Di ricerca finanziate NSERC.

1. Socializzazione <ol><li> Per spegnere esistenti ceti sociali, ogni gambero è alloggiato per 7 - 14 giorni in un contenitore di plastica separato (30 cm di lunghezza x 17,5 cm di larghezza x 13 cm di profondità), riempito con filtrata, acque gassate e un piccolo vaso di fiori di plastica che funge da riparo. Se si utilizzano contenitori trasparenti, un divisore (tovagliolo di carta ad esempio) si posiziona tra i contenitori per assicurare gamberi sono visivamente isolati. </li><li> Gamberi nel gruppo &quot;isolati&quot; rimangono in isolamento per altri 3 - 14 giorni. L&#39;acqua è cambiato e gamberi vengono nutriti 3 volte alla settimana. </li><li> Per stabilire un rango sociale, gamberi di fiume sono collocati in coppie dello stesso sesso dopo l&#39;isolamento iniziale. Gamberi sono pesati, e la lunghezza del corpo si misura (rostro fino telson); coppie sono dimensioni corrispondenza entro il 10% di peso e lunghezza. Bianco vernice acrilica viene applicato al carapace di ogni gamberi per identificare gli individui. (Di solito un punto viene applicato a un membro e una linea all&#39;altra.) </li><li> Dopo un periodo di 30 minuti di riposo, ogni coppia di gamberi è permesso di interagire in un ambiente pulito, contenitore di plastica bianco (48 cm di lunghezza x 25 cm di larghezza x 13 cm di profondità), riempiti a metà strada con filtrata, acqua gassata (temperatura ambiente). Questo incontro può essere registrato su nastro VHS con una telecamera collegata ad un videoregistratore, o è registrato su un computer con una webcam. Questa interazione permette di sviluppare ranghi dominio. </li><li> Dopo l&#39;interazione iniziale, ogni coppia di gamberi è ospitato insieme in un contenitore di plastica più grandi (58 cm di lunghezza x 30 cm di larghezza x 35 cm di profondità) per un ulteriore 3 - 14 giorni. Questo contenitore riceve l&#39;acqua circola da un sistema di filtrazione. Un unico tubo in PVC (circa 10 cm di lunghezza) è previsto per il riparo. </li></ol> 2. Costruzione di Acquario Test e controlli Metodo che ho <ol><li> Per esaminare le risposte ad un ambiente riflettente, un acquario di vetro o plexiglas (52 cm di lunghezza x 25 cm di larghezza x 30 cm di altezza) è usato (Figura 1). </li><li> Uno specchio (25 cm di lunghezza x 20 cm di altezza) è posta ad una estremità della vasca e fissato sia con colla o cera di montaggio. Due specchi (26 cm di lunghezza x 20 cm di altezza) sono poste ai lati, adiacente allo specchio fine, e sono fissati con colla o cera. </li><li> Le restanti pareti sono coperte in un film finestra finitura opaca. Questo film rimuove la riflessione, ma non interferisce con le condizioni di illuminazione. Una leggera carteggiatura del film può essere richiesto per assicurare che il film è completamente antiriflesso. </li></ol> Metodo II <ol start="4"><li> Per esaminare le risposte a stimoli visivi forniti da un gambero vivo (&quot;gamberi sorgente&quot;), un acquario in plexiglass con due camere finale è utilizzato (Figura 2). L&#39;acquario contiene un ampio vano centrale (48 cm di lunghezza x 26 cm di larghezza x 26 cm di altezza) e due scomparti estremità più piccola di dimensioni uguali (12 cm di lunghezza x 26 cm di larghezza e 26 cm di altezza). I compartimenti fine sono separati dal vano centro di plexiglas trasparente, che è sigillato per evitare che l&#39;acqua e segnali chimici di passare tra i compartimenti. </li><li> Il perimetro esterno del acquario è rivestito in modo non riflettente di plastica opaca, lasciando le due barriere ad ogni estremità trasparente. </li><li> Come controllo, un cubo costruito con argilla da modellare (ad esempio Sculptee) viene utilizzato per fornire input visivo da un oggetto inerte. Il cubo (3,5 cm x 3,0 cm x 3,3 centimetri) è il volume approssimativo del gambero sorgente ed è dipinta di un rosso simile a colori. </li></ol> 3. Visual Training Metodo che ho <ol><li> Gamberi sono videoregistrate nello specchio / serbatoio opaco 3-14 giorni dopo la lotta per determinare lo stato dominanza. </li><li> Gamberi sono posti, uno ciascuno, in un contenitore Tupperware contenente gassate, acqua filtrata e un vaso di fiori di plastica utilizzate per il riparo. Gamberi sono portati alla sala prove e dato 30 minuti per ambientarsi prima del test. </li><li> L&#39;acquario di prova, a metà foderato con specchi e mezza foderato con antiriflesso in plastica, è pieno di gassate, acqua filtrata a una profondità di circa 20 cm. </li><li> Una fotocamera digitale è collegata tramite cavi audio / video ad un videoregistratore VHS ed è posto sopra l&#39;acquario abbastanza alto per vedere l&#39;acquario intero. I video sono registrati su nastro VHS. In alternativa, una webcam collegata ad un computer può essere utilizzato, e video possono essere registrati con un film-making programma e registrati su DVD. </li><li> Un gambero della coppia è posizionato delicatamente nel centro dell&#39;acquario utilizzando un vaso di fiori, e la sua attività viene registrato per 20 min. Nessuna persona è presente in sala durante la registrazione, per ridurre le interferenze da estranei input visivi e uditivi. Ogni sforzo è fatto per assicurare che l&#39;ambiente di registrazione è tranquilla. </li><li> A seguito di test, il gambero di fiume viene rimosso, e il serbatoio si svuota, sciacquati e riempito con acqua. </li><li> Per controbilanciare condizioni sperimentali, l&#39;acquario è girato intorno a postogli specchi sul lato opposto della stanza. Questo aiuta a compensare i fattori ignoti che potrebbero causare gamberi a preferire una parte dell&#39;acquario. </li><li> Il secondo membro della coppia è poi testato con le stesse modalità del primo. </li></ol> Metodo II <ol start="9"><li> Come descritto nel metodo io, gamberi sono portate a sala prove e sono videoregistrato utilizzando la stessa attrezzatura di registrazione. </li><li> Tutte le camere (la camera di prova centrale e le due camere fine) sono pieni di gassate, acqua filtrata ad una altezza di circa 20 cm. </li><li> Un gambero di fiume, approssimativamente la stessa dimensione del gambero in fase di test, è posto in una camera fine, e il cubo di controllo è collocato nell&#39;altro. </li><li> Utilizzando il rifugio vaso di fiori, i gamberi in fase di test viene delicatamente collocato nel centro dell&#39;acquario ed è videoregistrato per 20 min. </li><li> A seguito di test, l&#39;acquario è svuotato, sciacquato e riempito con acqua. </li><li> Prima di provare il secondo membro di una coppia, i gamberi di origine e di controllo del cubo sono spostati verso le camere a lato opposto, per contrastare le condizioni di equilibrio. </li></ol> 4. Analisi delle risposte a stimoli visivi Metodo che ho <ol><li> In modo che lo sperimentatore è cieco per lo status sociale del gambero, il comportamento nello specchio / acquario opaco viene analizzato prima di analizzare la lotta prove comportamento. </li><li> La quantità di tempo che il gambero di fiume passa su entrambi i lati dell&#39;acquario viene registrato. Il gambero di fiume è considerato di passare da un lato all&#39;altro quando il coxae del chelipeds passare la linea mediana del serbatoio (Figura 3). </li><li> La frequenza dei comportamenti in curva, tornitura, attraversare, a piedi congelamento e reverse (vedi Tabella 1 per le descrizioni) sono anche registrati. </li><li> Comportamenti esibiti sul lato riflettente del serbatoio vengono confrontati con comportamenti esibiti sul lato non riflettente con un paired t-test per ogni gruppo sociale. </li></ol> Metodo II <ol start="5"><li> Come nel metodo I, videocassette di comportamento gamberi vengono analizzati prima di analizzare le prove combattere. </li><li> La quantità di tempo che il gambero di fiume passa su entrambi i lati dell&#39;acquario viene registrata come descritto nel metodo I. </li><li> La frequenza della curva, alla fine di fronte, girando, incrocio, allevamento e indietro a piedi (Tabella 1) sono registrati. </li><li> Comportamenti eseguiti sul lato gamberi di origine sono rispetto ai comportamenti eseguiti sul lato cubo di controllo utilizzando un paired t-test per ogni gruppo sociale. </li></ol> 5. Analisi dei Combattimenti <ol><li> Le registrazioni del comportamento lotta durante i primi 30 minuti di accoppiamento sono visti e ha segnato. Ogni sessione di 30 minuti di registrazione include vari incontri in cui il gambero di fiume in contatto con i loro artigli e / o antenne. All&#39;interno di questi incontri, le chele sono di solito utilizzate per spingere, colpire o afferrare l&#39;avversario, e le antenne sono a volte utilizzati per montare l&#39;avversario. Un gambero può tentare di capovolgere il suo avversario e tenerlo a terra. Ogni incontro si conclude quando uno si ritira gamberi di fiume a piedi invertire o girando la coda per ottenere il &quot;fuga di nuoto&quot;. </li><li> Il numero di incontri agonistico è registrato, e l&#39;identità del gambero (determinata dalla vernice marcatura sul torace) che si ritira da ogni incontro è anche registrato. I gamberi che perde la maggior parte degli incontri in ogni sessione 30 min è considerato il perdente, e il gambero altro è considerato il vincitore. </li></ol> 6. Rappresentante Risultati Durante il periodo di lotta di 30 minuti, tutte le coppie di mostrare comportamenti agonistici. Tali comportamenti comprendono intercettazioni antenna, affondo, spingere, afferrare, chele sorprendente, e lanciando l&#39;avversario, come riportato altrove (ad esempio maggio &amp; Mercier 2006, 2007). Alla fine uno gamberi in ogni coppia in modo coerente ed evita ulteriori ritiri di contatto. I gamberi in ritirata è considerato il perdente ed è classificato come subordinato, il gambero di fiume vincente è classificato come dominante. Rango può essere monitorato per tutto il periodo di custodia abbinato osservando il comportamento gambero nel serbatoio, che contiene un solo tubo di plastica per il riparo. Il gambero dominante occupa sempre il rifugio, e il gambero subordinato non lo fa. Il gambero subordinato cammina spesso con le chele tenute vicine e davanti, e il gambero dominante passeggiate tipicamente con le chele sollevate e più distanti (Guiasu &amp; Dunham, 1998). Quando il cibo viene aggiunto al serbatoio, il gambero di fiume dominante di solito prende il primo alimento. Nei nostri studi con P. clarkii (es. maggio &amp; Mercier 2006, 2007), di solito non ci sono inversioni di rango dopo tre giorni di accoppiamento continuo. In rari casi, un membro della coppia muore prima del periodo di abbinamento viene completato. Questo è più probabile che si verifichi se il periodo di accoppiamento ètempo (ad esempio 14 giorni) e se il gambero di fiume sono troppo strettamente abbinati alle dimensioni o peso. Così, le morti possono essere evitate, consentendo circa una differenza del 10% in peso. Se un membro di una coppia muore, i dati l&#39;altro membro non sono inclusi nello studio. Gamberi dominanti e subordinati tipicamente mostrano risposte diverse per l&#39;ambiente riflettente. Gamberi dominante sempre più tempo sul lato riflettente, ma gamberi subordinato e isolato non (maggio &amp; Mercier, 2006, 2007). Gamberi dominanti mostrano anche in curva e di svolta più di frequente sul lato riflettente che sul lato non riflettente, ma isola e in genere non subordinati. Tali differenze tra gamberi dominanti e subordinati, tuttavia, non sono stabiliti immediatamente, ma sviluppare durante il periodo di accoppiamento 3-14 giorni (maggio &amp; Mercier, 2007). La prova preliminare indica che gambero dominanti e subordinati rispondono in modo diverso agli stimoli visivi forniti da un gambero vivo (gamberi fonte) dopo 3 giorni di accoppiamento (Maggio et al., 2008). Gamberi dominante passare più tempo sul lato della vasca con i gamberi fonte e l&#39;angolo più a lungo su quel lato, ma gamberi subordinato non presentano differenze tra le due parti. <table border="1"><tbody><tr><td> Comportamento </td><td> Descrizione </td></tr><tr><td> in curva </td><td> di fronte l&#39;angolo dell&#39;acquario e rimanere lì per almeno 5 s con le punte di entrambi gli artigli di toccare le pareti diverse (Figura 4) </td></tr><tr><td> fine di fronte </td><td> di fronte al muro su un lato della vasca per almeno 5 s con la punta di almeno un artiglio toccare la parete di fondo (Figura 5) </td></tr><tr><td> svolta </td><td> cambiare la direzione del tracciato a piedi dal senso orario per versa in senso antiorario o viceversa (Figura 6) </td></tr><tr><td> incrocio </td><td> lasciando il perimetro della vasca e camminare almeno una lunghezza del corpo a qualsiasi altra parete (Figura 7) </td></tr><tr><td> inverso a piedi </td><td> camminando all&#39;indietro per almeno una lunghezza del corpo </td></tr><tr><td> congelamento </td><td> brusca interruzione di tutti i movimenti visibili, tra cui quella di appendici e antenne, per almeno 5 s </td></tr><tr><td> allevamento up </td><td> in piedi sulle gambe quarto e quinto a piedi mentre si solleva la superficie ventrale del torace contro un muro e mettendo almeno una gamba camminando sul muro </td></tr></tbody></table> Comportamenti Tabella 1. Esposte da P. clarkii nel compartimento centrale del serbatoio di prova. <img src="/files/ftp_upload/1956/1956fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. Schematica di acquario usato in Mezza I. Metodo dell&#39;acquario è rivestita di specchi, mentre l&#39;altra metà è foderato con antiriflesso in plastica. <img src="/files/ftp_upload/1956/1956fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2. Schematica di acquario nel metodo II. Questo serbatoio è composto da una zona centrale, dove si trova il gambero di prova, e due camere fine, divisi da una barriera intatta plexiglas. Un gamberi vivi è posto in una camera fine, e un cubo è posizionato nella camera di altra estremità come controllo. <img src="/files/ftp_upload/1956/1956fig3.jpg" alt="Figura 3" /> Figura 3. Schematica di acquari di prova con la linea mediana dipinta come una linea tratteggiata verticale. I gamberi passa da un lato all&#39;altro quando il coxae del chelipeds passare la linea mediana. <img src="/files/ftp_upload/1956/1956fig4.jpg" alt="Figura 4" /> Figura 4. Diagramma che indica la posizione del gambero in curva. Si noti che le punte di entrambi chele si toccano le pareti diverse. <img src="/files/ftp_upload/1956/1956fig5.jpg" alt="Figura 5" /> Figura 5. Diagramma che indica la posizione del gambero, mentre di fronte alla parete di fondo. Da notare che entrambe le chele si toccano lo stesso muro. <img src="/files/ftp_upload/1956/1956fig6.jpg" alt="Figura 6" /> Figura 6. Girando Schema indicazione. L&#39;inversione della direzione del movimento costituisce una svolta. Si trasforma può verificarsi in un angolo (ad esempio direzione 1 in direzione 2 e da 4 a direzione direzione 5) o sul lato (non mostrato). Entrando in curva e lasciandola nella stessa direzione (ad esempio direzione 1 in direzione 3) non è una svolta. <img src="/files/ftp_upload/1956/1956fig7.jpg" alt="Figura 7" /> Figure 7. schematica che mostra un comportamento che attraversano. Attraversando si verifica quando il gambero di fiume lascia una parete e si sposta in un muro, ad una distanza di almeno una lunghezza del corpo dalla parete più vicina (freccia). <img src="/files/ftp_upload/1956/1956fig8.jpg" alt="Figura 8" /> Fotografia Figura 8. Raffigurante allevamento fino comportamento. I gamberi si trova negli ultimi due gambe, piedi e solleva il corpo contro un muro, prendere contatto con almeno una gamba camminando.

<ol>
	<li>Bruski, C. A., Dunham, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+importance+of+vision+in+agonistic+communication+of+the+crayfish+Orconectes+rusticus.+I:+an+analysis+of+bout+dynamics.">The importance of vision in agonistic communication of the crayfish Orconectes rusticus. I: an analysis of bout dynamics.</a> Behav. 103, 83-107 (1987).</li><li>Delgado-Morales, G., Hernandez-Falcon, J., Ramon, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Agnostic+behavior+in+crayfish:the+importance+of+sensory+inputs.">Agnostic behavior in crayfish:the importance of sensory inputs.</a> Crustaceana. 77 (1), 1-24 (2004).</li><li>Guiasu, R. C., Dunham, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inter-form+agonistic+contests+in+male+crayfishes,+Cambarus+robustus+(Decapoda,+Cambaridae).">Inter-form agonistic contests in male crayfishes, Cambarus robustus (Decapoda, Cambaridae).</a> Invert. Biol.. 117 (2), 144-154 (1998).</li><li>May, H. Y., Mercier, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Responses+of+crayfish+to+a+reflective+environment+depend+on+dominance+status.">Responses of crayfish to a reflective environment depend on dominance status.</a> Can. J. Zool. 84 (8), 1104-1111 (2006).</li><li>May, H. Y., Mercier, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Joffre+Duration+of+socialization+influences+responses+to+a+mirror:+responses+of+dominant+and+subordinate+crayfish+diverge+with+time+of+pairing.">Joffre Duration of socialization influences responses to a mirror: responses of dominant and subordinate crayfish diverge with time of pairing.</a> J. Exp. Biol. 210, 4428-4436 (2007).</li><li>May, H. Y., Luebbert, J., Mercier, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Responses+of+Crayfish+to+a+Visual+Stimulus+Provided+by+a+Conspecific.">Responses of Crayfish to a Visual Stimulus Provided by a Conspecific.</a> , (2008).</li></ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

L&#39;osservazione che gambero dominante trascorrere più tempo in un ambiente riflettente suggerisce di riconoscere un immagine riflessa come conspecifici, e che segnali visivi sono sufficienti a suscitare comportamenti approccio. Risultati simili utilizzando un gambero vivo invece di una immagine riflessa sostenere una simile interpretazione. Gamberi subordinato e isolato non mostrano una preferenza per l&#39;ambiente riflettente, né gamberi subordinato sembrano preferire un gambero in diretta su un cubo. Così, le r...

<table><tbody><tr><td>Single chamber test tank</td><td>Brock University Machine Shop</td><td></td><td></td></tr><tr><td>End-chamber test tank</td><td>Brock University Machine Shop</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isolation container</td><td>Rubbermaid</td><td></td><td>30 cm x 17.5 cm x 13 cm holes in lid to allow air and light to pass through when lid is on</td></tr><tr><td>Fighting chamber</td><td></td><td></td><td>48 cm x 25 cm x 13 cm</td></tr><tr><td>Social housing chamber</td><td></td><td></td><td>58 cm x 30 cm x 35 cm</td></tr><tr><td>small plastic flower pot</td><td></td><td></td><td>to serve as shelter</td></tr><tr><td>Coolpix 4500 camera</td><td>Nikon Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>T120 video cassette recorder</td><td>RCA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Computer</td><td></td><td></td><td>Windows Movie Maker or other video acquiring software</td></tr><tr><td>webcam</td><td>Logitech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>modelling clay</td><td>Sculptee</td><td></td><td>to make control cube</td></tr><tr><td>red latex paint</td><td>FolkArt</td><td></td><td>to make control cube</td></tr><tr><td>waterbase varnish</td><td>FolkArt</td><td></td><td>to make control cube</td></tr></tbody></table>

recording behavioral responses to reflection in crayfish

Comportamento sociale dipende da input sensoriali sul piano visivo, olfattivo e sistemi meccanici. Una questione importante riguarda i ruoli di ogni modalità sensoriale nel guidare il comportamento. Il ruolo di input visivi è stata esaminata isolando stimoli visivi da stimoli meccanici e chemosensoriali. In alcuni studi (Bruski &amp; Dunham, 1987:. Delgado-Morales et al, 2004) input visivi sono stati rimossi con gli occhi bendati o bassa intensità di luce, e gli effetti delle restanti modalità sensoriali sono state chiarite. Un approccio alternativo è quello di studiare gli effetti di input visivi, in assenza di qualsiasi indizio appropriato meccanica e chemosensoriali. Questo approccio mira a identificare il ruolo esclusivo di input visivi. Abbiamo usato due metodi per fornire stimoli visivi di gamberi senza fornire segnali chimici e meccanici. In un metodo, gamberi sono videoregistrate in un acquario in cui sono coperti metà delle pareti in specchi per fornire un ambiente riflettente, e l&#39;altra metà sono ricoperti da una non-riflettente (finitura opaca) di plastica. Questo dà il gambero di scegliere tra gli ambienti riflettenti e non riflettente. L&#39;ambiente riflettente fornisce indicazioni visive sotto forma di immagini riflesse del gambero che si muove per tutta la metà del serbatoio; questi segnali visivi non sono presenti nel non riflettente la metà del serbatoio. Un metodo alternativo è quello di videotape il comportamento di gamberi di fiume in un acquario separate da una camera più piccola ad ogni estremità, con un gambero in una piccola camera che fornisce indicazioni visive e un oggetto inerte nella camera di fronte a piccoli fornendo input visivo da un non-movimento, non gamberi fonte. I nostri risultati pubblicati indicano che le risposte di gamberi con l&#39;ambiente riflettente dipende dalla socializzazione e dominanza rango. Gamberi socializzato passato più tempo nell&#39;ambiente riflettenti ed esposti alcuni comportamenti più frequentemente ci rispetto al non-riflettente ambiente; gamberi isolato non ha mostrato differenze. Gamberi che sono stati alloggiati in coppie dello stesso sesso sviluppato un rango sociale di dominante o subordinato. Le risposte alla riflessione differiva tra gamberi dominanti e subordinati (maggio &amp; Mercier, 2006; maggio &amp; Mercier, 2007). Gamberi dominante passato più tempo sul lato riflettente, è entrato angoli riflettenti più frequentemente e ha trascorso più tempo in angoli di riflessione rispetto alla non-riflettenti laterali. Gamberi subordinato camminato al contrario più spesso sul lato riflettente che sul lato non riflettente. I dati preliminari suggeriscono effetti simili provocati dalle indicazioni visive fornite da un gambero in una piccola camera adiacente (Maggio et al., 2008).

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Recording Behavioral Responses to Reflection in Crayfish

Abbiamo sviluppato due metodi per lo studio degli effetti dei riferimenti visivi sul comportamento in assenza di segnali tattili e chimici. Un metodo comporta risposte videoregistrando di gamberi alle pareti riflettenti in un acquario, l&#39;altro prende in esame gli effetti di input visivi forniti da un gambero vivo dietro un divisorio trasparente.

Registrazione di risposte comportamentali alla riflessione in gamberi di fiume

Social behavior depends on sensory input from the visual, mechanical and olfactory systems.  One important issue concerns the relative roles of each ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

10.7K Views.  Brock University. Abbiamo sviluppato due metodi per lo studio degli effetti dei riferimenti visivi sul comportamento in assenza di segnali tattili e chimici. Un metodo comporta risposte videoregistrando di gamberi alle pareti riflettenti in un acquario, l'altro prende in esame gli effetti di input visivi forniti da un gambero vivo dietro un divisorio trasparente.

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Physiological Recordings of High and Low Output NMJs on the Crayfish Leg Extensor Muscle

We explain in detail how to expose and conduct electrophysiological recordings of synaptic responses for high (phasic) and low (tonic) output motor neurons innervating the extensor muscle in the walking leg of a crayfish. Distinct differences are present in the physiology and morphology of the phasic and tonic nerve terminals. The tonic axon contains many more mitochondria, enabling it to take a vital stain more intensely than the phasic axon. The tonic terminals have varicosities, and the phasic terminal is filiform. The tonic terminals are low in synaptic efficacy but show dramatic facilitated responses. In contrast, the phasic terminals are high in quantal efficacy but show synaptic depression with high frequency stimulation. The quantal output is measured with a focal macropatch electrode placed directly over the visualized nerve terminals. Both phasic and tonic terminals innervate the same muscle fibers, which suggests that inherent differences in the neurons, rather than differential retrograde feedback from the muscle, account for the morphological and physiological differentiation.

This article demonstrates how to conduct electrophysiological recordings of synaptic responses on the extensor muscle in the walking leg of a crayfish and how the nerve terminals are visualized to show the gross morphological differences of high- and low-output nerve terminals.

Le registrazioni fisiologiche NMJs uscita alta e bassa del muscolo estensore gamberi Leg

We explain in detail how to expose and conduct electrophysiological recordings of synaptic responses for high (phasic) and low (tonic) output motor ...

Ricerca

Neuroscienze

Membrane Potentials, Synaptic Responses, Neuronal Circuitry, Neuromodulation and Muscle Histology Using the Crayfish: Student Laboratory Exercises

The purpose of this report is to help develop an understanding of the effects caused by ion gradients across a biological membrane. Two aspects that influence a cell's membrane potential and which we address in these experiments are: (1) Ion concentration of K+ on the outside of the membrane, and (2) the permeability of the membrane to specific ions. The crayfish abdominal extensor muscles are in groupings with some being tonic (slow) and others phasic (fast) in their biochemical and physiological phenotypes, as well as in their structure; the motor neurons that innervate these muscles are correspondingly different in functional characteristics. We use these muscles as well as the superficial, tonic abdominal flexor muscle to demonstrate properties in synaptic transmission. In addition, we introduce a sensory-CNS-motor neuron-muscle circuit to demonstrate the effect of cuticular sensory stimulation as well as the influence of neuromodulators on certain aspects of the circuit. With the techniques obtained in this exercise, one can begin to answer many questions remaining in other experimental preparations as well as in physiological applications related to medicine and health. We have demonstrated the usefulness of model invertebrate preparations to address fundamental questions pertinent to all animals.

The experiments demonstrate an easy approach for students to gain experience in examining muscle structure, synaptic responses, the effects of ion gradients and permeability on membrane potentials. Also, a sensory-CNS-motor-muscle circuit is presented to show a means to test effects of compounds on a neuronal circuit.

Potenziali di membrana, Risposte Synaptic, circuiti neuronali, neuromodulazione e Istologia muscolare Utilizzando la Gamberi: Esercizi di laboratorio per studenti

The purpose of this report is to help develop an understanding of the effects caused by ion gradients across a biological membrane. Two aspects that ...

Muscle Receptor Organs in the Crayfish Abdomen: A Student Laboratory Exercise in Proprioception 

The primary purpose of this experiment is to demonstrate primary sensory neurons conveying information of joint movements and positions as proprioceptive information for an animal. An additional objective of this experiment is to learn anatomy of the preparation by staining, dissection and viewing of neurons and sensory structures under a dissecting microscope. This is performed by using basic neurophysiological equipment to record the electrical activity from a joint receptor organ and staining techniques. The muscle receptor organ (MRO) system in the crayfish is analogous to the intrafusal muscle spindle in mammals, which aids in serving as a comparative model that is more readily accessible for electrophysiological recordings. In addition, these are identifiable sensory neurons among preparations. The preparation is viable in a minimal saline for hours which is amenable for student laboratory exercises. The MRO is also susceptible to neuromodulation which encourages intriguing questions in the sites of modulatory action and integration of dynamic signals of movements and static position along with a gain that can be changed in the system.

Muscle Receptor Organs in the Crayfish Abdomen: A Student Laboratory Exercise in Proprioception

The primary purpose of this experiment is to understand how primary sensory neurons convey information of joint movements and positions as proprioceptive information for an animal. An additional objective of this report is present the anatomy of the preparation by dissection and viewing of neurons under a dissecting microscope.

Receptor Organi muscolare all&#39;addome gamberi: un esercizio di laboratorio per studenti in propriocezione

The primary purpose of this experiment is to demonstrate primary sensory neurons conveying information of joint movements and positions as proprioceptive ...

A Behavioral Assay to Measure Responsiveness of Zebrafish to Changes in Light Intensities 

The optokinetic reflex (OKR) is a basic visual reflex exhibited by most vertebrates and plays an important role in stabilizing the eye relative to the visual scene. However, the OKR requires that an animal detect moving stripes and it is possible that fish that fail to exhibit an OKR may not be completely blind. One zebrafish mutant, the no optokinetic response c (nrc) has no OKR under any light conditions tested and was reported to be completely blind. Previously, we have shown that OFF-ganglion cell activity can be recorded in these mutants. To determine whether mutant fish with no OKR such as the nrc mutant can detect simple light increments and decrements we developed the visual motor behavioral assay (VMR). In this assay, single zebrafish larvae are placed in each well of a 96-well plate allowing the simultaneous monitoring of larvae using an automated video-tracking system. The locomotor responses of each larva to 30 minutes light ON and 30 minutes light OFF were recorded and quantified. WT fish have a brief spike of motor activity upon lights ON, known as the startle response, followed by return to lower-than baseline activity, called a freeze. WT fish also sharply increase their locomotor activity immediately following lights OFF and only gradually (over several minutes) return to baseline locomotor activity. The nrc mutants respond similarly to light OFF as WT fish, but exhibit a slight reduction in their average activity as compared to WT fish. Motor activity in response to light ON in nrc mutants is delayed and sluggish. There is a slow rise time of the nrc mutant response to light ON as compared to WT light ON response. The results indicate that nrc fish are not completely blind. Because teleosts can detect light through non-retinal tissues, we confirmed that the immediate behavioral responses to light-intensity changes require intact eyes by using the chokh (chk) mutants, which completely lack eyes from the earliest stages of development. In our VMR assay, the chk mutants exhibit no startle response to either light ON or OFF, showing that the lateral eyes mediate this behavior. The VMR assay described here complements the well-established OKR assay, which does not test the ability of zebrafish larvae to respond to changes in light intensities. Additionally, the automation of the VMR assay lends itself to high-throughput screening for defects in light-intensity driven visual responses.

A Behavioral Assay to Measure Responsiveness of Zebrafish to Changes in Light Intensities

We developed the Visual-Motor Response to quantitate the motor output of larval zebrafish in response to light increments and decrements. We also examined zebrafish vision mutants, including the no optokinetic response (nrc) mutants, which were thought to be completely blind when tested by another vision assay, the optokinetic reflex.

Un test per misurare capacità di risposta comportamentale di Zebrafish a variazioni di intensità di luce

The optokinetic reflex (OKR) is a basic visual reflex exhibited by most vertebrates and plays an important role in stabilizing the eye relative to the ...

Biologia

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Retrograda Etichettatura fluorescente Consente mirata extracellulare singola unità di registrazione da parte dei neuroni identificati<em&gt; In vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Continuous Noninvasive Measuring of Crayfish Cardiac and Behavioral Activities

A crayfish is a pivotal aquatic organism that serves both as a practical biological model for behavioral and physiological studies of invertebrates and as a useful biological indicator of water quality. Even though crayfish cannot directly specify the substances that cause water quality deterioration, they can immediately (within a few seconds) warn humans of water quality deterioration via acute changes in their cardiac and behavioral activities.
In this study, we present a noninvasive method that is simple enough to be implemented under various conditions due to a combination of simplicity and reliability in one model.
This approach, in which the biological organisms are implemented into environmental evaluation processes, provides a reliable and timely alarm for warning of and preventing acute water deterioration in an ambient environment. Therefore, this noninvasive system based on crayfish physiological and ethological parameter recordings was investigated for the detection of changes in an aquatic environment. This system is now applied at a local brewery for controlling&#160;quality of the water used for beverage production, but it can be used at any water treatment and supply facility for continuous, real-time water quality evaluation and for regular laboratory investigations of crayfish cardiac physiology and behavior.

This article presents a noninvasive biomonitoring system for the continuous recording and analyses of crayfish cardiac and locomotor activities. This system consists of a near-infrared optical sensor, a video-tracking module, and software for evaluating crayfish heartbeats that reflects its physiological condition and characterizes crayfish behavior during heartbeat fluctuations.

Continua la misurazione non invasiva dell'attività cardiaca e comportamentali di gamberi

A crayfish is a pivotal aquatic organism that serves both as a practical biological model for behavioral and physiological studies of invertebrates and as ...

Comportamento

Recordings of Neural Circuit Activation in Freely Behaving Animals

The relationship between patterns of neural activity and corresponding behavioral expression is difficult to establish in unrestrained animals. Traditional non-invasive methods require at least partially restrained research subjects, and they only allow identification of large numbers of simultaneously activated neurons. On the other hand, small ensembles of neurons or individual neurons can only be measured using single-cell recordings obtained from largely reduced preparations. Since the expression of natural behavior is limited in restrained and dissected animals, the underlying neural mechanisms that control such behavior are difficult to identify. 
Here, I present a non-invasive physiological technique that allows measuring neural circuit activation in freely behaving animals. Using a pair of wire electrodes inside a water-filled chamber, the bath electrodes record neural and muscular field potentials generated by juvenile crayfish during natural or experimentally evoked escape responses. The primary escape responses of crayfish are mediated by three different types of tail-flips which move the animals away from the point of stimulation. Each type of tail-flip is controlled by its own neural circuit; the two fastest and most powerful escape responses require activation of different sets of large &#8220;command&#8221; neurons. In combination with behavioral observations, the bath electrode recordings allow unambiguous identification of these neurons and the associated neural circuits. Thus activity of neural circuitry underlying naturally occurring behavior can be measured in unrestrained animals and in different behavioral contexts.

Non-invasive measurements of neural activity patterns in freely behaving animals are obtained by combining neurophysiological recordings with high speed videography.

Le registrazioni di attivazione circuito neurale in Liberamente Comportarsi Animali

The relationship between patterns of neural activity and corresponding behavioral expression is difficult to establish in unrestrained animals. ...

Measures of Heart and Ventilatory Rates in Freely Moving Crayfish

The fear, flight or fight response serves as the fundamental physiological basis for examining an organism's awareness of its environment under an impending predator attack.  Although it is not known whether invertebrates posses an autonomic nervous system identical to that of vertebrates, evidence shows invertebrates have a  sympathetic-like  response to regulate the internal environment and ready the organism to act behaviorally to a given stimuli.  Furthermore, this physiological response can be feasibly measured and it acts as a biological index for the animal's internal state.  Measurements of the physiological response can be directly related to internal and external stressors through changes in the central nervous system controlled coordination of the cardio-vascular and respiratory systems.   More specifically, monitoring heart and ventilation rates provide quantifiable measures of the stress response not always behaviorally observed. Crayfish are good model organisms for heart and ventilatory rate measurements due to the feasibility of recording, as well as the rich history known of the morphology of the crayfish, dating back to Huxley in 1888, and the well-studied typical behaviors.

Invertebrates show an autonomic sympathetic-like response similar to that described for vertebrates. The coordination of the cardio-vascular and ventilatory systems allows for measurement of a biological index in which to assess an organism internal state.

Misure di Cuore e Tariffe ventilatoria a muoversi liberamente gamberi di fiume

The fear, flight or fight response serves as the fundamental physiological basis for examining an organism's awareness of its environment under an ...

Historical View and Physiology Demonstration at the NMJ of the Crayfish Opener Muscle

Here we present some of the key important discoveries made with the opener neuromuscular (NMJ) preparation of crustaceans and illustrate that there is still much to learn from this model preparation. In understanding the history one can appreciate why even today this NMJ still offers a rich playground to address questions regarding pre- and post-synaptic function and plasticity. The viability and ease of access to the terminal for intracellular as well as extracellular electrophysiology and imaging are significant advantages. The mechanisms behind the modulation of vesicular kinetics and fusion within the high- and low-output terminals are begging for investigation. The preparation also offers a testable model system for computational assessments and manipulations to examine key variables in theoretical models of synaptic function, for example calcium dynamics during short-term facilitation. The synaptic complexity of active zone and statistical nature of quantal release is also an open area for future investigation both experimentally and computationally.

The opener muscle of the crayfish leg is presented for its historical importance and experimental versatility in muscle phenotype, synaptic physiology and plasticity.

Vedi storici e dimostrazione di Fisiologia presso la NMJ del Muscolo Opener gamberi di fiume

Here we present some of the key important discoveries made with the opener neuromuscular (NMJ) preparation of crustaceans and illustrate that there is ...

Proprioception and Tension Receptors in Crab Limbs: Student Laboratory Exercises

The primary purpose of these procedures is to demonstrate for teaching and research purposes how to record the activity of living primary sensory neurons responsible for proprioception as they are detecting joint position and movement, and muscle tension. Electrical activity from crustacean proprioceptors and tension receptors is recorded by basic neurophysiological instrumentation, and a transducer is used to simultaneously measure force that is generated by stimulating a motor nerve. In addition, we demonstrate how to stain the neurons for a quick assessment of their anatomical arrangement or for permanent fixation. Staining reveals anatomical organization that is representative of chordotonal organs in most crustaceans. Comparing the tension nerve responses to the proprioceptive responses is an effective teaching tool in determining how these sensory neurons are defined functionally and how the anatomy is correlated to the function. Three staining techniques are presented allowing researchers and instructors to choose a method that is ideal for their laboratory.

Physiological and anatomical techniques are demonstrated to address function and structure for joint proprioceptors and muscle tension receptors in crustacean walking limbs.

Propriocezione e la tensione recettori in Crab Arti: Esercizi di laboratorio per studenti

The primary purpose of these procedures is to demonstrate for teaching and research purposes how to record the activity of living primary sensory neurons ...

Registrazione di risposte comportamentali alla riflessione in gamberi di fiume

Riepilogo

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