1. Odore diluizioni <ol><li> La maggior parte dei odoranti sono solubili in olio di paraffina. Tuttavia, DMSO o l&#39;etanolo può essere utilizzato anche come solventi alternativi per gli odori particolari. Preparare diluizioni appropriate (ad esempio 1:10 del volume: volume, v: v) da odoranti puro in flaconcini di vetro. La maggior parte degli odori diluizioni sono stabili a temperatura ambiente, ma per i composti altamente volatili è meglio fare diluizioni di lavoro su base settimanale. Ogni sensillum risponde a diversi odori all&#39;interno di un range di concentrazione diversa. Per Drosophila, un utile look-up table per concentrazioni adeguate per l&#39;utilizzo con un sensillum dato può essere trovato in 6, 7. Per l&#39;esperimento video, usiamo l&#39;olio di paraffina come un controllo di solvente e acetato di metile (10 -6 v: v in olio di paraffina) e 1-octen-3-olo (10 -7 v: v in olio di paraffina) per Drosophila e Anopheles registrazioni, rispettivamente. </li><li> Utilizzando le forbici, tagliare la carta cromatografia in 3 mm x 5 strisce di cm in modo che si inserisce all&#39;interno di pipette Pasteur. </li><li> Pipettare 30 ml di odore desiderato su una striscia di carta da filtro e inserirlo nella pipetta di vetro. Tagliare ~ 3 cm di tubo linea d&#39;aria e inserirlo nella parte aperta della pipetta, chiudendolo con un connettore. Il connettore è utilizzato per sigillare la pipetta che sarà poi collegato alla linea aerea tubo di una pompa ad aria quando è il momento di consegnare l&#39;odore durante l&#39;esperimento. </li></ol> 2. Odore di consegna del sistema <ol><li> Utilizzando un piccolo trapano, tagliare un 10 ml di plastica pipetta sierologica (ad esempio in 4 ml di marchio) e creare due buchi (per esempio al ml -1,5 e -0,5 punti mL) che verrà utilizzato per contenere le pipette contenenti gli odori. Inserire una punta di 200 microlitri pipetta in attacco spinato e introdurre l&#39;accoppiatore in punta smussata della pipetta 10 ml. La pipetta verrà utilizzato come parte del sistema di consegna per odoranti. </li><li> Fissare la pipetta su un supporto magnetico con una pinza pipetta e posizionarlo vicino al microscopio. </li></ol> 3. Elettrodi affilatura <ol><li> Per affilare gli elettrodi, preparare una soluzione 0,5 M di idrossido di potassio (KOH) e filtro per rimuovere le polveri sottili (ad esempio utilizzando un filtro di 45 micron). Prendete una siringa da 20 ml e fare un piccolo foro (circa 2 mm di diametro) usando un ago sul muro vicino alla punta (~ 1 cm dalla punta), in cui viene inserito il filo elettrico (Figura 1A). </li><li> Riempire la siringa con 0,5 M KOH, e bloccarlo su un supporto al microscopio in modo che la punta si trova nel campo di vista (Figura 1B, C). Inserire il filo elettrico nel piccolo foro sul muro siringa (Figura 1B), assicurandosi che il filo non è direttamente di fronte all&#39;ingresso della siringa. Collegare questo filo al catodo di un alimentatore DC (ad esempio, Wild Heerbrugg MTR32, vedi metodi) o un polo di un alimentatore AC (es. Wild Heerbrugg LEP-990018). Fissare l&#39;albero portaelettrodo sul micromanipolatore manuale sul lato destro del microscopio, e collegare un cavo elettrico alla base del pozzo elettrodo titolare con un coccodrillo. Collegare il cavo verso l&#39;anodo della tensione di alimentazione DC o l&#39;altro polo della tensione di alimentazione AC (Figura 1A). </li><li> Inserire il filo di tungsteno (~ 5 cm di lunghezza) nel portaelettrodo, e collegarlo con l&#39;albero elettrodo titolare del manipolatore. Impostare l&#39;alimentazione a 6 V, e inserire la punta del filo nella siringa ripetutamente per affinare esso, facendo attenzione a monitorare la punta al microscopio durante il processo (Figura 1C). Per ottenere un elettrodo ideale per la registrazione, posto al 90% della sua lunghezza nella soluzione per un massimo di 1 minuto, ed estrarlo lentamente. Quindi inserire solo circa il 50% degli elettrodi ad ulteriori sottili per 30 s, e ripeterlo per ottenere la punta del filo affilato (~ 10 volte). La punta dell&#39;elettrodo deve essere abbastanza sottile per entrare nella sensillum, ma non così bene come piegare quando si tocca durante le registrazioni (i punti 6 e 7). Anche se a guardare la punta dell&#39;elettrodo sotto il microscopio da dissezione mentre viene affilata è una buona indicazione del suo spessore, solo guardando al microscopio ad alto ingrandimento registrazione darà una chiara idea se un elettrodo dato è adatto per la registrazione. </li></ol> 4. Insetti di preparazione: Drosophila antenna <ol><li> Costruire un aspiratore volare. Tagliare un pezzo di tubo linea d&#39;aria abbastanza a lungo per appendere comodamente al collo (circa 90 - 120 cm). Tagliare la punta di una punta di 200 microlitri pipetta e inserirlo in una delle estremità del tubo. Dall&#39;altro fine, la posizione di un ~ 1.5 cm x 1.5 cm di pezzo rete in modo che crea una barriera fisica ma non impedisce il flusso dell&#39;aria dal tubo. Tagliare la punta di una punta di pipetta da 1 ml e la posizione alla fine più ampio sulla parte superiore del tubo di apertura, bloccando la rete in mezzo. Questa parte sarà utilizzata per raccogliere e manipolare le mosche aceto adulto (Figura 2). </li><li> Prendere un vetrino da microscopio e luogo un pezzo di cera dentale o meno a metà del lato lungo. Su di esso positiona copertura in vetro leggermente inclinato verso l&#39;alto (~ 30), facendo in modo che la cera non è direttamente sotto la parte più alta, che impedirebbe la visualizzazione del moscerino della frutta sotto il microscopio. Tirare un elettrodo di vetro con l&#39;estrattore verticale. La sua punta deve essere sottile e sufficientemente flessibile per adattarsi tra il secondo e il terzo segmento antennale, e mantenere la stabilità antenna per le registrazioni. Posizionare l&#39;elettrodo di vetro su un altro pezzo di cera e posizionarlo sul lato del vetro di copertura, è tale che quando la punta si abbassa a raggiungere l&#39;angolo del vetro di copertura (Figura 3A). </li><li> Lavoro da una bottiglia o flacone di mosche adulte del genotipo desiderato, prendere un volo per adulti aceto con l&#39;aspiratore volare. Anche se le femmine sono solitamente utilizzati a causa delle loro dimensioni più grandi, i maschi possono anche essere utilizzati. Inserire una punta di 200 microlitri pipetta sulla sommità della punta da 1 ml per evitare la fuoriuscita di volare. Soffiare nel tubo, in modo che la mosca è spinto verso la fine della punta della pipetta 200 microlitri. Tagliare la parte più larga della punta della pipetta con la lama di rasoio di pochi millimetri di distanza dal volo stesso, quindi inserire la cera per evitare che al volo da tirarsi indietro. Sotto un microscopio, tagliare di nuovo vicino alla testa della mosca aceto, facendo attenzione a non danneggiare l&#39;animale. Con un puntale piccolo, spingere la cera per forzare la testa volare in modo che circa la metà degli occhi estrudere dalla punta (Figura 3B). Assicurarsi che le gambe non escono pure, o potrebbero muoversi e interferire con le registrazioni. </li><li> Montare il volo su un pezzo di cera, con la testa rivolta verso l&#39;alto, e posizionarlo sul vetrino di fronte al vetro di copertura. Spingere la testa leggermente contro l&#39;angolo del vetro, in modo che le antenne estendono e riposo sul vetro. Abbassare la punta del capillare di vetro tra il secondo e il terzo segmento antennale (Figura 3B). </li><li> Diverse parti del antenna darà accesso a diversi tipi di sensilli. A seconda dei particolari esigenze di sperimentazione, l&#39;antenna dovrà essere orientata in modo diverso per consentire l&#39;accesso a diversi tipi di sensilli. Per registrare da grandi sensilli basiconic come nel nostro esempio, l&#39;arista viene spinto verso il basso sul vetro (Figura 3B). </li></ol> 5. Insetti di preparazione: Anopheles palpi mascellari <ol><li> L&#39;utilizzo di un aspiratore elettrico (2E Figura), raccogliere 40-60 3-5 giorni zanzare vecchi (maschi e femmine misto) nella gabbia di plastica (Figura 2F). Le zanzare avrebbe dovuto essere allevati in condizioni normali, cioè in un insetto o insectary incubatore a 25-28 ° C con 70-80% di umidità. Posizionare la gabbia di plastica con gli animali su ghiaccio per circa 15 minuti fino a quando non sono anestetizzati dal freddo. Una volta che gli animali hanno smesso di muoversi, il trasferimento di solo il 4-6 animali allo stadio sotto il microscopio in qualsiasi momento, mantenendo il resto degli animali sul ghiaccio durante le procedure. Anche se le femmine sono solitamente utilizzati per la loro sensibilità alla CO 2, maschi possono anche essere impiegati. Selezionare le zanzare femmina o maschio, a giudicare dalla struttura della loro antenna (piuma-come nelle femmine, filamento simile nei maschi), e rimuovere le ali e le gambe con una pinza sottile per immobilizzare loro. Tenerli in un bicchiere di plastica con una piccola carta bagnata in fondo, per impedire loro di seccare. </li><li> Mettere due pezzi di nastro biadesivo (~ 1 cm di lunghezza) paralleli tra loro (~ 1 cm di distanza), al centro e ai lati del vetro diapositive (Figura 3C). Utilizzando una pinza sottile, porre una zanzara sul nastro centrale sotto il microscopio da dissezione, e ruotare lateralmente e bastone il suo corpo e un occhio sul nastro. Regolare la posizione del palpi mascellari in modo che entrambe palpi estendere parallelo sul nastro (Fig. 3D). Fissare la palpi mascellari mettendo corde sottili (ad esempio capelli umani) sia alla base e sulla punta della palpi (Figura 3D). Il nastro laterale è usata come repository per le corde sottili, mentre il nastro centrale deve essere sostituito dopo ogni registrazione (Figura 3C). </li></ol> 6. Registrazione di Drosophila melanogaster <ol><li> Mettere il vetrino sotto il microscopio (Figura 4A) a basso ingrandimento e posizionare l&#39;antenna o meno al centro del campo visivo (FOV) (Figura 4B). Abbassare delicatamente gli elettrodi in modo che l&#39;elettrodo di riferimento si trova vicino l&#39;occhio della mosca e l&#39;elettrodo di registrazione è vicino all&#39;antenna (Figura 4C). Aumentare l&#39;ingrandimento e riposizionare l&#39;antenna al centro del FOV (fig. 4D). </li><li> Luogo la consegna vicino odore dispositivo alla testa della mosca, indicando l&#39;antenna. </li><li> A basso ingrandimento (Figura 4C), inserire l&#39;elettrodo di riferimento negli occhi della mosca. Abbassare l&#39;elettrodo di registrazione in cima dell&#39;antenna, senza toccare la superficie. </li><li> Il passaggio a forte ingrandimento, controllo l&#39;elettrodo di registrazione con il micromanipolatore e inserirla in un sensillum selezionato (Figura 4D). Qualsiasi punto della lunghezza sensillum è buono per la registrazione. Una volta all&#39;interno della sensillum, l&#39;elettrodo può essere spinto più in (a volte fino in fondo)per ottenere un segnale migliore per rumore. Una volta che l&#39;elettrodo è in sensillum, l&#39;attività spontanea delle cellule possono essere rilevati. </li></ol> 7. Registrazione Anopheles gambiae <ol><li> Posizionare il vetrino sotto il microscopio a basso ingrandimento (10x) e posizionare la palpi mascellari all&#39;incirca nel mezzo del campo visivo e la testa in alto (Figura 4E). Ruotare lo stadio fino a quando uno dei palpi è ad angolo retto con l&#39;elettrodo di registrazione. </li><li> Regolare l&#39;altezza degli elettrodi in modo che l&#39;elettrodo di riferimento è posizionato appena sopra l&#39;occhio della zanzara e l&#39;elettrodo di registrazione è vicino al palpi mascellari. </li><li> Posizionare il dispositivo di erogazione odore in modo che sia il più vicino possibile al palpi. </li><li> Inserire l&#39;elettrodo di riferimento negli occhi a basso ingrandimento (10x), e di passare al più alto ingrandimento (100x), inserire l&#39;elettrodo di registrazione nel sensillum piolo sul palp (4F Figura). Una volta che l&#39;elettrodo è in sensillum, l&#39;attività spontanea delle cellule possono essere rilevati. </li></ol> 8. Rappresentante risultati A seconda del sensillum e la qualità della registrazione, si possono distinguere un diverso numero di neuroni olfattivi all&#39;interno di una singola traccia. Nel sensilli grande basiconic di Drosophila melanogaster, per esempio, tra 2 e 4 cellule che si differenziano per ampiezza picco dovrebbe comparire durante la registrazione 9, 10. Nel nostro esperimento video, la Drosophila AB2 sensillum mostra due cellule, una A cella (Figura 5, picchi blu) e una cellula B (Figura 5, picchi verdi). Nessuno dei due cellulari è attivato durante l&#39;applicazione di olio di paraffina (Figura 5A), mentre solo il Una cellula risponde alla diluizione 10 -6 di acetato di metile (Figura 5B). Nel palp mascellare di Anopheles gambiae, il scanalate piolo sensillum contiene tre celle, ma solo due sono facilmente discriminati (Figura 5C, picchi blu e verde, rispettivamente). Nell&#39;esperimento video che mostra come la cellula B risponde a un -7 10 diluizione di 1-octen-3-olo (Figura 5D). <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. Elettrodo temperamatite (A) Veduta generale dell&#39;apparato elettrodo temperamatite. (B) La siringa contenente 0,5 M KOH (a sinistra) utilizzati per affinare l&#39;elettrodo (a destra). (C) primo piano la punta dell&#39;elettrodo successivo all&#39;apertura della siringa. <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2. Come preparare un aspiratore mosca e aspiratore zanzara (A) A partire materiale:... Tubi in linea d&#39;aria in plastica, due puntali taglio, e mesh (B) L&#39;aspiratore volare una volta che è completato (C) Particolare del fine che viene utilizzato per catturare le mosche aceto (D) Particolare l&#39;altra estremità del aspiratore volare. (E) L&#39;aspiratore elettrico per la raccolta delle zanzare è costituito da un corpo principale e una gabbia in plastica staccabile. (F) La gabbia di plastica staccabile per le zanzare. <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig3.jpg" alt="Figura 3" /> Figura 3. Preparazione di un moscerino della frutta (Drosophila melanogaster) e una zanzara della malaria (Anopheles gambiae) per la registrazione (A) Immagine di un aceto volano montato sulla diapositiva prima di posizionare sotto il microscopio. (B), primo piano della testa del moscerino della frutta con l&#39;antenna mantenuto in posizione dalla capillare di vetro. (C) Immagine di una zanzara montato su la diapositiva. (D) primo piano della testa zanzara con proboscide e palpi attaccare sul nastro. <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig4.jpg" alt="Figura 4" /> Figura 4. Registrazione da un moscerino della frutta (Drosophila melanogaster) e una zanzara della malaria (Anopheles gambiae) (A) Vista l&#39;impostazione elettrofisiologia. (B), primo piano della preparazione volano montato sul microscopio. Si noti la rispettiva posizione degli elettrodi di registrazione (a sinistra), il sistema di erogazione degli odori (al centro pipetta), e l&#39;elettrodo di registrazione (a destra). (C) Immagine della mosca nell&#39;ambito dell&#39;obiettivo 10x. (D) Immagine dell&#39;antenna volare sotto l&#39;obiettivo 100x;. sensilli grande basiconic (frecce), intervallati tra i non-sensoriale capelli (punte di freccia) (E) 10x vista di una zanzara montato per la registrazione (F) vista Alto ingrandimento: il palp zanzara e un sensillum PEG (freccia). . <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig5.jpg" alt="Figura 5" /> Figura 5. Esempi di registrazioni da Drosophila melanogaster eAnopheles gambiae (A) La sensillum ab2 di Drosophila melanogaster ospita due neuroni sensoriali;.. A cella (picchi blu) e delle cellule B (punte verdi) (B) Le cellule A e B durante l&#39;applicazione del 10 -6 acetato di metile (C) L&#39; peg sensillum di Anopheles gambiae ospita due neuroni sensoriali, il Una cellula (picchi blu) e delle cellule B (punte verdi) (D) Applicazione del 10 -7 1-octen-3-ol per i sensillum piolo..

<ol>
	<li>Boeckh, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elektrophysiologische+Untersuchungen+an+einzelnen+Geruchsrezeptoren+auf+der+Antenne+des+TotengrAbers+(Necrophorus+Coleoptera).">Elektrophysiologische Untersuchungen an einzelnen Geruchsrezeptoren auf der Antenne des TotengrAbers (Necrophorus Coleoptera).</a> Z. Vergl. Physiol. 46, 212-248 (1962).</li><li>Schneider, D., Hecker, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zur+Elektrophysiologic+der+Antenne+des+Seidenspinners+Bombyx+mori+bei+Reizung+mit+angereicherten+Extrakten+des+Sexuallockstoffes.">Zur Elektrophysiologic der Antenne des Seidenspinners Bombyx mori bei Reizung mit angereicherten Extrakten des Sexuallockstoffes.</a> Z. Naturforschg. 11b, 121-124 (1956).</li><li>Touhara, K., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sensing+odorants+and+pheromones+with+chemosensory+receptors.">Sensing odorants and pheromones with chemosensory receptors.</a> Annu Rev Physiol. 71, 307-332 (2009).</li><li>Sato, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+olfactory+receptors+are+heteromeric+ligand-gated+ion+channels.">Insect olfactory receptors are heteromeric ligand-gated ion channels.</a> Nature. 452, 1002-1006 (2008).</li><li>Wicher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+odorant+receptors+are+both+ligand-gated+and+cyclic-nucleotide-activated+cation+channels.">Drosophila odorant receptors are both ligand-gated and cyclic-nucleotide-activated cation channels.</a> Nature. 452, 1007-1011 (2008).</li><li>Hallem, E. A., Ho, M. G., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+molecular+basis+of+odor+coding+in+the+Drosophila+antenna.">The molecular basis of odor coding in the Drosophila antenna.</a> Cell. 117, 965-979 (2004).</li><li>Hallem, E. A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+odors+by+a+receptor+repertoire.">Coding of odors by a receptor repertoire.</a> Cell. 125, 143-160 (2006).</li><li>Boeckh, J., Kaissling, K. E., Schneider, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+olfactory+receptors.">Insect olfactory receptors.</a> Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 30, 263-280 (1965).</li><li>de Bruyne, M., Foster, K., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+Drosophila+antenna.">Odor coding in the Drosophila antenna.</a> Neuron. 30, 537-552 (2001).</li><li>Lu, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+maxillary+palp+of+the+malaria+vector+mosquito+Anopheles+gambiae.">Odor coding in the maxillary palp of the malaria vector mosquito Anopheles gambiae.</a> Curr Biol. 17, 1533-1544 (2007).</li><li>Hallem, E. A., Fox, A. N., Zwiebel, L. J., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfaction:+mosquito+receptor+for+human-sweat+odorant.">Olfaction: mosquito receptor for human-sweat odorant.</a> Nature. 427, 212-213 (2004).</li><li>Couto, A., Alenius, M., Dickson, B. J. M. o. l. e. c. u. l. a. r. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=anatomical,+and+functional+organization+of+the+Drosophila+olfactory+system.">anatomical, and functional organization of the Drosophila olfactory system.</a> Curr. Biol. 15, 1535-1547 (2005).</li><li>Fishilevich, E., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+and+functional+subdivision+of+the+Drosophila+antennal+lobe.">Genetic and functional subdivision of the Drosophila antennal lobe.</a> Curr Biol. 15, 1548-1553 (2005).</li></ol>

Stimoli olfattivi vengono utilizzati dagli organismi di identificare fonti di cibo, potenziali compagni, e predatori. Neuroni sensoriali olfattivi (OSNs) sono al centro primo relè tra stimoli esterni e centri superiori del cervello dove le informazioni vengono successivamente trattati. In Drosophila melanogaster e Anopheles gambiae, OSNs sono facilmente accessibili e la loro attività elettrica possono essere monitorati, mentre stimolato da sbuffi odore. Il singolo di regi...

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		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Paraffin oil</td>
<td>Odors</td>
<td>Fluka</td>
<td>76235</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>High purity odors (&gt;98%)</td>
<td>Odors</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Methyl acetate 
#296996 
1-octen-3-ol 
#74950 </td>
</tr>
<tr>
<td>Filter paper strips</td>
<td>Odors</td>
<td>Fisherbrand</td>
<td>05-714-1</td>
<td>Chromatography paper</td>
</tr>
<tr>
<td>Connectors</td>
<td>Odors</td>
<td>Cole-Parmer</td>
<td>EW-06365-40</td>
<td>1/16x1/8"</td>
</tr>
<tr>
<td>Glass vials</td>
<td>Odors</td>
<td>Agilent Technologies</td>
<td>5182-0556</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Air line plastic tubing</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Python Products</td>
<td>500PAL</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1 serological pipette</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Corning</td>
<td>4101</td>
<td>10 mL</td>
</tr>
<tr>
<td>Plastic tubing</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Cole-Parmer</td>
<td>EW-06418-0</td>
<td>0.050"x0.090"OD</td>
</tr>
<tr>
<td>Disposable borosilicate glass Pasteur pipettes</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>FisherBrand</td>
<td>13-678-20A</td>
<td>5-3/4 inches</td>
</tr>
<tr>
<td>Programmable stimulus controller</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Syntech</td>
<td>CS-55</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Anti-vibration table</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>TMC</td>
<td>63533</td>
<td>36&#x201D;Wx30&#x201D;Dx29&#x201D;H</td>
</tr>
<tr>
<td>Faraday cage</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>TMC</td>
<td>MI8133303</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Inverted microscope</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Nikon</td>
<td>E600FN ECLIPSE</td>
<td>Recording microscope</td>
</tr>
<tr>
<td>10x and 100x objectives</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Nikon</td>
<td>10x Plan Fluor 100x L Plan</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dissecting microscope</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Nikon</td>
<td>EZ645</td>
<td>electrode sharpening/insect prep microscope</td>
</tr>
<tr>
<td>Magnetic stands</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Newport</td>
<td>MODEL 150</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>IDAC</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>IDAC-4</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Acquisition software</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>Autospike</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1 macromanipulator</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>NARISHIGE</td>
<td>MN-151</td>
<td>Joystick manipulator 
Used for positioning reference electrode
</td>
</tr>
<tr>
<td>1 micromanipulator</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>EXFO</td>
<td>PCS-6000</td>
<td>Used for positioning recording electrode</td>
</tr>
<tr>
<td>Crocodile clip</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Pomona</td>
<td>AL-B-12-0</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Electric cable</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Pomona</td>
<td>B-36-0</td>
<td>Test Cable Assembly</td>
</tr>
<tr>
<td>2 electrode holders</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>N/A</td>
<td>Electrode holders (set of 2) for tungsten wire electrode</td>
</tr>
<tr>
<td>AC probe</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>N/A</td>
<td>Universal single ended probe (10xAC)</td>
</tr>
<tr>
<td>Tungsten electrodes</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Microprobes</td>
<td>M210</td>
<td>straight tungsten rods, 0.005&#x201C;x3&#x201C;</td>
</tr>
<tr>
<td>Potassium hydroxide</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>221473</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Syringe</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>BD</td>
<td>301625</td>
<td>20 mL</td>
</tr>
<tr>
<td>Power supply</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>WILD HEERBRUGG 6V 40W</td>
<td>e.g MTR32</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Vertical puller</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Narishige</td>
<td>PB-7</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Razor blade</td>
<td>Insect prep</td>
<td>VWR</td>
<td>55411-050</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dental wax</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Patterson</td>
<td>091-1503</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Microscope slide</td>
<td>Insect prep</td>
<td>FisherBrand</td>
<td>12-550A</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Cover glass</td>
<td>Insect prep</td>
<td>FisherBrand</td>
<td>12-541A</td>
<td>18X18 #1.5</td>
</tr>
<tr>
<td>Polypropylene mesh</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Small Parts inc.</td>
<td>CMP-0500-B</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Glass electrode</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Frederick Haer & Co.</td>
<td>27-32-0-075</td>
<td>Capillary tubing borosilicate 1.5mm OD x 1.12mm ID x 75 mm</td>
</tr>
<tr>
<td>Double-sided tape (3M)</td>
<td>Insect prep</td>
<td>3M</td>
<td>MMM6652P3436</td>
<td>Double-sided tape (3M)</td>
</tr>
<tr>
<td>Forceps</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>021x0053</td>
<td>Dumont #5 Mirror Finish Forceps</td>
</tr>
<tr>
<td>Small plastic cup</td>
<td>Insect prep</td>
<td>VWR</td>
<td>89009-662</td>
<td>7 x 5.7 (23/4 x 21/4)</td>
</tr>
<tr>
<td>Electric aspirator</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Gempler&#x2019;s</td>
<td>RHM200</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

single sensillum recordings in the insects drosophila melanogaster and anopheles gambiae

L&#39;olfatto è essenziale per gli insetti di trovare cibo, compagni, predatori e siti di deposizione delle uova 3. Insetti neuroni olfattivi sensoriali (OSNs) sono racchiusi in peli sensoriali chiamati sensilli, che coprono la superficie degli organi olfattivi. La superficie di ogni sensillum è coperta di minuscoli pori, attraverso i quali passano odoranti e si dissolvono in un liquido chiamato linfa sensillum, che bagna i dendriti sensoriali della OSNs ospitato in un sensillum dato. I dendriti OSN esprimere recettore odorizzante (OR) proteine, che in funzione di insetti come odore canali ionici 4, 5. L&#39;interazione di odoranti con OR aumenta o diminuisce la velocità basale cottura della OSN. Questa attività neuronale, sotto forma di potenziali d&#39;azione rappresenta la prima rappresentazione della qualità, intensità e caratteristiche temporali del odorizzante 6, 7. Dato il facile accesso a questi peli sensoriali, è possibile effettuare registrazioni extracellulari da OSNs singolo con l&#39;introduzione di un elettrodo di registrazione nella linfa sensillum, mentre l&#39;elettrodo di riferimento si trova nella linfa degli occhi o del corpo dell&#39;insetto. In Drosophila, sensilli casa da uno a quattro OSNs, ma ogni OSN mostra tipicamente un caratteristico picco di ampiezza. Tecniche di ordinamento Spike permettono di assegnare le risposte spiking a OSNs individuali. Questo singolo registrazione sensillum (SSR) tecnica controlla la differenza di potenziale tra la linfa sensillum e l&#39;elettrodo di riferimento come picchi elettrici che vengono generati dall&#39;attività recettore sulla OSNs 1, 2, 8. Cambiamenti nel numero di picchi in risposta alla odorizzante rappresentare la base cellulare di odore di codifica negli insetti. Qui, descriviamo il metodo di preparazione attualmente in uso nel nostro laboratorio per eseguire SSR sulla Drosophila melanogaster e Anopheles gambiae, e mostrano tracce di rappresentanza indotta dalla odoranti in un sensillum specifico modo.

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Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Risposte elettrofisiologiche dei neuroni sensoriali olfattivi di odori può essere misurata in insetti utilizzando registrazioni sensillum singolo. In questo articolo il video ci mostrerà come eseguire registrazioni sensillum singolo nelle antenne del moscerino della frutta (<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt;) E la palpi mascellari della zanzara della malaria (<em&gt; Anopheles gambiae</em&gt;).

Registrazioni Sensillum singolo in Insetti Drosophila melanogaster E Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

25.0K Views.  Rockefeller University. Risposte elettrofisiologiche dei neuroni sensoriali olfattivi di odori può essere misurata in insetti utilizzando registrazioni sensillum singolo. In questo articolo il video ci mostrerà come eseguire registrazioni sensillum singolo nelle antenne del moscerino della frutta ( Drosophila melanogaster) E la palpi mascellari della zanzara della malaria ( Anopheles gambiae).

Video: Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

Singola unità In vivo Registrazioni dal chiasma ottico di Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

Ricerca

Neuroscienze

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" (or "startle") response during the adult stage is mediated by the multi-component neuronal circuit called the Giant Fiber System (GFS). The comparative large size of the neurons, their distinctive morphology and simple connectivity make the GFS an attractive model system for studying neuronal circuitry. The GFS pathway is composed of two bilaterally symmetrical Giant Fiber (GF) interneurons whose axons descend from the brain along the midline into the thoracic ganglion via the cervical connective. In the mesothoracic neuromere (T2) of the ventral ganglia the GFs form electro-chemical synapses with 1) the large medial dendrite of the ipsilateral motorneuron (TTMn) which drives the tergotrochanteral muscle (TTM), the main extensor for the mesothoracic femur/leg, and 2) the contralateral peripherally synapsing interneuron (PSI) which in turn forms chemical (cholinergic) synapses with the motorneurons (DLMns) of the dorsal longitudinal muscles (DLMs), the wing depressors. The neuronal pathway(s) to the dorsovental muscles (DVMs), the wing elevators, has not yet been worked out (the DLMs and DVMs are known jointly as indirect flight muscles - they are not attached directly to the wings, but rather move the wings indirectly by distorting the nearby thoracic cuticle) (King and Wyman, 1980; Allen et al., 2006). The di-synaptic activation of the DLMs (via PSI) causes a small but important delay in the timing of the contraction of these muscles relative to the monosynaptic activation of TTM (~0.5 ms) allowing the TTMs to first extend the femur and propel the fly off the ground. The TTMs simultaneously stretch-activate the DLMs which in turn mutually stretch-activate the DVMs for the duration of the flight. The GF pathway can be activated either indirectly by applying a sensory (e.g."air-puff" or "lights-off") stimulus, or directly by a supra-threshold electrical stimulus to the brain (described here). In both cases, an action potential reaches the TTMs and DLMs solely via the GFs, PSIs, and TTM/DLM motoneurons, although the TTMns and DLMns do have other, as yet unidentified, sensory inputs. Measuring "latency response" (the time between the stimulation and muscle depolarization) and the "following to high frequency stimulation" (the number of successful responses to a certain number of high frequency stimuli) provides a way to reproducibly and quantitatively assess the functional status of the GFS components, including both central synapses (GF-TTMn, GF-PSI, PSI-DLMn) and the chemical (glutamatergic) neuromuscular junctions (TTMn-TTM and DLMn-DLM). It has been used to identify genes involved in central synapse formation and to assess CNS function.

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

The Giant Fiber System is a simple neuronal circuit of adult Drosophila melanogaster containing the largest neurons in the fly. We describe the protocol for monitoring synaptic transmission through this pathway by recording post synaptic potentials in dorsal longitudinal (DLM) and tergotrochanteral (TTM) muscles following direct stimulation of the Giant Fiber interneurons.

Le registrazioni elettrofisiologiche dal Percorso di Fiber Gigante D. melanogaster</em

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" ...

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

Visualizzazione dei Propriorecettori in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larve e pupe

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

Etichettatura di singole cellule nel sistema nervoso centrale di<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Stimolazione Optogenetic del comportamento in Fuga<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Determinazione del locomotore attività spontanea in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy and cheap methods to distinguish between individuals in a trial. A standard technique for this is CO2 anaesthesia and then labelling or wing clipping each fly. However, this is invasive and has been shown to affect behavior. Other techniques have used coloration to identify flies. This article presents a simple and non-invasive method for labelling Drosophila that allows them to be individually identified within experiments, using food coloring. This method is used in trials where two males compete to mate with a female. Dyeing allowed quick and easy identification. There was, however, some difference in the strength of the coloration across the three species tested. Data is presented showing the dye has a lower impact on mating behavior than CO2 in Drosophila melanogaster. The impact of CO2 anaesthesia is shown to depend on the species of Drosophila, with D. pseudoobscura and D. subobscura showing no impact, whereas D. melanogaster males had reduced mating success. The dye method presented is applicable to a wide range of experimental designs.

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

Tintoria Insetti per comportamentali saggi: il comportamento di accoppiamento di anestetizzati<em&gt; Drosophila</em

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Condizioni che influiscono spazio sociale in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

Un test comportamentale per Mechanosensation di cloni in marcm-based<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

Un modo semplice per misurare alterazioni in ricompensa il comportamento di ricerca Utilizzando<em&gt; Drosophila melanogaster</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...