Questo lavoro è stato sostenuto dalla Fondazione AO ​​(S-08-42G) e RISystem AG. Vorremmo estendere un grande &quot;grazie!&quot; alla squadra di Stephan Zeiter presso l&#39;Istituto di Ricerca AO di Davos, in Svizzera per essere così accomodante che ci permette di usare i loro o strutture per le riprese di questa procedura chirurgica.

La cura degli animali e protocolli sperimentali sono stati seguiti in conformità alle linee guida NIH e approvati dal Centro Medico Istituzionale Animal Care and Use Committee Beth Israel Deaconess, Boston, MA. (Numero di protocollo: 098-2009) 1 Preparazione di materiali chirurgici e strumenti <ol><li> Sterilizzare tutti i materiali chirurgici e strumenti utilizzati per eseguire un intervento chirurgico prima dell&#39;uso. Confezione materiali necessari, con o senza vassoio strumento, all&#39;interno di un panno piegato o carta nella confezione e sigillare con nastro autoclave per la sterilizzazione a vapore. La temperatura dell&#39;autoclave deve essere di 125-135 ° C per 20-25 min di tempo di sterilizzazione, e poi 10-15 minuti di tempo di asciugatura. </li><li> Assicurarsi che al momento dell&#39;intervento chirurgico i ratti sono 200-250 g. Questo è molto importante perché se i ratti sono più pesanti di dimensioni, poi un fissatore dimensioni diverse deve essere usato. Per ratti deve essere usato più pesante di 250 ga ingrandita del sistema fissatore esterno. </li> &lt;/ Ol&gt; 2 Procedura chirurgica e Applicazione del fissatore esterno <ol><li> Acquisto Sprague-Dawley (o qualsiasi altro ceppo) ratti (maschio o femmina, 200-250 g) da qualsiasi fornitore di animali certificati. Seguire la cura degli animali appropriata e protocolli sperimentali in conformità con le linee guida nazionali, che è approvato dalla Institutional Animal Care and Use Committee dello sperimentatore. Lasciare un minimo di 48 ore periodo di acclimatazione prima della procedura. </li><li> Per la chirurgia, trasportare il ratto di una sala dedicata procedura chirurgica. </li><li> Anestetizzare ratto con isoflurano prima via camera di induzione, e poi continuare con maschera collegata a una macchina per anestesia a un tasso del 1,5-2% a 1-1,5 L di O 2 / min. All&#39;inizio della chirurgia assicurarsi che l&#39;animale è sotto anestesia profonda. Per fare questo, utilizzare il pedale tecnica reflex da estendere l&#39;arto e pizzicare il web tra le dita dei piedi con le dita (non la punta stessa!). L&#39;animale non è sufficiently anestetizzato se l&#39;arto è ritirata, contrazione muscolare si verifica o se l&#39;animale fa rumore. </li><li> Dopo il ratto è in anestesia generale profonda per la chirurgia, iniettare l&#39;antibiotico (cefazolina, 20 mg / kg) e la buprenorfina analgesico (dose di 0,08 mg / kg) per via intramuscolare nella gamba destra. Per evitare grandi quantità di perdita di fluido durante l&#39;intervento chirurgico somministrare per via sottocutanea calda salina sterile al 3-5% del peso corporeo prima dell&#39;intervento, e se è necessario, al fine. Applicare sterile unguento occhio agli occhi per tenerli idratati per evitare lesioni della cornea. </li><li> Dopo le iniezioni di droga, barba e pulire l&#39;intera zampa posteriore destra del ratto con chlorohezadine o altra soluzione disinfezione e trasferire l&#39;animale al tavolo operatorio. (La gamba operata deve essere uguale a quello che è stato iniettato.) </li><li> Posizionare l&#39;animale su una superficie riscaldata in posizione prona (Figura 1A). Assicurarsi che la maschera facciale rimane sul naso e la bocca di poppaer il trasferimento al tavolo operatorio, e mantenere il regime di anestesia di cui al punto 2.3). Telo l&#39;area della procedura chirurgica con un telo fenestrato sterile in modo che solo la gamba destinata all&#39;intervento è esposto. </li><li> Fare un&#39;incisione approssimativo di 3-4 cm (Figura 1B) attraverso la pelle craniolateral esecuzione sulla superficie del femore destro dalla grande trocantere alla regione sovracondiloidea del ginocchio con un bisturi (Figura 1C). Esporre l&#39;albero del femore delicatamente dissezione separando la fascia lata, e fare in modo che il tessuto muscolare non è tagliato. Dopo di che, a parte separare vasto laterale M. e M. bicipite femorale e sollevare il M. tensore della fascia lata per esporre tutta la lunghezza del femore (facendo in modo che il nervo sciatico è conservato; Figura 1D). </li><li> Nella zona prevista di osteotomia, preparare il femore lungo la zona intermedia della diafisi rilasciando il tessuto muscolare surrounding della femur. In primo luogo, iniziare mettendo l&#39;ascensore Henahan perpendicolare alla superficie esposta del femore, e quindi utilizzando un bisturi, rilasciare il muscolo nella zona adiacente. <ol><li> Continua avanzando in avanti e andare in giro per il femore, rimanendo vicino alla superficie dell&#39;osso, fino a tutto il tessuto muscolare circostante viene rilasciato da tutta la sezione centrale delle ossa (in cui verrà creato il difetto), e il tessuto muscolare è completamente pulita dall&#39;osso. Nel fare questo, è molto importante stare vicino alla superficie ossea per evitare di tagliare eventuali vasi principali. </li></ol></li><li> Per un difetto di osso di grandi dimensioni 5 mm, anello 2 pezzi di filo sega Gigli (0,22 mm) attorno all&#39;osso con orientamento medio-laterale (Figura 1E, F). Dopo annodare il filo sega, la posizione di un pezzo sul lato distale del femore, vicino alla giunzione del ginocchio, ed un secondo pezzo sul lato prossimale vicino al dell&#39;anca. Fissare il filo sega Gigli pezzi su ogni lato con S-forma dissezione curva e Ligatpinze ure, in modo che rimanga nel luogo previsto. Se è prevista una sola osteotomia taglio, quindi utilizzare solo un pezzo di filo sega. </li><li> Utilizzare la piastra fissatore esterno come modello per determinare la posizione esatta dell&#39;impianto. La posizione del fissatore esterno deve essere il più vicino possibile al centro del femore. <ol><li> Posizionare la piastra fissatore esterno sulla superficie anterolaterale dell&#39;osso. Ciò si ottiene facendo ruotare esternamente il femore. In questa posizione lo strato di tessuto molle è al suo più sottile, che impedisce un&#39;eccessiva tensione dei tessuti molli sotto la piastra fissatore dopo la ferita è chiusa. </li><li> Poi sollevare leggermente la piastra fissatore esterno dalla superficie ossea per assicurarsi che i fori della piastra sono centrati sulla superficie dell&#39;osso. Tenere il fissatore esterno con un morsetto che rimanga parallelo all&#39;asse longitudinale dell&#39;osso, e quindi utilizzare un utensile elettrico o un trapano a mano preforatura primo foro sul lato prossimale del femore con l&#39;0,79mm punta. Prima di avanzare in avanti, assicurarsi che la punta del trapano è ancora incentrato sulla superficie ossea. </li><li> Se la punta del trapano si allenta, utilizzare il contatore platina 1,00 millimetri (Figura 8F) per centrare la posizione del primo foro. Il contatore zavorra deve essere utilizzato per posizionare tutti i restanti perni di montaggio. Ciò garantirà un perfetto allineamento dei fori e la piastra fissatore rispetto alla superficie dell&#39;osso. </li></ol></li></ol> 3. fissatore esterno Metodo impianto Uso della Guida Saw <ol><li> Assicurarsi che la piastra del fissatore esterno non è montato a testa in giù prima di ritaglio sulla guida della sega. Determinare questo confrontando la dimensione dei fori sulla piastra. Il lato corretto è con il diametro del foro più grande rivolta verso l&#39;alto. Se la differenza tra le dimensioni dei fori all&#39;interno del fissatore non è evidente, utilizzare il contatore delle platine. <ol><li> Inserire la punta del contatore platina in uno dei fori sullala piastra fissatore, se il contatore zavorra adatta facilmente nel foro allora questo è il rialzo del fissatore, tuttavia, se la punta del contatore platina non va bene allora questo è un lato inferiore del fissatore, e deve essere capovolto per il fissaggio di conseguenza. (Importante:.. Assicurarsi di forare perpendicolare all&#39;asse longitudinale dell&#39;osso in modo da assicurare un perfetto orientamento del fissatore alla superficie dell&#39;osso La direzione del primo foro determina l&#39;orientamento finale del fissatore sull&#39;osso Ricordare l&#39; perni di montaggio sono della stessa lunghezza, e se il fissatore non è parallelo all&#39;asse longitudinale dell&#39;osso la distanza tra il fissatore e l&#39;osso varieranno troppo e potrebbero impedire la capacità di tutti i quattro perni di montaggio per penetrare entrambe le corticali.) </li><li> Dopo l&#39;orientamento è confermato, agganciare la piastra sulla guida della sega (Figura 2A, B) e quindi fissare l&#39;unità con l&#39;osso in modo che il primo foro preforatoè allineato con il primo foro sulla piastra (Figura 2C). Utilizzare la chiave scatola quadrata 0,70 millimetri inserito nel trapano a mano per guidare il primo perno di fissaggio nel foro. In questo modo si consentirà il posizionamento riproducibile per i restanti perni di montaggio. </li><li> Dopo il primo perno di montaggio è a posto, quindi praticare il foro più lontano dal primo perno di montaggio sul lato distale, e guidare il secondo perno di fissaggio nel foro. L&#39;ordine impianto dei due perni di montaggio centrali non è importante. </li></ol></li></ol> 4. fissatore esterno Metodo impianto Senza la Guida Saw: L&#39;applicazione del fissatore esterno può essere eseguita anche senza usare la guida di sega. Le fasi iniziali del impianto fissatore esterno sono gli stessi fino l&#39;unità con la guida sega viene troncato con l&#39;osso (passo 3.1). Se la guida di sega non viene utilizzato, è molto importante per mantenere la piastra fissatore nell&#39;orientamento corretto durantel&#39;intera procedura di applicazione. Il femore deve essere ruotata esternamente nella direzione antero-laterale. <ol><li> Tenere la piastra fissatore esterno con un morsetto o S-dissezione forma ricurva e pinze legatura in modo da essere parallela all&#39;asse longitudinale dell&#39;osso (Figura 3A). L&#39;applicazione del primo perno di montaggio determinerà l&#39;allineamento del fissatore, quindi, la rotazione dell&#39;osso deve essere mantenuto fino a quando il primo perno è inserito (Figura 3B). Dopo il primo perno è a posto, utilizzare attentamente le pinze per tenere la piastra fissatore che agisce come una guida trapano. </li><li> Inserire la punta nel secondo foro - questo è il foro più distale al divario osteotomia programmata (Figura 3C). Prima di forare, accertarsi che il secondo foro ha lo stesso orientamento della prima buca; anche fare in modo che dopo la foratura è completa, entrambe le corticali sono penetrati. </li><li> Inserire il 0,70 millimetri bo piazzax chiave per il trapano a mano e quindi inserire il perno di montaggio nella punta. Inserire con cautela nella piastra del fissatore esterno senza perdere l&#39;allineamento del primo foro preforato. </li><li> Non appena la punta è in contatto con l&#39;osso, iniziare ruotando la chiave in continuo carico assiale applicata all&#39;estremità prossimale del trapano a mano. Dopo circa 5 giri completi, assicurarsi che il filo alla fine prossimale del perno di montaggio cattura il corpo della piastra di fissatore esterno. Questo thread blocca il sistema. Fermare la rotazione quando l&#39;estremità del filo osso è vicino alla superficie superiore dell&#39;osso (Figura 3D). </li><li> Dopo i perni sul lato più distale e prossimale sono a posto, preforare i restanti due fori centrali. L&#39;ordine impianto dei due pin centrali non è importante (Figure 3C). </li><li> Dopo il fissatore esterno è a posto, utilizzare il filo Gigli 0,22 millimetri sega diretto dalla guida sega per rendere il difetto segmentale (Figure 4A). Se si sceglie il secondo metodo, la guida sega è ritagliato prima di effettuare un difetto. <ol><li> Per questo, passare un filo Gigli 0,22 millimetri vide attraverso le due scanalature sotto il femore (Figura 5A) per creare un difetto segmentale 5 millimetri dal movimento alternato avanti e indietro (Figura 5B) usando irrigazione sufficiente (uso siringa da 5 ml di soluzione salina a dispensare il tempo della creazione difetto). Per evitare danni ai tessuti molli, tagliare il filo vicino sega all&#39;osso da un lato dopo aver completato l&#39;osteotomia. Rimuovere la guida della sega (Figura 4B). </li></ol></li><li> Dopo aver creato il difetto o osteotomia, rimuovere la guida della sega e chiudere la ferita a strati, il muscolo prima (Figura 4C), e poi la pelle (Figura 4D). Prima che la ferita è chiusa, trattare il difetto, come previsto nel protocollo di studio. Chiudere lo strato muscolare e fascia lata utilizzando Ethibond Vicryl sutura 4-0, e la pelle con Ethicon monocryl 3-0 suture. Evitare di trascinare materiale di sutura su superfici non sterili, mentre suturare le ferite. Nota: Per evitare la ferita mordere, la sutura non deve finire distale all&#39;impianto inferiore. Allo stesso modo, colla di pelle può essere usato al posto di una sutura. </li><li> Nei primi tre giorni postoperatori, dare l&#39;analgesico ratto ogni 12 ore ed un antibiotico ogni 24 ore. Naturalmente, il regime post-operatorio di farmaci varia a seconda della marca e del marchio dei farmaci utilizzati da ciascun ricercatore (fare riferimento alle istruzioni specifiche di droga). </li><li> Monitorare gli animali spesso dopo la procedura per assicurarsi che essi recuperare da anestesia e solo poi tornare alla struttura alloggiativa. Fornire alloggi solitaria per i primi giorni dopo l&#39;intervento chirurgico per assicurarsi che non ci siano complicazioni. </li><li> Monitorare l&#39;acqua, l&#39;assunzione di cibo e il peso corporeo dopo l&#39;intervento chirurgico per assicurarsi che l&#39;animale non è nel dolore e angoscia. Se l&#39;animale mostra un livello di attività ridotta, difficoltà a muoversi (possibile guasto dell&#39;impianto), ataxiuna, pelliccia grassa trasandato, porfirina macchie intorno agli occhi e le narici, postura ingobbita, difficoltà respiratoria, ridotta assunzione di cibo e acqua, ecc consultare un veterinario. </li></ol> 5 Cambio di fissatore esterno Rigidità In vivo <ol><li> Se il protocollo di studio richiede il cambio di fissatore rigidità durante il processo di guarigione in vivo questo si ottiene modificando gli elementi di connessione protetta con le speciali viti autobloccanti con 0,5 millimetri di dialogo Chiave quadrata attaccato al trapano a mano. Per questa procedura, anestetizzare il ratto (vedere la 2.3 nel protocollo) e dare analgesia (fare riferimento alla 2.4 nel protocollo) una sola volta al momento della procedura (Figura 6A). <ol><li> Sedare il ratto, e poi inserire la punta della chiave scatola quadrata 0,50 millimetri nella vite di collegamento posta sul lato del fissatore assemblato, e iniziare con cautela ruotando in senso antiorario fino a quando il perno è a metà strada (figura 6B </strong&gt;). Dopo questa parte è completa, ripetere la procedura per il secondo perno che si trova sullo stesso lato della piastra fissatore esterno (figura 6C). </li><li> Quando entrambi i perni sullo stesso lato sono a metà strada fuori, utilizzare una pinza o una pinza per rimuovere l&#39;elemento di collegamento sul lato opposto con un movimento dolce (Figura 6D). L&#39;elemento di connessione deve staccarsi facilmente, se non esiste, quindi eseguire un ulteriore paio di giri su entrambe le viti ad incastro per assicurarsi che la punta della vite di blocco non è inserita nell&#39;elemento di collegamento. </li><li> Dopo l&#39;elemento di collegamento viene rimosso, far scorrere l&#39;elemento di collegamento rigidità desiderata al posto di quello rimosso (Figura 6E), e dal lato opposto utilizzando la chiave a tubo quadrato inizia a girare fino alla vite di collegamento è a metà strada sul lato opposto (Figura 6F). Ripetere la stessa procedura per la seconda vite ad incastro (Figura 6G). Importante: thsi richiederanno il passaggio verso il lato opposto della piastra per assicurarsi che entrambe le viti autobloccanti sono a metà strada sul lato dove l&#39;elemento di collegamento è stato sostituito (Figura 6H, I). </li><li> Dopo questa parte è completata con successo, rimuovere il secondo elemento di connessione (Figura 6J) e sostituirlo con lo stesso elemento di connessione rigidità come quella sostituita dalla parte opposta (Figura 6K). Dopo il secondo elemento di connessione è a posto, cominciare a guidare la vite incastro fino alla fine vite incastro esce dal lato opposto della piastra, e la punta della vite incastro è uscito lo stesso importo su ciascun lato (Figura 6L). Ripetere la stessa procedura per la seconda vite ad incastro (Figura 6 M, N). Questa procedura richiede circa 15 minuti per completare. </li></ol></li></ol>

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R., Geddis, C., Fazzalari, N., Marsh, D., Parkinson, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microcomputed+tomography+imaging+in+a+rat+model+of+delayed+union/non-union+fracture.">Microcomputed tomography imaging in a rat model of delayed union/non-union fracture.</a> J Orthop Res. 26, 729-736 (2008).</li><li>Jager, M., Sager, M., Lensing-Hohn, S., Krauspe, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+critical+size+bony+defect+in+a+small+animal+for+bone+healing+studies+(II):+implant+evolution+and+surgical+technique+on+a+rat's+femur.">The critical size bony defect in a small animal for bone healing studies (II): implant evolution and surgical technique on a rat's femur.</a> Biomed Tech (Berl). 50, 137-142 (2005).</li><li>Betz, V. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Healing+of+segmental+bone+defects+by+direct+percutaneous+gene+delivery:+effect+of+vector+dose.">Healing of segmental bone defects by direct percutaneous gene delivery: effect of vector dose.</a> Hum Gene Ther. 18, 907-915 (2007).</li><li>Glatt, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ability+of+recombinant+human+bone+morphogenetic+protein+2+to+enhance+bone+healing+in+the+presence+of+tobramycin:+evaluation+in+a+rat+segmental+defect+model.">Ability of recombinant human bone morphogenetic protein 2 to enhance bone healing in the presence of tobramycin: evaluation in a rat segmental defect model.</a> J Orthop Trauma. 23, 693-701 (2009).</li><li>Willie, B., Adkins, K., Zheng, X., Simon, U., Claes, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+characterization+of+external+fixator+stiffness+for+a+rat+femoral+fracture+model.">Mechanical characterization of external fixator stiffness for a rat femoral fracture model.</a> J Orthop Res. 27, 687-693 (2009).</li><li>Hess, T., Hopf, T., Fritsch, E., Mittelmeier, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+biomechanical+studies+of+conventional+and+self-tapping+cortical+bone+screws.">Comparative biomechanical studies of conventional and self-tapping cortical bone screws.</a> Z Orthop Ihre Grenzgeb. 129, 278-282 (1991).</li><li>Glatt, V., Evans, C. H., Matthys, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Design,+characterisation+and+in+vivo+testing+of+a+new,+adjustable+stiffness,+external+fixator+for+the+rat+femur.">Design, characterisation and in vivo testing of a new, adjustable stiffness, external fixator for the rat femur.</a> Eur Cell Mater. 23, 289-298 (2012).</li><li>Glatt, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+healing+of+large+segmental+defects+in+the+rat+femur+by+reverse+dynamization+in+the+presence+of+bone+morphogenetic+protein-2.">Improved healing of large segmental defects in the rat femur by reverse dynamization in the presence of bone morphogenetic protein-2.</a> J Bone Joint Surg Am. 94, 2063-2073 (2012).</li></ol>

L&#39;autore Romano Matthys è un dipendente di RISystem AG Davos, Svizzera, che produce gli impianti, gli strumenti specifici impianti e materiali di consumo utilizzati in questo articolo. L&#39;autore Vaida Glatt non ha interessi finanziari in competizione.

Le fasi più critiche di una procedura chirurgica per creare un grande difetto osseo sono: 1) la scelta del corretto peso corporeo del topo in base al formato del fissatore esterno; 2) il mantenimento di un ambiente sterile durante il procedimento; e 3) seguendo il protocollo procedura chirurgica. I principali obiettivi di questo studio erano di progettare, produrre e caratterizzare un nuovo, rigidezza variabile fissatore esterno per il ratto femorale modello grande difetto, e di utilizzare ...

Un certo numero di studi hanno migliorato la nostra comprensione dei meccanismi biologici coinvolti nella riparazione del tessuto osseo 1-6. Gli effetti di condizioni meccaniche sulla riparazione ossea, come assiale, taglio e movimenti interframmentarie (IFM) sono stati studiati approfonditamente 7-15. Negli ultimi anni, sempre più studi hanno cominciato ad emergere che descrive l&#39;influenza dell&#39;ambiente meccanica sulla guarigione ossea con fratture, osteotomia e grande difetto osseo segmentale in modelli in vivo. Pertanto, sono necessari metodi di fissazione affidabili per ottenere i risultati degli studi riproducibili e affidabili. L&#39;ambiente meccanico intorno alla guarigione della frattura è molto importante in quanto determina il modo in cui la frattura guarirà. Pertanto, la scelta del dispositivo di fissaggio è molto importante e devono essere accuratamente scelte a seconda del disegno dello studio, e di altri fattori quali la dimensione gap e il tipo di frattura. Proprietà meccaniche del dispositivo di fissaggio di unre ancora più importante quando si studia la guarigione ossea di grandi difetti ossei stabilire una fissazione che non solo fornisce una taglia gap costante per tutto il periodo dell&#39;esperimento di pieno carico, ma anche un ambiente meccanico ideale per la guarigione ossea. Fissatori esterni sono comunemente utilizzati in frattura e difetto osseo di guarigione modelli sperimentali grandi perché hanno un vantaggio rispetto agli altri dispositivi di fissaggio. Il vantaggio principale di fissatori esterni sono che consentono la variazione dell&#39;ambiente meccanica al sito del difetto in vivo senza un intervento secondario, che può essere ottenuto modificando o regolando la barra stabilità del dispositivo durante il corso dell&#39;esperimento come guarigione ossea progredisce. Inoltre, esso consente l&#39;applicazione di stimolazione meccanica locale specifica per migliorare la riparazione di ossa, e fornisce anche la possibilità di misurare la rigidità del tessuto callo in vivo. Tuttavia, i dispositivi hanno anche alcuni svantaggiche comprendono: irritazione dei tessuti molli, infezioni e pin rottura. Purtroppo, tali impianti non erano disponibili &quot;off the shelf&quot; al momento dello sviluppo dell&#39;impianto, e gli investigatori sono stati costretti a personalizzato progettare i propri fissatori per un determinato uso. Pertanto, un vincolo di ricerca in questo settore è stata la mancanza di controllo sperimentale sull&#39;ambiente meccanico locale all&#39;interno di un grande difetto segmentale e osteotomie come si guarisce. Le caratteristiche meccaniche di un fissatore esterno sono definite da, e possono essere modulate, un gran numero di variabili che include: la distanza tra i perni, diametro del perno, materiale perno, il numero di pin, fissatore lunghezza della barra, numero misura fissatore, materiale fissatore bar, spessore barra fissatore e la distanza dalla superficie dell&#39;osso alla barra fissatore (offset). Sorprendentemente, solo una scarsità di studi potrebbe essere trovato che hanno indagato i contributi meccaniche dei singoli componentidi fissatori o configurazioni interi fotogrammi utilizzati in studi su roditori 16,18,28. Per esempio, i risultati di uno studio hanno mostrato che uno dei principali fattori che contribuiscono a determinare la rigidezza complessiva del costrutto fissaggio è stato dominato dalla flessibilità dei perni in relazione alle loro offset, diametro e proprietà dei materiali 28. I risultati degli studi sopra menzionati indicano chiaramente che conoscere l&#39;ambiente meccanica fornita dal dispositivo di fissaggio è estremamente importante, ma, in molti casi non è indagato in dettaglio. Il presente articolo riporta la progettazione, le specifiche, e in vivo l&#39;impianto di un fissatore esterno che risolve questo problema. Questo fissatore consente anche la modulazione dell&#39;ambiente meccanica come la guarigione progredisce, una proprietà che consente lo studio della meccano-sensibilità delle diverse fasi del processo di guarigione in vivo. Inoltre, così come impone un meccanico locale controllato e riproducibileAl ambiente, la sua accessibilità permette anche la modulazione di questo ambiente a diversi stadi di guarigione ossea. Il fissatore abbiamo progettato era basata su fissazione esterna, che è ampiamente usato per la frattura fissazione 16-21 e modelli di grandi dimensioni difetto negli animali da esperimento 22-27. La differenza tra il fissatore esterno e gli altri disegni esistenti riportati in letteratura è che la loro barra stabilità è fissato con viti di avere una presa stretta con fili di Kirschner (K-fili). Questo tipo di progetto richiede viti per essere controllati ogni due settimane (a volte anche settimanale) per fare in modo che la distanza di offset viene mantenuto come il carico viene applicato attraverso cuscinetto di peso per evitare l&#39;allentamento della barra di stabilità. Se si verifica tale allentamento, permette una indesiderate condizioni di carico aggiuntive come angolare, trasversale e movimenti torsionali taglio alla guarigione ossea (sulla base di esperienze personali, la comunicazione con researchers). Sapendo questo, un fissatore esterno è stato progettato come tale che, quando la rigidità del fissatore deve essere cambiato, sarebbe essere raggiunto rimuovendo elementi di collegamento allegati al modulo principale in cui sono inserite i perni di montaggio. L&#39;esperimento pilota in vivo è stata effettuata con il nuovo prototipo fissatore esterno per assicurarsi che soddisfi tutte le esigenze proposte prima di essere prodotto in grandi quantità. L&#39;obiettivo principale di questo lavoro è quello di presentare un nuovo metodo chirurgico per un fissatore esterno utilizzato per i grandi difetti ossei e osteotomie nel ratto con la possibilità di cambiare la rigidità in vivo durante il processo di guarigione. Questo metodo di fissaggio viene applicato in vivo sul femori di topi.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="848">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:232px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:283px;">Company</td>
			<td style="width:117px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:216px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix simple 100%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix simple 70%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.123</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix simple 40%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.121</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix simple 10%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:232px;">RatExFix Connection element 100%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Connection element 70%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.131</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Connection element 40%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.132</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Connection element 10%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.133</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Main body</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.611.101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix InterlockingScrew</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.412.110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix Mounting pin 0.85 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.412.100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Saw Guide 100% 5 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.312.100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Accu Pen 6V+</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.390.211</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">HandDrill</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.390.130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Drill Bit 0.79 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.593.203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Gigly wire saw 0.22 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.590.100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Square box wrench 0.70 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.590.112</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Square box wrench 0.50 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.590.111</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Centering bit 1.00 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.592.205</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Scalpel Blade handle</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Scalpel Blade (Size 15)</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Tissue Forceps</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Scissors</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Retractor</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Needle Holder</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Henahan Elevator</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:232px;">S-shape curved dissecting and ligature forceps&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Dressing Forceps</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Sterile Fenestrated drape</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sterile gauze</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">5 ml syringe&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>&#160;for irrigation of defect</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">24-27G needle&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>&#160;for irrigation of defect</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1cc Insulin syringes&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for drug injections</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">sterile saline&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for bone defect irrigation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">sterile gloves</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>to perform surgeries</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">chlorohezadine</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>disinfecting solution for surgical site</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Vicryl suture 4-0 with SH-1</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>to suture muscle&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ethibond suture 3-0&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>to suture skin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Isofluorine</td>
			<td style="width:283px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for anesthesia</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Buprenorphine</td>
			<td style="width:283px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>analgesia during and after the surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cefazolin</td>
			<td style="width:283px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>antibiotic during and after the surgery&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sprague-Dawley Rats or any other strain</td>
			<td>Charles River Laboratories International, Inc. (Wilmington, MA USA)&#160;</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

adjustable stiffness, external fixator for the rat femur osteotomy and segmental bone defect models

L&#39;ambiente meccanico intorno alla guarigione delle ossa rotte è molto importante in quanto determina il modo in cui la frattura guarirà. Negli ultimi dieci anni c&#39;è stato un grande interesse clinico nel migliorare la guarigione ossea alterando l&#39;ambiente meccanico attraverso la stabilità di fissazione intorno alla lesione. Un vincolo di ricerca sugli animali preclinica in questo settore è la mancanza di controllo sperimentale sull&#39;ambiente meccanico locale all&#39;interno di un grande difetto segmentale e osteotomie come guarire. In questo articolo riportiamo la progettazione e l&#39;uso di un fissatore esterno per studiare la guarigione di grandi difetti ossei segmentale o osteotomie. Questo dispositivo permette non solo per rigidezza assiale controllato sulla lesione ossea come si guarisce, ma consente anche la variazione di rigidezza durante il processo di guarigione in vivo. Gli esperimenti condotti hanno dimostrato che i fissatori sono stati in grado di mantenere una distanza difetto femorale 5 millimetri nei ratti in vivo durante la gabbia senza restrizioniattività per almeno 8 settimane. Allo stesso modo, abbiamo osservato nessuna distorsione o infezioni, incluse le infezioni PIN durante l&#39;intero periodo di guarigione. Questi risultati dimostrano che il nostro fissatore esterno di nuova concezione è stato in grado di stabilizzare riproducibile e standardizzata, e l&#39;alterazione dell&#39;ambiente meccanica di ratto in vivo di difetti ossei di grandi dimensioni e vari osteotomie dimensioni. Ciò conferma che il fissatore esterno è adatto per le indagini di ricerca preclinici usando un modello di ratto nel campo della rigenerazione e la riparazione ossea.

Caratteristiche del design Stabilizzazione del femore ratto con il fissatore esterno consente la creazione di osteotomie da 0,5 a 5 mm. Il sistema di fissatore esterno è un fissatore esterno bloccato in polietere etere chetone (PEEK - [il corpo principale]) e lega di titanio-alluminio-niobio (TAN - [i perni di montaggio]), che offre un design semplice, riproducibile e registrabile, ed è disponibile in quattro differenti rigidezze: 10, 40, 70 e 100% (100% essendo la norma, fissatore più rigid...

Watch this Scientific Journal Video about Adjustable Stiffness, External Fixator for the Rat Femur Osteotomy and Segmental Bone Defect Models at JoVE.com

Adjustable Stiffness, External Fixator for the Rat Femur Osteotomy and Segmental Bone Defect Models

One constraint of preclinical research in the field of bone repair is the lack of experimental control over the local mechanical environment within a healing bone lesion. We report the design and use of an external fixator for bone repair with the ability to change fixator stiffness in vivo.

Rigidità regolabile, fissatore esterno per le Rat Femore osteotomia e segmentale Bone Difetto Models

The mechanical environment around the healing of broken bone is very important as it determines the way the fracture will heal. Over the past decade there ...

adjustable-stiffness-external-fixator-for-rat-femur-osteotomy

Research

JoVE Journal

Medicine

22.4K Views.  Queensland University of Technology. One constraint of preclinical research in the field of bone repair is the lack of experimental control over the local mechanical environment within a healing bone lesion. We report the design and use of an external fixator for bone repair with the ability to change fixator stiffness in vivo.

Video: Adjustable Stiffness, External Fixator for the Rat Femur Osteotomy and Segmental Bone Defect Models

Models of Bone Metastasis

Bone metastases are a common occurrence in several malignancies, including breast, prostate, and lung. Once established in bone, tumors are responsible for significant morbidity and mortality1. Thus, there is a significant need to understand the molecular mechanisms controlling the establishment, growth and activity of tumors in bone. Several in vivo models have been established to study these events and each has specific benefits and limitations. The most commonly used model utilizes intracardiac inoculation of tumor cells directly into the arterial blood supply of athymic (nude) BalbC mice. This procedure can be applied to many different tumor types (including PC-3 prostate cancer, lung carcinoma, and mouse mammary fat pad tumors); however, in this manuscript we will focus on the breast cancer model, MDA-MB-231. In this model we utilize a highly bone-selective clone, originally derived in Dr. Mundy's group in San Antonio2, that has since been transfected for GFP expression and re-cloned by our group3. This clone is a bone metastatic variant with a high rate of osteotropism and very little metastasis to lung, liver, or adrenal glands. While intracardiac injections are most commonly used for studies of bone metastasis2, in certain instances intratibial4 or mammary fat pad injections are more appropriate. Intracardiac injections are typically performed when using human tumor cells with the goal of monitoring later stages of metastasis, specifically the ability of cancer cells to arrest in bone, survive, proliferate, and establish tumors that develop into cancer-induced bone disease. Intratibial injections are performed if focusing on the relationship of cancer cells and bone after a tumor has metastasized to bone, which correlates roughly to established metastatic bone disease. Neither of these models recapitulates early steps in the metastatic process prior to embolism and entry of tumor cells into the circulation. If monitoring primary tumor growth or metastasis from the primary site to bone, then mammary fat pad inoculations are usually preferred; however, very few tumor cell lines will consistently metastasize to bone from the primary site, with 4T1 bone-preferential clones, a mouse mammary carcinoma, being the exception 5,6.
This manuscript details inoculation procedures and highlights key steps in post inoculation analyses. Specifically, it includes cell culture, tumor cell inoculation procedures for intracardiac and intratibial inoculations, as well as brief information regarding weekly monitoring by x-ray, fluorescence and histomorphometric analyses.

Animal models are frequently utilized to study cancer metastasis to bone. In this protocol we will describe two common methods of tumor inoculation for bone metastasis studies and briefly describe some of the analyses utilized to monitor and quantify these models.

Modelli di metastasi ossee

Bone metastases are a common occurrence in several malignancies, including breast, prostate, and lung. Once established in bone, tumors are responsible ...

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Medicina

Procedure for Human Saphenous Veins Ex Vivo Perfusion and External Reinforcement

The mainstay of contemporary therapies for extensive occlusive arterial disease is venous bypass graft. However, its durability is threatened by intimal hyperplasia (IH) that eventually leads to vessel occlusion and graft failure. Mechanical forces, particularly low shear stress and high wall tension, are thought to initiate and to sustain these cellular and molecular changes, but their exact contribution remains to be unraveled. To selectively evaluate the role of pressure and shear stress on the biology of IH, an ex&#160;vivo perfusion system (EVPS) was created to perfuse segments of human saphenous veins under arterial regimen (high shear stress and high pressure). Further technical innovations allowed the simultaneous perfusion of two segments from the same vein, one reinforced with an external mesh. Veins were harvested using a no-touch technique and immediately transferred to the laboratory for assembly in the EVPS. One segment of the freshly isolated vein was not perfused (control, day 0). The two others segments were perfused for up to 7 days, one being completely sheltered with a 4 mm (diameter) external mesh. The pressure, flow velocity, and pulse rate were continuously monitored and adjusted to mimic the hemodynamic conditions prevailing in the femoral artery. Upon completion of the perfusion, veins were dismounted and used for histological and molecular analysis. Under ex&#160;vivo conditions, high pressure perfusion (arterial, mean = 100 mm Hg) is sufficient to generate IH and remodeling of human veins. These alterations are reduced in the presence of an external polyester mesh.

Procedure for Human Saphenous Veins Ex Vivo Perfusion and External Reinforcement

The mechanisms leading to the development of intimal hyperplasia (IH) and vein graft failure are still poorly understood. This study describes an ex&#160;vivo system to perfuse human veins under controlled flow and pressure. Furthermore the efficiency of external mesh reinforcement to limit the development of IH was evaluated.

Procedura per la safena umane Veins<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Perfusione e rinforzo esterno

The mainstay of contemporary therapies for extensive occlusive arterial disease is venous bypass graft. However, its durability is threatened by intimal ...

A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all limb bone fractures fail to heal completely due to the extent of the trauma, disease, or age of the patient. Our ability to improve bone regenerative strategies is critically dependent on the ability to mimic serious bone trauma in test animals, but the generation and stabilization of large bone lesions is technically challenging. In most cases, serious long bone trauma is mimicked experimentally by establishing a defect that will not naturally heal. This is achieved by complete removal of a bone segment that is larger than 1.5 times the diameter of the bone cross-section. The bone is then stabilized with a metal implant to maintain proper orientation of the fracture edges and allow for mobility. 
Due to their small size and the fragility of their long bones, establishment of such lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. As such, long bone defect models are confined to rats and larger animals. Nevertheless, mice afford significant research advantages in that they can be genetically modified and bred as immune-compromised strains that do not reject human cells and tissue.
Herein, we demonstrate a technique that facilitates the generation of a segmental defect in mouse femora using standard laboratory and veterinary equipment. With practice, fabrication of the fixation device and surgical implantation is feasible for the majority of trained veterinarians and animal research personnel. Using example data, we also provide methodologies for the quantitative analysis of bone healing for the model.

Animal models are frequently employed to mimic serious bone injury in biomedical research. Due to their small size, establishment of stabilized bone lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. Herein, we describe a simple method for establishing and analyzing experimental femoral defects in mice.

Un semplice Critical dimensioni femorale Difetto Modello in Mice

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all ...

Establishment of a Segmental Femoral Critical-size Defect Model in Mice Stabilized by Plate Osteosynthesis

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a model organism, the mouse has already been widely used in bone-related research. Large diaphyseal bone defect models in mice, however, are sparse and often use bone fixation which fills the bone marrow cavity and does not provide optimal mechanical stability. The objectives of the current study were to develop a critical-size, segmental, femoral defect in nude mice. A 3.5-mm mid-diaphyseal femoral ostectomy (approximately 25% of the femur length) was performed using a dedicated jig, and was stabilized with an anterior located locking plate and 4 locking screws. The bone defect was subsequently either left empty or filled with a bone substitute (syngenic bone graft or coralline scaffold). Bone healing was monitored noninvasively using radiography and in vivo micro-computed-tomography and was subsequently assessed by ex vivo micro-computed-tomography and undecalcified histology after animal sacrifice, 10 weeks postoperatively. The recovery of all mice was excellent, a full-weight-bearing was observed within one day following the surgical procedure. Furthermore, stable bone fixation and consistent fixation of the implanted materials were achieved in all animals tested throughout the study. When the bone defects were left empty, non-union was consistently obtained. In contrast, when the bone defects were filled with syngenic bone grafts, bone union was always observed. When the bone defects were filled with coralline scaffolds, newly-formed bone was observed in the interface between bone resection edges and the scaffold, as well as within a short distance within the scaffold. 
The present model describes a reproducible critical-size femoral defect stabilized by plate osteosynthesis with low morbidity in mice. The new load-bearing segmental bone defect model could be useful for studying the underlying mechanisms in bone regeneration pertinent to orthopaedic applications.

Although mouse models are invaluable tools for bone tissue engineering, models of long bone defects are sparse. This need motivated development of the present protocol which uses a locking plate with four screws and a dedicated jig to perform and stabilize a reproducible, femoral, critical-size defect with low morbidity.

Istituzione di un segmentale femorale critico-size difetto del modello in topi stabilizzati da osteosintesi Piastra

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a ...

An Intramedullary Locking Nail for Standardized Fixation of Femur Osteotomies to Analyze Normal and Defective Bone Healing in Mice

Bone healing models are essential to the development of new therapeutic strategies for clinical fracture treatment. Furthermore, mouse models are becoming more commonly used in trauma research. They offer a large number of mutant strains and antibodies for the analysis of the molecular mechanisms behind the highly differentiated process of bone healing. To control the biomechanical environment, standardized and well-characterized osteosynthesis techniques are mandatory in mice. Here, we report on the design and use of an intramedullary nail to stabilize open femur osteotomies in mice. The nail, made of medical-grade stainless steel, provides high axial and rotational stiffness. The implant further allows the creation of defined, constant osteotomy gap sizes from 0.00 mm to 2.00 mm. Intramedullary locking nail stabilization of femur osteotomies with gap sizes of 0.00 mm and 0.25 mm result in adequate bone healing through endochondral and intramembranous ossification. Stabilization of femur osteotomies with a gap size of 2.00 mm results in atrophic non-union. Thus, the intramedullary locking nail can be used in healing and non-healing models. A further advantage of the use of the nail compared to other open bone healing models is the possibility to adequately fix bone substitutes and scaffolds in order to study the process of osseous integration. A disadvantage of the use of the intramedullary nail is the more invasive surgical procedure, inherent to all open procedures compared to closed models. A further disadvantage may be the induction of some damage to the intramedullary cavity, inherent to all intramedullary stabilization techniques compared to extramedullary stabilization procedures.

This protocol describes an osteosynthesis technique using an intramedullary locking nail for standardized fixation of femur osteotomies, which can be used to analyze normal and defective bone healing in mice.

Un chiodo endomidollare di bloccaggio per standardizzata Fissazione del femore osteotomie per analizzare normale e difettoso guarigione ossea nei topi

Bone healing models are essential to the development of new therapeutic strategies for clinical fracture treatment. Furthermore, mouse models are becoming ...

Method of Direct Segmental Intra-hepatic Delivery Using a Rat Liver Hilar Clamp Model

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ischemia/reperfusion (I/R) injury with myriad negative consequences. Potential I/R injury in marginal organs destined for liver transplantation contributes to the current donor shortage secondary to a decreased organ utilization rate. A significant need exists to explore hepatic I/R injury in order to mediate its impact on graft function in transplantation. Rat liver hilar clamp models are used to investigate the impact of different molecules on hepatic I/R injury. Depending on the model, these molecules have been delivered using inhalation, epidural infusion, intraperitoneal injection, intravenous administration or injection into the peripheral superior mesenteric vein. A rat liver hilar clamp model has been developed for use in studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating I/R injury. The described model for rat liver hilar clamp includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic hepatic segment via a side branch of the portal vein, allowing for direct segmental hepatic delivery. Our approach is to induce ischemia in the left lateral and median lobes for 60 min, during which time the substance under study is infused. In this case, pegylated-superoxide dismutase (PEG-SOD), a free radical scavenger, is infused directly into the ischemic segment. This series of experiments demonstrates that infusion of PEG-SOD is protective against hepatic I/R injury. Advantages of this approach include direct injection of the molecule into the ischemic segment with consequent decrease in volume of distribution and reduction in systemic side effects.

A unique rat liver hilar clamp model was developed for studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating ischemia-reperfusion injury. This model includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic liver segment via a branch of the portal vein, allowing for direct hepatic delivery.

Metodo di consegna diretta segmentale intra-epatico utilizzando un modello di fegato di ratto Hilar morsetto

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ...

In Vivo Evaluation of Fracture Callus Development During Bone Healing in Mice Using an MRI-compatible Osteosynthesis Device for the Mouse Femur

Endochondral fracture healing is a complex process involving the development of fibrous, cartilaginous, and osseous tissue in the fracture callus. The amount of the different tissues in the callus provides important information on the fracture healing progress. Available in vivo techniques to longitudinally monitor the callus tissue development in preclinical fracture-healing studies using small animals include digital radiography and &#181;CT imaging. However, both techniques are only able to distinguish between mineralized and non-mineralized tissue. Consequently, it is impossible to discriminate cartilage from fibrous tissue. In contrast, magnetic resonance imaging (MRI) visualizes anatomical structures based on their water content and might therefore be able to noninvasively identify soft tissue and cartilage in the fracture callus. Here, we report the use of an MRI-compatible external fixator for the mouse femur to allow MRI scans during bone regeneration in mice. The experiments demonstrated that the fixator and a custom-made mounting device allow repetitive MRI scans, thus enabling longitudinal analysis of fracture-callus tissue development.

In Vivo Evaluation of Fracture Callus Development During Bone Healing in Mice Using an MRI-compatible Osteosynthesis Device for the Mouse Femur

The evaluation of tissue development in the fracture callus during endochondral bone healing is essential to monitor the healing process. Here, we report the use of a magnetic resonance imaging (MRI)-compatible external fixator for the mouse femur to allow MRI scans during bone regeneration in mice.

In Vivo Valutazione dello sviluppo di callo di frattura durante la guarigione dell'osso nei topi utilizzando un MRI-compatibile con osteosintesi per il femore di Mouse

Endochondral fracture healing is a complex process involving the development of fibrous, cartilaginous, and osseous tissue in the fracture callus. The ...

Using a Knee Arthrometer to Evaluate Tissue-specific Contributions to Knee Flexion Contracture in the Rat

Normal knee range of motion (ROM) is critical to well-being and allows one to perform basic activities such as walking, climbing stairs and sitting. Lost ROM is called a joint contracture and results in increased morbidity. Due to the difficulty of reversing established knee contractures, early detection is important, and hence, knowing risk factors for their development is essential. The rat represents a good model with which the effect of an intervention can be studied due to the similarity of rat knee anatomy to that of humans, the rat's ability to tolerate long durations of knee immobilization in flexion, and because mechanical data can be correlated with histologic and biochemical analysis of knee tissue.
Using an automated arthrometer, we demonstrate a validated, precise, reproducible, user-independent method of measuring the extension ROM of the rat knee joint at specific torques. This arthrometer can be used to determine the effects of interventions on knee joint ROM in the rat.

The goal of the protocol is to measure the extension range of motion of the rat knee. The effects of various diseases that increase the stiffness of the knee joint and the effectiveness of treatments can be quantified.

Utilizzando un ginocchio Kt1000 per valutare tessuto-specifici contributi alla contrattura della flessione del ginocchio nel ratto

Normal knee range of motion (ROM) is critical to well-being and allows one to perform basic activities such as walking, climbing stairs and sitting. Lost ...

A Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury with Periadventitial Therapeutic Application

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the luminal surface area in arteries thereby reducing adequate blood flow to organs and distal tissues. Clinically, revascularization procedures such as balloon angioplasty with or without stent placement aim to restore blood flow. Although these procedures reestablish blood flow by reducing plaque burden, they damage the vessel wall, which initiates the arterial healing response. The prolonged healing response causes arterial restenosis, or re-narrowing, ultimately limiting the long-term success of these revascularization procedures. Therefore, preclinical animal models are integral for analyzing the pathophysiological mechanisms driving restenosis, and provide the opportunity to test novel therapeutic strategies. Murine models are cheaper and easier to operate on than large animal models. Balloon or wire injury are the two commonly accepted injury modalities used in murine models. Balloon injury models in particular mimic the clinical angioplasty procedure and cause adequate damage to the artery for the development of restenosis. Herein we describe the surgical details for performing and histologically analyzing the modified, pressure-controlled rat carotid artery balloon injury model. Additionally, this protocol highlights how local periadventitial application of therapeutics can be used to inhibit neointimal hyperplasia. Lastly, we present light sheet fluorescence microscopy as a novel approach for imaging and visualizing the arterial injury in three-dimensions.

The rat carotid artery balloon injury mimics the clinical angioplasty procedure performed to restore blood flow in atherosclerotic vessels. This model induces the arterial injury response by distending the arterial wall, and denuding the intimal layer of endothelial cells, ultimately causing remodeling and an intimal hyperplastic response.

Una lesione segmentale del palloncino segmentale controllato dalla pressione carotide del ratto con applicazione terapeutica periadventitiale

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the ...

Protocol for Developing a Femur Osteotomy Model in Wistar Albino Rats

Fracture healing is a physiological process resulting in the regeneration of bone defects by the coordinated action of osteoblasts and osteoclasts. Osteoanabolic drugs have the potential to augment the repair of fractures but have constraints like high costs or undesirable side effects. The bone healing potential of a drug can initially be determined by in vitro studies, but in vivo studies are needed for the final proof of concept. Our objective was to develop a femur osteotomy rodent model that could help researchers understand the development of callus formation following fracture of the shaft of the femur and that could help establish whether a potential drug has bone healing properties. Adult male Wistar albino rats were used after Institutional Animal Ethics Committee clearance. The rodents were anesthetized, and under aseptic conditions, complete transverse fractures at the middle one-third of the shafts of the femurs were created using open osteotomy. The fractures were reduced and internally fixed using intramedullary K-wires, and secondary fracture healing was allowed to take place. After surgery, intraperitoneal analgesics and antibiotics were given for 5 days. Sequential weekly x-rays assessed callus formation. The rats were sacrificed based on radiologically pre-determined time points, and the development of the fracture callus was analyzed radiologically and using immunohistochemistry.

Here, we present a protocol to iatrogenically fracture the shaft of the femur of Wistar albino rats and follow up on the development of the callus. This femur osteotomy model can help researchers evaluate the process of fracture healing and to study how a drug could influence fracture healing.

Protocollo per lo sviluppo di un modello di osteotomia femorale in ratti albini Wistar

Fracture healing is a physiological process resulting in the regeneration of bone defects by the coordinated action of osteoblasts and osteoclasts. ...