Facilitare la coltura di organoidi cerebrali tramite illuminazione laterale a luce soffusa

Riepilogo

Gli organoidi cerebrali offrono opportunità senza precedenti per lo studio dello sviluppo degli organi e della patologia delle malattie umane. Sebbene sia stato ottenuto un grande successo con i sistemi di coltura di organoidi cerebrali, ci sono ancora difficoltà operative nell'applicazione di questa tecnologia. Il presente protocollo descrive una procedura organoide cerebrale che facilita il cambiamento del mezzo e il trasferimento degli organoidi.

Abstract

Allo stato attuale, la tecnologia di coltura degli organoidi cerebrali è ancora complicata da utilizzare e difficile da applicare su larga scala. È necessario trovare una soluzione semplice e pratica. Pertanto, nel presente studio viene proposto un protocollo organoide cerebrale più fattibile. Per risolvere l'inevitabile inconveniente nel cambio del mezzo e nel trasferimento degli organoidi nella fase iniziale, la ricerca attuale ottimizza la tecnologia operativa applicando il principio ingegneristico. Una lampada a luce morbida è stata adottata per illuminare lateralmente i campioni del corpo embrionale (EB), consentendo agli EB di essere visti ad occhio nudo attraverso l'effetto di riflessione diffusa potenziato. Utilizzando il principio del flusso secondario generato dalla rotazione, gli organoidi si raccolgono verso il centro del pozzo, il che facilita l'operazione di cambio medio o trasferimento organoide. Rispetto alla cellula dispersa, il corpo embrioide si deposita più velocemente nella pipetta. Utilizzando questo fenomeno, la maggior parte delle cellule libere e dei frammenti di cellule morte possono essere efficacemente rimossi in modo semplice, impedendo agli EB di incorrere in danni da centrifugazione. Questo studio facilita il funzionamento della coltura di organoidi cerebrali e aiuta a promuovere l'applicazione di organoidi cerebrali.

Introduzione

Rispetto ai sistemi di coltura bidimensionali (2D), i sistemi di coltura tridimensionali (3D) presentano diversi vantaggi, tra cui la replica autentica e la riproduzione efficiente di strutture complesse di alcuni organi¹. Pertanto, gli organoidi cerebrali sono uno degli importanti metodi ausiliari per i campi di ricerca dello sviluppo del cervello umano e della malattia², dello screening farmacologico e della terapia cellulare.

La coltura di organoidi cerebrali con il metodo della sospensione rotante favorisce il loro sviluppo e la loro maturazione³. Sebbene i sistemi di coltura di organoidi cerebrali abbiano ottenuto un grande successo, devono ancora affrontare sfide critiche che ne limitano l'applicazione. Ad esempio, la coltivazione manuale comporta complicate fasi di manipolazione e introduce ostacoli al raggiungimento di applicazioni su larga scala. Inoltre, in ogni fase dello sviluppo nella coltura di organoidi cerebrali, sono necessari cambiamenti in diversi mezzi e citochine⁴. Tuttavia, nella fase iniziale, gli organoidi o EB hanno dimensioni minuscole (circa 200 μm a 300 μm) e sono quasi visivamente inaccessibili senza un apparato appropriato. Inevitabilmente, una certa quantità di preziosi campioni di organoidi viene lavata via quando il mezzo viene cambiato. Molte tecniche sono state esplorate per superare questo in altri tipi di colture organoidiche, e alcuni esempi includono l'immersione di interi chip organoidi in un terreno di coltura per 3 giorni senza intervento⁵; aggiungere un mezzo fresco attraverso il coperchio dopo che il vecchio mezzo è stato assorbito con carta assorbente⁵; o applicando tubazioni microfluidiche complesse per lo scambio di fluidi ^6,7,8. Un altro ostacolo incontrato nella fase iniziale della coltivazione degli organoidi è la difficoltà di ottenere osservazioni dirette ad occhio nudo, che possono causare operazioni scadenti che portano a danni organoidi e perdite durante le fasi di trasferimento degli organoidi. Pertanto, è necessario stabilire un protocollo più fattibile che faciliti il cambiamento del mezzo e il trasferimento degli organoidi per generare organoidi.

Per superare questi problemi viene proposta una corrispondente operazione ottimizzata basata su principi ingegneristici, che facilita in modo significativo e conveniente molte procedure organoidiche. In natura, quando il sole splende in una casa attraverso una finestra, l'occhio nudo può vedere la polvere danzare nel fascio di luce. A causa del riflesso diffuso della luce solare sulla polvere, una parte della luce viene rifratta nel bulbo oculare per produrre un'immagine visiva. Ispirato al principio di questo fenomeno ^9,10, questo studio ha realizzato una lampada a luce morbida e illuminato gli EB lateralmente. Si è scoperto che gli EB potevano essere visivamente chiari senza influire sull'ambito di visualizzazione. Un flusso secondario che punta al centro viene generato nel liquido ruotando la piastra di coltura a causa delle correnti parassite¹¹. Gli EB originariamente dispersi si accumulano al centro della piastra. Sulla base di questo, e del fenomeno che la velocità di sedimentazione degli organoidi è più veloce di quella delle cellule, viene proposto un metodo di facile funzionamento del cambio del mezzo e del trasferimento organoide senza centrifugazione. Gli organoidi nel terreno di coltura possono essere efficacemente separati dalle cellule libere e dai frammenti di cellule morte attraverso questa operazione di trasferimento.

Qui, viene proposto un protocollo facile da usare per generare organoidi cerebrali da cellule staminali pluripotenti umane. La tecnologia operativa è stata ottimizzata applicando il principio di ingegneria, rendendo le operazioni nella cultura 3D semplici e fattibili come quelle nella cultura 2D. Il metodo di scambio liquido migliorato e l'operazione di trasferimento degli organoidi sono utili anche per altri tipi di coltura organoide e per la progettazione di macchine automatiche per la coltura.

Protocollo

Il protocollo è stato condotto a seguito della Dichiarazione di Helsinki. L'approvazione è stata concessa dal Comitato Etico del Terzo Ospedale Affiliato dell'Università di Medicina di Guangzhou (Revisione medica ed etica [2021] n. 022). Prima dell'esperimento, ogni mezzo è stato preparato secondo la formula¹² di Juergen A. Knoblich (tabelle supplementari 1-4), oppure è stato utilizzato un kit di organoidi cerebrali disponibile in commercio (vedi Tabella dei materiali). Le iPSC utilizzate in questo studio sono state precedentemente stabilite dal nostro laboratorio e hanno ottenuto un'esenzione informata. Le SCA3-iPSC sono state generate da una paziente femmina di atassia spinocerebellare di tipo 3 (SCA3) di 31 anni genotipizzata come portatrice di 26/78 ripetizioni CAG nel gene ATXN3¹³ (Figura supplementare 1A). Le iPSC umane normali menzionate in un precedente articolo sono state selezionate come NC-iPSCs¹⁴ e il gene ATXN3 è stato identificato come avente 14/14 ripetizioni CAG (Figura supplementare 1B).

1. Preparazione di cellule staminali pluripotenti indotte (iPSC)

1. Raccogliere 3 ml di sangue periferico per venipuntura con il consenso informato di volontari e pazienti.
2. Isolare le cellule mononucleate del sangue periferico secondo il metodo Ficoll-Paque¹⁵.
3. Stabilire iPSC secondo il protocollo del Kit di Riprogrammazione sendai (vedi Tabella dei Materiali).
   1. Coltivare le iPSC con mezzo mTeSR1 in piastre di Petri da 35 mm ricoperte di Matrigel (una matrice di membrana basale, vedi Tabella dei materiali). Cambia il mezzo ogni giorno. La densità di crescita dell'iPSC non deve superare il 75%.
   2. Digerire le cellule con la soluzione di dissociazione PSC (vedi Tabella dei materiali) e sottocolturarle in un rapporto di 1:5 ogni 3-5 giorni.
      ATTENZIONE: il virus Sendai viene utilizzato qui. Deve essere utilizzato nell'armadio di biosicurezza e devono essere prese misure di autoprotezione. Dovrebbe essere chiaro se può essere utilizzato legalmente nel paese locale. Le leggi e i regolamenti locali sulla biosicurezza devono essere rigorosamente seguiti quando vengono utilizzati.

2. Preparazione EB (giorni 0-1)

1. Rimuovere il supporto mTeSR1 dagli iPSC con una pipetta e lavarlo 2 volte con 1 mL di 1x PBS.
2. Rimuovere il PBS con una pipetta e aggiungere 300 μL di soluzione di distacco cellulare (vedere Tabella dei materiali) per digerire le iPSC in singole celle per 3-4 minuti a 37 °C.
3. Risospenare le cellule in 2 mL di terreno di formazione EB (Tabella supplementare 1) e quindi centrifugare il campione per 5 minuti a 300 x g (temperatura ambiente).
4. Pretrattare la piastra specializzata a 24 pozzetti con soluzione di risciacquo anti aderenza (500 μL/pozzetto) per 5 min (vedi Tabella dei materiali).
   NOTA: La soluzione di risciacquo anti-aderenza è essenziale per una formazione ottimale di EB e sferoidi.
5. Risospese le cellule in mezzo di formazione EB contenente Y-27632 (concentrazione finale, 10 μM, vedi Tabella dei materiali), con una densità cellulare di 1,5 x 10⁶ celle/mL.
6. Rimuovere la soluzione di risciacquo anti aderenza e risciacquare ogni pozzetto con 2 ml di mezzo di formazione EB.
7. Aggiungere le celle alle piastre specializzate a 24 pozzetti ad una densità di 3 x 10⁶ celle/pozzetto (Figura 1A, a sinistra).
   NOTA: Normalmente, 300 EB possono essere preparati in ogni pozzo. Questo metodo può preparare grandi quantità di EB della stessa dimensione.
8. Centrifugare la piastra a 100 x g per 2 minuti a temperatura ambiente. Distribuire uniformemente le celle in ogni camera nella parte inferiore della piastra (Figura 1A, a destra).
   NOTA: Se non esiste una centrifuga adatta, la piastra può anche essere posizionata direttamente nell'incubatore per la coltura statica, ma il tempo di formazione della sfera EB sarà di diverse ore dopo quello della normale centrifugazione.
9. Incubare i campioni a 37 °C e 5% CO₂ per 24 ore. Se la centrifugazione non è stata utilizzata nella fase precedente, incubare per 36 ore. Mantenere il campione stabile e non estrarlo dall'incubatore durante questo periodo.

3. Preparazione della lampada a luce soffusa (giorno 1)

1. Utilizzare un pannello acrilico trasparente con uno spessore di 0,3-0,5 cm nel formato della carta A5. Incolla pastiglie bianche sulla parte anteriore e posteriore della piastra acrilica.
   1. Installare una fila di luci bianche a LED sul bordo della piastra in modo che le luci possano entrare dal lato della piastra acrilica e quindi sparare in parallelo (Figura supplementare 2A-F, Figura 1B).
      NOTA: Poiché i diametri degli EB nella fase iniziale sono di circa 200 μm a 300 μm, è difficile osservarli chiaramente ad occhio nudo sotto la lampada fluorescente dei banchi puliti. Al contrario, grazie al miglioramento della riflessione diffusa, possiamo rilevare chiaramente gli EB utilizzando una luce soffusa illuminata lateralmente (Figura 1B, C). Una piastra a 6 pozzetti è raccomandata per le colture EB negli esperimenti successivi. Tuttavia, per mostrare meglio l'effetto visivo della luce soffusa, i piatti vengono talvolta utilizzati per scattare foto e video in questo studio invece di piatti, quindi per favore non fraintendere. La lampada a luce soffusa illuminata lateralmente può essere utilizzata anche per la piastra a 6 pozzetti.

4. Trasferimento EB e sostituzione media (giorni 2-5)

1. Preparare una nuova piastra a bassa adesione a 6 pozzetti e aggiungere 2 ml di mezzo di formazione EB a ciascun pozzetto.
2. Rimuovere gli EB insieme al mezzo con una punta della pipetta a foro largo da 1000 μL (vedere Tabella dei materiali) e trasferirli sulla piastra a bassa adesione a 6 pozzetti (~ 100 EBs / pozzetto).
   NOTA: il processo operativo adotta una lampada a luce morbida (menzionata nel passaggio 3.) per rendere gli EB più facili da osservare. Spegni altre fonti di luce interna per ottenere meglio l'effetto visivo della luce soffusa.
3. Sostituire con lo stesso volume di mezzo di formazione EB fresco ogni giorno. Utilizzare il flusso secondario per raccogliere gli EB al centro e cambiare il mezzo.
   1. Aspirare lentamente il vecchio mezzo pipettando fino al bordo del pozzo. Non succhiare troppo forte; in caso contrario, gli EB verranno rimossi insieme. Quindi, aggiungere il mezzo fresco per risospese gli EB.
      NOTA: il flusso secondario principale (Figura 1D). Indurre un flusso vorticoso ruotando la parabola lungo un'orbita circolare. A causa del flusso vorticoso, viene indotto un flusso secondario diretto verso il centro. Gli EB o organoidi convergono al centro del pozzo a causa del flusso secondario generato attraverso la rotazione, dopo di che il cambiamento del mezzo o il trasferimento dell'embrione possono essere eseguiti facilmente.

5. Controllo della pluripotenza mediante etichettatura con marcatore di pluripotenza OCT4 (giorno 4)

NOTA: Quando il diametro degli EB è superiore a 300 μm, prendere diversi EB per la colorazione di immunofluorescenza del marcatore OCT4 per rilevarne la pluripotenza.

1. Fissare gli EB in paraformaldeide al 4% a 4 °C per 30 minuti, seguito dal lavaggio in 1x PBS 3x per 10 minuti ogni volta.
2. Trasferire gli EB a PBS a temperatura ambiente contenenti 0,3% Triton X-100 e 3% BSA per 2 ore, seguito da lavaggio in PBS 3x per 10 minuti ogni volta.
   NOTA: Dopo essere stati trattati con Triton X-100, gli EB galleggiano sulla superficie del liquido e possono essere facilmente aspirati con il liquido durante la pulizia. Si consiglia il funzionamento sotto uno stereomicroscopio.
3. Diluire l'anticorpo primario OCT4 (vedere Tabella dei materiali) con 1 mL di 1x PBS contenente l'1% di BSA in un rapporto di 1:200 e aggiungere agli EB per l'incubazione a 4 °C durante la notte, quindi lavare in PBS 3x per 10 minuti ogni volta.
4. Diluire il rispettivo anticorpo secondario (vedere Tabella dei materiali) con 1x PBS a 1:500 e aggiungere 1 mL agli EB.
5. Dopo l'incubazione a temperatura ambiente per 2 ore, lavare le celle in 1x PBS 3x per 10 minuti ogni volta.
6. Rimuovere il PBS, aggiungere 2 mL di 1 soluzione PBS contenente 1 μg/mL DAPI, incubare a temperatura ambiente per 10 minuti, quindi lavare in PBS 3x per 10 minuti ogni volta.
7. Spostare l'EB contenente una piccola quantità di liquido sul vetrino, sigillare il vetrino con un vetro di copertura rivestito con vaselina disponibile in commercio (vedere Tabella dei materiali) sul bordo, quindi osservare e raccogliere l'immagine al microscopio confocale a fluorescenza.
   NOTA: l'espressione OCT4 rappresenta la pluripotenza EB¹². Quando l'espressione di OCT4 è inferiore al 90%, gli EB devono essere scartati e gli EB devono essere preparati di nuovo.

6. Induzione neurale (giorni 5-7)

1. Preparare una nuova piastra a 6 pozzetti con bassa adesione e aggiungere 3 ml di mezzo di induzione neurale (Tabella supplementare 2) a ciascun pozzetto.
2. Accendere la luce soffusa laterale (menzionata al punto 3)) e spegnere altre sorgenti luminose interne.
3. Trasferire gli EB sulla piastra a 6 pozzetti con l'aggiunta di un mezzo di induzione neurale (~ 100 EBs / pozzetto). Aggiungi il meno possibile del mezzo originale al nuovo pozzo.
   NOTA: Introdurre semplici abilità ditrasferimento di organi. Naturalmente, sotto gravità e con una densità relativamente più elevata rispetto al mezzo, gli EB risospesi affonderanno gradualmente applicando l'operazione mostrata nella Figura 1E. Quindi, gli EB possono essere comodamente trasferiti. Poiché, rispetto agli EB, le cellule libere e i frammenti di cellule morte affondano più lentamente, la maggior parte delle cellule libere e dei frammenti di cellule morte possono quindi essere rimossi attraverso questo metodo di sedimentazione (Figura 1F).
4. Incubare i campioni a 37 °C e 5% CO₂ per 24 ore.
   NOTA: Al microscopio, il diametro degli EB era di circa 500 μm e il bordo era traslucido, indicando che si formava uno strato neuroepiteliale.
5. Procedere al passaggio successivo.

7. Incorporamento nella matrice della membrana basale (giorni 7-10)

1. Posizionare la matrice a membrana in frigorifero a 4 °C con 60 minuti di anticipo per sciogliersi. Calcola in anticipo l'importo della matrice richiesta. Circa 100 EB sono stati incorporati in 1,5 ml della matrice di membrana.
2. Accendere la luce soffusa laterale e spegnere la sorgente luminosa sulla parte superiore della console.
3. Mantenere la matrice di membrana sul ghiaccio per evitare la solidificazione.
4. Trasferire una piccola quantità di EB in un piatto da 60 mm contenente un mezzo di espansione fresco (tabella supplementare 3) ogni volta. Ridurre il numero di EB per semplificare la rimozione di un singolo EB.
5. Quindi, utilizzare una nuova piastra a bassa adesione a 6 pozzetti. Aspirare ogni volta un singolo EB (contenente circa 10 μL di mezzo) con una punta di pipetta a foro largo da 200 μL (vedere Tabella dei materiali), quindi aggiungerlo sul fondo della piastra a 6 pozzetti per produrre goccioline. Utilizzare cinque goccioline per pozzetto.
   NOTA: la chiave è regolare l'intervallo della pistola a pipetta a 50 μL e aspirare un EB, quindi fare riferimento al funzionamento della Figura 1E. Quando l'EB si deposita sul foro della punta della pipetta, la punta tocca rapidamente il fondo del pozzo della piastra e spinge fuori circa 10 μL di liquido per formare una goccia.
6. Aggiungere 15 μL della matrice di membrana a ogni goccia contenente EB e mescolarla rapidamente. Incorporare la palla EB al centro della goccia.
   NOTA: gli EB non devono essere aspirati con una punta di pipetta standard, che danneggia l'EB. Al suo posto è necessario utilizzare la punta della pipetta a foro largo da 200 μL.
7. Posizionare la piastra a 6 pozzetti in un incubatore a 37 °C per 30 minuti e solidificare le goccioline della matrice di membrana contenenti EB.
8. Aggiungere 3 mL del mezzo di espansione a ciascun pozzetto e far esplodere delicatamente gli EB incorporati nella matrice per sospenderli.
9. Incubare a 37 °C e 5% CO₂ per 3 giorni.
   NOTA: Se si osserva un germogliamento sulla superficie di EB, significa che si è formato un neuroepitelio espanso¹⁶.

8. Maturazione organoide (giorni 10-40)

1. Rimuovere delicatamente il supporto originale e aggiungere 3 ml di terreno di maturazione (Tabella supplementare 4) a ciascun pozzetto.
2. Posizionare la piastra organoide su uno shaker orizzontale in un incubatore a 37 °C.
3. Continuare a ruotare la cultura orizzontalmente. Impostare lo shaker alla velocità appropriata.
   NOTA: Quando si coltivano organoidi cerebrali su una piastra a 6 pozzetti, una forza centrifuga relativa (RCF) di 0,11808 x g è più appropriata, secondo il produttore dello shaker orizzontale (vedi Tabella dei materiali). Secondo la conversione tra la forza centrifuga relativa e la velocità di rotazione^17,18, RCF = 1.118 x 10⁻⁵ × R × rpm², dove RCF = forza centrifuga relativa (g), rpm = giri al minuto (r/min) e R = raggio di rotazione (cm), noto anche come lancio di scuotimento. I parametri di lancio di scuotimento di diversi agitatori possono essere diversi. Pertanto, si può stimare che la velocità di rotazione sia rpm = 299 x (RCF/R)^1/2.
4. Cambiare il mezzo di maturazione fresco ogni 2-3 giorni.
5. Dopo 20-30 giorni, coltivare gradualmente gli organoidi cerebrali fino alla maturità.
   NOTA: Durante questo periodo, gli organoidi possono essere utilizzati per esperimenti e rilevamenti, come il rilevamento di marcatori neurali e il sequenziamento del trascrittoma 19,20,21.

9. Sezioni congelate e immunofluorescenza di organoidi cerebrali

1. Fissare gli organoidi in paraformaldeide al 4% a 4 °C per 16 ore e poi lavarli 3x con 1x PBS per 10 min ogni volta.
2. Rimuovere il PBS e immergere gli organoidi nel 30% di saccarosio a 4 °C durante la notte.
3. Incorporare gli organoidi in gelatina/saccarosio al 10%/7,5% a 37 °C per 1 ora e quindi trasferirli rapidamente nello stampo di incorporamento.
4. Aggiungere ghiaccio secco al 100% di etanolo per preparare un impasto di ghiaccio secco / etanolo e posizionare i campioni organoidi in esso per un congelamento rapido.
5. Conservare i campioni congelati in un congelatore a -80 °C. Quando necessario, realizzare sezioni congelate con uno spessore di 20 μm.
6. Fare riferimento ai passaggi 5.3.-5.5. per immunofluorescenza. Utilizzare l'anticorpo PAX6 per etichettare le cellule progenitrici apicali, l'anticorpo TUJ1 (vedi Tabella dei materiali) per etichettare le cellule neuronali ^22,23,24 e DAPI per la colorazione del DNA nucleare.

Risultati

Il presente studio ha indotto iPSC (Figura 2B) in organoidi cerebrali (Figura 2C). Gli EB coltivati nella fase iniziale esprimevano il marcatore OCT4 (Figura 2A), che indicava una buona pluripotenza. Nella fase successiva, gli EB si sono sviluppati in organoidi cerebrali maturi (Figura 2D). La ricerca ha coltivato iPSC da individui sani normali e pazienti SCA3 in organoidi cerebrali (

Discussione

Gli organoidi cerebrali aprono nuove strade per la ricerca medica. Molte applicazioni utili di questa tecnologia stanno solo iniziando ad essere esplorate²⁸. Questa ricerca ha scoperto che i risultati del sequenziamento del trascrittoma di organoidi cerebrali geneticamente malati e normali organoidi cerebrali possono riflettere le differenze tra malattia e salute. Ad esempio, i risultati dell'analisi dei dati RNA-seq (Figura 3B) sono coerenti con molti studi riportati...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.2 μm Filter	NEST Biotechnology, China	331001
1000 μL wide-bore pipette tip	Thermo Fisher Scientific, USA	9405163
200 μL wide-bore pipette tip	Thermo Fisher Scientific, USA	9405020
2-Mercaptoethanol	Merck, Germany	8057400005
4% Paraformaldehyde	Servicebio, China	G1101
6-well low adhesion plate	NEST Biotechnology, China	703011	It is used for EBs suspension cultures
Aaccute cell detachment solution	STEMCELL Technologies, Canada	07920	It is used to digest iPSC into single cells.
AggreWell800 24-well	STEMCELL Technologies, Canada	34811	Microporous culture plate for EBs preparation.
Anti-Adherence Rinsing Solution	STEMCELL Technologies, Canada	07010	Rinsing solution for cultureware to prevent cell adhesion
B27-vit. A supplement	Thermo Fisher Scientific, USA	12587010
bFGF	Peprotech, USA	GMP100-18B
BSA	Beyotime Biotechnology, China	ST025
Centrifuge	Eppendorf, Germany	5810 R	It can be used for centrifugation of various types of centrifuge tubes, reagent bottles and working plates.
Cover glass	Shitai Laboratory Equipment, China	10212020C
DAPI	Beyotime Biotechnology, China	C1002	Used for nuclear staining. After DAPI was combined with double stranded DNA, the maximum excitation wavelength was 364nm and the maximum emission wavelength was 454nm.
DMEM-F12	Thermo Fisher Scientific, USA	11330032
ES-quality FBS	Thermo Fisher Scientific, USA	10270106
Ficoll Paque	General Electric Company, USA	17-5442-02	Isolate the peripheral blood mononuclear cells according to Ficoll-Paque method.
Gelatin	Sangon Bioteach, China	A609764
Glutamax supplement	Thermo Fisher Scientific, USA	35050061
Glutamax supplement	Thermo Fisher Scientific, USA	17504044
Goat anti-Chicken IgY  secondary antibody	Abcam, UK	ab150171	Goat anti-Chicken IgG. Conjugation: Alexa Fluor 647. Ex: 652 nm, Em: 668 nm. Use at 1:500 dilution.
Goat anti-Mouse IgG secondary antibody	Abcam, UK	ab150120	Goat anti-Mouse IgG. Conjugation: Alexa Fluor 594. Ex: 590 nm, Em: 617 nm. Use at 1:500 dilution.
Goat anti-Rabbit IgG secondary antibody	Abcam, UK	ab150077	Goat Anti-Rabbit IgG. Conjugation: Alexa Fluor 488. Ex: 495 nm, Em: 519 nm. Use at 1:500 dilution.
Heparin	Merck, Germany	H3149
Horizontal shaker	Servicebio, China	DS-H200	Relative centrifugal force (RCF) of 0.11808 x g is more appropriate, according to the manufacturer INFORS HT (Switzerland).
Insulin	Merck, Germany	I9278-5ML
KOSR	Thermo Fisher Scientific, USA	10828028
Matrigel	Corning, USA	354277	Matrigel will solidify in the environment higher than 4 °C, so it should be sub packed at low temperature.
MEM-NEAA	Thermo Fisher Scientific, USA	11140050
mTeSR1	STEMCELL Technologies, Canada	85850	iPSC culture medium
N2 supplement	Thermo Fisher Scientific, USA	17502048
Neurobasal	Thermo Fisher Scientific, USA	21103049
OCT4 primary antibody	Abcam, UK	ab19857	Host: Rabbit. Dissolve with 500 μL PBS. Use at 1:200 dilution.
Pathological frozen slicer	Leica, Germany	Leica CM1860
PAX6 primary antibody	Abcam, UK	ab78545	Host: Mouse. Use at 1:100 dilution.
PBS	STEMCELL Technologies, Canada	37350
Penicillin-Streptomycin	Thermo Fisher Scientific, USA	15140122
PSC dissociation solution	Beijing Saibei Biotechnology, China	CA3001500	Enzyme free dissociation solution can be used for iPSC digestion and passage.
Sendai Reprogramming Kit	Thermo Fisher Scientific, USA	A16518	Establish iPSC according to the protocol of Sendai Reprogramming Kit.
Slide Glass	Shitai Laboratory Equipment, China	188105W
Soft light lamp	NUT	NUT	A simple self made device, refer to supplementary figure 2 for preparation.
STEMdiff Cerebral Organoid Kit	STEMCELL Technologies, Canada	8570	Contain: 1. EB Formation Medium; 2. Induction Medium; 3. Expansion Medium; 4. Maturation Medium.
STEMdiff Cerebral Organoid Maturation Kit	STEMCELL Technologies, Canada	8571	Maturation Medium
Sucrose	Sangon Bioteach, China	A502792
Triton X-100	Merck, Germany	X100
TUJ1 primary antibody	Abcam, UK	ab41489	Host: Chicken. Use at 1:1000 dilution.
Vaseline	Sangon Bioteach, China	A510146
Y-27632	STEMCELL Technologies, Canada	72302	Prepare a 5 mM stock solution in PBS, resuspend 1 mg in 624 µL of PBS.
Weblink
Raw sequencing data	Genome Sequence Archive (Genomics, Proteomics & Bioinformatics 2021) in National Genomics Data Center (Nucleic Acids Res 2022), China National Center for Bioinformation / Beijing Institute of Genomics, Chinese Academy of Sciences	GSA-Human: HRA002430	https://ngdc.cncb.ac.cn/gsa-human/