Impianto di una mini-pompa Isoproterenol per indurre un errore cardiaco nei topi

Riepilogo

La somministrazione cronica di isoproterenol tramite una pompa osmotica impiantata è stata ampiamente utilizzata per imitare l'insufficienza cardiaca avanzata nei topi. Qui, descriviamo metodi dettagliati nell'impianto chirurgico di mini-pompa per la continua somministrazione di isoproterenolo nel corso di 3 settimane, così come, valutazione ecocardiografica per la creazione del modello di successo.

Abstract

Isoproterenol (ISO), è un agonista beta-avverso non selettivo, che viene ampiamente utilizzato per indurre lesioni cardiache nei topi. Mentre il modello acuto imita la cardiomiopatia indotta dallo stress, il modello cronico, somministrato attraverso una pompa osmotica, imita l'insufficienza cardiaca avanzata negli esseri umani. Lo scopo del protocollo descritto è quello di creare il modello di insufficienza cardiaca cronica indotta dall'ISO nei topi utilizzando una mini-pompa impiantata. Questo protocollo è stato utilizzato per indurre insufficienza cardiaca in oltre 100 ceppi di topi inbred. Le tecniche sull'impianto della pompa chirurgica sono descritte in dettaglio e possono essere rilevanti per chiunque sia interessato a creare un modello di insufficienza cardiaca nei topi. Inoltre, vengono presentati i cambiamenti settimanali di rimodellamento cardiaco in base ai parametri ecocardiografici per ogni ceppo e al tempo previsto per modellare lo sviluppo. In sintesi, il metodo è semplice e riproducibile. ISO continuo somministrato tramite la mini-pompa impiantata oltre 3 o 4 settimane è sufficiente per indurre il rimodellamento cardiaco. Infine, il successo per la creazione del modello ISO può essere valutato in vivo dall'ecocardiografia seriale che dimostra ipertrofia, dilatazione ventricolare e disfunzione.

Introduzione

L'insufficienza cardiaca con frazione di espulsione ridotta (HFrEF) è accompagnata da una risposta compensativa ben riconosciuta del sistema nervoso simpatico per mantenere l'omeostasi cardiovascolare¹. Lo stress emodinamico e gli effetti deleteri sul cuore e sulla circolazione sono stati osservati con attivazione cronica. Questi sono diventati la pietra angolare della farmacoterapia contemporanea per l'insufficienza cardiaca e sono meccanismi importanti nella progressione dell'insufficienza cardiaca e nell'antagonismo terapeutico dei sistemi neuroormonali¹.

Sono disponibili diversi modelli murini per le indagini di base sull'insufficienza cardiaca. I modelli genetici sono interessanti per esplorare terapie molecolari e studiare i percorsi di segnalazione. Tuttavia, questi modelli potrebbero non essere rilevanti per le forme comuni di insufficienza cardiaca. Altri modelli comuni includono la legatura dell'arteria discendente anteriore sinistra (LAD), la costrizione transaortica (TAC) e l'isoproterenol (ISO), ognuno con la punta a una diversa eziologia patologica^{2,3,4,5 ,6}. La legatura dell'arteria LAD induce un infarto miocardico della parete anteriore creando così un modello specifico per la cardiomiopatia ischemica. TAC induce un sovraccarico di pressione acuta per creare un modello ipertensivo di insufficienza cardiaca. Anche se il gradiente di pressione può essere misurato, consentendo la stratificazione dell'ipertrofia, l'insorgenza acuta dell'ipertensione manca di rilevanza clinica diretta⁴. Entrambi i modelli LAD e TAC richiedono un alto livello di esperienza chirurgica per l'esecuzione. Il modello ISO acuto di insufficienza cardiaca imita la cardiomiopatia indotta dallo stress, nota anche come malattia di Takotsubo, caratterizzata da un marcato aumento delle catecholamine e dall'attività nel ventricolo sinistro che imita l'infarzione miocardiale acuta^{7, 8}. Al contrario, i modelli ISO cronici di insufficienza cardiaca presentano sintomi di insufficienza cardiaca avanzata, con livelli cronicamente elevati di catecholamines¹. I vantaggi del modello ISO cronico sono che fornisce una stimolazione avversa cronica che imita l'insufficienza cardiaca avanzata e che è relativamente facile da creare. Lo sperimentatore dovrebbe scegliere un modello che rituga meglio la loro patologia di interesse.

L'obiettivo generale di questo metodo è quello di indurre insufficienza cardiaca nei topi utilizzando una mini pompa impiantata che rilascia ISO continuamente per imitare l'attivazione simpatica cronica trovato nei pazienti di insufficienza cardiaca¹. Il metodo è semplice e riproducibile. Anche se c'è una chiara variazione tra i ceppi di topo, ISO somministrato oltre 3 A 4 settimane a 30 mg/kg/giorno è sufficiente per indurre il rimodellamento cardiaco nella maggior parte dei topi. In particolare, ISO porta ad una fase compensativa pro-ipertrofica durante la prima settimana seguita da assottigliamento della parete, dilatazione ventricolare e diminuzione della funzione sistolica entro la settimana 2 e 3². Il successo per la creazione del modello ISO può essere valutato in vivo dall'ecocardiografia seriale che dimostra ipertrofia, dilatazione e disfunzione ventricolare, nonché l'ex vivo attraverso la valutazione istologica e molecolare del tessuto cardiaco raccolto per l'intramiocardio accumulo di lipidi, fibrosi, stress ER, apoptosi ed espressione genica^9,10,11,12.

Protocollo

Questo protocollo aderisce alle linee guida per la cura degli animali dell'Università della California, Los Angeles (protocollo ARC #2010-075). I lettori sono invitati a rispettare il proprio protocollo approvato da IACUC, poiché la cura dei topi peri-procedura e la gestione dell'analgesia possono essere specifiche dell'istituzione.

1. Preparazione della pompa osmotica isoproterenol

NOTA: Questa procedura è stata applicata con successo su topi femmine di oltre 9 settimane che pesano 18 g da oltre 100 ceppi di topi inbred, così come, nei topi maschi in un sottoinsieme di ceppi. Non esiste un limite massimo di peso corporeo per questa procedura. Includere sempre controlli abbinati all'età, in quanto non è noto se l'età del trattamento influenzi la suscettibilità indotta dall'isoproterenol allo sviluppo dell'insufficienza cardiaca.

1. Pesare e registrare il peso corporeo per ogni mouse.
2. Calcolare la quantità e la concentrazione appropriate di isoproterenol per ciascun topo (vedere la tabella 1 ; File supplementare).
   NOTA: Le pompe osmotiche utilizzate in questo esperimento (Tabella dei materiali) hanno un volume di serbatoio di 100 gradi centigradi e sono progettate per fornire farmaci a velocità di flusso continue per un massimo di 28 giorni. Preparare un'ulteriore 20 l di soluzione isoproterenol per pompa per tenere conto della perdita di volume nel tubo di riempimento durante il caricamento della pompa.
3. Pesare la quantità appropriata di isoproterenol (Tabella 1) utilizzando un equilibrio analitico e scioglierlo in 120 - L di soluzione sterile 0,9% NaCl. Pipetta vigorosamente o vortice per 1 min per soluficare completamente isoproterenol.
   NOTA: Preparare le pompe osmotiche in un armadietto di biosicurezza di laboratorio. Le pompe devono essere maneggiate con guanti chirurgici. La tecnica sterile è raccomandata durante la preparazione delle pompe osmotiche e durante la procedura di impianto chirurgico.
4. Pesare e registrare la pompa osmotica vuota insieme al suo moderatore di flusso e quindi rimuovere il moderatore di flusso.
5. Aspirate 120 L di soluzione isoproterenol in una siringa da 1,0 mL e attaccare il tubo di riempimento con punta smussata da 27 calibro fornito con le pompe osmotiche.
   NOTA: Assicurarsi che la siringa e il tubo di riempimento siano privi di bolle d'aria.
6. Mentre si tiene la pompa in posizione eretta, inserire il tubo di riempimento attraverso l'apertura della pompa nella parte superiore fino a quando la punta del tubo di riempimento si trova vicino alla parte inferiore del serbatoio della pompa.
7. Caricare la pompa osmotica spingendo lentamente lo stantuffo della siringa fino a quando la soluzione isoproterenol si riempie fino all'apertura della pompa.
8. Rimuovere con attenzione il tubo di riempimento e pulire la soluzione in eccesso.
9. Inserire nuovamente il moderatore del flusso per chiudere la pompa e cancellare qualsiasi soluzione in eccesso.
10. Verificare che oltre il 90% del volume del serbatoio sia stato riempito ripesando la pompa osmotica.
    NOTA: Le pompe di controllo vengono preparate allo stesso modo riempiendo il serbatoio della pompa con soluzione sterile 0.9% NaCl.

2. Preparazione di strumenti chirurgici

1. Pulire tutti gli strumenti chirurgici, tra cui l'illuminatore a microscopio a luce o-anello in fibra ottica, 2 pinze, portaa ago, sterilizzatori di perline calde, perline di vetro e forbici (Tabella dei materiali).
2. Strumenti chirurgici autoclave a 121o C per 30 min per sterilizzare gli strumenti prima dell'intervento chirurgico.

3. Impianto chirurgico a pompa osmotica Isoproterenol

1. Indurre l'anestesia posizionando il topo in una camera di induzione con 3% isoflurane in 95% O2 e 5% CO2. Mantenere l'anestesia con 2% isoflurane tramite un nosecone.
2. Somministrare 5 mg/kg di carprofene s.c. al collo tra le scapole per l'analgesia.
3. Posizionare unguento oftalmico sugli occhi per prevenire la disidratazione corneale.
4. Controllare la profondità dell'anestesia monitorando la frequenza respiratoria, il riflesso del pizzico e il colore della membrana mucosa.
5. Posizionare il mouse in una posizione supina su un pad riscaldato. Rimuovere i capelli dall'addome inferiore e disinfettare la pelle con betadine o cloreraxidina.
   NOTA: Per ridurre al minimo l'infezione post-operatoria, assicurarsi che il campo chirurgico sia privo di peli incidente.
6. Utilizzare un paio di forbici chirurgiche per tagliare un'incisione cutanea mediana lunga 1 cm. Utilizzare un paio di forbici smussate per sezionare attentamente la pelle dalle pareti peritoneali sottostanti.
   NOTA: Una consegna intraperitoneale è preferibile per ospitare le dimensioni della pompa.
7. Tirare le pareti peritoneali lontano dall'intestino sottostante con pinze e tagliare un foro di 0,8 cm nelle pareti peritoneali utilizzando forbici chirurgiche fini.
8. Inserire la pompa osmotica nella cavità peritoneale con l'estremità del moderatore del flusso.
9. Chiudere la presa nelle pareti peritoneali utilizzando suture assorbibili 5.0 in modo interrotto. Utilizzare 6.0 suture non assorbibili per chiudere l'incisione cutanea in modo interrotto.
10. Posizionare il mouse in un'incubatrice dedicata per mantenerlo caldo e asciutto durante il recupero. Valutare il recupero dall'anestesia monitorando il mouse ogni 30 min nelle prime due ore per il ritorno della respirazione normale e del movimento.
11. Una volta che il topo si è completamente ripreso dall'anestesia, riportalo all'alloggiamento di routine. Continuare a monitorare l'animale per complicazioni giornaliere fino a 3 giorni e poi ogni 2 o 3 giorni successivi fino alla fine dell'esperimento.
    NOTA: Gli animali devono essere monitorati per la prova di dolore o infezione post-operatoria, segni di perdita di peso, mancanza di mobilità, postura anormale, mancanza di sposo, e leccare o mordere l'area di incisione.
12. Amministrare carprofen 5mg/kg s.c. ogni 24 h per un massimo di 48 h e successivamente, se necessario.
13. Somministrare 0,25 mg/mL di amoxicillina in acqua potabile per 5 giorni per prevenire le infezioni del sito chirurgico.
14. Rimuovere le suture non assorbibili dopo 7-10 giorni.

4. Valutazione ecocardiografica in anestesia

NOTA: La valutazione ecocardiografica può essere eseguita ripetutamente per monitorare il rimodellamento cardiaco seriale per diverse settimane. Abbiamo eseguito misurazioni ecocardiografiche a intervalli settimanali su 3 settimane.

1. Indurre l'anestesia in una camera di induzione all'1,25% all'1,5% di isoflurane. Una volta opportunamente sedato, fissare il mouse sulla piattaforma ecocardiografia con nastro adesivo che consente al mouse di continuare a ricevere l'anestesia attraverso un cono naso.
2. Diminuire l'isoflurane ad un dosaggio di manutenzione di 1% per ridurre al minimo gli effetti cronotropici negativi e inotropici di sovrasedazione. Prendere nota delle frequenze respiratorie e cardiache durante lo studio e regolare il dosaggio isoflurane in base alle esigenze.
3. Rimuovere i capelli al petto con una lozione depilatoria e pulire il petto privo di capelli.
4. Posizionare il gel ad ultrasuoni sul petto e posizionare la sonda ad ultrasuoni per immaginare il cuore.
5. In modalità B, immagine del ventricolo sinistro (LV) nella vista parasternale dell'asse lungo. Regolare la piattaforma di ecocardiografia per allineare la valvola aortica e l'apice LV nel piano del fascio a ultrasuoni.
6. Inclinare la piattaforma di ecocardiografia per posizionare l'asse lungo LV a 90 gradi al fascio ad ultrasuoni e il diametro massimo LV al centro dell'immagine.
7. Immagine dell'asse corto LV ruotando la sonda ad ultrasuoni di 90 gradi.
8. In modalità M misura lo spessore della parete LV e le dimensioni interne.
9. Riposizionare il mouse nella gabbia. Monitorare il ritorno della respirazione normale e i movimenti spontanei del corpo.

Risultati

Nel nostro studio pubblicato in precedenza, abbiamo somministrato un dosaggio ISO di 30 mg/kg/d per 21 giorni attraverso la pompa osmotica attraverso 105 ceppi HMDP (Hybrid Mouse Diversity^{Panel) 2,13}. Abbiamo valutato i risultati utilizzando l'ecocardiogramma eseguito al basale, settimana 1, 2 e 3 del trattamento ISO (Figura 1). Simile a uno studio precedente in cui gli autori hanno studiato l'impatto dell'isoproterenolo tra 23 ceppi...

Discussione

Abbiamo applicato questo metodo a oltre oltre 100 ceppi di topi inbred per valutare gli esiti cardiaci a causa della stimolazione beta-avversa cronica^2,13. Differenze significative nella suscettibilità all'isoproterenol sono note per esistere tra i ceppi di topo e possono essere personalizzate in base alla tensione di interesse in base alle esigenze¹⁶. Ciò può essere dovuto alla variazione della funzione del recettore beta-adrenergico t...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
Micro-Osmotic Pump System with Flow Moderator in Place	Alzet	Model 1004	Includes filling tube, flow moderator and pump body
(-)-Isoproterenol hydrochloride	Sigma-Aldrich	16504-1G	(-)-Isoproterenol hydrochloride is a powder that needs to be stored at -20°C.
1 ml sterile syringe	VWR	BD309602
30 W LED Fiber optic O-ring light microscope illuminator	AmScope	SKU: LED-30WR
5-0 COATED VICRYL (polyglactin 910) Suture	Ethicon	J303H	5-0, absorbable
Fine Scissors - Sharp	FST	14060-09
Glass beads	FST	18000-46
Hot bead sterilizers	FST	18000-50
Iris forceps	WPI	15915
Look Sharpoint 6-0, 18" Black Nylon Monofilament Suture	LOOK	AA-2176	6-0, non-absorbable
Needle holder	WPI	15926
Normal Saline, 0.9% NaCl	Fisher	89167-772