Questo lavoro è stato finanziato dal National Institutes of Health (NIH) K12 per terapisti fisici e occupazionali-complete le opportunità di formazione Rehabilitation Research (K12 HD055931), la Fondazione per la terapia fisica e la Pittsburgh Claude D. Pepper Older americani Independence Centro (P30 AG024827 ).

1. Elettrodo Preparazione <ul><li> Tagliare un cm 1 x 1 sezione cm del circuito vettore. </li><li> Stabilizzare 2 perni wirewrap utilizzando una morsa, con perni distanziati di circa 3,5 mm l&#39;uno dall&#39;altro. Le estremità biforcati dei perni deve essere rivolto verso l&#39;alto. </li><li> Piegare wirewrap perni ad un angolo di 90 °, circa a metà della loro lunghezza, con una pinza ad ago. </li><li> Esporre i fili di rame di connettori, di circa 7 cm dal collegamento di piombo, mettendo a nudo l&#39;isolamento del filo. </li><li> Saldare uno dei fili di rame per la estremità biforcata di uno dei perni wirewrap. Ripetere il passaggio di saldatura per il perno wirewrap altro. </li><li> Tirare termorestringente in connessione saldata tra i fili di rame e spille d&#39;oro, al fine di isolare e stabilizzare. Riscaldare il tubo utilizzando la punta di saldatura. </li><li> Inserire le punte non saldati dei perni wirewrap nelle aperture adiacenti del circuito basetta. </li><li> Assicurarsi che i perni wirewrap sono parallele tra loro e stick attraverso la basetta in modo tale che le punte si trovano alla stessa distanza, quando sono immessi attraverso la scheda. </li><li> Incorpora estremità saldati dei perni in resina epossidica trasparente. Lasciare che la resina catalizzi per circa 10 minuti, o fino a completa asciugatura. </li><li> Ripetere l&#39;applicazione di resina finché i perni e la scheda di vettore sono completamente incorporati per fornire integrità strutturale e serracavo per i cavi. </li><li> Carteggiare epossidica utilizzando un file di metallo per esporre le punte dei perni oro. </li><li> Utilizzare un multimetro per garantire che i due cavi non sono elettricamente corto e che i cavi hanno una continuità adeguata </li><li> Collegare l&#39;elettrodo conduce dal dispositivo NMES a femmina 2-way connettore del cavo (patch cord Pomona). </li></ul> 2. Preparazione degli animali <ul><li> Gli animali sono anestetizzati tramite inalazione utilizzando 2% isofluorano (Abbott Laboratories, North Chicago, IL) in 100% O 2 gas. L&#39;animale deve rimanere anestetizzati tutta tha NMES sessione. </li><li> Prima di iniziare il protocollo NMES eseguire una presa punta per garantire che l&#39;animale è anestetizzato completamente. </li><li> Animale deve essere controllata regolarmente per la risposta alla stimolazione in modo da assicurare il livello di anestetico è sufficiente. L&#39;anestesia deve essere regolata in base alle esigenze. Movimento diversa da quella della gamba stimolata, variazioni di profondità respiratoria, e il colore delle mucose dovrebbero essere valutati per monitorare regolarmente profondità di anestesia. </li><li> Posizionare l&#39;animale in decubito laterale. </li><li> Applicare il lubrificante oftalmico agli occhi, al fine di impedire l&#39;essiccamento della cornea durante la procedura. </li><li> Radere l&#39;area arti posteriori da trattare, e pulire con alcool. </li><li> Pulire l&#39;elettrodo con il 3% di candeggina, poi risciacquare con acqua. </li><li> Applicare uno strato di gel conduttivo sul luogo dove l&#39;elettrodo viene applicato. Riapplicare se necessario durante il protocollo NMES per garantire un flusso di corrente tra l&#39;elettrodo e la pelle. </li><li> Una lampada riscaldante or coperta di acqua circolante dovrebbe essere usata per mantenere i normali intervalli di base del corpo. </li><li> Nota: Tutte le procedure sono stati esaminati e approvati dalla University of Pittsburgh Institutional Animal Care e il Comitato Usa e si esibisce in PHS assicurati ed AAALAC Int. programma accreditato e servizi. </li></ul> 3. Stimolazione <ul><li> Posizionamento degli elettrodi per: <ul><li> Per la stimolazione dei muscoli del compartimento anteriore, tra cui il tibiale anteriore e il muscolo estensore lungo delle dita, posizionare l&#39;elettrodo superficie direttamente sul nervo profondo peroneale dell&#39;animale, che è un ramo distale off del nervo peroneo comune, e si trova appena anteriormente al l&#39; testa del perone. </li><li> Per la stimolazione dei muscoli del compartimento anteriore, il posizionamento dell&#39;elettrodo viene confermata quando la stimolazione provoca la flessione dorsale della caviglia e la piena estensione completa delle cifre. D&#39;altra parte, dorsiflessione, in assenza di estensione cifra indica che solo il tibiale anteriore del muscolo viene stimolato. Tale risposta contrattile mirata può essere auspicabile, a seconda del modello di studio. </li><li> La contrazione del muscolo si divide in 2 fasi di stimolazione: un libero mobile, fase concentrica, che si verifica durante la fase iniziale ~ 0,5 secondi. Durante questa prima fase, la zampa si sposta da una posizione di riposo alla massima dorsiflessione ed estensione cifra. La seconda fase della stimolazione è una contrazione isometrica sostenuta alla fine del campo di dorsiflessione e l&#39;estensione cifra. </li></ul></li><li> Stimolazione parametri: <ul><li> Questo modello utilizza il NMES PV 300 Empi elettroterapia dispositivo multifunzione, che offre 2 canali di NMES convenzionali (vedi tabella). Ai fini di questo modello, solo 1 canale viene utilizzato. </li><li> Parametri utilizzati includono simmetrica forma d&#39;onda, una durata di impulso di 150 ms e una frequenza di 50Hz. Tempo di stimolazione è impostato a 5 secondi, con una crescita dello 0,5 seconda rampa e una rampa di 0,5 secondi verso il basso. Ciò consentirà il muscolo di più gradualmente acclicompagno alla stimolazione. Nel protocollo attuale, al largo di tempo tra le contrazioni è stato impostato a 10 secondi, ma questo può essere regolata a seconda dell&#39;effetto desiderato. Diminuzione spegnimento si tradurrà in un inizio più rapido affaticamento muscolare. Questi parametri di stimolazione sono basati su protocolli clinici progettati per migliorare la forza muscolare mediante stimolazione elettrica neuromuscolare, senza indurre danni significativi muscolo scheletrico 1, 15, 16. </li><li> I topi completare due serie di 10 contrazioni, con una pausa in 5 minuti tra le serie. </li><li> Per gli animali adulti, l&#39;intensità è tipicamente NMES iniziata alle 9 mA. Dalla nostra esperienza, questo è approssimativa alla massima intensità di partenza che non induce un danno notevole passo immediatamente dopo stimolazione. Per le sessioni successive NMES, l&#39;intensità è aumentata di 1 mA ogni volta che gli animali sono in grado di completare 20 dorsiflexions completi. </li></ul></li><li> A seguito del completamento della stimolazione protocollo e recomolto dall&#39;anestesia, gli animali in genere dare prova di una normale andatura e la postura. Gait dovrebbe rimanere integro per tutta la durata del programma NMES. </li></ul> 4. Risultati rappresentativi Il protocollo NMES descritto in questo articolo è stato implementato in ceppi di topi, tra cui: wild type (B6/10), B6.SCID e mdx / topi SCID. Risultati rappresentativi di NMES eseguite nell&#39;arco di 4 settimane (20 sessioni) in 3-5 mesi di età mdx / SCID sono presentati. Gli animali sono stati umanamente eutanasia mediante dislocazione cervicale mentre sotto anestesia. Il muscolo tibiale anteriore è stato raccolto ed immediatamente congelato in 2 metil-butano pre-raffreddato in azoto liquido e conservati a -80 ° C. Sezioni seriali (10 um) sono stati ottenuti e montate su vetrini. Le analisi statistiche sono state eseguite utilizzando standard di pacchetti software statistici (SPSS, v19.0 software). In primo luogo, il test di Levene è stato utilizzato per valutare se ci wal&#39;uguaglianza delle varianze s. Campioni indipendenti t-test è stata poi effettuata per valutare le differenze tra NMES e gruppi di controllo. Ematossilina ed eosina (H &amp; E) le macchie sono stati eseguiti per verificare se il protocollo NMES comporterebbe lesioni aumentato nel muscolo distrofico. Una sezione è stato selezionato, e le immagini sono state ottenute utilizzando un microscopio ottico (Nikon Eclipse E800, Nikon, Giappone). Il numero totale di fibre e il numero di fibre con nuclei in posizione centrale sono stati contati manualmente utilizzando il National Institutes of Health (NIH) - ha sviluppato software di analisi dell&#39;immagine, immagine J. c&#39;è stato un aumento significativo dell&#39;indice di rigenerazione (numero di fibre centrale nucleate / numero totale di fibre) negli animali sottoposti a NMES, rispetto ai controlli (p = 0,802; figura 1). Questo suggerisce che l&#39;applicazione di NMES non aumenta la degenerazione-rigenerazione cascata osservate in animali distrofiche, e non è quindi probabileda indurre un danno maggiore muscolare. Colorazione immunofluorescente per CD31 è stata eseguita per investigare l&#39;effetto del 4-settimane protocollo NMES sulla vascolarizzazione muscolare. Brevemente, le sezioni muscolari sono stati fissati in formalina 4% e bloccato con il 5% siero di cavallo (HS). Le sezioni sono state incubate con un anticorpo di ratto anti-topo primario (diluizione 1:300 in 5% di HS) e trattato con 555-marcato di capra anti-topo anticorpo secondario (diluizione 1:300 in 5% di HS). Per quantificare il numero totale di cellule CD31 positive, una parte è stata selezionata, e fotografato con il microscopio a fluorescenza (Nikon Eclipse E800, Giappone). Il numero totale di capillari è stato contato manualmente utilizzando Nord Eclipse Software (Empix Imaging Inc.). C&#39;è stato un significativo aumento del numero di cellule CD31 positive negli animali sottoposti a NMES rispetto ai controlli (p &lt;0,01; figura 2), che indica che il protocollo NMES come descritto promuove l&#39;angiogenesi del muscolo scheletrico. <strong&gt; Nei test in situ contrattile: Quattro settimane dopo il completamento di un protocollo NMES, prove contrattile dei muscoli del compartimento anteriore è stata eseguita utilizzando un apparecchio di prova in situ (modello 809B, Aurora Scientific Inc, Canada), stimolatore (modello 701C, Aurora Scientific Inc , Canada), e la forza trasduttore (Aurora Scientific Inc, Canada). Brevemente, il nervo peroneo di animali anestetizzati stato isolato attraverso una piccola incisione laterale al ginocchio. I topi sono stati quindi posti in posizione supina su una piattaforma e il piede in fase di sperimentazione è stata posizionata sulla pedana. Il arti posteriori utilizzato per il test è stata stabilizzata con nastro in tessuto sul ginocchio e del piede. I muscoli sono stati stimolati utilizzando un gancio elettrodi inseriti sotto la pelle. Contrazione muscolare tetanica è stato testato con una frequenza di 150Hz per 350ms di verificare se il protocollo di 4 settimane NMES indurrebbero miglioramenti nella forza muscolare. I risultati sono stati normalizzati per il peso muscolare bagnato. C&#39;è stato un aumento di circa il 30% in tetanic contrazione degli animali sottoposti a NMES, rispetto ai controlli (p = 0,005) (Figura 3), suggerendo il protocollo descritto migliora la resistenza dei muscoli scheletrici in mdx / SCID animali. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3914/3914fig1.jpg" /> . Figura 1 ematossilina eosina e colorazione del muscolo scheletrico distrofici (mdx) / topi immunodeficienti (4-5 mesi) (ingrandimento 10x): a) controlli non trattati, B) dopo 4 settimane di NMES. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3914/3914fig2.jpg" /> Figura 2. CD31 immunofluorescenza (rosso), come marker di vascolarizzazione muscolo scheletrico, nel muscolo scheletrico di distrofici (mdx) / topi immunodeficienti (4-5 mesi) (20x) a) controlli non trattati, B) dopo 4 settimane NMES. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3914/3914fig3.jpg" /> Figura 3. Test contrattiledei muscoli compartimento anteriore nel controllo e negli animali trattati con NMES per 4 settimane. mNm = milli Newtonmetri. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/3914/3914fig3large.jpg">Clicca qui per ingrandire la figura</a> .

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Non abbiamo nulla da rivelare.

Questi risultati suggeriscono che il nostro modello sviluppato murino di NMES promuove l&#39;angiogenesi del muscolo scheletrico (Figura 2) e il rafforzamento (Figura 3), ma non indurre un danno del muscolo scheletrico (Figura 1). Va osservato che i parametri di stimolazione descritti qui sono stati progettati per indurre un muscolo sovraccarico ai muscoli compartimento anteriore. Così come è il caso per scenari clinici, il posizionamento degli elettrodi può essere regolato per stimolare altri gruppi muscolari, sebbene la risposta di muscolo NMES può essere diverso, a seconda del tipo di composizione delle fibre. NMES durata, il numero totale di sessioni di trattamento, e il numero totale di ripetizioni può essere modificato secondo lo studio di progettazione. Come con qualsiasi protocollo, questo metodo ha dei limiti che devono essere notato. Nel presente studio, la stimolazione è stata eseguita sopra il nervo peroneale profondo. Tuttavia, nella clinica, la stimolazione is in genere somministrato al gruppo motore. Nel modello animale, la stimolazione del nervo richiederebbe una intensità inferiore in modo da ottenere la contrazione muscolare piena. Un altro limite del modello presentato è che siamo in grado di ottenere informazioni riguardanti il ​​livello di comfort durante l&#39;applicazione del NMES, dato che gli animali sono anestetizzati. Pertanto, la tollerabilità di intensità paragonabile in una popolazione clinica è difficile da valutare. Tuttavia, i nostri risultati istologici suggeriscono il nostro modello NMES, come descritto, non induce lesioni muscolari. Lo sviluppo di modelli animali che imitano le modalità comunemente implementate in clinica ci forniscono utili strumenti di laboratorio che consente una migliore comprensione delle risposte cellulari e molecolari per interventi terapeutici. Inoltre, tali modelli sono utili per condurre studi pre-clinici per affinare entrambi i protocolli di riabilitazione esistenti e sviluppare nuove indicazioni.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome del reattivo </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td></tr><tr><td> Vettoriali avvolgere articoli wire con terminale a saldare biforcato </td><td> Newark </td><td> T68 </td></tr><tr><td> Vector circuito </td><td> Newark </td><td> 3662-2 </td></tr><tr><td> Pomona Cavo patch </td><td> Newark </td><td> P-36-0 </td></tr><tr><td> Epoxy 5 minuti </td><td> VO Baker Co. </td><td> 4001 </td></tr><tr><td> Spectra 360 elettrodi Gel </td><td> Milliken Medical </td><td> MR41217 </td></tr><tr><td> Portable dispositivo di stimolazione neuromuscolare </td><td> EMPI </td><td> 300PV </td></tr></tbody></table>

a murine model of muscle training by neuromuscular electrical stimulation

Neuromuscolare stimolazione elettrica (NMES) è una modalità comune clinico che è ampiamente utilizzato per ripristinare 1, 2 mantenere o migliorare 3-5 capacità funzionale del muscolo. Stimolazione transcutanea superficie del muscolo scheletrico prevede un flusso di corrente tra un catodo e un anodo, inducendo così l&#39;eccitazione del gruppo motore e le fibre muscolari circostanti. NMES è una modalità interessante per valutare la risposta del muscolo scheletrico di adattamento per diverse ragioni. In primo luogo, fornisce un modello riproducibile sperimentale in cui adattamenti fisiologici, come ad esempio hypertophy miofibre e il rafforzamento muscolare 6, angiogenesi 7-9, la secrezione di fattore di crescita 9-11, e precursore di attivazione delle cellule muscolari 12 sono ben documentati. Queste risposte fisiologiche possono essere attentamente titolata utilizzando diversi parametri di stimolazione (per la revisione Cochrane, vedi 13). Inoltre, NMES recluteunità motorie non selettivo, ed in modo spazialmente e temporalmente fisso sincrono 14, che offre il vantaggio di esercitare un effetto di trattamento su tutte le fibre, indipendentemente dal tipo di fibra. Anche se ci sono controindicazioni specifiche a NMES in popolazioni cliniche, incluse le patologie venose periferiche o neoplasie, ad esempio, NMES è sicura e fattibile, anche per coloro che sono malati e / o costretto a letto e per le popolazioni in cui l&#39;esercizio rigoroso può essere impegnativo. Qui, dimostriamo il protocollo di adattamento elettrodi disponibili in commercio ed eseguendo un protocollo NMES utilizzando un modello murino. Questo modello animale ha il vantaggio di utilizzare un dispositivo clinicamente disponibile e fornendo un feedback immediato per quanto riguarda il posizionamento dell&#39;elettrodo di suscitare l&#39;effetto desiderato muscolo contrattile. Ai fini della presente manoscritto, verrà descritto il protocollo per la stimolazione muscolare dei muscoli compartimento anteriore degli arti posteriori di un topo.

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A Murine Model of Muscle Training by Neuromuscular Electrical Stimulation

Un modello murino di stimolazione elettrica neuromuscolare (NMES), una modalità sicuro ed economico clinica, ai muscoli compartimento anteriore viene descritto. Questo modello ha il vantaggio di modificare un dispositivo facilmente disponibile clinica allo scopo di elicitare contrazioni muscolari mirate e specifiche nei topi.

Un modello murino della formazione muscolare da stimolazione elettrica neuromuscolare

Neuromuscular electrical stimulation (NMES) is a common clinical modality that is widely used to restore1, maintain2 or enhance3-5 muscle functional ...

a-murine-model-muscle-training-neuromuscular-electrical

Research

JoVE Journal

Medicine

20.8K Views.  University of Pittsburgh. Un modello murino di stimolazione elettrica neuromuscolare (NMES), una modalità sicuro ed economico clinica, ai muscoli compartimento anteriore viene descritto. Questo modello ha il vantaggio di modificare un dispositivo facilmente disponibile clinica allo scopo di elicitare contrazioni muscolari mirate e specifiche nei topi.

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Programmed Electrical Stimulation in Mice

Genetically-modified mice have emerged as a preferable animal model to study the molecular mechanisms underlying conduction abnormalities, atrial and ventricular arrhythmias, and sudden cardiac death.1 Intracardiac pacing studies can be performed in mice using a 1.1F octapolar catheter inserted into the jugular vein, and advanced into the right atrium and ventricle. Here, we illustrate the steps involved in performing programmed electrical stimulation in mice. Surface ECG and intracardiac electrograms are recorded simultaneously in the atria, atrioventricular junction, and ventricular myocardium, whereas intracardiac pacing of the atrium is performed using an external stimulator. Thus, programmed electrical stimulation in mice provides unique opportunities to explore molecular mechanisms underlying conduction defects and cardiac arrhythmias.

Programmed electrical stimulation provides the ability to determine conduction properties of the heart, and the possibility to induce and terminate cardiac arrhythmias using various pacing protocols. Using a transvenous catheter, intracardiac electrogram recordings can be obtained in mice following programmed electrical stimulation protocols to identify arrhythmogenic substrates.

Stimolazione elettrica programmata nei topi

Genetically-modified mice have emerged as a preferable animal model to study the molecular mechanisms underlying conduction abnormalities, atrial and ...

Ricerca

Medicina

Utilizing Transcranial Magnetic Stimulation to Study the Human Neuromuscular System

Transcranial magnetic stimulation (TMS) has been in use for more than 20 years 1, and has grown exponentially in popularity over the past decade. While the use of TMS has expanded to the study of many systems and processes during this time, the original application and perhaps one of the most common uses of TMS involves studying the physiology, plasticity and function of the human neuromuscular system. Single pulse TMS applied to the motor cortex excites pyramidal neurons transsynaptically 2 (Figure 1) and results in a measurable electromyographic response that can be used to study and evaluate the integrity and excitability of the corticospinal tract in humans 3. Additionally, recent advances in magnetic stimulation now allows for partitioning of cortical versus spinal excitability 4,5. For example, paired-pulse TMS can be used to assess intracortical facilitatory and inhibitory properties by combining a conditioning stimulus and a test stimulus at different interstimulus intervals 3,4,6-8. In this video article we will demonstrate the methodological and technical aspects of these techniques. Specifically, we will demonstrate single-pulse and paired-pulse TMS techniques as applied to the flexor carpi radialis (FCR) muscle as well as the erector spinae (ES) musculature. Our laboratory studies the FCR muscle as it is of interest to our research on the effects of wrist-hand cast immobilization on reduced muscle performance6,9, and we study the ES muscles due to these muscles clinical relevance as it relates to low back pain8. With this stated, we should note that TMS has been used to study many muscles of the hand, arm and legs, and should iterate that our demonstrations in the FCR and ES muscle groups are only selected examples of TMS being used to study the human neuromuscular system.

Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a non-invasive tool to gain insight on the physiology and function of the human nervous system. Here, we present our TMS techniques to study cortical excitability of the upper limb and lumbar musculature.

Utilizzando la Stimolazione Magnetica Transcranica per studiare il sistema neuromuscolare umano

Transcranial magnetic stimulation (TMS) has been in use for more than 20 years 1, and has grown exponentially in popularity over the past decade.  While ...

Breathing-controlled Electrical Stimulation (BreEStim) for Management of Neuropathic Pain and Spasticity

Electrical stimulation (EStim) refers to the application of electrical current to muscles or nerves in order to achieve functional and therapeutic goals. It has been extensively used in various clinical settings. Based upon recent discoveries related to the systemic effects of voluntary breathing and intrinsic physiological interactions among systems during voluntary breathing, a new EStim protocol, Breathing-controlled Electrical Stimulation (BreEStim), has been developed to augment the effects of electrical stimulation. In BreEStim, a single-pulse electrical stimulus is triggered and delivered to the target area when the airflow rate of an isolated voluntary inspiration reaches the threshold. BreEStim integrates intrinsic physiological interactions that are activated during voluntary breathing and has demonstrated excellent clinical efficacy. Two representative applications of BreEStim are reported with detailed protocols: management of post-stroke finger flexor spasticity and neuropathic pain in spinal cord injury.

Breathing-controlled Electrical Stimulation BreEStim for Management of Neuropathic Pain and Spasticity

The purpose is to present a new method, breathing-control electrical stimulation (BreEStim) for management of neuropathic pain and spasticity.

Respirazione controllata stimolazione elettrica (BreEStim) per la gestione del dolore neuropatico e spasticità

Electrical stimulation (EStim) refers to the application of electrical current to muscles or nerves in order to achieve functional and therapeutic goals. ...

Murine Model of Wound Healing

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. Impaired wound healing, which occurs in diabetic patients for example, can lead to severe unfavorable outcomes such as amputation. There is, therefore, an increasing impetus to develop novel agents that promote wound repair. The testing of these has been limited to large animal models such as swine, which are often impractical. Mice represent the ideal preclinical model, as they are economical and amenable to genetic manipulation, which allows for mechanistic investigation. However, wound healing in a mouse is fundamentally different to that of humans as it primarily occurs via contraction. Our murine model overcomes this by incorporating a splint around the wound. By splinting the wound, the repair process is then dependent on epithelialization, cellular proliferation and angiogenesis, which closely mirror the biological processes of human wound healing. Whilst requiring consistency and care, this murine model does not involve complicated surgical techniques and allows for the robust testing of promising agents that may, for example, promote angiogenesis or inhibit inflammation. Furthermore, each mouse acts as its own control as two wounds are prepared, enabling the application of both the test compound and the vehicle control on the same animal. In conclusion, we demonstrate a practical, easy-to-learn, and robust model of wound healing, which is comparable to that of humans.

A murine model of cutaneous wound healing that can be used to assess therapeutic compounds in physiological and pathophysiological settings.

Modello murino di guarigione delle ferite

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. ...

A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of Willis perforation (CWp) and proven by intracranial pressure (ICP) monitoring. Thereby a homogenous blood distribution in subarachnoid spaces surrounding the arterial circulation and cerebellar fissures is achieved. Animal physiology is maintained by intubation, mechanical ventilation, and continuous on-line monitoring of various physiological and cardiovascular parameters: body temperature, systemic blood pressure, heart rate, and hemoglobin saturation. Thereby the cerebral perfusion pressure can be tightly monitored resulting in a less variable volume of extravasated blood. This allows a better standardization of endovascular filament perforation in mice and makes the whole model highly reproducible. Thus it is readily available for pharmacological and pathophysiological studies in wild type and genetically altered mice.

A standardized mouse model of subarachnoid hemorrhage by intraluminal Circle of Willis perforation is described. Vessel perforation and subarachnoid bleeding are monitored by intracranial pressure monitoring. In addition various vital parameters are recorded and controlled to maintain physiologic conditions.

Un modello murino di emorragia subaracnoidea

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid  hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of  Willis ...

Reproducable Paraplegia by Thoracic Aortic Occlusion in a Murine Model of Spinal Cord Ischemia-reperfusion

Background 
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered advancements to decrease the occurrence this injury.&#160;The current model demonstrates reproducible lower&#160;extremity paralysis following thoracic aortic occlusion.
Methods 
Adult male C57BL6 mice were anesthetized with isoflurane. Through a cervicosternal incision the aorta was exposed. The descending thoracic aorta and left subclavian arteries were identified without entrance into pleural space. Skeletonization of these arteries was followed by immediate closure (Sham) or occlusion for 4 min (moderate ischemia) or 8 min (prolonged ischemia). The sternotomy and skin were closed and the mouse was transferred to warming bed for recovery.&#160; Following recovery, functional analysis was obtained at 12 hr intervals until 48 hr.
Results 
Mice that underwent sham surgery showed no observable hind&#160;limb deficit. Mice subjected to moderate ischemia for 4 min had minimal functional deficit at 12 hr followed by progression to complete paralysis at 48 hr. Mice subjected to prolonged ischemia had an immediate paralysis with no observable hind-limb movement at any point in the postoperative period. There was no observed intraoperative or post&#160;operative mortality.
Conclusion 
Reproducible lower extremity paralysis whether immediate or delayed can be achieved in a murine model. Additionally, by using a median sternotomy and careful dissection, high survival rates, and reproducibility can be achieved.

The lack of mechanistic understanding of spinal cord ischemia-reperfusion injury has hindered further adjuncts to prevent paraplegia following high risk aortic operations. Thus, the development of animal models is imperative. This manuscript demonstrates reproducible lower extremity paralysis following thoracic aortic occlusion in a murine model.

Riproducibile Paraplegia da Toracica aortica occlusione in un modello murino di Spinal Cord ischemia-riperfusione

Background
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered ...

Assessment of Right Ventricular Structure and Function in Mouse Model of Pulmonary Artery Constriction by Transthoracic Echocardiography

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, the RV is significantly affected in pulmonary diseases such as pulmonary artery hypertension (PAH). In addition, the RV is remarkably sensitive to cardiac pathologies, including left ventricular (LV) dysfunction, valvular disease or RV infarction4. To understand the role of RV in the pathogenesis of cardiac diseases, a reliable and noninvasive method to access the RV structurally and functionally is essential.
A noninvasive trans-thoracic echocardiography (TTE) based methodology was established and validated for monitoring dynamic changes in RV structure and function in adult mice. To impose RV stress, we employed a surgical model of pulmonary artery constriction (PAC) and measured the RV response over a 7-day period using a high-frequency ultrasound microimaging system. Sham operated mice were used as controls. Images were acquired in lightly anesthetized mice at baseline (before surgery), day 0 (immediately post-surgery), day 3, and day 7 (post-surgery). Data was analyzed offline using software.
Several acoustic windows (B, M, and Color Doppler modes), which can be consistently obtained in mice, allowed for reliable and reproducible measurement of RV structure (including RV wall thickness, end-diastolic&#160;and end-systolic dimensions), and function (fractional area change, fractional shortening, PA peak velocity, and peak pressure gradient) in normal mice and following PAC.
Using this method, the pressure-gradient resulting from PAC was accurately measured in real-time using Color Doppler mode and was comparable to direct pressure measurements performed with a Millar high-fidelity microtip catheter. Taken together, these data demonstrate that RV measurements obtained from various complimentary views using echocardiography are reliable, reproducible and can provide insights regarding RV structure and function. This method will enable a better understanding of the role of RV cardiac dysfunction.

Right ventricle (RV) dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease, yet limited methodologies are available for its evaluation. Recent advances in ultrasound imaging provide a noninvasive and accurate option for longitudinal RV study. Herein, we detail a step-by-step echocardiographic method using a murine model of RV pressure overload.

Valutazione del ventricolo destro Struttura e funzione in modello murino di polmonare Arteria Costrizione da ecocardiografia transtoracica

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, ...

Excitotoxic Stimulation of Brain Microslices as an In vitro Model of Stroke

Examining molecular mechanisms involved in neuropathological conditions, such as ischemic stroke, can be difficult when using whole animal systems. As such, primary or &#39;neuronal-like&#39; cell culture systems are commonly utilized. While&#160;these systems are relatively easy to work with, and are useful model systems in which various functional outcomes (such as cell death) can be readily quantified, the examined outcomes and pathways in cultured immature neurons (such as excitotoxicity-mediated cell death pathways) are not necessarily the same as those observed in mature brain, or in intact tissue. Therefore, there is the need to develop models in which cellular mechanisms in mature neural tissue can be examined. We have developed an in vitro technique that can be used to investigate a variety of molecular pathways in intact nervous tissue. The technique described herein utilizes rat cortical tissue, but this technique can be adapted to use tissue from a variety of species (such as mouse, rabbit, guinea pig, and chicken) or brain regions (for example, hippocampus, striatum, etc.). Additionally, a variety of stimulations/treatments can be used (for example, excitotoxic, administration of inhibitors, etc.). In conclusion, the brain slice model described herein can be used to examine a variety of molecular mechanisms involved in excitotoxicity-mediated brain injury.

Excitotoxic Stimulation of Brain Microslices as an In vitro Model of Stroke

We have developed a brain slice model which can be used to examine molecular mechanisms involved in excitotoxicity-mediated brain injury.&#160;This technique generates viable mature brain tissue and reduces animal numbers required for experimentation, whilst keeping the neuronal circuitry, cellular interactions, and postsynaptic compartments partly intact.

Eccitotossica stimolazione del cervello Microslices come<em&gt; In vitro</em&gt; Modello di Corsa

Examining molecular mechanisms involved in neuropathological conditions, such as ischemic stroke, can be difficult when using whole animal systems. As ...

Clinical Assessment of Spatiotemporal Gait Parameters in Patients and Older Adults

Spatial and temporal characteristics of human walking are frequently evaluated to identify possible gait impairments, mainly in orthopedic and neurological patients1-4, but also in healthy older adults5,6. The quantitative gait analysis described in this protocol is performed with a recently-introduced photoelectric system (see&#160;Materials table) which has the potential to be used in the clinic because it is portable, easy to set up (no subject preparation is required before a test), and does not require maintenance and sensor calibration. The photoelectric system consists of series of high-density floor-based photoelectric cells with light-emitting and light-receiving diodes that are placed parallel to each other to create a corridor, and are oriented perpendicular to the line of progression7. The system simply detects interruptions in light signal, for instance due to the presence of feet within the recording area. Temporal gait parameters and 1D spatial coordinates of consecutive steps are subsequently calculated to provide common gait parameters such as step length, single limb support and walking velocity8, whose validity against a criterion instrument has recently been demonstrated7,9. The measurement procedures are very straightforward; a single patient can be tested in less than 5 min&#160;and a comprehensive report can be generated in less than 1&#160;min.

This protocol is used to evaluate spatial and temporal gait variables of neurological/orthopedic patients and older persons by means of a recently-introduced floor-based photocell system.

La valutazione clinica di spazio-temporali del cammino parametri in pazienti adulti e anziani

Spatial and temporal characteristics of human walking are frequently evaluated to identify possible gait impairments, mainly in orthopedic and ...

Reproducible Arterial Denudation Injury by Infrarenal Abdominal Aortic Clamping in a Murine Model

Percutaneous vascular interventions uniformly result in arterial denudation injuries that subsequently lead to thrombosis and restenosis. These complications can be attributed to impairments in re-endothelialization within the wound margins. Yet, the cellular and molecular mechanisms of re-endothelialization remain to be defined. While several animal models to study re-endothelialization after arterial denudation are available, few are performed in the mouse because of surgical limitations. This undermines the opportunity to exploit transgenic mouse lines and investigate the contribution of specific genes to the process of re-endothelialization. Here, we present a step-by-step protocol for creating a highly reproducible murine model of arterial denudation injury in the infrarenal abdominal aorta using external vascular clamping. Immunocytochemical staining of injured aortas for fibrinogen and &#946;-catenin demonstrate the exposure of a pro-thrombotic surface and the border of intact endothelium, respectively. The method presented here has the advantages of speed, excellent overall survival rate, and relative technical ease, creating a uniquely practical tool for imposing arterial denudation injury in transgenic mouse models. Using this method, investigators may elucidate the mechanisms of re-endothelialization under normal or pathological conditions.

Understanding the cellular and molecular mechanisms of re-endothelialization following arterial denudation injury is of paramount importance in preventing thrombosis and restenosis of arteries. Here we describe a protocol for reproducible arterial denudation injury of the infrarenal abdominal aorta. The procedure was developed to investigate the underlying mechanisms that regulate endothelial regeneration using mouse models.