pigmentate, il chirurgo può osservare inizialmente penetrazione della sclera, ma dopo il passaggio in coroidico pigmentato, l'estremità dell'ago non è più visibile. Senza osservazione diretta, violando la retina è comune e può provocare dissezione retinica e consegna di cellule e/o sangue nel vitreo. Inoltre, poiché la superficie dell'occhio è curvo, è molto difficile sapere quali gli angoli dell'ago e la profondità sono più efficaci per iniezioni trans-sclerale.

In questo articolo visualizzato in quel momento, vi presentiamo un metodo di iniezione subretinal trans-sclerale informato mediante l'uso di valutazioni post-chirurgiche con tomografia a coerenza ottica (OCT), che consente un esame dettagliato del sito di iniezione. La nostra tecnica di iniezione trans-sclerale utilizza posizioni definite, angoli e profondità per aghi per iniezione per produrre trauma chirurgico molto basso e l'alta affidabilità. Qui, dimostriamo in particolare l'iniezione di cellule hRPESC-RPE nello spazio subretinal del ratto RCS, un modello preclinico di AMD umano. Con questo metodo di iniezione, correttamente e coerentemente consegnammo le cellule hRPESC-RPE nello spazio subretinal di occhi di topo RCS con un tasso di successo molto alta. Iniezione delle cellule precedentemente è stato trovato per causare nella conservazione dei fotorecettori RCS almeno 2 mesi dopo iniezione¹³. Questa procedura viene eseguita sotto il microscopio per dissezione ed è facile da imparare. Richiede due persone (un chirurgo e un assistente) per eseguire l'iniezione e il tempo medio di iniezione per ogni animale è meno di 5 minuti. Gli angoli definiti e le profondità per aghi per iniezione rendono possibile per i laboratori, dove non è disponibile, per ottenere successo iniezione subretinal OCT. Esso permette un accesso subretinal altamente riproducibile e può essere utilizzato non solo per trapianto di cellule, ma anche per terapie farmacologiche consegna e gene.

Protocollo

Tutte le procedure che coinvolgono gli animali sono state approvate dal istituzionale Animal Care e uso Committee (IACUC) presso la State University di New York Albany.

1. pre-iniezione preparazione

1. Preparazione di una sospensione di cellule hRPESC-RPE
   Nota: Le seguenti operazioni vengono eseguite in cappuccio sterili per coltura ed è necessario avere familiarità con base tecnica sterile.
   1. Isolare le cellule di hRPE primario da donatore umano occhi invecchiati 50-90 anni e cellule di coltura in piastre da 24 pozzetti¹². Crioconservare le cellule al passaggio 1, disgelo secondo necessità e cultura passaggio 2 (P2) celle per 4-5 settimane (Figura 1A) per iniezione.
   2. Rimuovere il terreno di coltura¹² e delicatamente risciacquo pozzi due volte con 500 µ l pre-riscaldati 1 X tampone di Dulbecco fosfato isotonico senza calcio & magnesio (1 x DPBS-CMF) aggiungendo 1 X DPBS-CMF nei pozzetti usando una pipetta di 1.000 µ l e rimuoverlo utilizzando un vuoto.
   3. Aggiungere 300 µ l tripsina/dnasi in ciascun pozzetto. Incubare le cellule hRPESC-RPE in tripsina/dnasi (4 kU dnasi per 1 mL di 0,25% tripsina-EDTA) per 4 min a 37 ° C per dissociare le cellule.
   4. Controllare le cellule al microscopio per vedere se essi sono arrotondati. Continuare a incubare le cellule in tripsina/dnasi per altri 2 minuti, se essi non hanno arrotondato ancora.
   5. Una volta che le cellule sono arrotondate per eccesso, è possibile utilizzare una pipetta di 1.000 µ l per triturare le cellule distaccate dal pozzo e trasferire la tripsina/dnasi contenenti cellule indipendente in una provetta conica da 15 mL con uguale volume di terreno di coltura pre-riscaldato, per inattivare la tripsina/dnasi.
   6. Lavare i pozzetti con pre-riscaldato 1 X DPBS-CMF pipettando delicatamente su e giù, specialmente intorno ai bordi del pozzo; quindi aggiungere queste cellule al precedente tubo conico.
   7. Centrifugare la provetta conica a 286 x g per 5 min a 4 ° C per agglomerare le cellule.
   8. Rimuovere il supernatante e risospendere le cellule con 1 mL di terreno di coltura.
   9. Contare le celle utilizzando un emocitometro.
   10. Centrifugare a 286 x g per 5 min a 4 ° C per agglomerare le cellule.
   11. Rimuovere il supernatante e risospendere le cellule in sterile bilanciato sale soluzione (BSS) a 50.000 cellule / µ l (per fornire 50.000 cellule in 1 µ l di volume durante l'iniezione subretinal).
   12. Trasferire la sospensione cellulare finale (CS) in un tubo del microcentrifuge 1,7 mL e mantenere in una miscela di acqua e ghiaccio fino all'utilizzo di iniezione.
2. Preparazione dell'iniettore di cella
   1. Inserire un ago smussato 33 sterile nella siringa per iniezione ed avvitare strettamente per assemblare l'iniettore.
   2. Pulire l'iniettore con etanolo 100% 5 - 6 volte.
   3. Pulire l'iniettore con etanolo al 70% 5 - 6 volte.
   4. Pulire l'iniettore con BSS 5 - 6 volte.
   5. Contrassegnare l'ago dell'iniettore con un pennarello nero sterile in una posizione di 600 µm distanza dalla punta dell'ago sotto il microscopio per dissezione (Figura 1B).
   6. Posizionare l'iniettore su un micromanipolatore per iniezione.

2. subretinal iniezione

1. Area chirurgica e preparazione degli animali
   1. Pesare un ratto RCS (60-100 g) di 4-5 settimane vecchio e anestetizzare utilizzando il sistema di erogazione del vapore isoflurano.
      Nota: Per indurre l'anestesia mantenere il tasso di flusso di isoflurane al 5%. Confermare la profondità dell'anestesia con le zampe e quindi ridurre il tasso di flusso a 2-3% per la manutenzione di anestesia durante l'intervento chirurgico.
   2. Posizionare un drappo di chirurgia sterile, con un rilievo di riscaldamento sotto, sul palco del microscopio per dissezione per impostare una zona operatoria sterile.
   3. Trasferire il ratto l'area chirurgica e posizionarla ratto in un cono di naso collegato al sistema isoflurano per mantenere l'anestesia.
   4. Coprire il corpo del ratto con garza. Un pizzico di punta del ratto per confermare l'anestesia completa.
2. Trans-sclerale iniezione subretinal sotto il microscopio
   1. Applicare una goccia di lubrificante occhio sull'occhio non operato del ratto.
   2. Posizionare il ratto sul suo lato destro con il suo occhio sinistro rivolto verso il soffitto per iniezione, la testa verso destra del chirurgo e le spalle verso il chirurgo.
   3. Tagliare qualsiasi baffi che coprono l'occhio con piccole forbici.
   4. Una piccola quantità di lavaocchi da lato temporale dell'occhio sinistro a goccia e raccogliere l'eccesso sul lato nasale con un applicatore di cotone per sciacquare l'occhio.
   5. Dilatare la pupilla con 1% tropicamide e 2,5% fenilefrina (preparata da fenilefrina 10% diluendo in soluzione fisiologica 0,9% sterile il giorno dell'intervento) per un esame OCT post-iniezione applicando una goccia di ciascuno.
   6. Tirare delicatamente la pelle che circonda l'occhio 4 - 6 volte per aprire la palpebra in modo che l'occhio è leggermente proptosed per facilitare l'accesso alle regioni posteriori al limbus.
   7. Applicare una goccia di lavaocchi e mantenere umido occhio.
   8. Delicatamente triturare il CS (preparato al punto 1.1.12) e caricare l'iniettore con 1,2 µ l CS. L'extra 0,2 µ l è utilizzato per compensare il riflusso di iniezione.
      Nota: Basato su nostre misurazioni, circa 5.000-8.000 celle vengono persi nel riflusso con un'iniezione di 50.000 cellule / µ l che è uguale a circa il 10-16% di perdita delle cellule e un extra di 0,2 µ l CS è stato iniettato per compensare questa perdita di cellule.
   9. Posizionare l'iniettore riempito con CS su un micromanipolatore (o avere un assistente tenerlo) verticalmente come RPE cellule tendono ad affondare facilmente in sospensione.
   10. Applicare una goccia di 0.5% proparacaine (anestetico locale) sull'occhio e rimuovere l'eccesso con un applicatore di cotone.
       Nota: Questo passaggio dovrebbe sopprimere il riflesso corneale e impedire che l'occhio lampeggi durante i passaggi successivi.
   11. Utilizzare pinze per afferrare la congiuntiva posteriormente al limbus, ruotare l'occhio per via nasale e sollevare la congiuntiva per fare una "tenda".
   12. Usare le forbici per tagliare la parte superiore della "tenda" per fare una piccola apertura nel conjunctiva ed esporre la sclera sottostante.
   13. Utilizzare pinze per afferrare il bordo del margine restante congiuntiva accanto al limbus e ruotare l'occhio per via nasale in modo che l'asse pupillare è un angolo di circa 30 gradi rispetto al piano del tavolo (Figura 1). Costante di presa del margine congiuntiva è necessaria per fornire una contro-forza durante gli inserimenti dell'ago e per mantenere l'occhio ad un angolo ottimo.
   14. Per realizzare un foro pilota per iniezione di cellule, posizionare l'estremità di un ago sterile smussato 31-calibro insulina a 1.200-1.500 µm posteriormente al limbus con l'apertura della punta rivolta verso l'alto.
   15. Regolare l'angolo dell'ago dell'insulina in modo che è 10-15 gradi di sopra della sclera (tangenziale di un piano immaginario al sito di iniezione desiderato). Lentamente penetrare il complesso sclera-coroide alla profondità dell'ago di circa 500 µm. Nel ratto pigmentato, l'estremità dell'ago sarà 'scomparire' sotto coroidico pigmentato. Per la marca di insulina ago usato qui, la distanza tra la punta dell'ago e la smussatura è 500 µm.
   16. Estrarre delicatamente l'ago da insulina (una molto piccola effusione del sangue può essere visto).
   17. Se si nota un eccessivo sanguinamento, lancia un occhio può essere applicata per deselezionare il foro, se necessario. Emorraggia continuata dopo l'applicazione lancia indica una nave potrebbe essere danneggiato.
   18. Guida ago dell'iniettore cella-caricato di RPE nel foro pilota, con l'apertura rivolta verso il basso e con un angolo di circa 10-15 gradi rispetto alla superficie locale della sclera.
   19. Inserire delicatamente l'ago dell'iniettore nel foro pilota ad una profondità di circa 500 µm per accedere allo spazio subretinal. Ci dovrebbe essere circa un margine di 100 µm tra il bordo del marchio penna nera e il punto dove l'ago è coperto da coroidico pigmentato (Figura 1 e 1 D).
   20. Chiedere all'assistente di premere delicatamente lo stantuffo della siringa iniettore per iniettare il volume appropriato di cellule (circa 1,2 µ l). Essere pronti a fornire alcune contro-forza come assistente preme sullo stantuffo.
       Nota: Prassi precedente finto con l'assistente possono fornire sia il chirurgo e l'assistente con la necessaria esperienza con questo passaggio.
   21. Mentre visivamente concentrandosi sulla penna segnare bordo, fissano l'iniettore per 25-30 s e poi ritirare lentamente l'iniettore. Una piccola quantità di riflusso è osservata comunemente.
       Nota: Se nessun riflusso è osservato, ci può essere stato un'iniezione intravitreale. Se vedete riflusso attraverso il sigillo o cellule di riempimento sotto la sclera, l'iniezione era troppo bassa.
   22. Risciacquare l'efflusso di cellulare dal sito di iniezione con il lavaocchi sterile 3 volte e raccogliere l'eccesso con un applicatore di cotone.
   23. Applicare una goccia di lubrificante occhio occhio operato e il ratto di trasferimento alla stazione OCT per esaminare la posizione delle cellule trapiantate e le dimensioni della vescichetta subretinal.

3. post-iniezione trattamento

1. Trattamento analgesico antinfiammatorio e dolore
   1. Iniettare buprenorfina a 0,1 mg/kg di peso corporeo in soluzione fisiologica per via sottocutanea per diminuire il dolore.
   2. Iniettare desametasone a 1,6 mg/kg di peso corporeo in soluzione salina tramite l'iniezione intraperitoneale (I.P.) per controllo di infiammazione.
2. Recupero degli animali
   1. Restituire il ratto della gabbia di recupero sotto una lampada di calore per mantenere la temperatura corporea.
   2. Osservare l'occhio operato per segni di emorragia.
   3. Osservare il ratto affinché che si tratta dall'anestesia.
   4. Restituire l'animale recuperato a una gabbia fresca flag la gabbia con una carta di chirurgia e monitorare quotidianamente per eventuali segni di afflizione, emorragia oculare o opacità corneali. Notificare immediatamente il veterinario se ci sono preoccupazioni.

Risultati

Utilizzando la tecnica descritta in questo articolo, abbiamo consegnato costantemente le cellule hRPESC-RPE nello spazio subretinal dei ratti RCS con precisione il controllo della posizione, angolo e profondità dell'inserimento dell'ago dell'iniettore nel tessuto (Figura 1B-D ). Immediatamente dopo trapianto, un esame OCT è stato effettuato per osservare il sito di iniezione e la vescichetta subretinal creato dalle cellule trapiantate. Valutazione post-...

Discussione

La tecnica di iniezione subretinal illustrata in questo articolo è via la via trans-sclerale, dove l'ago dell'iniettore penetra gli strati più esterni della parete dell'occhio (sclera-coroide-RPE complesso) senza danneggiare la retina neurale o disturbare la cavità vitrosa. Un approccio alternativo trans-vitreal ha un potenziale rischio di danno di lente che porta alla cataratta, dal momento che l'obiettivo dei roditori occupa la maggior parte della cavità vitrosa. Rispetto a questo metodo, la nostra tecnica è meno ...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.25% Trypsin-EDTA (1x)	Life Technologies	25200-072
DNAse I	Sigma	DN-25
1xDulbecco’s Phosphate Buffered Saline without Calcium & Magnesium (1xDPBS-CMF)	Corning Cellgro	431219
Sterile Balanced Salt Solution (BSS)	Alcon	00065079550
Sterile eye wash	Moore Medical	75519
Sterile 0.9% saline	Hospira	488810
Proparacaine Hydrochloride Ophthalmic Solution (0.5%)	Akorn	17478026312
Tropicamide Ophthalmic Solution, USP (1%)	Bausch & Lomb	24208058559
Phenylepherine Ophtalmic Solution, USP (10%) stock	Bausch & Lomb	42702010305	This is used to make 2.5% Phenylepherine
Buprenex	Patterson	433502
Dexamethasone	APP Pharmaceuticals	63323051610
100% Ethanol	Thermo Scientific	615090040
70% Ethanol	Ricca Chemical Company	2546.70-5
Sterile GenTeal Lubricant Eye Gel	Novartis	78042947
Sterile Systane Ultra Lubricant Eye Drops	Alcon	00065143105
hRPESC-RPE cells	Not available commercially		Please refer to "Reference #12" for cell isolation and mainteinance.
24-well plates	Corning	3526
Conical tubes (15 ml)	Sarstedt	62554002
Microcentrifuge cap with o-ring	LPS inc	L233126
Capless Microcentrifuge tubes (1.7 ml)	LPS inc	L233041
Centrifuge	Eppendorf	5804R
Sterile alcohol wipe	McKesson	58-204
Sterile cotton tip applicators	McKesson	24-106-2S
Sterile Weck-Cel spears	Beaver-Visitec International	0008680
Sterile surgical drapes	McKesson	25-515
Gauze	McKesson	16-4242
Nanofil syringe (10 ul)	World Precision Instruments	Nanofil
Nanofil beveled 33-gauge needle	World Precision Instruments	NF33BV-2
Insulin syringe needles 31-gauge	Becton Dickinson	328418
Rat toothed forceps	World Precision Instruments	555041FT
Vannas Micro Dissecting Spring Scissors	Roboz	RS-5602
Circulating water T pump	Stryker	TP700
Heating pad	Kent Scientific	TPZ-814
Animal anesthesia system	World Precision Instruments	EZ-7000
Balance	Ohaus	PA1502
Stereo microscope	Zeiss	Stemi 2000
Microscope light source	Schott	ACE series
Bioptigen Envisu Spectral Domain Ophthalmic Imaging System	Bioptigen	R2210
Sterile black marker pen	Viscot Industries	1416S-100
Miniature measuring scale	Ted Pella Inc	13623
Infrared Basking Spot Lamp	EXO-TERRA	PT2144	This is used as a heating lamp for animals during the post-surgical recovery  phase