Questo lavoro è stato sostenuto da borse di ricerca a JWW dal National Institute of Health (R01DK092640) e la National Science Foundation (0.920.668).

1. Fly Raccolta e fame <ol><li> Posteriore linea sperimentali in condizioni di temperatura e umidità controllate (ad esempio 21 ° C, 50-60% di umidità relativa) su una luce di 12 ore / ciclo scuro. </li><li> Raccogliere femminile vola il giorno della eclosion e luogo loro, insieme con 4-5 maschi, in nuove fiale alimentari (massimo 30 per fiala). Età vola 2-5 giorni. </li><li> Preparare le camere per volare fame. <ol><li> Spingere un singolo tessuto (4,8 x 8,4 pollici) fino al fondo di una fiala di plastica vuoto. Completamente bagnare il tessuto con acqua distillata. Utilizzare un oggetto da spingere verso il basso sul tessuto e delicatamente spremere l&#39;acqua in eccesso. </li><li> Capovolgere il flaconcino per eliminare l&#39;acqua in eccesso. Ci dovrebbe essere abbastanza acqua per mantenere in linea idratata e la camera di fame umida, ma non abbastanza per annegare le mosche. </li></ol></li><li> Trasferire le mosche dal flaconcino cibo in una camera di fame e collegare il flaconcino circa 18-24 ore prima dell&#39;inizio dell&#39;esperimento. Conservare ilfiale in condizioni di temperatura e umidità controllate durante la notte fino a quando l&#39;esperimento ha inizio il giorno successivo. </li></ol> 2. Preparazione del cibo odore <ol><li> Preparare una soluzione di agarosio 1% aggiungendo 0,1 g di bassa temperatura di fusione agarosio a 10 ml di acqua distillata in un pallone di vetro. Riscaldare la soluzione di agarosio in un forno a microonde solo fino a quando non comincia a bollire, ma ben prima che trabocca. <ol><li> Arrestare il forno a microonde e agitare il pallone una volta. Ripetere questa operazione altre due volte fino a quando l&#39;agarosio è completamente sciolto. Conservare la soluzione di agarosio allo stato liquido, mantenendo il caldo pallone su una piastra riscaldante a 50 ° C. </li></ol></li><li> Aggiungere 990 ml di soluzione di agarosio 1% e 10 ml di aceto di mele in una provetta da 1,5 ml Eppendorf per ottenere una soluzione di aceto di sidro di mele 1%. Vortex la soluzione fino mista e posto in un incubatore bagno secco impostato a 50 ° C. </li></ol> 3. Test ambientale e l&#39;impostazione della Camera comportamento <ol><li&gt; Impostare la sala prove alle condizioni desiderate (ad esempio temperatura e umidità). </li><li> Accendere il pannello LED (660 nm). </li><li> Sciacquare i setacci e le piastre di prova con acqua calda e riscaldare in forno fino a quando tutta l&#39;umidità è evaporata. Raffreddare i setacci e piatti giù per la temperatura ambiente di test prima degli esperimenti di inizio. </li><li> Posizionare un piatto piano sulla parte superiore della piastra diffusore e riempire con acqua per aumentare l&#39;umidità locale e per mascherare l&#39;acqua nella goccia di agarosio. </li><li> Posizionare i setacci sopra il piatto d&#39;acqua. </li></ol> 4. Vola Loading nelle piastre di prova Diagrammi con le specifiche per le piastre di prova possono essere trovati nella sezione supplementare Files. La piastra di prova è fatta di acrilico e si compone di 6 arene di prova. Un semplice dispositivo di scorrimento contiene in possesso di camere che permettono fly carico, il contenimento temporaneo, e il rilascio simultaneo di 6 mosche nelle loro rispettive camere al&#39;inizio dell&#39;esperimento. Reticolo inciso al centro di ogni arena nella piastra indicano dove devono essere pipettati odoranti. <ol><li> Inserire i cursori nella piastra test acrilico. </li><li> Fare scorrere delicatamente l&#39;aspiratore nel flaconcino passato il tappo di cotone e attendere circa 6 mosche di camminare nella aspirator.it è fondamentale per essere i più dolci possibili nella loro movimentazione. Si può approfittare di comportamento mosca phototactic per indurre le mosche a strisciare verso l&#39;aspiratore puntando l&#39;apertura flaconcino verso una fonte di luce fioca. Se necessario, si può anche applicare delicata aspirazione per aspirare circa 6 mosche di sesso femminile. </li><li> Inserire la punta dell&#39;aspiratore nel primo foro della piastra di prova. Lasciare una mosca per passare nella cella di detenzione e delicatamente avanzare il cursore in avanti per caricare una mosca nel foro successivo. Continuare fino a quando le mosche occupare tutti e 6 i titolari di cellule della piastra. </li><li> Pipettare 5 ml di sidro di mele soluzione all&#39;1% di aceto agarosio direttamente sul centro della crOSS-peli sulla faccia interna della lastra di prova. </li></ol> 5. Posizionamento della piastra Testing <ol><li> Per centrare la piastra di prova, aprire il file denominato &quot;Posizionamento Tool.vi.&quot; &quot;LabVIEW VI per il posizionamento Tool. vi si possono trovare nella sezione supplementare Files. Eseguire il file facendo clic sulla freccia bianca nell&#39;angolo superiore sinistro dello schermo. </li><li> Posizionare la lastra di prova sopra il setaccio tale che l&#39;apertura dell&#39;arena affronta il pavimento setaccio e la porta odore è sul soffitto della piastra. Allineare il reticolo incisi nel retro della piastra di test con il mirino sullo schermo del monitor. </li><li> Quando l&#39;allineamento è stato completato, interrompere l&#39;esecuzione cliccando sul puntino rosso che si trova vicino all&#39;angolo superiore sinistro del monitor. </li></ol> 6. Registrare il Fly posizione durante l&#39;esperimento <ol><li> Per monitorare e registrare le coordinate del volo durante ogni prova ricerca di cibo, aprire il file del software di acquisizione &quot;Fly Tracking -. Six Zones.vi &quot;LabVIEW per&quot; Fly Tracking - Six Zones.vi &quot;si possono trovare nella sezione Supplemental Files Eseguire il file facendo clic sulla freccia bianca nell&#39;angolo in alto a sinistra del monitor. . </li><li> Assegnare un nome al file e fare clic su &quot;OK&quot;. </li><li> Anticipo i cursori nelle camere di prova per rilasciare le mosche nelle arene di prova. Fare attenzione a non spostare le camere test come questo porterà ad allineamento improprio con le coordinate software di analisi. </li><li> Fare clic su &quot;Start&quot; (inizio registrazione) e garantire che l&#39;unica fonte di luce nella camera di prova è il pannello LED 660 nm. </li><li> Quando la prova è terminato, rimuovere il setaccio e camera di comportamento. Sollevare la piastra di prova dal setaccio e rimuovere le mosche immergendo la lastra di ghiaccio. Pulire delicatamente la piastra con acqua calda e rimuovere eventuali detriti agarosio. Posizionare le piastre di prova in un forno di essiccazione per rimuovere l&#39;umidità. </li><li> Ventilare l&#39;area di prova girando su un smalventilatore l per circa 2 min. Accendere il ventilatore e caricare il successivo gruppo di mosche nel piatto test successivo. </li></ol> 7. Analisi dei dati Utilizzo di software personalizzato &quot;Analisi dei dati per Fly rilevamento a sei zone&quot; può essere trovato nella sezione supplementare Files. Durante l&#39;acquisizione dei dati, le coordinate della posizione mosca individuo record software di acquisizione per ogni punto temporale in un file di testo. Una fotocamera digitale singolo posizionato sopra le piastre di prova acquisisce immagini ad un frame rate di 0,5 Hz. Il programma software di analisi &quot;Analisi dei dati per Fly Tracking-sei zone&quot; estrae le informazioni dal file di testo per a) calcolare la velocità media, b) determinare il punto di tempo in cui una mosca che si trova con successo la fonte dell&#39;odore, e c) costruire finestre grafiche che permetterà all&#39;utente di visualizzazione: volare la posizione, la distanza della mosca dalla fonte odore nel tempo e la velocità media mosca nel corso del tempo. Formatta anche i dati per una facile esportazione in un SPREprogramma adsheet. In questa macro, il cibo ricerca di latenza è definito come il punto di tempo in cui vola spendere almeno 5 sec entro un raggio di 5 mm dal centro dell&#39;arena. <ol><li> Aprire il file del software di analisi &quot;Analisi dei dati per Fly Tracking - sei zone&quot;. Nella scheda &quot;Windows&quot;, fare clic su &quot;Crea nuova tabella&quot;. Ripetere questa operazione fino a quando sono stati creati sei tavoli. </li><li> Nella scheda &quot;macro&quot;, cliccare su &quot;Foodfinding&quot;. Un pannello principale dovrebbe apparire con le seguenti opzioni: File Open Data Raw per il layout, Apri file Raw dati per il file di dati, Fly Posizione, Distanza, velocità, layout; FormatDataFile. </li><li> Per visualizzare i dati grezzi senza aggiungere valori a un file di testo, fare clic su &quot;Apri file Raw dati per Layout.&quot; Individuare e selezionare il file di dati sperimentali nella finestra del browser che viene visualizzata. Fare clic su &quot;Apri&quot;. </li><li> Clicca su &quot;Fly Location&quot; per visualizzare la posizione di ogni volo in ciascuna delle sei arene (sei piazzole XY raffiguranti ciascuna fly &#39;posizione s nel tempo dovrebbe apparire sullo schermo). </li><li> Clicca su &quot;Distanza&quot; per visualizzare la distanza di ogni mosca dalla fonte dell&#39;odore (sei appezzamenti raffiguranti la distanza della mosca dalla fonte dell&#39;odore nel tempo dovrebbe apparire sullo schermo). La linea orizzontale y = 5 MM, indica la soglia a cui la mosca si considera situato alla fonte di cibo. </li><li> Clicca su &quot;Speed&quot; per visualizzare la velocità media di ciascun volo durante il processo (sei appezzamenti raffiguranti la velocità della mosca nel tempo dovrebbe apparire sullo schermo). </li><li> Clicca su &quot;layout&quot; per visualizzare un layout con tutte le posizione mosca, distanza e velocità grafici oltre alla velocità media (durante i primi 50 sec) e la latenza di trovare la fonte odori per ciascun volo (Figura 1). Per visualizzare correttamente il layout, può essere necessario regolare i margini. Per fare questo, prima di fare clic sulla finestra di layout. Nella scheda &quot;File&quot;, cliccare su &quot;Imposta pagina per il layout.&quot; Azzera i margini per0,2 pollici e fare clic su &quot;OK&quot;. Subito a sinistra di ogni appezzamento posizione è un piccolo tavolo con le rubriche &quot;Speed&quot; e &quot;Latency&quot;. I valori inseriti in ciascuna voce indicano la velocità media in mm / sec e ricerca di cibo la latenza in secondi. Voci vuote sotto Latency indicano la mosca non è riuscito a individuare la fonte degli odori. Cucina latenza di ricerca è definito come il punto di tempo in cui le mosche trascorso almeno 5 secondi entro un raggio di 5 mm dal centro della camera. </li><li> Per stampare un layout, fare clic sull&#39;area di layout (aggiornamenti layout file corrente). Fare clic su &quot;File&quot; e poi cliccate su &quot;Layout di stampa&quot;. </li><li> Per visualizzare il file successivo, è sufficiente fare clic su &quot;Apri file Raw dati per Layout.&quot; Fare clic sul seguente file di dati grezzi che si desidera visualizzare e fare clic su &quot;OK&quot;. Fare clic sulla finestra di layout per aggiornare la finestra con il nuovo file di dati. </li><li> Le impostazioni possono essere salvate in un file di esperimento per un uso successivo. </li></ol> 8. Esportare i dati dail software di analisi dati in un programma di foglio di calcolo <ol><li> Per esportare i dati di velocità e latenza per ogni file, fare clic su &quot;Apri file Raw dati per file di dati.&quot; Selezionare un file di dati sperimentali e cliccare su &quot;Apri&quot;. Apparirà una nuova finestra del browser. </li><li> Nella nuova finestra del browser, fate clic destro su &quot;Nuovo&quot; e quindi fare clic su &quot;Documento di testo&quot;. Assegnare al nuovo documento di testo. Selezionare il file di testo nuovo nome e fare clic su &quot;Apri&quot;. Questo memorizza i dati dal file di dati grezzi in file di testo. </li><li> Per esportare i dati da un altro file, clicca su &quot;Apri file Raw dati per il file di dati.&quot; Fare clic su un altro file e fare clic su &quot;Apri&quot;. Selezionare il file di testo dal punto 8.2). Continuare questo processo per i file di dati rimanenti che si desidera esportare. </li><li> Una volta che tutti i file di dati desiderati sono stati aggiunti al file di testo, fare clic su &quot;File Formato dati&quot;. Selezionare il documento di testo utilizzato per memorizzare i dati provenienti dai passaggi precedenti e cliccare su &quot;Apri&quot; (una nuova window si aprirà automaticamente). </li><li> Creare un nuovo documento di testo nella finestra, assegnare un nome al file e fare clic su &quot;Salva&quot;. Questo crea un file di testo che contiene il nome del file, la velocità media, e la latenza per ogni mosca e possono essere importati in un foglio di calcolo. </li><li> Piazzole cumulativi sono costruiti da dati sul numero totale di mosche raggiungimento dell&#39;obiettivo odore cibo come funzione del tempo (Figura 3). </li><li> Dati sperimentali sono analizzati per la significatività statistica utilizzando un test z per proporzioni. </li></ol>

<ol>
	<li>Dethier, V. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The hungry fly : a physiological study of the behavior associated with feeding. , (1976).</li><li>Root, C. M., Ko, K. I., Jafari, A., Wang, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic+facilitation+by+neuropeptide+signaling+mediates+odor-driven+food+search.">Presynaptic facilitation by neuropeptide signaling mediates odor-driven food search.</a> Cell. 145, 133-144 (2011).</li><li>Root, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+presynaptic+gain+control+mechanism+fine-tunes+olfactory+behavior.">A presynaptic gain control mechanism fine-tunes olfactory behavior.</a> Neuron. 59, 311-321 (2008).</li><li>Semmelhack, J. L., Wang, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Select+Drosophila+glomeruli+mediate+innate+olfactory+attraction+and+aversion.">Select Drosophila glomeruli mediate innate olfactory attraction and aversion.</a> Nature. 459, 218-223 (2009).</li><li>Faucher, C., Forstreuter, M., Hilker, M., de Bruyne, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+responses+of+Drosophila+to+biogenic+levels+of+carbon+dioxide+depend+on+life-stage,+sex+and+olfactory+context.">Behavioral responses of Drosophila to biogenic levels of carbon dioxide depend on life-stage, sex and olfactory context.</a> J. Exp. Biol. 209, 2739-2748 (2006).</li><li>Quinn, W. G., Harris, W. A., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditioned+behavior+in+Drosophila+melanogaster.">Conditioned behavior in Drosophila melanogaster.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 71, 708-712 (1974).</li><li>Fishilevich, E., Domingos, A. I., Asahina, K., Naef, F., Vosshall, L. B., Louis, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemotaxis+behavior+mediated+by+single+larval+olfactory+neurons+in+Drosophila.">Chemotaxis behavior mediated by single larval olfactory neurons in Drosophila.</a> Curr. Biol. 15, 2086-2096 (2005).</li><li>Venken, K. J., Simpson, J. H., Bellen, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+manipulation+of+genes+and+cells+in+the+nervous+system+of+the+fruit+fly.">Genetic manipulation of genes and cells in the nervous system of the fruit fly.</a> Neuron. 72, 202-230 (2011).</li><li>Hamada, F. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+internal+thermal+sensor+controlling+temperature+preference+in+Drosophila.">An internal thermal sensor controlling temperature preference in Drosophila.</a> Nature. 454, 217-220 (2008).</li><li>Kitamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditional+modification+of+behavior+in+Drosophila+by+targeted+expression+of+a+temperature-sensitive+shibire+allele+in+defined+neurons.">Conditional modification of behavior in Drosophila by targeted expression of a temperature-sensitive shibire allele in defined neurons.</a> J. Neurobiol. 47, 81-92 (2001).</li><li>Sweeney, S. T., Broadie, K., Keane, J., Niemann, H., O'Kane, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+expression+of+tetanus+toxin+light+chain+in+Drosophila+specifically+eliminates+synaptic+transmission+and+causes+behavioral+defects.">Targeted expression of tetanus toxin light chain in Drosophila specifically eliminates synaptic transmission and causes behavioral defects.</a> Neuron. 14, 341-351 (1995).</li><li>Brand, A. H., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+gene+expression+as+a+means+of+altering+cell+fates+and+generating+dominant+phenotypes.">Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes.</a> Development. 118, 401-415 (1993).</li></ol>

Gli autori dichiarano assenza concorrente interesse finanziario.

In questo protocollo, si descrive una procedura step-by-step per il saggio comportamento di ricerca di cibo. Oltre agli odori legati all&#39;alimentazione, può anche essere adattato per lo studio della capacità della mosca per individuare altri oggetti odore. Ad esempio, può essere applicato verso lo studio del comportamento localizzazione compagno in mosche maschio 3 Ci sono diverse considerazioni aggiuntive per questo protocollo che citeremo qui quest&#39;azienda procedura.: ...

Stati di fame promuovere due tipi di comportamenti appetitivi: ricerca di cibo e di consumo alimentare 1. Questo semplice test comportamentale è utile per lo studio dei comportamenti chemiotattici associati foraggiamento 2,3. In particolare, si rintraccia la posizione fly, velocità di piedi e la latenza per l&#39;individuazione di un obiettivo odore di cibo. Latenza di trovare cibo serve come parametro per i cambiamenti nella sensibilità del sistema di rilevamento dell&#39;odore della mosca valle delle variazioni del suo stato appetitivo interna di misura. Una versione manuale di questo test è stato precedentemente utilizzato per mostrare segnalazione dei recettori GABA-B è importante per il comportamento localizzazione odore adulto vola 3. L&#39;attuale versione automatizzata del test è stato determinante nello studio di come a breve neuropeptide-F (SNPF) Segnalazione rimodella la mappa olfattiva in Drosophila e le influenze appetitiva comportamenti 2. Test è fatto in una, temperatura e umidità ambiente controllata scuro. Digitaletelecamere fissate sopra le chiare piastre di prova acrilico tiene in linea retroilluminato da 660-nm illuminazione a LED. Informazioni della telecamera viene elaborato in tempo reale da un computer di stanza vicino alla zona test. Usiamo software di acquisizione dati per registrare e memorizzare le coordinate delle posizioni mosca durante il periodo di prova. In questo paradigma, il soggetto viene rilasciato in un&#39;arena che contiene un odore di cibo al centro, l&#39;oggetto odore crea una sfumatura odore di cibo all&#39;interno dell&#39;arena che induce il cibo comportamento di ricerca in tempo reale. Un analogo protocollo di ricerca odore è stata applicata verso lo studio di chemosensation in single larve di Drosophila 7. Mentre altri test comportamentali, come il quattro di campo olfattometro 4,5 o la t-labirinto 6 valutano odore di avversione o attrazione comportamenti, questo paradigma è più adatto per valutare i comportamenti sensibilità e chemiotassi olfattive. Diversi vantaggi chiave accompagnano questo assay. In primo luogo, permette una rapida acquisizione di grandi insiemi di dati, poiché la raccolta e l&#39;analisi dei dati sono per lo più automatizzati. In secondo luogo, questo saggio isola e misura il comportamento dei singoli mosche, eliminando così stimoli olfattivi sociali che possono influenzare i loro comportamenti. Terzo, la semplicità del protocollo e semplice disegno sperimentale rendono il dosaggio efficiente e facile da insegnare agli altri. Inoltre, questo test può essere utilizzato per sondare ulteriormente i circuiti neurali sottostanti cibo comportamento di ricerca combinandolo con l&#39;ampia toolkit genetica a disposizione di Drosophila melanogaster 8. Espressione mirata di transgeni che silenzio o eccitare i neuroni possono essere raggiunti con strumenti come il sistema GAL4-UAS, nonché la ts1 UAS-shibire, UAS-tetano-tossina, e UAS-TRPA1 (B) transgeni 9-12.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Reagent/Material</td>
			<td>Company </td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Apple Cider Vinegar</td>
			<td>Spectrum</td>
			<td></td>
			<td>commercially available</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose, Type VII</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A0701</td>
			<td>low gelling temperature agarose</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acrylic Testing Plate</td>
			<td></td>
			<td>custom</td>
			<td>Plate contains 6 arenas. Each arena is 60 mm in diameter 6 mm in height. See testing plate diagrams for specific measurements.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW V.8.5</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>776670-09</td>
			<td>platform for programs: PositioningTool.vi, FlyTracking--Six Zones.vi NOTE: &#34;elapsed time.vi&#34;, &#34;time into file.vi&#34;, and &#34;two object detect.vi&#34; are included subroutines that must be available in order for the main data acquisition program &#34;FlyTracking--Six zones.vi&#34; to run.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW Vision 8.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW Vision Acquisition Software 8.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW Vision Builder AI 3.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Igor Pro V.6</td>
			<td>Wavemetric, Inc.</td>
			<td></td>
			<td>platform for macro: Data Analysis for Fly Tracking--Six Zones</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Basler scA1390-17fm</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>779980-01</td>
			<td>Digital Camera NOTE: driver for camera available at Baslerweb.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8 mm lens</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>780024-01</td>
			<td>Lens for Basler Digital Camera</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ground Glass Diffuser Plate</td>
			<td>Edmund Optics</td>
			<td>custom</td>
			<td>Diffuses light, 25 cm x 30 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>US Std. No. 100</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>04-881X</td>
			<td>Sieve with nominal opening of 150 &#956;m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Lighting Option 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LED backlight 660 nm (20 cm x 20 cm)</td>
			<td>Spectra West</td>
			<td>BL47192</td>
			<td>a simpler but more expensive lighting option.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Power Supply for LED Backlight</td>
			<td>Spectra West</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Lighting Option 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>660 nm LEDs</td>
			<td>Superbrightleds</td>
			<td>RL5R1330</td>
			<td>Wavelength 660 nm (approximately 7 x 7 LED array for a 14.7 inch x 9.75 inch panel)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Linear DC Power Supply</td>
			<td>GW Instek</td>
			<td>GPS-1830D</td>
			<td>Power supply for LED Panel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solderless Breadboard</td>
			<td>Digikey</td>
			<td>922354-ND</td>
			<td>Breadboard for LEDs</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a single-fly assay for foraging behavior in drosophila

Per molti animali, la fame promuove cambiamenti nel sistema olfattivo in un modo che facilita la ricerca di fonti di cibo adeguate. In questo articolo video, descriviamo un test automatico per misurare l&#39;effetto della fame o sazietà su olfattiva dipende comportamento di ricerca di cibo nel frutto adulto Drosophila melanogaster. In una scatola a tenuta di luce illuminato da luce rossa che è invisibile ai moscerini della frutta, una telecamera legata al software di acquisizione dati personalizzato controlla la posizione di sei mosche contemporaneamente. Ogni mosca si limita a camminare nelle singole arene contenenti un odore di cibo al centro. Le arene di test poggiano su un pavimento poroso che funziona per prevenire l&#39;accumulo di cattivi odori. Latenza per localizzare la sorgente odore, un parametro che riflette la sensibilità olfattiva sotto diversi stati fisiologici, è determinata mediante analisi software. Qui, discutiamo i meccanismi critici di funzionamento di questo paradigma comportamentale e copriamo questioni specifiche riguardanti fly loading, contaminazione odore, la temperatura del test, qualità dei dati e l&#39;analisi statistica.

Il software di analisi dei dati e il layout, di cui un esempio può essere visto in Figura 1, sono utilizzate per valutare le prestazioni di ciascun volo durante la sua prova di 10 min secondo un insieme di criteri di analisi. I seguenti criteri sono utilizzati per determinare se i dati di ogni volo saranno utilizzati per l&#39;analisi dei dati e sono progettati per eliminare le mosche che sono in grado di eseguire l&#39;operazione di ricerca alimentare a causa di infortunio, malattia, stress, o la manc...

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A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In questo articolo video, descriviamo un test automatico per misurare l&#39;effetto della fame o sazietà su olfattiva dipende comportamento di ricerca di cibo nel frutto adulto Drosophila melanogaster.

A Single-fly saggio per comportamento alimentare in<em&gt; Drosophila</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

a-single-fly-assay-for-foraging-behavior-in-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

13.1K Views.  University of California-San Diego.  In questo articolo video, descriviamo un test automatico per misurare l'effetto della fame o sazietà su olfattiva dipende comportamento di ricerca di cibo nel frutto adulto Drosophila melanogaster. 

Video: A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Registrazioni Sensillum singolo in Insetti Drosophila melanogaster E Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Ricerca

Neuroscienze

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

Metodi per test Drosophila Comportamento

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

In this video, we describe a procedure for implanting a chronic optical imaging chamber over the dorsal spinal cord of a live mouse. The chamber, surgical procedure, and chronic imaging are reviewed and demonstrated.

Una procedura di impianto del Camera spinale per longitudinale<em&gt; In Vivo</em&gt; Imaging del cavo del mouse spinale

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by ...

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy and cheap methods to distinguish between individuals in a trial. A standard technique for this is CO2 anaesthesia and then labelling or wing clipping each fly. However, this is invasive and has been shown to affect behavior. Other techniques have used coloration to identify flies. This article presents a simple and non-invasive method for labelling Drosophila that allows them to be individually identified within experiments, using food coloring. This method is used in trials where two males compete to mate with a female. Dyeing allowed quick and easy identification. There was, however, some difference in the strength of the coloration across the three species tested. Data is presented showing the dye has a lower impact on mating behavior than CO2 in Drosophila melanogaster. The impact of CO2 anaesthesia is shown to depend on the species of Drosophila, with D. pseudoobscura and D. subobscura showing no impact, whereas D. melanogaster males had reduced mating success. The dye method presented is applicable to a wide range of experimental designs.

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

Tintoria Insetti per comportamentali saggi: il comportamento di accoppiamento di anestetizzati<em&gt; Drosophila</em

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

Foraggiamento protocollo percorso di lunghezza per<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Le larve

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

Quantification of Drosophila Grooming Behavior

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a grooming assay protocol and novel chamber design that is cost-efficient and scalable for either small or large-scale studies of Drosophila grooming. Flies are dusted all over their body with Brilliant Yellow dye and given time to remove the dye from their bodies within the chamber. Flies are then deposited in a set volume of ethanol to solubilize the dye. The relative spectral absorbance of dye-ethanol samples for groomed versus ungroomed animals are measured and recorded. The protocol yields quantitative data of dye accumulation for individual flies, which can be easily averaged and compared across samples. This allows experimental designs to easily evaluate grooming ability for mutant animal studies or circuit manipulations. This efficient procedure is both versatile and scalable. We show work-flow of the protocol and comparative data between WT animals and mutant animals for the Drosophila type I Dopamine Receptor (DopR).

This protocol describes a scalable individual grooming assay technique in Drosophila that yields robust, quantitative data to measure grooming behavior. The method is based on comparing the difference in dye accumulation on the bodies of un-groomed versus groomed animals over a set period of time.

Quantificazione del comportamento del grooming di Drosophila

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a ...

High-throughput Analysis of Locomotor Behavior in the Drosophila Island Assay

Advances in next-generation sequencing technologies contribute to the identification of (candidate) disease genes for movement disorders and other neurological diseases at an increasing speed. However, little is known about the molecular mechanisms that underlie these disorders. The genetic, molecular, and behavioral toolbox of Drosophila melanogaster makes this model organism particularly useful to characterize new disease genes and mechanisms in a high-throughput manner. Nevertheless, high-throughput screens require efficient and reliable assays that, ideally, are cost-effective and allow for the automatized quantification of traits relevant to these disorders. The island assay is a cost-effective and easily set-up method to evaluate Drosophila locomotor behavior. In this assay, flies are thrown onto a platform from a fixed height. This induces an innate motor response that enables the flies to escape from the platform within seconds. At present, quantitative analyses of filmed island assays are done manually, which is a laborious undertaking, particularly when performing large screens.
This manuscript describes the &#34;Drosophila Island Assay&#34; and &#34;Island Assay Analysis&#34; algorithms for&#160;high-throughput, automated data processing and quantification of island assay data. In the setup, a simple webcam connected to a laptop collects an image series of the platform while the assay is performed. The &#34;Drosophila Island Assay&#34; algorithm developed for the open-source software Fiji processes these image series and quantifies, for each experimental condition, the number of flies on the platform over time. The &#34;Island Assay Analysis&#34; script, compatible with the free software R, was developed to automatically process the obtained data and to calculate whether treatments/genotypes are statistically different. This greatly improves the efficiency of the island assay and makes it a powerful readout for basic locomotion and flight behavior. It can thus be applied to large screens investigating fly locomotor ability, Drosophila models of movement disorders, and drug efficacy.

High-throughput Analysis of Locomotor Behavior in the Drosophila Island Assay

The island assay is a relatively new, cost-effective assay that can be used to evaluate the basic locomotor behavior of Drosophila melanogaster. This manuscript describes algorithms for automatic data processing and objective quantification of island assay data, making this assay a sensitive, high-throughput readout for large genetic or pharmacological screens.

High-throughput analisi del comportamento motorio nell'analisi di Isola della drosofila

Advances in next-generation sequencing technologies contribute to the identification of (candidate) disease genes for movement disorders and other ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.

Il comportamento larvale della drosofila in risposta alla stimolazione optogenetica dei neuroni olfattivi di rilevamento

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a ...

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. Learning-induced changes in synaptic transmission are often distributed across many neurons and levels of processing in the brain. Therefore, methods to visualize learning-dependent synaptic plasticity across neurons are needed. The fruit fly Drosophila melanogaster represents a particularly favorable model organism to study neuronal circuits underlying learning. The protocol presented here demonstrates a way in which the processes underlying the formation of associative olfactory memories, i.e., synaptic activity and their changes, can be monitored in vivo. Using the broad array of genetic tools available in Drosophila, it is possible to specifically express genetically encoded calcium indicators in determined cell populations and even single cells. By fixing a fly in place, and opening the head capsule, it is possible to visualize calcium dynamics in these cells whilst delivering olfactory stimuli. Additionally, we demonstrate a set-up in which the fly can be subjected, simultaneously, to electric shocks to the body. This provides a system in which flies can undergo classical olfactory conditioning - whereby a previously na&#239;ve odor is learned to be associated with electric shock punishment - at the same time as the representation of this odor (and other untrained odors) is observed in the brain via two-photon microscopy. Our lab has previously reported the generation of synaptically localized calcium sensors, which enables one to confine the fluorescent calcium signals to pre- or postsynaptic compartments. Two-photon microscopy provides a way to spatially resolve fine structures. We exemplify this by focusing on neurons integrating information from the mushroom body, a higher-order center of the insect brain. Overall, this protocol provides a method to examine the synaptic connections between neurons whose activity is modulated as a result of olfactory learning.

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Here we present a protocol with which pre- and/or postsynaptic calcium can be visualized in the context of Drosophila learning and memory. In vivo calcium imaging using synaptically localized calcium sensors is combined with a classical olfactory conditioning paradigm such that the synaptic plasticity underlying this type of associative learning may be determined.

In Vivo Optical Calcium Imaging della plasticità sinaptica indotta dall'apprendimento in Drosophila melanogaster

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. ...

A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila

To select food with nutritional value while avoiding the consumption of harmful agents, animals need a sophisticated and robust taste system to evaluate their food environment. The fruit fly, Drosophila melanogaster, is a genetically tractable model organism that is widely used to decipher the molecular, cellular, and neural underpinnings of food preference. To analyze fly food preference, a robust feeding method is needed. Described here is a two-choice feeding assay, which is rigorous, cost-saving, and fast. The assay is Petri-dish-based and involves the addition of two different foods supplemented with blue or red dye to the two halves of the dish. Then, ~70 prestarved, 2-4-day-old flies are placed in the dish and&#160;allowed to choose between blue and red foods in the dark for about 90 min. Examination of the abdomen of each fly is followed by the calculation of the preference index. In contrast to multiwell plates, each Petri dish takes only ~20 s to fill and saves time and effort. This feeding assay can be employed to quickly determine whether flies like or dislike a particular food.

A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila

We present a protocol for a two-choice feeding assay for flies. This feeding assay is fast and easy to run and is suitable not only for small-scale laboratory research, but also for high-throughput behavioral screens in flies.

Un saggio rapido di preferenza alimentare in Drosophila

To select food with nutritional value while avoiding the consumption of harmful agents, animals need a sophisticated and robust taste system to evaluate ...