Ringraziamo Keith Shigeteni per l&#39;assistenza nel insectary e Natasha Sostrom per un aiuto con la computer grafica. Questo lavoro è stato finanziato dalla USDA-ARS. Opinioni, risultati, le conclusioni o raccomandazioni espresse in questa pubblicazione sono quelle degli autori e non riflettono necessariamente le opinioni del USDA. USDA è un fornitore di pari opportunità e datore di lavoro.

1. Preparare le uova ospitare moscerino della frutta per parasitization <ol><li> Preparare un substrato per le uova di mosca della frutta per essere parassitato da preparare agar (o in alternativa, Gelcarin GP812, FMC biopolimero, Ewing NJ; un&#39;opzione più conveniente) piatti pieni, 10 cm di lunghezza per lato e 1,5 cm di profondità. Preparare agar ad una concentrazione di 9 g per litro di acqua. </li><li> Riempire i piatti fino al bordo con agar liquido (circa 70ml), e permettere loro di raffreddare e solidificare (almeno 45 minuti). </li><li> Una volta che i blocchi di agar sono solidi, applicare un unico strato di carta velina (un unico capo di tessuto lotto &#39;preferenza&#39; Georgia Pacific), che coprono la parte superiore di ogni blocco. Il tessuto dovrebbe aderisce perfettamente alla agar a causa di umidità superficiale. </li><li> Applicare un volume di 0,5 ml uova di mosca della frutta sospese in acqua alla superficie del tessuto coperta dei blocchi agar. Nel nostro insectary, questo è equivalente a circa 6000 uova di Bactrocera dorsale (12000 uova per ml). </li><li> Utilizzare un panno pulito 2,5 centimetri largo pennello intinto in acqua per diffondere le uova di mosca della frutta in modo uniforme su tutta la superficie del tessuto. </li><li> Mettere le uova moscerino della frutta sotto lo schermo inferiore del parassitoide gabbie per consentire deposizione delle uova. Toccare la parte inferiore dello schermo in basso per rimuovere i parassiti morti che possono ostruire le uova. E &#39;meglio se lo schermo inferiore non tocca le uova. </li><li> Lasciare i parassiti di oviposit durante la notte e nel giorno successivo, circa 21 ore. Questo è un tempo sufficiente per una percentuale elevata delle uova da parassitati. Più superparasitization esposizione rischi. </li></ol> 2. Cova e impupamento di frutta ospitare parassitati vola <ol><li> Preparare allevamento contenitore mettendo 3-3,5 blocchi agar preparata di uova parassitizzate per 1,25 litri di dieta mosca della frutta 19 con uova verso l&#39;alto. </li><li> Posizionare il contenitore dieta con le uova su un montante sopra uno strato di 1,5 centimetri di profondità vermiculite grado fine o sabbia lavata in un contenitore impupamento più grande. Coprire il recipiente con un coperchio impupamento e nastro i bordi con del nastro adesivo. Vermiculite può essere riutilizzato dopo vagliatura (vedi sotto). </li><li> Accertarsi che vi sia spazio sufficiente tra la parte superiore del contenitore dieta e il coperchio del contenitore impupamento per le larve mosca della frutta a strisciare fuori e &#39;pop&#39; 20 nel vemiculite sottostante. </li><li> Spostare i contenitori impupamento in una stanza a 27 ° C e 80% di umidità relativa (RH) per una settimana. Contenitori Coprire con un panno scuro per i primi quattro giorni, per poi togliere il panno per i giorni rimanenti. </li><li> Rimuovere dieta larvale dopo una settimana, una volta che le larve hanno schioccato ed è entrato nella vermiculite per impupamento. Se ci sono le larve nel vermiculite, permettere loro di pupate durante la notte. </li><li> Setacciare la pupe dalla vermiculite. Inizia con un setaccio grossolano (circa 3 mm), quindi usare un setaccio a mano per eliminare eventuali grumi rimasti di vermiculite. </li></ol> 3. Ordinamento e selezione <ol><li> Pupa contenenti F. arisanus può essere parzialmente separati dai moscerini della frutta unparasitized per dimensione. Raccogliere pupa tra mm 1,65 e 2,26 di diametro, in quanto questi sarà arricchita per le mosche parassitati 12. Puparia che sono più piccole contengono per lo più parassitoidi sottodimensionato, maggiore pupa contengono per lo più mosche. Si noti inoltre che per le pupe parassitati la percentuale di femmine correla positivamente con la dimensione 12. </li><li> Una varietà di metodi possono essere utilizzati per ordinare pupe per dimensione. Ci descrive un metodo meccanico utilizzando un formato personalizzato sorter 21. </li><li> Luogo pupe nell&#39;imbuto in alto di un alimentatore di vibrazione che alimenta lentamente il selezionatore dimensioni. </li><li> Alimentare le pupe in selezionatrice dimensioni, che consiste in una coppia di barre rotolamento leggermente divergenti con un angolo di 30 °. Il calo pupe individualmente in base alle dimensioni in un array di slot vuoti che in dieci contenitori separati attraverso un imbuto. </li><li> Raccogliere pupe dalle coppe nella gamma di dimensioni di 1,65 2,26 millimetri e metterli in una gabbia di emergenza per 7 giorni in più fino a quando la maggior parte le mosche sono emersi dalle pupe unparasitized. </li><li> Successivamente, utilizzare un ventilatore per separare puparia vuote da quegli insetti ancora contiene. </li></ol> 4. F. arisanus emergere e manutenzione <ol><li> Per mantenere la colonia di F. arisanus utilizzare una gabbia parassitoide holding con una facciata in vetro rimovibile, circa 25 cm di lunghezza per lato. La gabbia ha 1mm 2 di screening sulla parte superiore e due dei lati. La parte posteriore della gabbia viene ricoperta da un foglio di gomma con un foro di 9 centimetri per l&#39;accesso. Il fondo della gabbia ha un taglio fuori coperta nella parte interna con 1-2mm 2 schermo grande abbastanza per permettere il posizionamento di due blocchi agar con le uova mosca della frutta per la deposizione delle uova parassitoide. </li><li> Le gabbie azienda deve anche avere una parte colorata lungo la parte inferiore del quarto anteriore in vetro per ridurre al minimo la luce che può creare affollamento parassitoide lungo la parte anteriore della gabbia, con conseguente elevata mortalità. </li><li> Mettere circa 11 g di queste selezioniTed pupe in contenitori in plastica di circa 9 cm di diametro. Questo dovrebbe produrre circa 600-700 parassiti per gabbia. Selezione del formato dovrebbe portare a circa il 60% donne. </li><li> Fissare i coperchi proiettato ai contenitori. I coperchi devono essere coperti con 2 mm 2 di screening, che permetterà adulti F. arsianus di lasciare i contenitori su emergere ma, conterrà alcun moscerini della frutta rimanenti. </li><li> Mantenere i parassiti a 24 ° C e circa il 45% di umidità relativa, con una ventilazione 12:12 fotoperiodo e buono. Se la mortalità elevata si osserva, spostando le gabbie all&#39;aperto per alcune ore al giorno o ventilazione aumentando può ridurre. I parassiti dovrebbero essere pronti a oviposit in una settimana supplementare e deve essere produttivo per altre due settimane. </li><li> Streak non diluito il miele filato lungo la parte superiore delle gabbie almeno tre volte alla settimana o ogni volta che il miele è disponibile a secco. Applicare il miele filato in strisce strette con un dito. Si noti che se le strisce sono troppo pesanti il ​​miele sarà flebo in gabbia, se troppo chiaro il miele si asciuga rapidamente e richiedono riapplicazione frequente. </li><li> Luogo blocchi agar (10 cm x 10 cm x 4 cm) sulle cime delle gabbie di fornire umidità per i parassiti. Questi dovrebbero essere cambiati due volte alla settimana. </li></ol> 5. Rappresentante dei risultati: Riportiamo qui i risultati di procedure di controllo qualità condotti sulla USDA-ARS F. arisanus operazione allevamento a Hilo, Hawaii tra il 5 gennaio e 22 giugno 2010. L&#39;allevamento nella posizione Hilo sulla scala descritto in questo articolo il video e il protocollo è stato avviato nel mese di agosto 2009, ed i problemi iniziali e regolazioni con la nuova posizione era stata per lo più risolto da gennaio. Pertanto, questi dati sono rappresentativi dei risultati di altri ricercatori potrebbero ottenere iniziano la loro colonia, se seguire il protocollo come descritto e hanno esperienza di allevamento di insetti in genere. In questo periodo siamo stati mantenendo una piccola colonia di F. arisanus: 4 gabbie parassitoide tenendo prodotte a settimana, equivalenti a circa 3600 F. arisanus. Una prima verifica dei tassi di parasitization arricchito è stato condotto prendendo un campione di 2 g di pupe nella gamma di dimensioni di 1,65-2,26 mm (arricchito) prima di una settimana supplementare di sviluppo in una gabbia holding (cioè immediatamente dopo la dieta larvale è stato rimosso e il pupe setacciata e le dimensioni ordinati. Ci riferiamo a questi come &#39;pupe presto&#39;). Durante i primi tre mesi del 2010 i parassiti proporzione media del campione è stato arricchito 0,46 (SD = 0,18). Durante il trimestre successivo questa media è stata di 0,58 (DS = 0,08), riflettendo la stabilizzazione delle procedure e l&#39;allevamento in colonia nella nuova posizione. Si noti che le pupe che non sono stati arricchiti con successo parassitati comprendono quelli che non hanno prodotto emergenti e quelli che hanno prodotto le mosche. Dopo un&#39;ulteriore settimana per la rimozione gabbia svolgimento di puparia vuoto altri due grammi del campione è stata presa (&#39;pupe fine&#39;). Moscerini della frutta rappresenta meno dell&#39;1% di questo secondo campione. La bassa percentuale di moscerini della frutta è in parte dovuto alla all&#39;emergere di mosche in precedenza rispetto ai parassiti, per cui la maggior parte vola rimasto nel contenitore azienda. Infine, la Figura 1 fornisce la resa in massa pupa da gennaio a giugno 2010. I rendimenti sono misurati dal pupe arricchita nella gamma di dimensioni di interesse, 1,65-2,26 mm. La grande massa di &quot;pupe precoce&quot; all&#39;inizio dell&#39;anno indica una percentuale elevata di moscerini della frutta e pupe unemerged in quel momento, mentre sono stati applicati adeguamenti da apportare al nuovo impianto. <img src="/files/ftp_upload/2901/2901fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. Resa arricchito (diametro pupa 1,65 2,26 millimetri) precoce (immediatamente dopo la selezione del formato) e &#39;in ritardo&#39; (dopo aver tenuto per una settimana e la rimozione di involucri vuoti) pupe al USDA-ARS colonia F. ariasnus a Hilo, Hawaii , gennaio - giugno 2010

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Noi non hanno conflitti di interesse da segnalare.

In questo articolo video di protocollo e di accompagnamento che abbiamo descritto e dimostrato un protocollo ottimizzato per l&#39;allevamento di F. ariasnus, un parassitoide di moscerini della frutta Tephritid, in un ambiente di laboratorio. Questo protocollo è stato affinato negli anni per ridurre al minimo la quantità di lavoro e attrezzature specialistiche necessarie per mantenere una colonia. Prendiamo atto che una ben consolidata, produttiva e stabile colonia di moscerini della frutta host è richiesto per qualsiasi tentativo di parassitoidi allevamento. Nel nostro insectary usiamo Bactrocera dorsale come un moscerino della frutta di accoglienza, ma altre specie hanno dimostrato di essere ospiti competenti e 14-17. Diversi aspetti di F. manutenzione colonia arisanus rimangono da esplorare. Questi includono la velocità di adattamento in questa specie di laboratorio 10, meccanismi di apprendimento 22 e le mutazioni genetiche che possono verificarsi con l&#39;adattamento e meccanismi che possono essere coinvolte nella plasticità moscerino della frutta host. Negli ultimi dieci anni ci sono stati numerosi esempi della diffusione di mosche Dacine in tutto il mondo, in particolare quelli del genere Bactrocera: B. dorsale in Polinesia Francese, B. carambolae in alcune parti del Sud America, B. invadens in Africa e B. zonata in Africa e Mediterraneo settentrionale. 3,23,18 prova l&#39;efficacia degli agenti di controllo biologico, come F. arisanus nei confronti delle altre specie di Bactrocera dovrebbe essere una priorità, ed è nostra speranza che l&#39;applicazione dei metodi descritti in questo articolo protocollo e video di accompagnamento, accelererà la ricerca su F. arisanus in una più ampia varietà di punti 24. Infine, ulteriori ricerche con questo metodo come punto di partenza può anche fornire informazioni importanti per la colonizzazione di parassitoidi uovo romanzo 25,1

an optimized protocol for rearing fopius arisanus, a parasitoid of tephritid fruit flies

Fopius arisanus (Sonan) è un importante parassitoide di moscerini della frutta Tephritid per almeno due ragioni. In primo luogo, è uno dei soli tre parassitoidi opiine noti per infettare l&#39;ospite durante la fase di uovo 1. In secondo luogo, ha una vasta gamma di potenziali ospiti moscerino della frutta. Forse a causa della sua storia di vita, F. arisanus è stato usato con successo per il controllo biologico dei moscerini della frutta in più regioni tropicali 2-4. Un ostacolo per l&#39;ampio uso di F. arisanus per il controllo della mosca della frutta è che è difficile stabilire una colonia stabile di laboratorio 5-9. Nonostante questa difficoltà, nel 1990 i ricercatori dell&#39;USDA messo a punto un metodo affidabile per mantenere le popolazioni di laboratorio di F. arisanus 10-12. C&#39;è notevole interesse in F. arisanus 13,14 biologia, soprattutto per quanto riguarda la sua capacità di colonizzare una grande varietà di host Tephritid 14-17; interesse è soprattutto guidato da l&#39;allarmante diffusione di parassiti Bactrocera moscerino della frutta a nuovi continenti negli ultimi dieci anni 18. Ulteriori ricerche su F. arisanus e ulteriori implementazioni di questa specie come agente di controllo biologico potranno beneficiare di ottimizzazioni e miglioramenti dei metodi di allevamento. In questo protocollo e video associati articolo viene descritto un metodo ottimizzato per l&#39;allevamento di F. arisanus basato su un approccio descritto in precedenza 12. Il metodo che descriviamo qui permette l&#39;allevamento di F. arisanus in piccola scala senza l&#39;uso di frutta, utilizzando materiali disponibili nelle regioni tropicali di tutto il mondo e con i requisiti manuale relativamente basso del lavoro.

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An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus è un uovo-parassitoide larvale di moscerini della frutta Tephritid che viene utilizzato con successo nel controllo biologico di questi parassiti importanti tropicale. Descriviamo qui un protocollo ottimizzato per l&#39;allevamento di F. arisanus su piccola scala con materiali facilmente reperibili.

Un protocollo ottimizzato per la cura dei Fopius arisanus, Un parassitoide di frutta Tephritid mosche

Fopius arisanus (Sonan) is an important parasitoid of Tephritid fruit flies for at least two reasons. First, it is the one of only three opiine ...

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Biology

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

14.7K Views.  US Pacific Basin Agricultural Research Center. Fopius arisanus è un uovo-parassitoide larvale di moscerini della frutta Tephritid che viene utilizzato con successo nel controllo biologico di questi parassiti importanti tropicale. Descriviamo qui un protocollo ottimizzato per l'allevamento di F. arisanus su piccola scala con materiali facilmente reperibili.

Video: An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Studying Aggression in Drosophila (fruit flies)

Aggression is an innate behavior that evolved in the framework of defending or obtaining resources. This complex social behavior is influenced by genetic, hormonal and environmental factors. In many organisms, aggression is critical to survival but controlling and suppressing aggression in distinct contexts also has become increasingly important. In recent years, invertebrates have become increasingly useful as model systems for investigating the genetic and systems biological basis of complex social behavior. This is in part due to the diverse repertoire of behaviors exhibited by these organisms. In the accompanying video, we outline a method for analyzing aggression in Drosophila whose design encompasses important eco-ethological constraints. Details include steps for: making a fighting chamber; isolating and painting flies; adding flies to the fight chamber; and video taping fights. This approach is currently being used to identify candidate genes important in aggression and in elaborating the neuronal circuitry that underlies the output of aggression and other social behaviors.

Studying Aggression in Drosophila fruit flies

Studiare Aggressione in Drosophila (moscerino della frutta)

Aggression is an innate behavior that evolved in the framework of defending or obtaining resources.  This complex social behavior is influenced by ...

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Protocol for Mosquito Rearing (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night cycle. For this procedure, you'll need mosquito cages, 10% sterile sucrose solution, paper towels, beaker, whatman filter paper, glass feeders, human blood and serum, water bath, parafilm, distilled water, clean plastic trays, mosquito food (described below), mosquito net to cover the trays, vacuum, and a collection chamber to collect adults.

Protocol for Mosquito Rearing A. gambiae

This video illustrates the general techniques used to rear Anopheles gambiae in the laboratory. The methods for caring for laboratory mosquitoes are demonstrated through all stages of the organism's life cycle from larvae to pupae to blood-feeding adults.

Protocollo per la cura dei Mosquito (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night ...

Isolation and Biophysical Study of Fruit Cuticles

The cuticle, a hydrophobic protective layer on the aerial parts of terrestrial plants, functions as a versatile defensive barrier to various biotic and abiotic stresses and also regulates water flow from the external environment.1 A biopolyester (cutin) and long-chain fatty acids (waxes) form the principal structural framework of the cuticle; the functional integrity of the cuticular layer depends on the outer 'epicuticular' layer as well as the blend consisting of the cutin biopolymer and 'intracuticular' waxes.2 Herein, we describe a comprehensive protocol to extract waxes exhaustively from commercial tomato (Solanum lycopersicum) fruit cuticles or to remove epicuticular and intracuticular waxes sequentially and selectively from the cuticle composite. The method of Jetter and Sch&auml;ffer (2001) was adapted for the stepwise extraction of epicuticular and intracuticular waxes from the fruit cuticle.3,4 To monitor the process of sequential wax removal, solid-state cross-polarization magic-angle-spinning (CPMAS) 13C NMR spectroscopy was used in parallel with atomic force microscopy (AFM), providing molecular-level structural profiles of the bulk materials complemented by information on the microscale topography and roughness of the cuticular surfaces. To evaluate the cross-linking capabilities of dewaxed cuticles from cultivated wild-type and single-gene mutant tomato fruits, MAS 13C NMR was used to compare the relative proportions of oxygenated aliphatic (CHO and CH2O) chemical moieties.
Exhaustive dewaxing by stepwise Soxhlet extraction with a panel of solvents of varying polarity provides an effective means to isolate wax moieties based on the hydrophobic characteristics of their aliphatic and aromatic constituents, while preserving the chemical structure of the cutin biopolyester. The mechanical extraction of epicuticular waxes and selective removal of intracuticular waxes, when monitored by complementary physical methodologies, provides an unprecedented means to investigate the cuticle assembly: this approach reveals the supramolecular organization and structural integration of various types of waxes, the architecture of the cutin-wax matrix, and the chemical composition of each constituent. In addition, solid-state 13C NMR reveals differences in the relative numbers of CHO and CH2O chemical moieties for wild-type and mutant red ripe tomato fruits. The NMR techniques offer exceptional tools to fingerprint the molecular structure of cuticular materials that are insoluble, amorphous, and chemically heterogeneous. As a noninvasive surface-selective imaging technique, AFM furnishes an effective and direct means to probe the structural organization of the cuticular assembly on the nm-&mu;m length scale.

Aerial plant organs are protected by the cuticle, a supramolecular biopolyester-wax assembly. We present protocols to monitor selective removal of epi- and intracuticular waxes from tomato fruit cuticles on molecular and micro scales by solid-state NMR and atomic force microscopy, respectively, and to assess the cross-linking capacity of engineered cuticular biopolyesters.

Isolamento e studio della biofisica cuticole di frutta

The cuticle, a hydrophobic protective layer on the aerial parts of terrestrial plants, functions as a versatile defensive barrier to various biotic and ...

Fruit Volatile Analysis Using an Electronic Nose

Numerous and diverse physiological changes occur during fruit ripening, including the development of a specific volatile blend that characterizes fruit aroma. Maturity at harvest is one of the key factors influencing the flavor quality of fruits and vegetables1. The validation of robust methods that rapidly assess fruit maturity and aroma quality would allow improved management of advanced breeding programs, production practices and postharvest handling. 
Over the last three decades, much research has been conducted to develop so-called electronic noses, which are devices able to rapidly detect odors and flavors2-4. Currently there are several commercially available electronic noses able to perform volatile analysis, based on different technologies. The electronic nose used in our work (zNose, EST, Newbury Park, CA, USA), consists of ultra-fast gas chromatography coupled with a surface acoustic wave sensor (UFGC-SAW). This technology has already been tested for its ability to monitor quality of various commodities, including detection of deterioration in apple5; ripeness and rot evaluation in mango6; aroma profiling of thymus species7; C6 volatile compounds in grape berries8; characterization of vegetable oil9 and detection of adulterants in virgin coconut oil10. 
This system can perform the three major steps of aroma analysis: headspace sampling, separation of volatile compounds, and detection. In about one minute, the output, a chromatogram, is produced and, after a purging cycle, the instrument is ready for further analysis. The results obtained with the zNose can be compared to those of other gas-chromatographic systems by calculation of Kovats Indices (KI). Once the instrument has been tuned with an alkane standard solution, the retention times are automatically converted into KIs. However, slight changes in temperature and flow rate are expected to occur over time, causing retention times to drift. Also, depending on the polarity of the column stationary phase, the reproducibility of KI calculations can vary by several index units11. A series of programs and graphical interfaces were therefore developed to compare calculated KIs among samples in a semi-automated fashion. These programs reduce the time required for chromatogram analysis of large data sets and minimize the potential for misinterpretation of the data when chromatograms are not perfectly aligned.
We present a method for rapid volatile compound analysis in fruit. Sample preparation, data acquisition and handling procedures are also discussed.

A rapid method for volatile compound analysis in fruit is described. The volatile compounds present in the headspace of a homogenate of the sample are rapidly separated and detected with ultra-fast gas chromatography (GC) coupled with a surface acoustic wave (SAW) sensor. A procedure for data handling and analysis is also discussed.

Fruit Analisi Volatile Utilizzando un naso elettronico

Numerous and diverse physiological changes occur during fruit ripening, including the development of a specific volatile blend that characterizes fruit ...

Optimized Protocol for Retinal Wholemount Preparation for Imaging and Immunohistochemistry

Working with delicate tissue can be a complicating factor when performing immunohistochemical assessment. Here, we present a method that utilizes a ring-supported hydrophilized PTFE membrane to provide structural support to both living and fixed tissue during immunohistochemical processing, which allows for the use of a variety of protocols that would otherwise cause damage to the tissue. First, this is demonstrated with bolus loading of fluorescent markers into living retinal tissue. This method allows for quick visualization of targeted structures, while the membrane support maintains tissue integrity during the injection and allows for easy transfer of the preparation for further imaging or processing.
Second, a procedure for antibody staining in tissue fixed with carbodiimide is described. Though paraformaldehyde fixation is more common, carbodiimide fixation provides a superior substrate for the visualization of synaptic proteins. A limitation of carbodiimide is that the resulting fixed tissue is relatively fragile; however, this is overcome with the use of the supporting membrane. Retinal tissue is used to demonstrate these techniques, but they may be applied to any fragile tissue.

The protocol described here is for structural assessment of a wholemount retinal preparation. This includes descriptions of tissue dissection, mounting onto a hydrophilized polytetrafluoroethylene (PTFE) membrane insert, bolus loading with fluorescent markers, and a comparison of fixation with carbodiimide and paraformaldehyde for immunohistochemical analysis of cellular and synaptic components.

Working with delicate tissue can be a complicating factor when performing immunohistochemical assessment. Here, we present a method that utilizes a ...

Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in agronomic practices resulted in serious outbreaks of stable flies in several countries. These outbreaks disrupted livestock production and human recreation resulting in public demands for increasing research and management efforts for this pest. A simple and inexpensive procedure for rearing stable flies for laboratory studies is presented. The procedure uses locally available diet components, equipment and supplies. The procedure can be adapted for rearing other muscoid flies including face fly (Musca autumnalis), horn fly (Haematobia irritans), and house fly (Musca domestica). The procedure produces stable fly puparia averaging 12.5 mg and ~35% egg to adult survival. Approximately 3000 flies are produced in each pan.

A procedure for rearing stable flies (Stomoxys calcitrans) is presented. The procedure uses locally available materials for diet components, equipment and supplies.

Laboratorio di allevamento di mosche stabili e altri ditteri muscoidi

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in ...

Simple Homemade Tools to Handle Fruit Flies&#8212;Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in practice, as adult flies fly. Demonstrated here is how to make some simple and cost-effective tools to address difficult issues in the handling of Drosophila. Holes in foam stoppers are made and pipette tips or funnels are inserted into the holes. Flies then move only in one direction into the pipette tip/funnel assemblage, allowing efficient control of the transfer of adult Drosophila into or out of a vial. Existing protocols have been modified for cool-anesthetizing flies by chilling in crushed ice and transferring them onto a cold, hard icepack surface. The icepack is covered with a piece of medical gauze that keeps immobilized flies from the condensed water when examined under a stereomicroscope. The flies are finally euthanized for counting and sorting or discarded by microwaving. A bottle-shaped cage has also been developed for collecting eggs, as well as a labor-saving device and accompanying protocol for cleaning glass culture vials.

Simple Homemade Tools to Handle Fruit Flies&amp;#8212;&lt;em&gt;Drosophila melanogaster&lt;/em&gt;

Described here is the use of several homemade tools to transfer, chill, and kill adult Drosophila, as well as to clean glass culture vials and collect eggs. These tools are easy to make and are rather efficient in handling Drosophila.

Semplici strumenti fatti in casa per gestire le mosche della frutta -Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in ...

Topical Application Bioassay to Quantify Insecticide Toxicity for Mosquitoes and Fruit Flies

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. Insecticide resistance surveillance of mosquito populations is typically done through Centers for Disease Control and Prevention (CDC) bottle bioassays or World Health Organization (WHO) tube tests. However, these methods can result in a high degree of variability in mortality data due to variable insecticide contact with&#160;the insect, the relatively small numbers of organisms tested, extensive variation in mass between populations, and constantly changing environmental conditions, leading to variable outcomes. This paper presents the topical application bioassay, adapted as a high-throughput phenotypic bioassay for both mosquitoes and fruit flies, to test large numbers of insects along&#160;a range of insecticide concentrations.
This assay 1) ensures consistent treatment and insecticide contact with every organism, 2) produces highly specific dose-response curves that account for differences in average mass between strains and sexes (which is particularly important for field-collected organisms), and 3) allows for the calculation of statistically rigorous median lethal doses (LD50), which are necessary for resistance ratio comparisons-an alternative surveillance approach from diagnostic dose mortality, which is also used for larvicide resistance surveillance. This assay will be a complementary tool for accurately phenotyping mosquito populations and, as illustrated using fruit flies, is easily adaptable for use with other insects. We argue that this assay will help fill the gap between genotypic and phenotypic insecticide resistance in multiple insect species.

We describe the methodology and importance of the topical application bioassay to measure insecticide susceptibility in mosquitoes and fruit flies. The presented assay is high-throughput, utilizes insect mass-thus allowing for calculating a mass-relativized lethal dose instead of concentration-and likely has lower variability than other similar methods.

Biotest di applicazione topica per quantificare la tossicità degli insetticidi per zanzare e moscerini della frutta

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. ...

Methods for Rearing the Parasitoid Ganaspis brasiliensis, a Promising Biological Control Agent for the Invasive Drosophila suzukii

Native to East Asia, the spotted-wing drosophila, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), has established widely in the Americas, Europe, and parts of Africa over the last decade, becoming a devastating pest of various soft-skinned fruits in its invaded regions. Biological control, especially by means of self-perpetuating and specialized parasitoids, is expected to be a viable option for sustainable area-wide management of this highly mobile and polyphagous pest. Ganaspis brasiliensis Ihering (Hymenoptera: Figitidae) is a larval parasitoid that is widely distributed in East Asia, and has been found to be one of the most effective parasitoids of D. suzukii.
Following rigorous pre-introduction evaluations of its efficacy and potential non-target risks, one of the more host-specific genetic groups of this species (G1 G. brasiliensis) has been approved recently for introduction and field release in the United States and Italy. Another genetic group (G3 G. brasiliensis), which was also commonly found to attack D. suzukii in East Asia, may be considered for introduction in the near future. There is currently enormous interest in rearing G. brasiliensis for research or in mass-production for field release against D. suzukii. This protocol and associated video article describe effective rearing methods for this parasitoid, both on a small scale for research and a large scale for mass-production and field release. These methods may benefit further long-term research and use of this Asian-native parasitoid as a promising biological control agent for this global invasive pest.

Methods for Rearing the Parasitoid Ganaspis brasiliensis, a Promising Biological Control Agent for the Invasive Drosophila suzukii

Ganaspis brasiliensis-a larval parasitoid of Drosophila suzukii (a global invasive fruit crop pest)-has been approved or is considered for introduction into Europe and the United States for biological control of this pest. This article provides protocols for both small-scale and large-scale rearing of this parasitoid.

Metodi per l'allevamento del parassitoide Ganaspis brasiliensis, un promettente agente di controllo biologico per la Drosophila suzukii invasiva

Native to East Asia, the spotted-wing drosophila, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), has established widely in the Americas, Europe, ...

Allevamento di vespe Nasonia prive di germi

Optimizing the Rearing Procedure of Germ-Free Wasps

Aseptic rearing technology is a method of culturing insects under sterile or almost sterile conditions, which can effectively eliminate the influence of external microorganisms on insect microbiota and thus promote the rapid development of insect microbiota research. Nasonia (wasp genus) is a parasitic wasp insect that has many advantages, such as a short lifespan, high genetic variation, easy operation, etc., and is widely used as an insect model system. Unlike antibiotic treatment, which can only reduce the number of microorganisms in animals, aseptic rearing techniques can control both the composition and quantity of microorganisms in animals, further facilitating the study of host-microbe interactions. However, previous versions of Nasonia rearing medium (NRM) have some defects and problems, such as a complex and time-consuming preparation process, easy contamination by bacteria or fungi, and short storage time. Therefore, this study solves these problems by optimizing the tools used in the NRM preparation process, storage conditions, and component ratios. The optimized medium could allow storage at -20 &#176;C for at least 3 months and eliminate the possibility of NRM contamination during feeding sterile wasps. This further improves the survival rate and health level of aseptic Nasonia, which is important for using Nasonia as a model for microbial research.

Autore in primo piano: Ottimizzazione della procedura di allevamento delle vespe prive di germi  

Nasonia wasp embryos were dissected from Lucillia sericata pupae after parasitization for 12-24 h and washed with alcohol and 10% sodium hypochlorite solution to obtain germ-free embryos. After rearing the germ-free embryos&#160;and supplying them with Nasonia rearing medium to grow and develop in vitro, germ-free Nasonia adults were obtained.

Ottimizzazione della procedura di allevamento delle vespe prive di germi

Aseptic rearing technology is a method of culturing insects under sterile or almost sterile conditions, which can effectively eliminate the influence of ...