Questo lavoro è supportato dal Consiglio di Ricerca Australiano (ARC DP0988227) e il Biomedical Science Research Initiative di Grant dalla disciplina di Scienze Biomediche, Università di Sydney. L&#39;apparecchiatura Patch Clamp Amplificatore EPC 8 è stato finanziato dal Fondo di avvio dal Disciplinare di Scienze Biomediche, Università di Sydney. L&#39;attrezzatura InstruTECH LIA 8 +8 sistema di acquisizione dati è stato acquistato con i fondi da Rebecca L. Cooper Fondazione e Fondo di avvio dal Disciplinare di Scienze Biomediche, Università di Sydney. Vorremmo ringraziare i revisori anonimi per i loro suggerimenti e commenti penetranti.

1. Generale Set Up e Preparazione del tessuto <ol><li> Mantenere il mouse al buio per 30 min (mirare a ridurre il suo livello di stress). Durante l&#39;attesa, preparare 1 L di soluzione extracellulare. Prima sciogliere 1,9 g di bicarbonato di sodio in mezzo litro di acqua Milli-Q. Il suo pH è mantenuto a 7,4 facendo gorgogliare 95% O 2 e 5% di CO 2. Cinque minuti dopo, sciogliere 8,8 g di Ames medio in 100 ml di acqua Milli-Q, aggiungere alla soluzione di bicarbonato di sodio, alto fino a 1 L con acqua Milli-Q e mescolare bene. Conservare questa soluzione carboxygenated per il resto dell&#39;esperimento. </li><li> Prendete 250 ml di carboxygenated Ames Medium e impostare il sistema riperfusione fluido nel elettrofisiologico set-up. Mantenere la soluzione carboxygenated. </li><li> Uniformemente spalmare un sottile strato di grasso per vuoto sul fondo della camera di perfusione. Sigillare con un vetrino e assicurarsi che sia a tenuta d&#39;aria. Prendete una piccola quantità di grasso (circa 2 mm di diametro) e posizionarlo sulla parte superiore eestremità inferiori della camera. Queste sfere terrà la griglia (telaio platino infilate con fili interdentali) in posizione e impedire che un&#39;eccessiva pressione sulla retina. Fissare la camera sulla piattaforma e allineare entrambe le aperture. </li><li> L&#39;animale è prima anestetizzati con isoflurano per 2 minuti, e poi sacrificati per dislocazione cervicale. Rimuovere rapidamente gli occhi con un paio di forbici piccole (pale), lavare accuratamente con carboxygenated liquido extracellulare in un piccolo bicchiere, e poi posto in una capsula di Petri riempita con carboxygenated liquido extracellulare. </li><li> Sotto il microscopio da dissezione, fare un foro di inserimento nella cornea (~ 2 mm dal bordo) utilizzando un ago calibro 19. Ripetere l&#39;operazione per l&#39;altro occhio. Questo importante passo dovrebbe essere veloce per consentire l&#39;ossigenazione dei due retine. Rimuovere una cornea con un paio di piccole forbici iris tagliando parallelamente al suo bordo. Quindi, rimuovere l&#39;iride e la lente con un paio di pinze sottili. Ripetere l&#39;operazione per l&#39;altro occhio. Trasferire una tazza occhio in un bicchiere contenentecarboxygenated soluzione extracellulare. </li><li> Con una lama da bisturi, tagliare una tazza occhio in mezzo, per essere in grado di appiattire il tutto il montaggio e per ottenere due tutto-monti per retina. Separare accuratamente la retina dalla epitelio pigmentato con una sonda dissezione smussato o tirandola delicatamente fuori. Una volta staccata, la retina è abbastanza trasparente. Notare la superficie convessa è il lato fotorecettori. La superficie concava è il lato cellule gangliari e potrebbe rimanere attaccata stesso a causa della presenza di appiccicoso vitreo. </li><li> Con un paio di pinze sottili, tenere il bordo della retina distaccata tessuto vicino alle serrata e afferrare i serrata con un altro paio di pinze fine, tirarlo verso il centro della retina. Questo è un processo delicato e può richiedere alcuni tentativi. In caso di successo, serrata, corpo ciliare e vitreo vengono rimossi da questo processo, e la curvatura della retina è ridotto (cioè più piatta). </li><li> Tagliare i bordi, e poi trasferirlo al percamera di fusione con cellule gangliari rivolti verso l&#39;alto. Tenere il tessuto in posizione disponendo la griglia sulle punte grasso. Posizionare il tessuto rimanente con l&#39;altro oculare per un uso successivo. Procedure simili per la dissezione della retina sono descritti in Middleton e Protti 16 e Pottek et al. 17. </li><li> Montare la camera di registrazione sotto un microscopio verticale. Istituire immediatamente la perfusione continua della retina con soluzione extracellulare carboxygenated (35,5 ° C) ad una velocità di 3-5 ml / min. Assicurarsi che l&#39;elettrodo di messa a terra è a posto. </li><li> Attaccato al microscopio è una fotocamera digitale che permette la visualizzazione del tessuto. L&#39;intero set up siede sopra un tavolo dell&#39;aria (assorbimento degli urti) e all&#39;interno di una gabbia di Faraday (blocca i campi elettrici statici e non statici esterni). </li><li> Accendere la sorgente di luce (infrarossi,&gt; 850 nm) e con un obiettivo 40X, portare la sua attenzione sui corpi cellulari delle cellule gangliari. Trovare l&#39;area centrale di tutta-mount per regiding. </li><li> Sbrinamento una fiala congelata di K + soluzione basata intracellulare (300 pl, pH = 7,4) contenente (in mM) K-gluconato: 140, acido HEPES: 10, MgCl 2: 4.6, ATP-Na +: 4, GTP-Na + : 0.4 e EGTA: 10. Tutti i reagenti acquistati da Sigma-Aldrich. </li></ol> 2. Patching cellulari organismi cellule gangliari della retina <ol><li> Primo fuoco lucidare le estremità del tubo di vetro borosilicato capillare, poi tirare con un microelettrodo Estrattore di vetro con due fasi di riscaldamento (resistenza: 5-8 MW). </li><li> Aggiungere 3 ml di Lucifer Yellow (concentrazione finale 0,2%) per la soluzione intracellulare, mescolare bene, e centrifugare. Successivamente, trasferire il top 85% della soluzione in una siringa da 1 ml, collegarlo a un micron unità ilter 0,22 f, quindi ad un G ago ipodermico 30 riutilizzabile. Mettete in frigorifero. </li><li> Fissare la pipetta di vetro, di analoghe dimensioni punta a quelli utilizzati per le registrazioni, nel suo supporto e spostarlo sotto il microscopio con un micromanipulator. Sotto un obiettivo 40X, abbassare lentamente la pipetta finché fa una piccola fossetta sulla superficie della membrana limitante interna. Avanzare con cautela la pipetta in avanti fino a quando non raggiunge una piccola quantità di tessuto, e quindi spostarlo verso l&#39;alto e / o lateralmente a strappare un piccolo foro per esporre i corpi cellulari delle cellule gangliari. Più piccolo è il foro, maggiore è mantenuta l&#39;integrità della rete retinica. Se lo si desidera, solforodamina 101 (SR101; 0,5-1 micron) possono essere aggiunti al mezzo extracellulare di etichettare i neuroni danneggiati utilizzando la microscopia a fluorescenza 15. </li><li> Riempire una pipetta pulita con 8-10 ml di soluzione intracellulare. Inserire nel supporto attaccato al palco la testa del amplificatore e assicurarsi che l&#39;elettrodo di cloruro di argento clorurato è sommerso. Scartare il vaccino se lo sporco e / o bolle d&#39;aria è / sono presente. </li><li> Accendere tutte le apparecchiature. Abbiamo usato un EPC 8 cerotto amplificatore clamp controllato da PatchMaster per ottenere registrazioni cellule intere in tensione con morsettofigurazione. Si noti che altri amplificatori che permettono attuali registrazioni clamp in modalità veloce possono anche essere utilizzati. Applicare e mantenere la pressione positiva nella soluzione pipetta. Selezionare una cella con un corpo cellulare grande in modo più probabile è una cellula gangliare piuttosto che una cella amacrine spostata o una cellula gliale. Lentamente abbassare la punta della pipetta Così sta facendo una piccola fossetta sulla superficie della membrana, arrestare, e rilasciare la pressione. Abbassare immediatamente il potenziale di mantenimento a - 60 mV. Una volta che un gigaseal (GΩ) viene raggiunto tra loro, succhi lentamente a rompere la membrana per ottenere una configurazione patch clamp whole-cell. Questa procedura è un passo delicato, se viene applicata troppa pressione negativa, allora la connessione diventa permeabile; se troppo poco, la membrana rimane intatto. </li><li> Nel tempo, giallo Lucifero riempirà la cella, consentendo la visualizzazione della morfologia della cellula. Se stabile, questo set-up dovrebbe durare più o 30 min. </li></ol> 3. Le registrazioni delle cellule gangliari Uso Dynamic morsetto <ol><li> Prima, un test corrente-tensione (da - 75 a + 35 mV ogni 10 mV) viene eseguita usando PatchMaster. Procedere alle prove successive solo se una grande corrente Na + (&gt; 1 nA) è presente. Si noti che nella rara occasione in cui è patchato una cella amacrine sfollati, in quel caso, non risponderà con i treni di potenziali d&#39;azione per le successive iniezioni di corrente. </li><li> Apri LabVIEW ed eseguire il programma personalizzato scritto Neuroakuma, quindi caricare varie forme d&#39;onda di conduttanza. Impostare il numero di ripetizione a 8 (6-8 a fini statistici). Impostare potenzialità inversione di conduttanze eccitatori e inibitori a 0 e - 75 mV rispettivamente. Selezionare una coppia corrispondente di conduttanze eccitatori e inibitori per il test. Eccitatorio traccia conduttanza (in verde) e inibitori traccia conduttanza (in rosso) verranno visualizzati nel pannello inferiore. </li><li> Torna PatchMaster, selezionare la modalità morsetto corrente e passare immediatamente l&#39;amplificatore in modalità morsetto corrente &#39;CC + Comm. VELOCE&#39;. Questa modalità permette di accurately seguire i rapidi cambiamenti del potenziale di membrana. Se una buona tenuta tra la membrana e la pipetta è mantenuto, poca / nessuna compensazione è necessaria, altrimenti la registrazione non durerà a lungo. In Neuroakuma, premere il pulsante &quot;record&quot;. La risposta cellulare (di solito con una raffica fasica dei potenziali d&#39;azione, figura 1A) apparirà sul pannello superiore. Iniettare corrente nella cella con bassa scala di conduttanze prima, se poca / nessuna risposta si osserva, aumenterà in piccoli incrementi fino a produrre una risposta forte. Iniezione di corrente eccessivo può uccidere la cellula. Test, una volta completate, selezionare una nuova coppia di forme d&#39;onda conduttanza, ripetere quanto sopra per tutte le coppie di conduttanze fisiologiche e artificiale. Le correnti fisiologiche (I) iniettati in tempo reale sono basate su: I (t) = G exc (t) x (V m (t) - V exc) + G inh (t) x (V m (t) - V inh) </li></ol> Conduttanza (G in nS) potrebbe essere synaptic o artificiale. Eccitatori e inibitori della conduttanza sinaptica forme d&#39;onda sono stati raccolti da precedenti esperimenti eseguiti da Protti, Di Marco, Huang, Vonhoff, Nguyen e Salomone (risultati non pubblicati), in risposta a diversi stimoli visivi in ​​condizioni di controllo e in presenza di tetrodotossina (TTX, 1 micron) . Conduttanza Artificiale forme d&#39;onda sono stati modellati utilizzando una funzione alfa. V m (in mV) è il potenziale di membrana registrata. G e G exc inh rappresentano conduttanze eccitatori e inibitori rispettivamente, mentre V exc e V ab rappresentano le potenzialità di inversione di conduttanze eccitatori e inibitori rispettivamente. Il tempo è t in ms. Frequenza di campionamento è 40 kHz. I s = I 0 (t / α) e-vostre rilassanti L&#39;equazione di cui sopra è una funzione alfa (I 0 = corrente massima; 1 / α = tempo di picco (sec -1) della corrente). Il tempo di salita e tempo di decadimento del sinapticacorrente è dettata dalla α 4. La conduttanza eccitatorio era invariata mentre la latenza della conduttanza inibitorio è stato modificato, riducendo il ritardo rispetto alla comparsa di eccitazione (Figura 2D). <ol start="4"><li> Dopo la registrazione, ritrarre accuratamente la pipetta in modo che il corpo cellulare rimane intatta. Fissa immediatamente il tessuto in paraformaldeide al 4% per 30 minuti, seguita da tre lavaggi 10 min con 0,1 M di tampone fosfato. Mettete in frigorifero ed eseguire anticorpo macchiare il giorno successivo o entro una settimana. </li></ol> 4. Anticorpo colorazione Contro Lucifero gialla pieno cellule gangliari della retina <ol><li> Colorazione degli anticorpi contro il giallo cellule gangliari Lucifero riempito a temperatura ambiente (anti-IgG di coniglio Lucifero Giallo primario (diluizione = 1:10.000) per cinque giorni, il sesto giorno, la colorazione durante la notte con secondario di capra anti-IgG di coniglio (diluizione = 1:500 )). Bagnare montare la retina in fluorescenza media conservazione. Coprire scivolare e sigillare con chiodo polish. </li><li> Scattare foto confocale della morfologia delle cellule con un Leica Spec-II microscopio confocale (Figura 1B). La presenza di un assone permette la conferma delle cellule gangliari. </li></ol>

<ol>
	<li>Robinson, H. P. C., Kawai, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Injection+of+digitally+synthesized+synaptic+conductance+transients+to+measure+the+integrative+properties+of+neurons.">Injection of digitally synthesized synaptic conductance transients to measure the integrative properties of neurons.</a> Journal of Neuroscience Methods. 49, 157-165 (1993).</li><li>Sharp, A. A., O'Neil, M. B., Abbott, L. F., Marder, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+dynamic+clamp:+artificial+conductances+in+biological+neurons.">The dynamic clamp: artificial conductances in biological neurons.</a> Trends in Neuroscience. 16, 389-394 (1993).</li><li>Sharp, A. A., O'Neil, M. B., Abbott, L. 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S., Jaeger, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+SK+calcium-dependent+potassium+currents+in+regulating+the+activity+of+deep+cerebellar+nucleus+neurons:+a+dynamic+clamp+study.">The role of SK calcium-dependent potassium currents in regulating the activity of deep cerebellar nucleus neurons: a dynamic clamp study.</a> Cerebellum. 7 (4), 542-546 (2008).</li><li>Butera, R., Lin, R., Destexhe, A., Bal, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Key+factors+for+improving+dynamic+clamp+performance.+In:+Dynamic-Clamp+From+Principles+to+Applications+Series.">Key factors for improving dynamic clamp performance. In: Dynamic-Clamp From Principles to Applications Series.</a> Dynamic-Clamp From Principles to Applications Series: Springer Series in Computational Neuroscience. 1, (2009).</li><li>Marco, S. D. i., Nguyen, V. A., Bisti, S., Protti, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Permanent+functional+reorganization+of+retinal+circuits+induced+by+early+long-term+visual+deprivation.">Permanent functional reorganization of retinal circuits induced by early long-term visual deprivation.</a> The Journal of Neuroscience. 29 (43), 13691-13701 (2009).</li><li>Zhao, Y., Inayat, S., Dikin, D. A., Singer, J. H., Ruoff, R. S., Troy, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patch+clamp+technique:+review+of+the+current+state+of+the+art+and+potential+contributions+from+nanoengineering.">Patch clamp technique: review of the current state of the art and potential contributions from nanoengineering.</a> Proceedings of the Institution of Mechanical Engineers, Part N: Journal of Nanoengineering and Nanosystems. 222 (1), 1-11 (2009).</li><li>Lobb, C. J., Paladini, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Application+of+a+NMDA+receptor+conductance+in+rat+midbrain+dopaminergic+neurons+using+the+dynamic+clamp+technique.">Application of a NMDA receptor conductance in rat midbrain dopaminergic neurons using the dynamic clamp technique.</a> J. Vis. Exp. (46), e2275 (2010).</li><li>Briggman, K. L., Euler, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bulk+electroporation+and+population+calcium+imaging+in+the+adult+mammalian+retina.">Bulk electroporation and population calcium imaging in the adult mammalian retina.</a> Journal of Neurophysiology. 105 (5), 2601-2609 (2011).</li><li>Middleton, T. P., Protti, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cannabinoids+modulate+spontaneous+synaptic+activity+in+retinal+ganglion+cells.">Cannabinoids modulate spontaneous synaptic activity in retinal ganglion cells.</a> Visual Neuroscience. 28 (5), 393-402 (2011).</li><li>Pottek, M., Knop, G. C., Weiler, R., Dedek, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+characterization+of+GFP-expressing+cell+populations+in+the+intact+retina.">Electrophysiological characterization of GFP-expressing cell populations in the intact retina.</a> J. Vis. Exp. (57), e3457 (2011).</li></ol>

Tutte le procedure sono stati approvati dal Comitato Etico Cura Animale dell&#39;Università di Sydney, e poi eseguite in conformità con le linee guida del Codice australiana di prassi per la cura e l&#39;uso di animali a fini scientifici (National Health and Medical Research Council of Australia ).

Qui mostriamo l&#39;uso di clamp dinamico per valutare l&#39;influenza del rapporto e relativa tempistica di eccitazione e di inibizione sulle cellule gangliari retiniche uscita. Morsetto dinamica fa uso di simulazioni al computer per introdurre conduttanze sinaptiche fisiologicamente registrati o artificiale in neuroni viventi. Questa metodologia fornisce uno strumento interattivo con cui conduttanze possono essere modificati e iniettate in neuroni per calcolare la loro influenza sulle risposte neuronali. Conduttanza f...

La retina è un tessuto neurale quasi trasparente che riveste la parte posteriore dell&#39;occhio. Molti studi utilizzano la retina come modello per studiare i primi passi nel processo visivo e meccanismi di segnalazione sinaptica. Poiché la rete retinica nel preparato tutto il montaggio rimane intatto dopo la dissezione, rappresenta un sistema ideale per studiare le interazioni sinaptiche come sue risposte fisiologiche sono molto simili a condizioni in vivo. Così, utilizzando una retina isolata proprietà dei suoi neuroni possono essere studiati con tecniche di patch clamp (per recensioni su questa tecnica, vedere 6,9,13). Identificazione dell&#39;esatto contributo di circuiti e neurotrasmettitori alla risposta delle cellule gangliari specifici, tuttavia, è di solito ostacolata come agenti farmacologici agiscono su vari siti. Risposte fisiologiche dei neuroni della retina alla luce, lo stimolo naturale, possono essere registrati con pipette di vetro riempiti di liquido intracellulare. Utilizzando cerotto cltecniche di amplificazione, le risposte neuronali alla stimolazione luminosa possono essere registrati come potenziale di membrana fluttuazioni (pinza amperometrica) o come correnti (morsetto di tensione). Tenendo il potenziale di membrana con diverse tensioni e attuare una analisi conduttanza posteriori, è possibile isolare input sinaptici inibitori ed eccitatori 5,12. Questo tipo di esperimenti può essere effettuata in normale medio balneazione e in presenza di agenti farmacologici differenti per isolare il contributo delle varie neurotrasmettitori e recettori per risposte neuronali. Un patrimonio di studi da molti laboratori caratterizza la dipendenza di chiodare di uscita e ingressi eccitatori e inibitori sulle proprietà di stimolo come la dimensione, contrasto, frequenze spaziali e temporali, la direzione, l&#39;orientamento e altre variabili di stimolo. Anche se questi approcci sperimentali forniscono informazioni circa il rapporto tra la produzione e il picco ingressi sinaptici in funzione delle proprietà di stimolo,interpretazione del contributo di specifici tipi cellulari e le loro ingressi sinaptici a eccitabilità delle cellule non è semplice. Ciò è dovuto al fatto che gli ingressi tipicamente sia eccitatori e inibitori variano con proprietà di stimolo e, quindi, non è possibile valutare l&#39;impatto esatto che cambiamenti in uno di questi ingressi ha sulla spiking neuronale. Un approccio alternativo per aggirare queste limitazioni è quello di effettuare registrazioni morsetto dinamici, che consentono una valutazione critica del contributo dei singoli ingressi sinaptici a chiodare uscita. La tecnica di clamp dinamico consente l&#39;iniezione diretta di corrente nella cella e la quantità di corrente iniettata in un dato tempo dipende dal potenziale di membrana rilevato all&#39;epoca 1,2,3 (per una rassegna, cfr 7,14). È una pinza amperometrica modificato set-up in cui un&#39;interazione feedback in tempo reale, rapida tra la cella sotto registrazione e l&#39;apparecchiatura comprendente hardware specializzato, softwaree un computer è raggiunto. La quantità di corrente iniettata nella cellula viene calcolato di conseguenza. Quindi, il vantaggio di questo metodo è che la cellula può essere stimolato con diverse combinazioni di forme d&#39;onda conduttanza, e la sua risposta sarà mimare l&#39;attivazione di recettori che mediano ingressi sinaptici. Per esempio, il confronto della risposta alla iniezione di conduttanze eccitatori e inibitori per un piccolo punto con la risposta a iniezione di conduttanza eccitatoria per una piccola macchia fornisce solo informazioni sull&#39;impatto di inibizione sulla risposta cellulare. Allo stesso modo, altre combinazioni di conduttanze fisiologicamente registrati possono essere co-iniettata per rivelare come i cambiamenti nella conduttanza eccitatorie e / o inibitorie stimolo-dipendente influisce uscita picco. Nel nostro studio, la tecnica del clamp dinamico viene utilizzato per dimostrare l&#39;impatto della ampiezza relativa e tempistica di input sinaptici sulle proprietà lancio di cellule gangliari retiniche. Vari conduttanzeottenuti da esperimenti fisiologici in condizioni di controllo o in presenza di agenti farmacologici sono stati impiegati come ingressi. Inoltre, conduttanze artificiali basati su funzioni alfa sono stati utilizzati anche per studiare come ingressi sinaptici sono integrati dai neuroni. Così questa è una tecnica versatile che consente vari tipi di conduttanza generati in modo fisiologicamente, farmacologicamente o computazionalmente per essere iniettato nella stessa cellula gangliare, così confronto delle risposte a questi ingressi può essere fatto.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane Inhalation Anaesthetic</td>
			<td>Pharmachem</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ames Medium with L-Glutamate (Powder)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Gluconate, Anhydrous</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES Sodium salt</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnesium chloride solution (4.9 mol/l)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adenosine 5'-triphosphate (ATP) disodium salt hydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Guanosine 5'-triphosphate sodium salt hydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethylene glycol-bis(2-aminoethylether)-N,N,N',N'-tetraacetic acid</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde Powder, 95%</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Lucifer Yellow, Rabbit IgG Fraction (3 mg/ml)</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa Fluor 594 Goat Anti-Rabbit IgG (H+L) 2 mg/ml</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescent Preserving Media</td>
			<td>BioFX Laboratories Inc.</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Capillary Glass Tubing with flame polished ends (OD = 1.50 mm, ID = 0.86 mm, Length = 15 cm)</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>64-0794</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Single Stage Glass Microelectrode Puller</td>
			<td>Narishinge Japan</td>
			<td>Model PP-830</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Minipuls 2</td>
			<td>Gilson</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Millex-GV 0.22 &mu;m Filter Unit</td>
			<td>Millipore Corporation</td>
			<td>SLGV004SL</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Luer Lock Reusable Hypodermic Needle: 30 G</td>
			<td>Smith &amp; Nephew (Australia)</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Single Inline Solution Heater</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>Model SH-27B</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dual Automatic Temperature Controller</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>TC-344B</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Olympus Stereomicroscope SZ61</td>
			<td>Olympus Corporation</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Olympus Microscope BX50WI: with 40X objective</td>
			<td>Olympus Corporation</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0-30 V 2.5 A DC Power Supply</td>
			<td>Dick Smith Electronics</td>
			<td>Q1770</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital Microscopic Camera ProgResMF cool</td>
			<td>Jenoptik</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulator MP-225</td>
			<td>Sutter Instrument Company</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Patch Clamp Amplifier EPC 8</td>
			<td>HEKA Elektronik</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>InstruTECH LIH 8+8 Data Acquisition System</td>
			<td>HEKA Elektronik</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Computer: DELL</td>
			<td>Dell Corporation</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

implementing dynamic clamp with synaptic and artificial conductances in mouse retinal ganglion cells

Cellule gangliari sono i neuroni della retina uscita e la loro attività riflette l&#39;integrazione di più ingressi sinaptici derivanti da specifici circuiti neurali. Tecniche di patch clamp, in morsetto di tensione e di configurazioni di corrente con la pinza, sono comunemente usati per studiare le proprietà fisiologiche dei neuroni e di caratterizzare i loro ingressi sinaptici. Anche se l&#39;applicazione di queste tecniche è altamente informativo, essi rappresentano varie limitazioni. Ad esempio, è difficile quantificare le interazioni precise di ingressi eccitatori e inibitori determinano output di risposta. Per risolvere questo problema, abbiamo utilizzato una tecnica modificata corrente morsetto, morsetto dinamica, detto anche conduttanza morsetto 1, 2, 3 e ha esaminato l&#39;impatto di input sinaptici eccitatori e inibitori di eccitabilità neuronale. Questa tecnica richiede l&#39;iniezione di corrente nella cella e dipende dal feedback in tempo reale del suo potenziale di membrana in quel momento. Il injectéd attuale è calcolato a partire predeterminati conduttanze sinaptiche eccitatorie ed inibitorie, le loro potenzialità di inversione e istantanea potenziale di membrana della cellula. Dettagli sulle procedure sperimentali, la patch di serraggio cellule per ottenere una cellula intera configurazione e impiego della tecnica di serraggio dinamica sono illustrati in questo articolo il video. Qui vi mostriamo le risposte di topo cellule gangliari della retina a varie forme d&#39;onda conduttanza ottenuti da esperimenti fisiologici in condizioni di controllo o in presenza di farmaci. Inoltre, mostriamo l&#39;utilizzo di conduttanze eccitatori e inibitori artificiali generati utilizzando le funzioni alfa per indagare le risposte delle cellule.

Il contributo delle diverse fonti di input inibitorio per le risposte delle cellule gangliari è dimostrata attraverso l&#39;applicazione di varie forme d&#39;onda conduttanza. Queste forme d&#39;onda sono stati ottenuti con stimoli di diversa luminanza in condizioni normali e in presenza di TTX, una tensione-gated Na + bloccante dei canali che un&#39;azione blocchi generazione potenziale solo in un sottoinsieme di inibitori interneuroni retinici. Figura 2A mostra una risposta rappresentativo...

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Implementing Dynamic Clamp with Synaptic and Artificial Conductances in Mouse Retinal Ganglion Cells

In questo articolo il video illustra il set-up, le procedure per applicare le patch corpi cellulari e come implementare le registrazioni dinamiche clamp da cellule gangliari in tutto il montaggio del mouse retine. Questa tecnica permette l&#39;indagine del contributo preciso di input sinaptici eccitatori e inibitori, e la loro portata, il tempo di spiking neuronale.

Implementazione morsetto dinamico con conduttanze sinaptiche e artificiale nel topo cellule gangliari della retina

Ganglion cells are the output neurons of the  retina and their activity reflects the integration of multiple synaptic inputs  arising from specific neural ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.2K Views.  University of Sydney. In questo articolo il video illustra il set-up, le procedure per applicare le patch corpi cellulari e come implementare le registrazioni dinamiche clamp da cellule gangliari in tutto il montaggio del mouse retine. Questa tecnica permette l'indagine del contributo preciso di input sinaptici eccitatori e inibitori, e la loro portata, il tempo di spiking neuronale.

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Patch Clamp Recordings from Mouse Retinal Neurons in a Dark-adapted Slice Preparation

Our visual experience is initiated when the visual pigment in our retinal photoreceptors absorbs photons of light energy and initiates a cascade of intracellular events that lead to closure of cyclic-nucleotide-gated channels in the cell membrane. The resulting change in membrane potential leads in turn to reductions in the amount of neurotransmitter release from both rod and cone synaptic terminals. To measure how the light-evoked change in photoreceptor membrane potential leads to downstream activity in the retina, scientists have made electrophysiological recordings from retinal slice preparations for decades1,2. In the past these slices have been cut manually with a razor blade on retinal tissue that is attached to filter paper; in recent years another method of slicing has been developed whereby retinal tissue is embedded in low gelling temperature agar and sliced in cool solution with a vibrating microtome3,4. This preparation produces retinal slices with less surface damage and very robust light-evoked responses. Here we document how this procedure can be done under infrared light to avoid bleaching the visual pigment.

Here we describe a procedure for generating dark-adapted slices of the mouse retina for electrophysiological recordings.

Bloccare Registrazioni patch da neuroni della retina del mouse in un Dark-adattato Preparazione Slice

Our visual experience is initiated when the visual pigment in our retinal photoreceptors absorbs photons of light energy and initiates a cascade of ...

Ricerca

Neuroscienze

An Isolated Retinal Preparation to Record Light Response from Genetically Labeled Retinal Ganglion Cells

The first steps in vertebrate vision take place when light stimulates the rod and cone photoreceptors of the retina 1. This information is then segregated into what are known as the ON and OFF pathways. The photoreceptors signal light information to the bipolar cells (BCs), which depolarize in response to increases (On BCs) or decreases (Off BCs) in light intensity. This segregation of light information is maintained at the level of the retinal ganglion cells (RGCs), which have dendrites stratifying in either the Off sublamina of the inner plexiform layer (IPL), where they receive direct excitatory input from Off BCs, or stratifying in the On sublamina of the IPL, where they receive direct excitatory input from On BCs. This segregation of information regarding increases or decreases in illumination (the On and Off pathways) is conserved and signaled to the brain in parallel.
The RGCs are the output cells of the retina, and are thus an important cell to study in order to understand how light information is signaled to visual nuclei in the brain. Advances in mouse genetics over recent decades have resulted in a variety of fluorescent reporter mouse lines where specific RGC populations are labeled with a fluorescent protein to allow for identification of RGC subtypes 2 3 4 and specific targeting for electrophysiological recording. Here, we present a method for recording light responses from fluorescently labeled ganglion cells in an intact, isolated retinal preparation. This isolated retinal preparation allows for recordings from RGCs where the dendritic arbor is intact and the inputs across the entire RGC dendritic arbor are preserved. This method is applicable across a variety of ganglion cell subtypes and is amenable to a wide variety of single-cell physiological techniques.

This article provides a description of how to dissect and record from the isolated retinal preparation in mouse. In particular, we describe how to record light responses from a fluorescently labeled ganglion cell population and subsequently identify and analyze its morphology.

Una preparazione isolati retina per registrare Risposta Luce da Geneticamente etichetta cellule gangliari della retina

The first steps in vertebrate vision take place when light stimulates the rod and cone photoreceptors of the retina 1.  This information is then ...

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural connectivity form during development. In mice, retinofugal projections are arranged in a topographic manner and form eye-specific layers in the Lateral Geniculate Nucleus (dLGN) of the thalamus and the Superior Colliculus (SC). The development of these precise patterns of retinofugal projections has typically been studied by labeling populations of RGCs with fluorescent dyes and tracers, such as horseradish peroxidase1-4. However, these methods are too coarse to provide insight into developmental changes in individual RGC axonal arbor morphology that are the basis of retinotopic map formation. They also do not allow for the genetic manipulation of RGCs.
Recently, electroporation has become an effective method for providing precise spatial and temporal control for delivery of charged molecules into the retina5-11. Current retinal electroporation protocols do not allow for genetic manipulation and tracing of retinofugal projections of a single or small cluster of RGCs in postnatal mice. It has been argued that postnatal in vivo electroporation is not a viable method for transfecting RGCs since the labeling efficiency is extremely low and hence requires targeting at embryonic ages when RGC progenitors are undergoing differentiation and proliferation6. 
In this video we describe an in vivo electroporation protocol for targeted delivery of genes, shRNA, and fluorescent dextrans to murine RGCs postnatally. This technique provides a cost effective, fast and relatively easy platform for efficient screening of candidate genes involved in several aspects of neural development including axon retraction, branching, lamination, regeneration and synapse formation at various stages of circuit development. In summary we describe here a valuable tool which will provide further insights into the molecular mechanisms underlying sensory map development.

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

We demonstrate an in vivo electroporation protocol for transfecting single or small clusters of retinal ganglion cells (RGCs) and other retinal cell types in postnatal mice over a wide range of ages. The ability to label and genetically manipulate postnatal RGCs in vivo is a powerful tool for developmental studies.

Trasfezione delle cellule gangliari della retina di topo In vivo Elettroporazione

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural ...

Retrograde Labeling of Retinal Ganglion Cells in Adult Zebrafish with Fluorescent Dyes

As retrograde labeling retinal ganglion cells (RGCs) can isolate RGCs somata from dying sites, it has become the gold standard for counting RGCs in RGCs survival and regeneration experiments. Many studies have been performed in mammalian animals to research RGCs survival after optic nerve injury. However, retrograde labeling of RGCs in adult zebrafish has not yet been reported, though some alternative methods can count cell numbers in retinal ganglion cell layers (RGCL). Considering the small size of the adult zebrafish skull and the high risk of death after drilling on the skull, we open the skull with the help of acid-etching and seal the hole with a light curing bond, which could significantly improve the survival rate. After absorbing the dyes for 5 days, almost all the RGCs are labeled. As this method does not need to transect the optic nerve, it is irreplaceable in the research of RGCs survival after optic nerve crush in adult zebrafish. Here, we introduce this method step by step and provide representative results.

We introduce an efficient method to retrograde label retinal ganglion cells (RGCs) in adult zebrafish.

Etichettatura retrograda di cellule gangliari della retina in Zebrafish adulti con coloranti fluorescenti

As retrograde labeling retinal ganglion cells (RGCs) can isolate RGCs somata from dying sites, it has become the gold standard for counting RGCs in RGCs ...

Recording Light-evoked Postsynaptic Responses in Neurons in Dark-adapted, Mouse Retinal Slice Preparations Using Patch Clamp Techniques

The retina is the gateway to the visual system. To understand visual signal processing mechanisms, we investigate retinal neural network functions. Retinal neurons in the network comprise of numerous subtypes. More than 10 subtypes of bipolar cells, ganglion cells, and amacrine cells have been identified by morphological studies. Multiple subtypes of retinal neurons are thought to encode distinct features of visual signaling, such as motion and color, and form multiple neural pathways. However, the functional roles of each neuron in visual signal processing are not fully understood. The patch clamp method is useful to address this fundamental question. Here, a protocol to record light-evoked synaptic responses in mouse retinal neurons using patch clamp recordings in dark-adapted conditions is provided. The mouse eyes are dark-adapted O/N, and retinal slice preparations are dissected in a dark room using infrared illumination and viewers. Infrared light does not activate mouse photoreceptors and thus preserves their light responsiveness. Patch clamp is used to record light-evoked responses in retinal neurons. A fluorescent dye is injected during recordings to characterize neuronal morphological subtypes. This procedure enables us to determine the physiological functions of each neuron in the mouse retina.

We will demonstrate how to prepare retinal slices from the mouse eye and record light responses in retinal neurons. The entire procedure is conducted in dark-adapted conditions.

Registrazione Light-evocato Risposte postsinaptica nei neuroni in Dark-adattati, i preparativi della retina del mouse Slice Utilizzando tecniche di patch clamp

The retina is the gateway to the visual system. To understand visual signal processing mechanisms, we investigate retinal neural network functions. ...

Single-cell RNA-Seq of Defined Subsets of Retinal Ganglion Cells

The discovery of cell type-specific markers can provide insight into cellular function and the origins of cellular heterogeneity. With a recent push for the improved understanding of neuronal diversity, it is important to identify genes whose expression defines various subpopulations of cells. The retina serves as an excellent model for the study of central nervous system diversity, as it is composed of multiple major cell types. The study of each major class of cells has yielded genetic markers that facilitate the identification of these populations. However, multiple subtypes of cells exist within each of these major retinal cell classes, and few of these subtypes have known genetic markers, although many have been characterized by morphology or function. A knowledge of genetic markers for individual retinal subtypes would allow for the study and mapping of brain targets related to specific visual functions and may also lend insight into the gene networks that maintain cellular diversity. Current avenues used to identify the genetic markers of subtypes possess drawbacks, such as the classification of cell types following sequencing. This presents a challenge for data analysis and requires rigorous validation methods to ensure that clusters contain cells of the same function. We propose a technique for identifying the morphology and functionality of a cell prior to isolation and sequencing, which will allow for the easier identification of subtype-specific markers. This technique may be extended to non-neuronal cell types, as well as to rare populations of cells with minor variations. This protocol yields excellent-quality data, as many of the libraries have provided read depths greater than 20 million reads for single cells. This methodology overcomes many of the hurdles presented by Single-cell RNA-Seq and may be suitable for researchers aiming to profile cell types in a straightforward and highly efficient manner.

Here, we present a combinatorial approach for classifying neuronal cell types prior to isolation and for the subsequent characterization of single-cell transcriptomes. This protocol optimizes the preparation of samples for successful RNA Sequencing (RNA-Seq) and describes a methodology designed specifically for the enhanced understanding of cellular diversity.

Sequenza RNA a singola cellula di sottogruppi definiti delle cellule del Ganglio retinico

The discovery of cell type-specific markers can provide insight into cellular function and the origins of cellular heterogeneity. With a recent push for ...

Optical Coherence Tomography: Imaging Mouse Retinal Ganglion Cells In Vivo

Structural changes in the retina are common manifestations of ophthalmic diseases. Optical coherence tomography (OCT) enables their identification in vivo&#8212;rapidly, repetitively, and at a high resolution. This protocol describes OCT imaging in the mouse retina as a powerful tool to study optic neuropathies (OPN). The OCT system is an interferometry-based, non-invasive alternative to common post mortem histological assays. It provides a fast and accurate assessment of retinal thickness, allowing the possibility to track changes, such as retinal thinning or thickening. We present the imaging process and analysis with the example of the Opa1delTTAG mouse line. Three types of scans are proposed, with two quantification methods: standard and homemade calipers. The latter is best for use on the peripapillary retina during radial scans; being more precise, is preferable for analyzing thinner structures. All approaches described here are designed for retinal ganglion cells (RGC) but are easily adaptable to other cell populations. In conclusion, OCT is efficient in mouse model phenotyping and has the potential to be used for the reliable evaluation of therapeutic interventions.

Optical Coherence Tomography: Imaging Mouse Retinal Ganglion Cells In Vivo

This manuscript describes a protocol for the in vivo imaging of the mouse retina with high-resolution spectral domain optical coherence tomography (SD-OCT). It focuses on retinal ganglion cells (RGC) in the peripapillary region, with several scanning and quantifying approaches described.

Tomografia a coerenza ottica: Imaging Mouse ganglionari cellule In Vivo

Structural changes in the retina are common manifestations of ophthalmic diseases. Optical coherence tomography (OCT) enables their identification in ...

Combining Optogenetics with Artificial microRNAs to Characterize the Effects of Gene Knockdown on Presynaptic Function within Intact Neuronal Circuits

The purpose of this protocol is to characterize the effect of gene knockdown on presynaptic function within intact neuronal circuits. We describe a workflow on how to combine artificial microRNA (miR)-mediated RNA interference with optogenetics to achieve selective stimulation of manipulated presynaptic boutons in acute brain slices. The experimental approach involves the use of a single viral construct and a single neuron-specific promoter to drive the expression of both an optogenetic probe and artificial miR(s) against presynaptic gene(s). When stereotactically injected in the brain region of interest, the expressed construct makes it possible to stimulate with light exclusively the neurons with reduced expression of the gene(s) under investigation. This strategy does not require the development and maintenance of genetically modified mouse lines and can in principle be applied to other organisms and to any neuronal gene of choice. We have recently applied it to investigate how the knockdown of alternative splice isoforms of presynaptic P/Q-type voltage-gated calcium channels (VGCCs) regulates short-term synaptic plasticity at CA3 to CA1 excitatory synapses in acute hippocampal slices. A similar approach could also be used to manipulate and probe the neuronal circuitry in vivo.

This protocol provides a workflow on how to combine artificial microRNA-mediated RNA interference with optogenetics to stimulate specifically presynaptic boutons with reduced expression of selective gene(s) within intact neuronal circuits.

Combinando optogenetica con microRNA artificiali per caratterizzare gli effetti del Gene atterramento su funzione presinaptica all'interno di circuiti neuronali intatto

The purpose of this protocol is to characterize the effect of gene knockdown on presynaptic function within intact neuronal circuits. We describe a ...

Evaluation of Synaptic Multiplicity Using Whole-cell Patch-clamp Electrophysiology

In the central nervous system, a pair of neurons often form&#160;multiple synaptic contacts and/or functional neurotransmitter release sites (synaptic multiplicity). Synaptic multiplicity is plastic and changes throughout development and in different physiological conditions, being an important determinant for the efficacy of synaptic transmission. Here, we outline experiments for estimating the degree of multiplicity of synapses terminating onto a given postsynaptic neuron using whole-cell patch clamp electrophysiology in acute brain slices. Specifically, voltage-clamp recording is used to compare the difference between the amplitude of spontaneous excitatory postsynaptic currents (sEPSCs) and miniature excitatory postsynaptic currents (mEPSCs). The theory behind this method is that afferent inputs that exhibit multiplicity will show large, action potential-dependent sEPSCs due to the synchronous release that occurs at each synaptic contact. In contrast, action potential-independent release (which is asynchronous) will generate smaller amplitude mEPSCs. This article outlines a set of experiments and analyses to characterize the existence of synaptic multiplicity and discusses the requirements and limitations of the technique. This technique can be applied to investigate how different behavioral, pharmacological or environmental interventions in vivo affect the organization of synaptic contacts in different brain areas.

Here, we present a protocol for evaluating the functional synaptic multiplicity using whole-cell patch clamp electrophysiology in acute brain slices.

Valutazione di molteplicità sinaptica utilizzando cellule intere Patch-clamp Elettrofisiologia

In the central nervous system, a pair of neurons often form&#160;multiple synaptic contacts and/or functional neurotransmitter release sites (synaptic ...

Isolamento della retina di topo e trattamento con metanolo per lo studio delle cellule gangliari retiniche

Methanol-Based Whole-Mount Preparation for the Investigation of Retinal Ganglion Cells

Retinal ganglion cells (RGCs), which are the projection neurons of the retina, propagate external visual information to the brain. Pathological changes in RGCs have a close relationship with numerous retinal degenerative diseases. Whole-mount retinal immunostaining is frequently used in experimental studies on RGCs to evaluate the developmental and pathological conditions of the retina. Under some circumstances, some valuable retina samples, such as those from transgenic mice, may need to be retained for a long period without affecting the morphology or number of RGCs. For credible and reproducible experimental results, using an effective preserving medium is essential. Here, we describe the effect of methanol as an auxiliary fixed medium for retinal whole-mount preparations and long-term storage. In brief, during the isolation process, cold methanol (&#8722;20 &#176;C) is pipetted onto the surface of the retina to help fix the tissues and facilitate their permeability, and then the retinas can be stored in cold methanol (&#8722;20 &#176;C) before being immunostained. This protocol describes the retina isolation workflow and tissue sample storage protocol, which is useful and practical for the investigation of RGCs.

Autore in primo piano: Preparazione a montatura intera a base di metanolo per lo studio delle cellule gangliari retiniche  

Methanol can be used as an auxiliary fixed medium for retinal whole-mount preparations and long-term storage, which is useful for the investigation of retinal ganglion cells.

Preparato a base di metanolo a montaggio intero per lo studio delle cellule gangliari retiniche

Retinal ganglion cells (RGCs), which are the projection neurons of the retina, propagate external visual information to the brain. Pathological changes in ...