Elettrocardiografia simultanea registrazione e invasiva sangue pressione misura in ratti

Riepilogo

Qui, descriviamo una configurazione per la registrazione simultanea di elettrocardiografia e pressione sanguigna intra-arteriosa (BP) in ratti sperimentali, che possono essere fatto con attrezzatura standard in strutture per animali e possono essere applicati a fisiologiche o farmacologiche studi per studiare i meccanismi patogeni o terapeutici nella medicina cardiovascolare.

Abstract

Per studi relazionati alla fisiologia cardiovascolare o patofisiologia, la pressione sanguigna (BP) ed elettrocardiografia sono parametri fondamentali d'osservazioni. Ricerca concentrandosi su modelli di malattia cardiovascolare, potenziali bersagli terapeutici cardiovascolari o agenti farmaceutici richiede la valutazione dei cambiamenti di ritmo arteriose sistemiche di pressione e cuore. In situazioni dove i sistemi di telemetria radio non sono disponibili o accessibili, la tecnica di inserimento di una canula dell'arteria femorale è un modo alternativo per ottenere registrazioni di forma d'onda di pressione intra-arteriosa e sistemica BP misurazioni. Questa tecnica è economica e può essere eseguita con attrezzatura standard in strutture per animali. Tuttavia, la registrazione invasivo della pressione arteriosa richiede inserimento di una canula di piccole arterie, che può essere un'abilità chirurgica. Qui, presentiamo protocolli passo-passo per arteria femorale procedure di inserimento di una canula. Le procedure chiave includono la calibrazione del sistema di acquisizione dati, inserimento di una canula dell'arteria femorale e la dissezione del tessuto e configurare il sistema di inserimento di una canula arterioso per la registrazione di pressione. Sono incluse anche le procedure di registrazione di elettrocardiografia di superficie. Siamo presenti anche esempi di registrazioni di BP da ratti normotesi che ipertesi. Questo protocollo permette le registrazioni dirette affidabile di BP sistemico con elettrocardiografia simultanea.

Introduzione

Pressione sanguigna (BP) ed elettrocardiografia (ECG) sono parametri fondamentali per la medicina e la fisiologia del sistema cardiovascolare. Modelli animali sperimentali sono stati ampiamente applicati nella ricerca biomedica per varie malattie cardiovascolari quali ipertesi insufficienza cardiaca¹ e procedure per la registrazione di ECG e misurazione della PA può essere eseguita in ratti sperimentali.

Ci sono tre metodi per la misurazione della PA in ratti: inserimento di una canula intra-arteriosa (invasiva)², coda polsino pletismografia (non invasiva)³e radio telemetria (invasiva). L'affidabilità della misurazione della PA da pletismografia del polsino di coda può essere influenzata da animale manipolazione durante la registrazione. Ad esempio, il bracciale di coda sottovaluta le modifiche di BP di nucleo che si verificano simultaneamente durante la fasi per la moderazione e misura⁴. Telemetria radio è considerata la migliore tecnica di "gold standard" per monitoraggio BP e frequenza cardiaca in sveglio e muoversi liberamente gli animali⁵. Tuttavia, poiché radio telemetria hardware e software sono costose, inserimento di una canula intra-arteriosa è anche ampiamente usato come alternativa economica.

Inserimento di una canula intra-arteriosa richiede una notevole abilità microsurgical ma produce le forme d'onda reale di pressione arteriosa. BP può essere registrato tramite un catetere di soluzione salina inserito nell'arteria brachiale o radiale, femorale. Questo metodo di misurazione diretta di BP invasiva richiede preparazione animale pre-chirurgica, anestesia, immobilizzazione degli animali da laboratorio, abilità chirurgica nella dissezione del tessuto e l'incannulamento arterioso e calibrazione corretta prima di acquisire la misura .

ECG di superficie del roditore è simile all'ECG umano. Un ratto ECG ha sequenze di onde P, complessi QRS, onde T e QT intervalli⁶. L'onda P, intervallo PR, complesso QRS e T onde riflettono depolarizzazione atriale, conduzione di impulso da atriale per il nodo di avoirdupois, depolarizzazione ventricolare e ripolarizzazione, rispettivamente. L'intervallo QT è definito come il periodo dalla data di inizio dell'onda Q al punto finale dell'onda T dove torna per la previsione iso-elettrico¹.

L'ECG indica il cardiaco sistole e diastole fasi; Pertanto, la registrazione simultanea di ECG di superficie correla con la misurazione invasiva di BP. Utilizzando una combinazione di metodologie, è possibile delucidare cambiamenti patofisiologici in un modello di malattia o gli effetti farmacologici di un farmaco o terapia in medicina cardiovascolare.

Un ceppo di ratto (SHR) iperteso spontaneo era stato ottenuto da consanguineità dei ratti Wistar con alta BP in Giappone. La BP sale da 5 a 10 settimane di età e diventa fermo da 30 a 35 settimane di età⁷. Ratti Wistar-Kyoto (WKY) hanno BP sistolico circa 130 mmHg⁷ e sono comunemente usati come controllo normo-tensive. Abbiamo utilizzato SHR e WKY per dimostrare il risultato della registrazione di BP ed ECG di inserimento di una canula intraarterial.

Protocollo

Tutti gli esperimenti sugli animali descritti sono stati approvati dal istituzionale Animal Care e uso Comitato di Kaohsiung Medical University.

1. animal Care

1. Per evitare l'incannulamento difficile a causa di piccole dimensioni arteriosa, utilizzare ratti con oltre 200 g di peso corporeo.
2. Rimuovere chow dalla gabbia e veloce ratti durante la notte.
3. Offrono acqua ad libidum a meno che non vi è una speciale progettazione sperimentale.

2. sperimentale preparazione

1. Ottenere i seguenti materiali: forcipe con denti (Figura 1A), forbici chirurgiche (Figura 1B), pinze con punte fini (Figura 1, 1D), pinze con punte angolate (Figura 1E), del bulldog clamp vascolari (Figura 1F ), laccio in seta circa 20 cm in lunghezza (Figura 1), micro-forbici (Figura 1 H), cannula intra-arteriosa, un tubo sterile in polietilene (PE) con un diametro interno di 0,5 mm e un diametro esterno di 0,9 mm, 25 – 30 cm di lunghezza, collegato ai 26 x 1/2 ' f (Figura 1I), due rubinetti tre vie (Figura 1J) per collegare la cannula intra-arteriosa e la pressione trasduttore (Figura 1 K) e 1 mL siringhe riempite con soluzione fisiologica eparinata (100 IU/mL).
2. Preparazione degli animali
   1. Anestetizzare il ratto per inalazione di isoflurane (ponendo i ratti in un 25 cm x 25 cm x 14 cm induzione camera satura con isoflurano 4%, seguita da uso di punta conica con 3% isoflurane).
      Nota: Se l'animale non è sufficientemente anestetizzato, alzare il tasso di flusso di isoflurane.
   2. Prova il riflesso di dolore pizzicando le dita dei piedi.
   3. Posto il ratto in posizione supina su un pre-taglio polistirolo bordo (o cartone spesso). Difficoltà le quattro gambe con elastici per immobilizzare il corpo (Figura 2A).
      Nota: Per evitare potenziali rumore durante la registrazione di ECG, la superficie di posizionamento non deve essere elettricamente conduttiva.
3. Preparare gli strumenti per la registrazione di ECG e di BP. Includono un'unità di input analogica per acquisire segnali, un trasduttore di pressione con un mozzo compatibile, tre cavi bipolari con la punta dell'ago elettrocardiogramma e un computer con software adatto.

3. taratura del trasduttore di pressione

1. Prima dell'inizio della registrazione di BP, calibrare con uno sfigmomanometro a mercurio standard (Figura 1 L).
2. Rimuovere il bracciale della pressione dallo sfigmomanometro e collegare il rubinetto a tre vie del tubo di gonfiaggio al trasduttore di pressione (Figura 1 K) del sistema di acquisizione dati.
3. Avvitare in senso orario la valvola di sfiato. Tenere gli occhi sul contatore e mantenere il gonfiaggio di pompaggio. Quando l'indicatore Mostra 100 mmHg, passare il rubinetto a tre vie per collegare il trasduttore di pressione. Utilizzare 100 mmHg pressione per la calibrazione. Il fattore di conversione per il calcolo BP sarà determinato automaticamente.
4. Rilasciare la pressione avvitando la valvola di sfiato in senso antiorario fino a quando la pressione del sfigmomanometro è torna a zero.
5. Ripetere il passaggio 3.2 con pressione di 200 mmHg.
6. Scollegare il trasduttore di pressione dallo sfigmomanometro a mercurio.
7. Collegare il trasduttore di pressione al rubinetto a tre vie del catetere PE (Figura 1I).

4. Mini-chirurgia per l'incannulamento dell'arteria femorale

1. Pietra miliare superficiale identificazione e l'asportazione della pelle (Figura 2)
   1. Identificare la posizione della piega inguinale (rientro allo svincolo fra addome e cosce) (linea tratteggiata nella Figura 2A).
   2. Pizzica lo strato completo di pelle al centro della piega inguinale. La pelliccia può essere rasata o rimosso dal sito di incisione utilizzando tagliatori elettrici o una crema depilatoria prima dell'incisione.
   3. Sollevare la pelle e tagliare con le forbici chirurgiche presso un orientamento circa parallelo alla coscia ipsilateral (Figura 2B). Il nervo femorale e vasi sono sotto il tessuto sottocutaneo esposto (Figura 2).
2. Dissezione del tessuto per esporre l'arteria femorale
   1. Sezionare il tessuto utilizzando pinze con punte fini, strato dopo strato. Interrompere la dissezione a livello dei vasi femorali. Assicurarsi che la dissezione è non ferire i vasi sotto.
   2. Utilizzare con attenzione il forcipe (Figura 1 o 1D) per cancellare i tessuti molli lungo il nervo femorale e vasi per ottenere buona osservazione. Il nervo è fibra-like nella struttura. La vena è viola scuro e l'arteria è pulsatile (Figura 3A).
   3. Utilizzare pinze con punte angolate (Figura 1E) per estendere la lunghezza esposta dell'arteria femorale e vena (Figura 3B).
3. Inserimento di una canula dell'arteria femorale (Figura 3)
   1. Utilizzare pinze per separare la vena femorale dall'arteria e applicare un bulldog morsetto all'arteria femorale cranialmente possibile (Figura 3).
   2. Fare una cravatta allentata delle due corde di seta, uno appena sotto il bulldog morsetto e l'altro presso il terminal caudale dell'arteria femorale esposto (Figura 3D).
   3. Fate un piccolo foro sul lato ventrale dell'arteria femorale (figura 3E) usando le forbici micro (Figura 1 H).
   4. Inserire la punta del catetere PE attraverso il piccolo foro e far avanzare il catetere cranialmente.
      Nota: Non applicare torsione mentre si fa avanzare il catetere di PE. La forza di torsione può torcere l'arteria femorale e causare stenosi luminal.
   5. Rimuovere la pinza bulldog dopo il catetere di PE è avanzato in modo sicuro nel lumen dell'arteria femorale.
      Nota: Tenere gli occhi sul catetere PE durante la rimozione del bulldog morsetto dall'arteria femorale. L'osservazione di un lavaggio a controcorrente di sangue nel catetere PE connesso con osservazione per impulso conferma la sua collocazione nel lume arterioso.
   6. Stringere il laccio in seta superiore per fissare la posizione del catetere PE.
      Nota: Qualsiasi pull accidentale o dislocazione del catetere PE può causare sanguinamento maggiore.
   7. Stringere il laccio in seta inferiore per prevenire il sanguinamento dal lato caudale dell'arteria femorale.
4. Conferma del successo di incannulazione dell'arteria femorale
   1. Utilizzare una siringa da 1 mL per iniettare 0.1-0.2 mL di soluzione fisiologica eparinizzata nell'arteria femorale. La resistenza sull'iniezione deve essere banale. Se è notato alcun evidente resistenza all'iniezione, controllare la cannulazione tutto nuovamente.
      Nota: Assicurarsi che il rubinetto di arresto di tre vie è commutati in modo appropriato prima di applicare qualsiasi pressione negativa o iniezione salina nella cannula dell'arteria femorale. A questo punto del tempo, qualsiasi iniezione nel trasduttore pressione avrà bisogno di una ri-calibrazione.
   2. Verifica se c'è qualsiasi stillicidio intorno al sito di inserimento di una canula. In caso contrario, coprire il sito chirurgico con un batuffolo di cotone bagnato.

5. registrazione della pressione sanguigna

1. Dopo un filo liscio per il catetere di PE, collegare il rubinetto a tre vie del catetere PE a quello il il trasduttore di pressione (Figura 4).
2. Assicurarsi che non vi siano senza bolle d'aria nel sistema di inserimento di una canula. Controllare anche le giunzioni di collegamento del rubinetto a tre vie.
3. Avviare i dati di sistema di acquisizione con frequenza di campionamento di 1.000 Hz per registrare le onde di pressione arteriosa BP. sarà dimostrato (Figura 6).
4. Consentire l'intero setup stabilizzare per almeno 3-5 min. Nei casi con segnali instabili, tempo di stabilizzazione può essere esteso a 15 min.
5. Controllare il sito di inserimento di una canula periodicamente per assicurarsi che non vi è alcun sanguinamento.
   Nota: Quando l'acquisizione dei dati da un trasduttore di pressione, è importante posizionare il trasduttore a livello del cuore dell'animale.

6. superficie ECG

1. Controllare i tre conduce l'ECG bipolare per assicurarsi che il positivo, negativo, e gli elettrodi di riferimento platino sono intatti.
2. Inserire i cavi per via sottocutanea alla zampa anteriore sinistra, zampa anteriore destra e destra hindleg (Figura 5).
3. Fissare i mozzi di elettrodo ad un amplificatore di ECG su misura con frequenza di campionamento di frequenza 1.000 Hz e filtro di 3-500 Hz. ECG tenere conduce stazionario durante la registrazione. Movimento delle derivazioni ECG può produrre artefatti e linee di base instabile.

7. animale eutanasia dopo il completamento dell'esperimento

1. Dopo il completamento della BP e registrazione di ECG, arrestare il sistema di acquisizione. Rimuovere gli elettrodi. Legare l'arteria femorale stringendo la stringa di seta precedentemente posizionata subito dopo ritiro del catetere di PE.
2. Posto che i ratti individualmente nella camera di eutanasia visibile collegati alla compressa bombole di anidride carbonica (CO₂). Sigillare la parte superiore in modo sicuro.
3. Introdurre 100% CO₂ con un tasso di riempimento di circa il 10% al 30% del volume camera al minuto.
4. Tieni gli occhi sul ratto; mancanza di respirazione e di colore sbiadito degli occhi dovrebbe apparire entro 2−3 min.
   Nota: Se la cessazione del movimento respiratorio non si verifica dopo 3 min, il sistema dovrebbe essere esaminato per la velocità di riempimento della camera, alimentazione di CO₂ o perdite.
5. Maintain CO₂ flusso alla camera per 1 minuto dopo respirazione cessa.
6. Accertare l'arresto cardiaco e respiratorio e pupille fisse e dilatate per confermare la morte di notare.
   Nota: Se il ratto non è morto, ma in narcosi di CO₂ , utilizzare un metodo secondario dell'eutanasia come toracotomia bilaterale.

Risultati

Abbiamo acquistato SHR e ratti normotesi di Wistar-Kyoto WKY del National Laboratory Animal Center (Taipei, Taiwan). Tutti gli animali sono stati alloggiati in una struttura a temperatura controllata (20−22 ° C) con libero accesso all'acqua e cibo standard su un ciclo luce/buio di 12 h.

Abbiamo usato sei 47-settimana-vecchi ratti e sono stati pesati prima della misurazione BP ed ECG. I rappresentante tracciati da registrazion...

Discussione

Incannulamento arterioso invasivo permette di misura ad alta precisione di BP. Può essere fatto con un tubo di PE senza richiedere un catetere costoso. Misurazione di BP invasiva può essere eseguita anche contemporaneamente con una registrazione di ECG di superficie.

La curva di apprendimento più importante per questo metodo è l'abilità sperimentale necessaria per incannulare piccoli vasi sanguigni. In mani esperte, il tasso di successo per l'incannulamento dell'arteria femorale può ragg...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
Polyethylene tube	BECTON DICKINSON	427401	internal diameter of 0.5 mm, outer diameter of 0.9 mm
26 G x 1/2"" needle	TERUMO	160426D
Adson Forceps	TOP Line	12-540	12 cm (4.75") Long, Straight, 1 x 2 Teeth
Bulldog vascular clamp	Teleflex	357581	8 mm
Computer	AUSUS	X453M
Exernal analog signal recording device	iWorx	T5141538	This allows the recording of up to three channels of ECG, EMG or EEG as well as GSR (skin conductance) from a single iWire input on the recording Module.
Graefe Forceps	AESCULAP Surgical Instruments	BD312R	MICRO DRESSING FORCEPS, CURVED, SERRATED, 105 mm, 4 1/8
Mecury sphygmomanometer	Spirit	CK-101
Pressure transducer	iWorx	IworxBP100
Semken Forceps	MEDE TECHNIK	10-104	100 mm
Software	LabScribe3
Surgical scissors	HEBU	1714	14.5 cm long
Syringe (1 mL)	TERUMO	160426D
Three-way stopcocks	Cole-Parmer	EW-30600-23
Tipped forceps	World Precision Instruments	504506	11 cm long, 0.1 x 0.06 mm Tips
Vannas Scissors	World Precision Instruments	500086	8.5 cm long, Straight, 0.025 x 0.015 mm Tips, 7mm super fine Blades